LABORATORIO DE TUBERCULOSIS

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2 LABORATORIO CENTRAL DE SALUD PÚBLICA LABORATORIO DE TUBERCULOSIS MANUAL DE NORMAS Y TÉCNICAS Paraguay 2006

3 2Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis AUTORIDADES DR. OSCAR MARTÍNEZ DOLDAN Ministro de Salud Pública y Bienestar Social DRA. NORMA DURÉ DE BORDON Vice Ministra de Salud Pública y Bienestar Social DR. GUALBERTO PIÑANEZ Director General de Vigilancia de la Salud DR. JUAN CARLOS JARA Jefe del Programa Nacional de Control de la Tuberculosis DR. JULIO CESAR MANZUR CAFFARENA Director General del Laboratorio Central de Salud Pública DRA. MERCEDES CARRILLO Directora del Laboratorio Central de Salud Pública

4 DOCUMENTO ELABORADO POR: Dra. Nilda Jiménez de Romero Dra. Margarita Godoy López Jefa del Laboratorio de TB - LCSP Bioquímica Revisado por Dra. Lucía Barrera Jefa del Servicio de Micobacterias, ANLIS Dr. Carlos Malbrán. INEI. Laboratorio Supranacional. Buenos Aires - Argentina Dr. Julio César Manzur Caffarena Director General LCSP Dra. Mercedes Carrillo Directora del Laboratorio Central de Salud Pública Apoyo Técnico Dra. María Almirón - Consultora OPS/OMS Apoyo Financiero El Fondo Global de lucha contra el SIDA, la tuberculosis y la malaria ALTER VIDA - Beneficiario Principal 3 Integrantes del Departamento de Tuberculosis del Laboratorio Central de Salud Pública Dra. Nilda Jiménez de Romero Jefa de Laboratorio Dra. Margarita Godoy López Bioquímica Dra. Zenaida de Aquino Bioquímica Dr. Francisco Romero Bioquímico Dra. Ofelia Cuevas Bioquímica Dra. Dorothy Bergen Bioquímica Sra. Elizabeth de Escobar Auxiliar Técnico Sra. Maria Isabel Fretes Secretaria Sr.Hipólito Adán Gutierrez Secretario

5 4Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis INDICE CAPITULO 1 El Laboratorio en el Programa de control de la tuberculosis 11 Indicaciones de la técnicas para el diagnóstico de la tuberculosis 12 Baciloscopía.12 Cultivo.12 Estudio de tipificación de micobacterias.13 Estudio de prueba de sensibilidad..13 Indicaciones de la bacteriología en el control del tratamiento de la tuberculosis 13 Bactiloscopía 13 Cultivo.14 Prueba de sensibilidad 14 Definiciones 14 Tuberculosis resistente 14 Resistencia primaria 14 Resistencia adquirida 14 Tuberculosis multirresistente CTB-MDR.14 Sintomático respiratorio (SR) 14 Sintomático respiratorio identificado (SRI) 15 Sintomático respiratorio examinado (SREx) 15 CAPITULO 2 Las muestras 16 Obtención de la muestra 16 Muestra de expectoración (Esputo) 16 Número de muestras 17 Conservación y transporte de la muestra 17 Envío de extendidos sin colorear 19 Lavado bronquial 19 Hisopado faríngeo 19 Jugo gástrico 20 Muestras extrapulmonares 20 Orina 20 Líquido de serosas (Pleura-Peritoneo) 20

6 Líquido cefalorraquídeo..21 Biopsias y material resecado. 21 Sangre 21 Recepción de muestras.21 CAPITULO 3 Baciloscopía 22 Materiales necesarios 22 Preparación del extendido.22 Técnica de coloración del extendido (Método de Ziehl Nellsen)..25 Examen microscópico Método de lectura..28 Recuento de gérmenes en cada campo microscópico.28 Recuento de gérmenes en un número determinado de campos microscópicos 28 Informe de resultados..30 CAPITULO 4 Control de Calidad de las baciloscopías..32 Control de calidad interno.32 Control de calidad externo.34 Solicitud de láminas...34 Conservación de láminas.34 5 CAPITULO 5 Bioseguridad.36 Finalidad.36 Conceptos generales..36 Definición 36 Del ambiente..36 Desmpolvado y limpieza..37 Del personal 37 Del vestido..38 De las muestras y su procesamiento.38 Operaciones de mayor riesgo en los laboratorios que solo realizan baciloscopías..40 Esterilización.40 Manipulación y uso de desinfectantes.40

7 6Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Preparación de la solución desinfectante hipoclorito de sodio (lavandina) 41 Manipulación de otras sustancias químicas 42 Medidas en caso de accidentes 42 Ingestión accidental de material posiblemente peligroso 42 Herida cortante o punzante en el momento en que se está manipulando muestras 42 CAPITULO 6 Sistema de registros 43 Formulario Nº 2: Solicitud y resultado de examen bacteriológico 43 Formulario Nº 3: Libro de registro diario de laboratorio 44 Formulario de control de calidad externo 46 BIBLIOGRAFIA..47 ANEXOS Programa Nacional de control de la Tuberculosis Solicitud de investigación bacteriológica de TB 49 Registro Diario del laboratorio de Tuberculosis 50 Control de calidad del Frotis de Esputo 51

8 INTRODUCCIÓN La tuberculosis es una enfermedad de distribución mundial y un importante problema de salud pública causada por el Mycobacterium tuberculosis. El modo más común de diseminación de la enfermedad es por la inhalación de partículas infecciosas expulsadas con la expectoración de las personas afectadas por tuberculosis pulmonar (vía aérea). La infección de los contactos es más probable si conviven o permanecen durante un tiempo prolongado cerca del enfermo que está expectorando bacilos y en un ambiente poco ventilado. No todas las personas infectadas enferman, sólo una de cada diez aproximadamente, las más susceptibles. La tuberculosis puede manifestarse en cualquier órgano, sin embargo, la enfermedad pulmonar es la más infectante y frecuente. Los síntomas más característicos de la tuberculosis pulmonar son la tos y la expectoración que persisten por 2 semanas o más. A las personas con estos síntomas se los llama Sintomáticos Respiratorios (SR). El Mycobacterium tuberculosis es un bacilo aerobio no esporulado, e inmóvil cuya pared celular tiene un elevado contenido de lípidos de alto peso molecular, por lo que son Bacilos Ácido Alcohol Resistentes. (BAAR). 7 Es un microorganismo de crecimiento lento, tarda por lo menos tres semanas en desarrollar colonias visibles. El Laboratorio de Tuberculosis cumple una función muy importante, no sólo en el diagnóstico de la enfermedad, sino también en el control de la evolución del paciente durante el tratamiento a través de una técnica sencilla, eficaz y de bajo costo como es la baciloscopía. El cultivo está orientado al aislamiento e identificación del germen causal de la enfermedad, principalmente con miras a estudios de tipificación y evaluación de la sensibilidad antibiótica, para detectar cepas resistentes. También permite extender la confirmación del diagnóstico de tuberculosis entre sintomáticos con baciloscopía negativa. Este manual está destinado a proporcionar y estandarizar las normas y técnicas del Laboratorio de Tuberculosis, para la obtención de resultados válidos y comparables en todos los laboratorios componentes de la Red Nacional de Laboratorios de Control de la Tuberculosis.

9 8Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Red de Laboratorios de TB Laboratorio Central de Salud Pública Dirección General de Vigilancia de la Salud Dpto. de Tuberculosis Programa Nacional de Tuberculosis III RS Cordillera Hosp. Km 81 VII RS Itapúa FCM -UNI X RS A. Paraná HR. C. d. Este XVII RS Boquerón Lab. Zawaztky XVIII RS Asunción INERAM IV Guairá VIII Misiones XIV Canindeyú XVI A. Paraguay XI Central V Caaguazú XII Ñeembucú IX Paraguari II San Pedro VI Caazapá Concepción Amambay Centros y Puestos de Salud de las XVIII RS Pte. Hayes Promotores voluntarios de salud Funciones del Laboratorio Central de Salud Pública como Laboratorio de Referencia Nacional de TB Apoyar al Programa Nacional de Control de la TB en la Vigilancia Epidemiológica de la TB. Pautar y estandarizar técnicas bacteriológicas de TB. Capacitación contínua en los métodos de diagnóstico a todos los laboratorios componentes de la Red de TB según niveles de complejidad. Establecer normas y ejecutar programas de evaluación externa de calidad a los laboratorios componentes de la Red de TB según niveles de complejidad. Realizar estudios de tipificación de micobacterias. Realizar estudios de pruebas de susceptibilidad a las drogas antibacilares de primera línea y de segunda línea cuando esta se implemente. Supervisión y coordinación de la Red Nacional de Laboratorios de TB. Realizar estudios de Farmacorresistencia de la TB

10 Funciones de los Laboratorios Regionales Asegurar el acceso al diagnóstico confiable por baciloscopía Coordinar las actividades de la región sanitaria correspondiente Entrenar al personal de los laboratorios de su jurisdicción Supervisar los laboratorios de TB componentes de la Red regional Planificar y gestionar los pedidos de insumos al nivel central Consolidar la información estadística de acuerdo a los indicadores solicitados por el nivel central Realizar un análisis mensual y anual de los indicadores Funciones de los Laboratorios Distritales Asegurar el acceso al diagnóstico confiable por baciloscopía Realizar un análisis mensual y anual de los indicadores y enviar al nivel regional Entrenar al personal de los laboratorios de su jurisdicción Planificar y gestionar los pedidos de insumos al nivel regional Funciones de los Laboratorios Locales Asegurar el acceso al diagnóstico confiable por baciloscopía Realizar extendido y fijación de láminas y remitirlas a los laboratorios distritales y/o regionales Registrar los datos del paciente y resultados de las baciloscopías 9

11 Organización de la Red Regional de Laboratorios de TB Hospitales Regionales Toma de Muestras Baciloscopía Centros de Salud y Hospitales Distritales Toma de Muestras Baciloscopía Extendidos y fijación de láminas 10 Puestos de Salud Toma de Muestras Extendidos y fijación de láminas Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis

12 CAPITULO I EL LABORATORIO EN EL PROGRAMA NACIONAL DE CONTROL DE LA TUBERCULOSIS El Programa Nacional de Control de la Tuberculosis tiene como uno de sus objetivos principales, el diagnóstico de casos de tuberculosis para su adecuado tratamiento, con el fin de convertirlos rápidamente en casos de TB no contagiosos. La estrategia recomendada internacionalmente para lograr este objetivo es la del tratamiento estrictamente supervisado, TAES o DOTS, según se utilicen sus siglas en castellano o en inglés. Esta estrategia requiere: - El compromiso político de asegurar los recursos para controlar la tuberculosis. - El acceso a la baciloscopía con calidad para la detección de casos y el control de la evolución de los pacientes. - El acceso y disponibilidad ininterrumpidos de las drogas que integran los esquemas estandarizados de tratamiento para curar a los enfermos. - Un sistema de registros que permita evaluar el resultado de los tratamientos y el desempeño del Programa de Control. 11 El rol del laboratorio es esencial en la detección de los casos, la confirmación del diagnóstico de tuberculosis, en la evaluación de la eficacia del tratamiento, en la orientación de la elección de esquemas terapéuticos cuando se presenta resistencia a los medicamentos y en la vigilancia de la resistencia a drogas antituberculosas utilizadas por el Programa de Control. Se establecieron los siguientes niveles de Laboratorios: -Laboratorio de Referencia Nacional -Laboratorios Regionales -Laboratorios Distritales -Laboratorios Locales Capítulo 1 El laboratorio en el PNCT Siempre contando con el Control del Laboratorio de Referencia Supranacional. Todos los componentes de la red tienen la responsabilidad para asegurar el acceso al diagnóstico confiable por baciloscopía, con tareas que se complementan. Todas las unidades de salud deben recibir muestras de los Sintomáticos Respiratorios (SR) que deben ser investigados, por baciloscopía. Los laboratorios locales deben además realizar la baciloscopía e integrarse a los programas de control y garantía de calidad.

13 Los laboratorios Distritales y Regionales deben además entrenar al personal de los laboratorios de su jurisdicción y asegurar en ellos la calidad de la baciloscopía. El Laboratorio Central de Referencia Nacional debe ser capaz de realizar todas esas tareas y además organizar y asegurar el programa nacional de garantía de calidad en todo el país, monitorear la oferta y realización de baciloscopías, proveer herramientas para el entrenamiento del personal de laboratorio de todos los niveles. No es suficiente la calidad técnica de la baciloscopía, también es necesaria la calidad de los registros, de los informes de laboratorio y del análisis de la información que produce el laboratorio. INDICACIONES DE LAS TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA TUBERCULOSIS 12 Baciloscopía: Es la técnica de rutina y herramienta fundamental para el diagnóstico de la tuberculosis. Debe emplearse en toda muestra tanto de procedencia pulmonar como extrapulmonar. A todo sintomático respiratorio se debe realizar un seriado de 3 muestras de esputo para Baciloscopía (BAAR seriado). Si una de las muestras sale BAAR positiva, el laboratorista informa al responsable del Programa de TB de su Servicio. Cultivo: Es el método bacteriológico más sensible y específico para detectar el Mycobacterium tuberculosis. Permite diagnosticar la enfermedad aœn en pacientes que tienen una escasa eliminación bacilar. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Debe efectuarse en: a) Muestras de expectoración provenientes de pacientes con imágenes pulmonares patológicas y la sexta baciloscopía negativa. Es decir, persistiendo la sexta muestra negativa, luego de dos seriados de tres muestras. b) Muestras de contenido gástrico o de expectoración inducida, en pacientes con imágenes pulmonares patológicas y sin expectoración espontánea. c) En toda muestra de procedencia extrapulmonar. d) Muestras de pacientes con VIH (+) o con SIDA. e) Muestras de pacientes con antecedentes de tratamiento previo, fracasos, recaídas o abandonos. f) Muestras de pacientes en contacto cercano con casos de tuberculosis resistente a las drogas. g) Cuando está indicado estudio de susceptibilidad y/o tipificación de micobacterias.

14 ESTUDIO DE TIPIFICACIÓN DE MICOBACTERIAS Completa el estudio diagnóstico y debe efectuarse en los siguientes casos: a) Cuando en el laboratorio se sospecha la presencia de una micobacteria no tuberculosa en el cultivo por cromogenicidad, desarrollo rápido o anormalidad de las colonias. b) En todo cultivo positivo de orina y contenido gástrico. c) En todo cultivo positivo de ganglios o tejido óseo, en menores de 15 años. d) En casos de tuberculosis asociada a VIH (+) / SIDA. e) En casos que presentan polirresistencia a drogas antituberculosas. ESTUDIO DE PRUEBA DE SENSIBILIDAD Desde el punto de vista terapéutico individual no tiene indicación en el momento de diagnóstico si el paciente no tiene riesgo de estar afectado por una cepa resistente, por lo que no se realiza rutinariamente. Sólo debe efectuarse en: a) Casos de antecedentes de uno o más tratamientos: fracasos, recaídas y abandonos recuperados. b) Casos de tuberculosis asociada a VIH (+) / SIDA. c) En contactos de pacientes con MDR demostrada. d) Cuando el paciente no negativiza la baciloscopía luego del 4º mes de tratamiento. La Prueba de sensibilidad es utilizada en estudios epidemiológicos para determinar La resistencia primaria La resistencia adquirida. Durante la ejecución de estos estudios se deberá hacer prueba de sensibilidad a todos los pacientes incluidos en la muestra, aun cuando no tengan riesgo de estar afectados por una cepa del bacilo resistente a las drogas. 13 Capítulo 1 El laboratorio en el PNCT INDICACIONES DE LA BACTERIOLOGÍA EN EL CONTROL DEL TRATAMIENTO DE LA TUBERCULOSIS. Baciloscopía: Debe efectuarse cada dos meses una baciloscopía de la muestra de esputo. Es decir, al segundo, cuarto mes y al final del tratamiento en los regímenes de seis meses (CATEGORÍA I); y al término del segundo, cuarto y sexto mes y al final del tratamiento en los de ocho meses (CATEGORÍA II). Su evolución permite evaluar la eficacia del tratamiento y sospechar precozmente los fracasos de tratamiento.

15 Cultivo: Debe realizarse en los pacientes nuevos que continúan positivos al cuarto mes de tratamiento y en pacientes antes tratados. Prueba de sensibilidad: Debe solicitarse en los fracasos de tratamiento, es decir cuando no negativiza al cuarto mes de tratamiento y cuando se diagnostica tuberculosis en pacientes sometidos a un retratamiento (recaídas y abandonos recuperados). DEFINICIONES TUBERCULOSIS RESISTENTE: Es aquella enfermedad ocasionada por Mycobacterium tuberculosis resistente a cualquier medicamento utilizado en el tratamiento de tuberculosis, según los estudios de susceptibilidad antimicrobiana aceptados internacionalmente. Puede ser primaria o adquirida. 14 RESISTENCIA PRIMARIA: Es aquella que se observa en pacientes que no recibieron tratamiento antituberculoso. No siempre es posible verificar con absoluta certeza que el paciente no haya recibido tratamiento previo. Por eso se ha preferido utilizar la denominación Resistencia inicial y ultimamente Resistencia entre casos nuevos. Es aquella detectada entre pacientes que niegan haber recibido tratamiento antituberculoso durante al menos un mes y que no son identificados como tratados en los registros utilizados por el Programa de Control. Sirve para estimar la resistencia primaria. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis RESISTENCIA ADQUIRIDA: Es aquella que aparece en el curso del tratamiento administrado durante al menos un mes, usualmente como resultado de un régimen terapéutico inadecuado, fallas en la prescripción, falta de cumplimiento del tratamiento de parte del paciente. Para confirmarla con certeza es necesario contar con los resultados de un estudio de susceptibilidad realizado antes de iniciar el tratamiento y al menos otro durante o al finalizar el tratamiento, lo que rara vez es posible. Por esta razón se ha adoptado la denominación Resistencia entre casos tratados previamente tratados como el más preciso. Incluye a la resistencia detectada entre pacientes con falla de tratamiento, recaídas, abandonos recuperados y casos crónicos. Esta resistencia sirve para estimar la resistencia adquirida. TUBERCULOSIS MULTIRRESISTENTE (TB-MDR): Es aquella enfermedad ocasionada por cepas de Mycobacterium tuberculosis resistentes a Isoniacida y Rifampicina, con o sin resistencia a otros medicamentos, según los estudios de susceptibilidad antimicrobiana aceptados internacionalmente. SINTOMÁTICO RESPIRATORIO (SR): Es toda persona de 15 o más años que presenta tos con expectoración por 15 días o más.

16 SINTOMÁTICO RESPIRATORIO IDENTIFICADO (SRI): Es la persona que cumple con la definición de SR, detectada por el personal de salud e inscripta en el Libro de Registro de Sintomáticos Respiratorios SINTOMÁTICO RESPIRATORIO EXAMINADO (SREx): Es el sintomático respiratorio identificado a quien se le realiza una o más baciloscopías de esputo. 15 Capítulo 1 El laboratorio en el PNCT

17 CAPITULO II LAS MUESTRAS 1. Obtención de la muestra Para que el laboratorio dé un resultado veraz, no basta que ejecute las técnicas en forma correcta, sino que es necesario que reciba una buena muestra: del sitio de la lesión a investigar, en cantidad suficiente, en envase adecuado y correctamente transportada. Siempre se debe intentar conseguir expectoración espontánea porque en la misma es donde encontramos mayor carga bacteriana. Cuando el paciente no puede expectorar o no comprende qué tiene que hacer, como en el caso de enfermos psiquiátricos o ancianos, se pueden recurrir a otras formas menos eficientes de obtención de la muestra tales como la inducción de esputo, el lavado gástrico o el hisopado faríngeo. 16 Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Existen dos tipos de muestras: Muestras naturalmente contaminadas: Son la expectoración, orina, pus de cavidad abierta, los cuales pueden enviarse al laboratorio en envase no estéril Muestras no contaminadas: Son LCR y otros líquidos de cavidades cerradas, biopsias y sangre de pacientes inmunosuprimidos, deben enviarse en envase estéril Muestra de Expectoración (ESPUTO) La muestra de esputo es solicitada, recibida y enviada al laboratorio por el médico, la enfermera o el promotor de salud, recogido en la primera consulta médica del paciente. Calidad del esputo obtenido espontáneamente: Enjuagarse la boca y recoger la secreción después de hacer aproximadamente 3 esfuerzos de tos para que salgan secreciones de los bronquios. Una buena muestra de esputo es aquella que proviene del árbol bronquial, es generalmente espesa y mucoide. Puede ser fluida con partículas de material purulento. Se deben evitar secreciones nasofaríngeas y saliva. En caso de obtenerse una muestra de saliva esta NUN- CA rechazar, debe ser procesada y posteriormente solicitar una nueva muestra con los criterios de calidad. Observación: Tener en cuenta que pacientes en tratamiento generalmente ya no expectoran catarro, por lo que no se debe rechazar las muestras de estos pacientes.

18 Cantidad de la Muestra: La muestra debe tener un volumen aproximado de 5 a 10 ml. Tipo de envase: Puede ser no estéril, de boca ancha, desechable, preferiblemente de plástico y transparente, cierre hermético, a tapa rosca, fácil de marcar, de 35 a 50 ml de capacidad. Número de muestras: Para el Diagnóstico: Se necesitan 3 (tres) muestras. - La primera se recogerá en el momento de la consulta. - La segunda se recogerá al día siguiente en las primeras horas de la mañana. - La tercera en el momento en que acude nuevamente a la unidad de salud a traer la segunda muestra. Todas ellas deberán ir acompañados de la solicitud de examen bacteriológico. Formulario Nº 2 (ver anexos) Para Control de tratamiento: Se hará una baciloscopía de control de tratamiento cada dos meses y al concluir el tratamiento. En el caso de retratamiento: Se efectuará una baciloscopía cada dos meses hasta concluir el tratamiento. Se hará cultivo en el momento de diagnóstico para hacer prueba de susceptibilidad y al finalizar el tratamiento. Conservación y transporte de la muestra Cuanto antes se procesa la muestra de esputo después de la recogida, mayor será la probabilidad de aislar los bacilos que puedan existir en ella. Las muestras deben ser remitidas al laboratorio el mismo día de su obtención, si esto no fuera posible envolver los envases con una bolsa de plástico anudada individualmente y mantenerlos en el refrigerador, o de lo contrario mantenerlas en un lugar fresco y alejadas de los rayos solares. El tiempo que transcurre entre la recolección del esputo y el procesamiento de la muestra no debe ser mayor de una semana. 17 Capítulo 2 Las Muestras Para el envío de frascos de esputo seguir las siguientes normas de embalaje: a. Colocar la muestra en un recipiente primario (frasco tapa rosca boca ancha), debidamente identificado. b. Se debe comprobar que los frascos estén cerrados herméticamente, luego introducir cada frasco en una bolsa de polietileno (recipiente secundario) y anudar la bolsa por encima de la tapa del frasco, de manera que sujete firmemente cada frasco. Acondicionar los frascos así envueltos encajándolos en la base de la caja de transporte que puede tener una plancha de

19 isopor con agujeros para sujetar los frascos, tal como se muestra en la foto o bien rellenar con papel absorvente el espacio que queda entre los envases. c. Una envoltura exterior para proteger el recipiente secundario de las influencias exteriores (deterioro físico y agua) durante el transporte, puede ser una caja de cartón o recipiente de plástico. Por fuera del recipiente secundario es importante colocar los datos relativos de la muestra, los cuales vendrán escritos en la solicitud del examen bacteriológico (Formulario 2). En los paquetes utilizados para envíos de estas sustancias debe figurar la etiqueta de la sustancia infecciosa (riesgo biológico). El recipiente de transporte debe poseer las tres características siguientes: resistencia, impermeabilidad y aislamiento. 18 Lista de contenido Destinatario Remitente Anotación de que se trata muestra de esputo Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Cada envío debe ser acompañado por las hojas de solicitud de examen correspondiente o al menos por una lista de datos de los pacientes, nombre y apellido, servicio, aclaración sobre si es muestra para diagnóstico (1ª, 2ª o 3ª), o para control de tratamiento indicando el mes de tratamiento. Estos formularios deben estar en un sobre, separado de los frascos con muestras. No deben ser colocados dentro de las cajas utilizadas para el transporte. Se verificará que la dirección del laboratorio a la cual se envía la caja sea la correcta, que el número de frascos corresponda con el listado, que la identificación de cada frasco coincida con la del listado y que en el listado conste claramente el nombre del centro de salud que lo envía. El personal que transporta las muestras deberá ser instruido para mantener las cajas en posición vertical permanentemente y protegidas del calor. Deberá saber que si por accidente se produjera derrame masivo de los frascos; ese material debe ser autoclavado o incinerado.

20 Envío de extendidos sin colorear Procedimiento: Antes de realizar el extendido, agregar 3 gotas de fenol al 5% en el frasco que contiene la muestra, tapar, dejar 30 en reposo para que actúe el fenol, esto se realiza para matar los bacilos (BAAR). Luego se procede a realizar el extendido, dejar secar al aire y fijar suavemente a la llama de la lamparita. Las láminas deben tener el nombre del paciente, nœmero de muestra y fecha. Envolver cada lámina con papel y colocar en una caja de cartón para que no se rompan. Se deben remitir las láminas con la solicitud de examen bacteriológico, la cual debe tener los datos del paciente. Las muestras tratadas con fenol no sirven para realizar cultivo. No envolver las láminas con la solicitud de examen bacteriológico. LAVADO BRONQUIAL: Antes de tomar la muestra del lavado bronquial, debe realizarse, de ser posible, baciloscopías de al menos dos muestras espontáneas de esputo para intentar detectar la enfermedad sin procedimientos invasivos, evitar la contaminación innecesaria del fibrobroncoscopio con bacilos, la posible transmisión de tuberculosis a través del fibrobroncoscopio contaminado, y la generación de falsos resultados positivos por la presencia de bacilos remanentes en el fibrobroncoscopio, vivos o muertos. Es un procedimiento invasivo y está reservado al médico especialista neumólogo, además de obtener muestras para baciloscopía es necesario cultivarlas antes de las 12 horas de obtenido porque los anestésicos empleados pueden disminuir la viabilidad del bacilo. También debe instruirse al paciente para que recoja la expectoración de las 24 horas siguiente al procedimiento. El personal que realiza las fibrobroncoscopías debe contar con mascarillas de bioseguridad. El aparato debe ser esterilizado con solución de glutaraldehído al 2 % y lavado con mucho cuidado después de la toma de muestra. Las maniobras utilizadas suelen producir expectoración en las 24 horas posteriores, razón por la que debe entregarse un frasco al enfermo para que las recoja y entregue al laboratorio. Se deben enviar para cultivo. 19 Capítulo 2 Las Muestras HISOPADO FARÍNGEO: La toma de muestra debe estar reservada al especialista, Obligatoriamente se cultivará, debido al escaso nœmero de bacilos. Debe tomarse dos hisopados

21 diarios en tres días consecutivos. La muestra debe procesarse de inmediato y en caso contrario, conservar en refrigeración no más de 24 horas. El procedimiento puede estimular la expectoración, por lo que es necesario tener a mano un frasco donde recolectar la muestra. El personal que recoge la muestra debe adoptar las medidas de bioseguridad y las precauciones correspondientes. 20 JUGO GÁSTRICO La recolección se hace por la mañana con el paciente en ayunas. Si el paciente es lactante, en lo posible tomar la muestra antes de que vea a la madre que lo amamanta para evitar el estímulo que desencadena movimientos peristálticos los que, a su vez, impulsan el contenido gástrico al intestino. Utilizando una sonda nasogástrica se aspira el jugo gástrico. Utilizar una jeringa de 20 a 50 ml. Vaciar la muestra en un envase limpio de 50 a 100 ml de capacidad. Cultivar dentro de las 4 horas de tomada la muestra. Mínimo deben tomarse 3 muestras. Su utilización es más frecuente en niños. Debe recordarse que la baciloscopía positiva del contenido gástrico no necesariamente es un diagnóstico concluyente de tuberculosis, por cuanto existen micobacterias saprófitas en el estómago, que pueden producir resultados falsos positivos. El diagnóstico debe ser completado con cultivo e identificación del bacilo observado. MUESTRAS EXTRAPULMONARES Debe realizarse siempre cultivo de las muestras extrapulmonares, pues contienen escasa cantidad de bacilos. Deben recolectarse en frasco estéril. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis ORINA La muestra más recomendada es la primera orina de la mañana, previa higiene externa con agua y jabón. Es preferible recolectar entre ml. En un envase limpio y estéril de boca ancha, que facilite la recolección directa en el frasco. Se sugiere cultivar por lo menos cinco muestras seriadas. Antes de procesar las muestras de orina es necesario centrifugarlas durante 30 minutos de 2500 a 3000 rpm sin demoras para evitar que el ph ácido de la orina afecte la viabilidad del bacilo. La baciloscopía y el cultivo deben efectuarse del sedimento urinario. Debe recordarse que la baciloscopía positiva del sedimento urinario no necesariamente es diagnóstico concluyente de tuberculosis, por cuanto existen micobacterias saprofitas en orina, que pueden producir resultados falsos positivos. El diagnóstico debe ser completado con cultivo e identificación del bacilo observado. LIQUIDO DE SEROSAS (PLEURA- PERITONEO) La muestra debe ser obtenida por el personal médico. El cultivo debe hacerse lo más rápido posible, así como el estudio baciloscópico. Debe procesarse todo el líquido extraído por aspirado en jeringas de 50 a 100 ml.

22 LIQUIDO CEFALORRAQUÍDEO: La obtención de la muestra está reservada al personal médico. Obtenida la muestra en un volumen de aproximadamente 5 ml., ésta será dividida en dos partes iguales, una de las cuales se centrifugará de a rpm durante 30 minutos y se cultivará inmediatamente, no precisando decontaminación previa. La segunda se conservará en refrigeración a 4ºC. Si la primera parte de la muestra está contaminada, la otra parte se siembra luego de su decontaminación. Si no está contaminada, la segunda parte se siembra directamente. Si el volumen de la muestra es pequeño, se siembra toda la muestra. En todos los casos se hará baciloscopía del sedimento luego de centrifugar la muestra. BIOPSIAS Y MATERIAL RESECADO: Se utiliza un envase estéril. La muestra se divide en dos partes: una parte se envía de inmediato al laboratorio para el cultivo sin el agregado de conservantes, y la otra se conserva o envía para el estudio histopatológico en un frasco con formol al 10 %. En el caso de biopsia de endometrio, la muestra debe consistir preferentemente en raspado uterino tomado durante la primera fase del ciclo menstrual o en el período de ovulación. SANGRE La investigación de la sangre está indicada en el caso de pacientes con inmunosupresión severa, como en casos infectados por HIV con bajo recuento de linfocitos totales o CD4, y con baciloscopías de muestras respiratorias reiteradamente negativas. Se toman dos muestras de 10 ml de sangre venosa en días consecutivos, utilizando jeringas heparinizadas y con los cuidados habituales inherentes para la toma de muestra para hemocultivo (desinfección de la piel, uso de guantes). Se coloca la sangre heparinizada en un tubo seco estéril con tapa a rosca de cierre hermético. Si no puede ser enviada la muestra inmediatamente al laboratorio, colocar la sangre recientemente extraída en un frasco-ampolla conteniendo 50 ml de medio de cultivo para sangre (BHI con anticoagulante). Incubar a 37ºC hasta el momento del envío al laboratorio. Se aconseja que la baciloscopía sea realizada en el mismo laboratorio que cultivará la muestra. 21 Capítulo 2 Las Muestras Recepción de la muestra: Al recibir las muestras se debe verificar la calidad y cantidad de las mismas y si están bien identificadas, los frascos deben estar rotulados en la pared y no en la tapa. Verificar si poseen sus correspondientes solicitudes de examen bacteriológico. El exterior de cada frasco de ser desinfectado con un algodón humedecido con hipoclorito de sodio al 1% antes de manipularlos. Si las muestras de esputo no se van a procesar inmediatamente, se las conservará en la parte baja de la heladera, no más de una semana.

23 CAPITULO III BACILOSCOPIA Es la técnica de rutina para el diagnóstico de la tuberculosis. Debe realizarse tanto en las muestras pulmonares como extrapulmonares. 22 Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis Materiales necesarios : - Láminas portaobjetos con extremo esmerilado, nuevas, muy limpias y que hayan sido sumergidas en un frasco con alcohol para desengrasarlas, sin marcas ni residuos evidentes. - Un recipiente con los aplicadores de madera que no necesitan estar estériles. - Mechero a gas o alcohol - Marcador indeleble - Varillas de vidrio o de metal, con capacidad de colocar doce o quince láminas, para soporte de la tinción. - Tres frascos tipo gotero destinados a los reactivos (Fucsina, Alcohol -Acido, Azul de Metileno) - Papel de filtro tipo cualitativo, para filtrar fucsina - Un recipiente de desecho biológico - Un área de trabajo con suficiente iluminación - Microscopio con aumento de 100 X (por inmersión) - Fenol al 5% o Hipoclorito de sodio al 1 % - Papel diario o papel madera - Algodón - Embudo - Pinza - Papel para limpieza de lentes, pueden ser pañuelos de papel descartables. Preparación del extendido: - Mantener cerradas las ventanas y puertas, no utilizar ventiladores ni acondicionadores que generen movimientos de aire en el área donde se manipula material potencialmente infeccioso, mientras se está trabajando - Colocar sobre la mesa de trabajo un papel absorvente humedecido con hipoclorito de sodio al 1% (se puede usar también papel de madera o papel diario). Esta área será considerada área contaminada. Por lo que el operador deberá manejar con cuidado todas las muestras, lavándose las

24 manos antes y después del procedimiento. El área de la mesa del laboratorio donde se manipula el material infeccioso, debe estar ubicada en un lugar alejado de la puerta de entrada al laboratorio y de los lugares en los que habitualmente se producen corrientes de aire. - Colocar uno al lado de otro los frascos conteniendo las muestras a analizar sobre el área contaminada y enumerarlas de acuerdo al número asignado en el libro de registro del laboratorio. Procesar las muestras por serie, cada serie no debe ser mayor de doce muestras. - Enumerar las láminas para el frotis con un marcador y colocarlas sobre la mesa de trabajo en orden correlativo. Utilizar el mismo número asignado en el registro del laboratorio, en la solicitud bacteriológica y escrito en las paredes del frasco que contiene la muestra. En caso de no contar con láminas con extremo esmerilado, deberá trazarse una línea en cada lámina con un marcador resistente al alcohol y al agua, la que dividira la superficie en una tercera parte destinada a la numeración y dos terceras partes para hacer el extendido. Esta línea debe trazarse en la cara inferior de la lámina a fin de evitar que se borre la numeración en el momento de la coloración. Las láminas deberán ser nuevas y desengrasadas previamente en alcohol de 95º Destapar cuidadosamente el frasco con la muestra que se va a procesar, manteniendo la boca del envase cerca del mechero encendido. Manipular el frasco por detrás del mechero para que éste proteja al operador de probables aerosoles. - Usar una lámina para cada muestra, nunca poner frotis de distintas muestras en el mismo portaobjeto. Usando los aplicadores (palitos de brochete) tomar la porción purulenta del esputo. Colocarlo sobre la lámina en el área del frotis y esparcirlo hasta lograr que el extendido sea homogéneo sin que llegue a los bordes de la lámina para evitar que el operador se contamine al manipularla. Por ningún motivo debe calentarse la lámina mientras se haga el extendido, debido a que por el calor se forman círculos concéntricos y precipitados granulosos. - Manejar la muestra con suavidad y realizar el extendido con movimientos suaves para evitar la formación de aerosoles. - Nunca introducir en el envase de una muestra aplicadores (palitos de brochette) u otro utensilio utilizado con otra muestra. Capítulo 3 Baciloscopía

25 24 - Verificar que el extendido tenga grosor homogéneo y adecuado, es el que permite leer un texto impreso a través del preparado. Si es demasiado fino, es posible producir un resultado falso negativo. Si es muy grueso, el material debe desprenderse durante la coloración o puede resultar difícil la visualización de bacilos debajo de una capa gruesa de mucus. - Descartar los aplicadores en el recipiente de desecho conteniendo hipoclorito de sodio al 1 %. - Dejar secar los frotis a temperatura ambiente. - Terminado el frotis, cerrar el frasco y proseguir de igual forma para las demás muestras. No abrir el siguiente envase antes de haber cerrado el anterior. - Mantener las láminas separadas una de la otra en todo momento. Si por accidente se superponen dos o más extendidos, descartarlos y volver a prepararlos. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis - Una vez secos los frotis pasar unos pocos segundos por la llama del mechero cada una de las láminas para fijar el extendido.

26 Observación: Cuando se trata de muestras tales como: Líquido gástrico, lavado bronco alveolar, líquido pleural, orina, líquido articular, LCR realizar el extendido del sedimento obtenido luego de centrifugar la muestra durante 30 minutos a 3000 rpm. - Conserve las muestras hasta que haya realizado las coloraciones y lecturas y esté seguro de que no necesitará realizar nuevos extendidos o enviarlas para cultivo. Luego, antes de desechar los frascos de esputo, colocar dentro de ellos aproximadamente 5 ml. de hipoclorito de sodio al 1 %, dejar actuar 24 hs. y colocarlos en bolsas, las cuales pueden ser incineradas o autoclavadas si existiese posibilidad de ello. - El material que se descartó en el recipiente debe ser autoclavado al final de cada jornada. - Al finalizar la tarea y antes de poner ventiladores/acondicionadores de aire en funcionamiento, se debe desinfectar las superficies de mesadas donde se realizaron los extendidos y donde se apoyó recipientes con material potencialmente infeccioso con hipoclorito de sodio 1 %, mantener el área cerrada durante media hora como mínimo y luego ventilar para eliminar vapores de cloro. 25 Capítulo 3 Baciloscopía Técnica de coloración del extendido: (Método de Ziehl Neelsen) PRIMER PASO: Coloración con fucsina fenicada Dispensar las soluciones y el agua suavemente durante la tinción, evitando salpicaduras y evitando tocar las láminas con frascos, goteros, embudos o grifos. - Cubrir la totalidad de la superficie del extendido con fucsina fenicada recién filtrada. Se puede utilizar un embudo con papel de filtro para filtrar en el momento del uso.

27 26 - Calentar suavemente con la llama de un hisopo humedecido con alcohol o la llama del mechero a alcohol (lamparita), pasándolo lentamente por debajo de las láminas hasta la producción de vapores (No hervir). - Repetir este procedimiento dos veces más. En caso de derrame o disminución del colorante por evaporación, reponer la fucsina y volver a calentar. En total, este primer tiempo debe durar por lo menos 5 minutos, que es el tiempo de contacto adecuado entre el extendido y el colorante. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis - Lavar la fucsina con agua corriente a baja presión sobre la parte que no contenga extendido. SEGUNDO PASO: Decoloración - Tomar cada lámina con una pinza e inclinarla para eliminar el agua remanente de los lavados para no diluir el decolorante. Cubrir la lámina con la solución decolorante (alcohol-ácido). Dejar actuar aproximadamente 3 minutos.

28 - Lavar con agua corriente a baja presión, por debajo, sobre la parte que no contenga extendido. Se considera decolorado el extendido cuando sus partes más gruesas conservan a lo sumo un ligero tinte rosado. Si aún se observan acúmulos rojos o coloración rosada intensa, cubrir nuevamente con solución decolorante, dejar actuar entre uno y tres minutos y enjuagar nuevamente. 27 TERCER PASO: Coloración de fondo - Tomar cada lámina con una pinza e inclinarla para eliminar el agua remanente de los lavados para no diluir el colorante de fondo. Cubrir la totalidad de la lámina con Azul de Metileno durante 2 minutos. Capítulo 3 Baciloscopía - Lavar con agua de canilla a baja presión tanto la cara que tiene el extendido como la cara inferior. - Dejar secar las láminas a temperatura ambiente.

29 - Revisar la numeración de las láminas y numerarlas de nuevo, si ésta se ha borrado durante la tinción. Observación: Es importante que durante los tres pasos de la coloración, tanto los colorantes como el agua del lavado se coloquen sobre las láminas suavemente, evitando salpicaduras, además evitar tocar las láminas con los frascos de colorantes, embudos, goteros o grifos. 28 Examen Microscópico: Con la técnica de Ziehl Neelsen (ZN), los bacilos ácidos - alcohol resistente (BAAR), aparecerán como bastoncitos delgados, ligeramente curvos teñidos de rojo, generalmente con gránulos más coloreados en su interior, aislados, en parejas o en grupos sobre un fondo azul claro. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis La observación microscópica tiene dos objetivos: 1º Determinar la presencia o ausencia de BAAR. 2º Establecer aproximadamente su nœmero. Método de lectura : Recuento de gérmenes en cada campo microscópico: La lectura debe hacerse siempre de igual forma. Dividir mentalmente el campo microscópico en 4 cuadrantes, utilizando las cifras de 12, 3, 6 y 9 como las esferas del reloj. Iniciar la lectura en el cuadrante superior derecho, y continuar con los otros en sentido horario. La búsqueda de bacilos debe hacerse en cada cuadrante en superficie y profundidad utilizando el micrométrico del microscopio. Recuento de gérmenes de un número determinado de campos microscópicos Se debe observar como mínimo 100 campos microscópicos por muestra, lo que corresponde a un mínimo de 5 minutos de observación. Se debe hacer la observación en una línea recta, que comienza en el punto en que se colocó la gota de aceite de inmersión y termina en el extremo opuesto, lo que equivale aproximadamente a 100 campos. La gota de aceite debe depositarse en el extremo próximo al número y en el punto medio entre el borde superior e inferior. No se debe tocar con el cuentagotas la superficie del portaobjetos para evitar el traspaso de bacilos al aceite y su transporte a otra lámina.

30 Es aconsejable seguir una pauta uniforme de observación, leyendo de izquierda a derecha del extendido Debe contar: El número de campos que ha leído El número de BAAR que ha identificado 29 Una cuadricula de 10 cuadrados por 10 cuadros puede representar los 100 campos microscópicos y ayudarlo a registrar la cuenta. En cada cuadrado puede anotar el número de BAAR que observa. Si no observa BAAR consigne 0. Capítulo 3 Baciloscopía Resultado: Se considera campo microscópico útil aquel en el cual se observan células de origen bronquial (leucocitos, fibras mucosas y células ciliadas). Los campos en que no aparezcan dichos elementos no deben ser considerados para contar el número de campos observados. Para calcular el promedio de BAAR encontrados por campo, sume el total de BAAR que ha contado y divídalo por el número total de campos que ha observado.

31 Cuando los bacilos se presentan agrupados, una estimación aproximada del número de bacilos presentes en el acúmulo es suficiente para calcular este promedio. Si la preparación contiene más de 10 bacilos por campo promedio, es suficiente observar 20 campos. Si la preparación contiene de 1 a 10 bacilos por campo en promedio, se debe observar por lo menos 50 campos. Si se trata de una muestra con menos de un bacilo por campo en promedio, se deben observar 100 o más campos. Promedio de BAAR encontrados Número mínimo de campos œtiles a examinar Ninguno 100 Menos de 1 por campo a 10 por campo 50 Más de 10 por campo 20 De 1 a 9 en todo el extendido 200 (*) 30 Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis (*) Debido a la posibilidad de que se trate de artefactos de coloración, se debe: Ampliar la lectura a 200 campos Si con esa lectura no se encuentran más bacilos, hacer otro extendido de la misma muestra, tratando de elegir partículas purulentas. Si la lectura del segundo extendido no modifica el resultado del anterior, la muestra debe informarse con el número de bacilos observados, consignando en el libro de registro el hallazgo y solicitar una nueva muestra. Cultivar o enviar estas muestras para cultivo. Observación Limpiar la lente del microscopio luego de leer cada lámina. Dedicar por lo menos 5 minutos a la lectura de cada lámina. Ser preciso al cuantificar bacilos en la lámina, utilizando la escala estandarizada. Informe de resultados Para el informe de resultados se recomienda la siguiente escala semi -cuantitativa: Resultado del examen microscópico No se encuentran BAAR en los 100 campos observados Se observan de 1 a 9 BAAR en 100 campos observados Se observan entre 10 y 99 BAAR en 100 campos observados Se observan de 1 a 10 BAAR en 50 campos observados Se observan más de 10 BAAR en 20 campos observados Informe No se observa BAAR Nº exacto de bacilos en 100 campos Se observa BAAR(+) Se observa BAAR(++) Se observa BAAR (+++)

32 Incorporar los siguientes hábitos en la rutina de trabajo para producir resultados precisos y oportunos y evitar errores, formación de aerosoles, transferencia de material entre muestras distintas. Verificar la exactitud y claridad de la identificación de cada muestra en el envase, lámina, registro e informe de resultado. No trabajar con más de 12 muestras en cada serie. Mantener el orden, ubicando cada lámina numerada delante de la muestra correspondiente, en orden ascendente de izquierda a derecha. Procesar las muestras de a una, no abrir el siguiente envase antes de cerrar el anterior. Maniobrar con suavidad la muestra. No introducir en el envase de una muestra aplicadores, asas sin esterilizar, utensilios utilizado con otra muestra. Utilizar láminas nuevas, sin marcas y libres de grasa. Extender homogéneamente suficiente cantidad de la partícula útil, sin exceso, en un pequeño ovalo centrado en el portaobjetos. Mantener los extendidos separados unos de otros en todo momento. No tocar los frotis con las manos, goteros, varillas o grifos. Evitar salpicaduras con las soluciones o el agua. Filtrar la fucsina fenicada en el momento del uso, dejarla actuar 5 minutos calentando 3 veces hasta desprender vapores, sin hervir. Eliminar el agua remanente de lavados. Descartar y volver a preparar frotis que por accidente se hayan superpuesto o resulten mal coloreados Limpiar la lente del microscopio luego de leer cada lámina. Dedicar no menos de 5 minutos a la lectura de cada preparado. Ser preciso al cuantificar bacilos en el extendido utilizando la escala estandarizada. Encaminar para cultivo/prueba de sensibilidad las muestras de los casos que lo requieren. 31 Capítulo 3 Baciloscopía

33 CAPITULO IV CONTROL DE CALIDAD DE LAS BACILOSCOPÍAS El control de calidad permite evaluar si la información producida por el laboratorio es precisa, reproducible y oportuna. Instaura un sistema de alarmas que permite prevenir, descubrir y corregir errores y resulta en mayor eficacia para detectar y asistir a los casos de tuberculosis y para controlar la patología. Requiere la colaboración de los distintos niveles de la red de laboratorios y tiene como objetivo elevar y mantener la calidad de trabajo y no sancionar. 32 CONTROL DE CALIDAD INTERNO Es responsabilidad de cada laboratorio que realiza baciloscopías. En particular, el responsable del laboratorio debe establecer en la rutina de trabajo un sistema de controles regulares y continuos de los puntos críticos. Manual de Normas y Técnicas de Laboratorio de Tuberculosis El control de calidad interno comprende materiales, equipos, reactivos la evaluación de: el desempeño del personal los procedimientos la exactitud y precisión de los informes el monitoreo de los resultados de los controles las medidas correctivas a aplicar cuando la imprecisión del resultado excede los límites considerados aceptables o se producen demoras evitables - Preparar extendidos, con muestras positivas y negativas tratadas previamente con 10 gotas de fenol al 5% durante por lo menos media hora. Guardarlos en cajas, envueltas individualmente en papel suave, bien acondicionados - Controlar cada lote de colorantes recién preparado coloreando una lámina negativa y otra positiva. Registrar el resultado de este control. - Comprobar que los BAAR se vean completa e intensamente coloreados con fucsina y que la coloración de fondo sea azul uniforme y que ofrezca buen contraste.

34 - Si en los extendidos positivos no detecta BAAR o los BAAR están mal teñidos, la fucsina puede estar defectuosa. Si observa una coloración de fondo rosada, el decolorante o el azul de metileno pueden estar defectuosos. - Si se observan BAAR en el extendido negativo, puede ser que el decolorante esté defectuoso o que haya contaminantes ácido-alcohol resistentes en las soluciones de colorantes o en el agua utilizada para los lavados durante las coloraciones. - Si detecta defectos, repetir el control con otros frotis para descartar un posible error en la técnica de tinción. Si persiste el defecto, se deben descartar los reactivos defectuosos o contaminados. - Cada día en el que se hagan tinciones, incluir un frotis positivo y otro negativo como control. Verificar la calidad de la tinción y lectura. Registrar los resultados de estos controles de calidad. - Solicitar la colaboración de una persona no involucrada en la realización e informe de la baciloscopía, para que un día al azar por semana verifique que los datos y resultados consignados en los informes elaborados ese día coincidan exactamente con los registrados en el Libro del Laboratorio. - Verificar que las muestras estén siendo procesadas en el día en que fueron tomadas y recibidas o al día siguiente. Si el laboratorio no puede hacer baciloscopías todos los días, o si recibe muestras de centros periféricos, verificar que no transcurran más de 3 días desde que las muestras fueron tomadas hasta que son procesadas. - Controlar que los resultados de las baciloscopías se estén entregando regularmente 24 horas o a lo sumo 48 horas después de procesada la muestra. - Verificar que los resultados sean recibidos en el servicio en el que el paciente entregó su muestra o en el consultorio del médico que solicitó el estudio en el menor tiempo posible por más alejado que esté. - Verificar que hayan sido derivadas para cultivar o cultivadas las muestras extrapulmonares, las de niños, las de contenido gástrico, las provenientes de casos HIV positivos, retratados o con falla de tratamiento. - Realizar un análisis mensual y anual de los siguientes indicadores y remitirlos al Laboratorio de Referencia Nacional (LCSP) en forma mensual. número de SR examinados número de baciloscopías de diagnóstico realizadas número de baciloscopías realizadas para diagnóstico /número de SR examinados (debe ser muy próximo a 3) porcentaje de casos diagnosticados por baciloscopía entre los SR. Si estos valores se alejan bruscamente de los habitualmente encontrados, investigue las causas - En caso de que existiere una sucesión de varios resultados positivos en uno o pocos días de trabajo, investigue si no se ha producido contamina- 33 Capítulo 4 Control de calidad de las Baciloscopías