UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA

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1 UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA ESCUELA DE CIENCIAS DE LA SALUD

2 Para la realización de la presente guía has participado los docentes Carmen Eugenia Piña López, Yurby Salazar, Bibiana Ávila y Alberto García y la coordinadora de laboratorios Angélica Yara durante el proceso de construcción se han realizado mejoramientos académico-pedagógicos y didácticos con la incorporación de Objetos Virtuales de Aprendizaje. Con el fin de que el estudiante tenga una preparación previa del material a utilizar y de los Procedimientos a seguir se incorporaron links a videos demostrativos donde se muestra paso a paso cada uno de los procedimientos que el estudiante debe realizar en la práctica presencial. Cada video cuenta con su respectivo formato de observación lo cual le facilitará la comprensión y el desarrollo de la práctica Se diseñó una simulación de microscopía en donde el estudiante puede manipular el microscopio de manera virtual y de esta manera realizar un entrenamiento previo al desarrollo de los laboratorios. El link donde está publicado el simulador: 2

3 ÍNDICE Pág. Práctica No. 1: Microscopía 4 Práctica No. 2: Célula: Crenación, Hemólisis, Plasmólisis y Turgencia 8 Práctica No. 3: Permeabilidad selectiva del eritrocito 12 Práctica No. 4: Tejidos vegetales y Aislamiento de cloroplastos. 17 Práctica No. 5: Acción de lisosomas. 20 Práctica No. 6: Mitosis y Meiosis. 24 Bibliografía 26 3

4 OBJETIVOS La guía de prácticas del curso de Biología Celular y Molecular tiene como objetivo dar herramientas al estudiante para comprender las interacciones bioquímicas, genéticas que se llevan a cabo en la célula y desarrollar su pensamiento científico y crítico respecto a las relaciones que se dan en la Biología celular y Molecular. INTRODUCCIÓN: El estudio de las ciencias biológicas siempre ha estado acompañado del uso del microscopio; su uso contribuyó en la formulación de la teoría celular. Hooke estudió las células de la superficie de una hoja, y las paredes celulares del corcho, consideradas por primera vez como unidad del organismo. Durtrochet escribió que todos los tejidos orgánicos estaban formados por células globulosas pequeñísimas de adhesión simple. Schleiden dijo: Todos los organismos están compuestos de células ; Virchow dijo: Donde haya una célula, debió haber antes una célula precursora. Los detalles microscópicos de la célula se hicieron evidentes al mejorar el diseño del microscopio, de tal manera que para el siglo XIX se lograron identificar casi todas las estructuras o componentes de la célula, las cuales actualmente pueden describirse con el uso de diferentes tipos de microscopios; sin embargo, el microscopio de luz es el más utilizado, permitiendo observar la estructura básica de la célula. Con el microscopio compuesto, se pudieron apreciar organismos vivos cuya existencia era desconocida para los primeros investigadores. Los microscopios están formados por tres sistemas fundamentales: 1) el sistema mecánico, que es 4

5 el sostén de los sistemas complementarios y que permite el ajuste del punto focal y las dioptrías; 2) el sistema óptico, que permite magnificar a diferentes grados la muestra observada y 3) el sistema de iluminación, que permite iluminar y concentrar los haces luminosos en el punto de interés, así como regular la intensidad de la iluminación. Esta guía de laboratorio de Biología Celular se incluyen experimentos y actividades básicos que por principio debe conocer el estudiante. La información contenida permite vincular los aspectos teóricos con las actividades prácticas propuestas. Aunque esta práctica cumple con las actividades propuestas, es importante que el estudiante profundice sobre algunos temas sugeridos. La biología celular y molecular es una disciplina básica apoyada en ciencias básicas y dan coherencias al entendimiento desde la biología, bioquímica y genética a los distintos fenómenos celulares. El estudio de las propiedades de la célula permite comprender el funcionamiento y la constitución de las estructuras y las interacciones celulares, las aplicaciones de este conocimiento a desarrollo de biotecnológicos. DESCRIPCIÓN DE LA ACTIVIDAD PRÁCTICA No. 1 5

6 MICROSCOPIA Introducción Teniendo en cuenta que el tema del estudio en este curso, ya sea la célula o los genes, requieren del desarrollo de instrumentos y tecnologías de apoyo entre ellas el uso del microscopio. Los microscopios permiten obtener la imagen aumentada del objeto. Objetivo Comprender el funcionamiento del microscopio y el procedimiento para su manipulación correcta Material que debe llevar al laboratorio Agua estancada, Papel milimetrado, Hilos de colores, Tela de cuadros 2 centímetros, Recorte de periódico con la letra asimétrica: Material que le será proporcionado en el Laboratorio Lamina con extendido coloreada, Microscopio, Aceite de inmersión, Papel de Arroz o de óptica, Alcohol isopropílico Láminas portaobjetos, Laminillas Procedimiento: 6

7 1. Realización de Montaje húmedo 1.1. Tome con un gotero una muestra de agua estancada Coloque la gota de agua estancada sobre una lámina porta-objeto 1.3. Tome una laminilla cubreobjetos, en posición oblicua, (45 grados) y apoyando una arista sobre la lámina al lado de la gota, déjela caer suavemente Retire el exceso de agua por los bordes usando papel absorbente 2. Manejo del microscopio 2.1. Encienda el microscopio 2.2. Coloque el objetivo de menor aumento 4X 2.3. Baje la platina completamente girando el tornillo macrométrico Tome la lámina con la preparación fíjese que esté completamente seca en la parte inferior 2.5. Coloque la lámina con la preparación de agua estancada sobre la platina sujetándola con las pinzas Procure que la preparación quede centrada, girando el tornillo para desplazamiento del carro móvil 2.7. Gire el tornillo macrométrico en sentido contrario a las agujas del relojpara subir la platina hasta el tope Debe hacerlo mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación. 7

8 2.9. Cierre o abra el diafragma hasta una posición intermedia, accionando su perilla en sentido contrario a las agujas del reloj para que la luz no sea ni muy brillante ni demasiado tenue Inicie la observación con el objetivo de 4X Mirando a través de los oculares, separe lentamente el objetivo de la preparación con el tornillo macrometrico en sentido de las agujas del reloj hasta ver la imagen Cuando se observe algo nítida la muestra, gire el tornillo micrométrico hasta obtener un enfoque fino Gire el revolver Coloque el objetivo de 10X Visualice con el objetivo de 10X y detalle las estructuras Gire el revólver y visualice con el objetivo de 40X enfoque con el tornillo micrométrico y detalle las estructuras Detalle como el campo se reduce y el alga y el protozoo se observan mejor. 3. Observación con el objetivo de inmersión 100X 3.1. Se utiliza para la observación de muestras fijadas, no para muestras frescas 3.2. Coloque el objetivo de inmersión de manera que el orificio de la platina quede entre el objetivo de 100X y el de 40X 3.3. Suba totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona que se va a visualizar y donde habrá que aplicar el aceite 3.4. Coloque una gota de aceite de inmersión sobre la preparación en el círculo de luz 3.5. Coloque una lámina coloreada sobre la platina 3.6. Ubique el objetivo de 100x 3.7. Suba la platina lentamente hasta que la lente toque la gota de aceite 3.8. Observe la imagen con aumento de 100X 3.9. En esta preparación se muestran los glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas coloreados con colorante de Wright 8

9 3.10. Limpie el objetivo de inmersión con un papel especial para óptica y alcohol isopropílico Deje el objetivo de menor aumento en posición de trabajo 4. Comprobación de los poderes o capacidades del microscopio óptico 4.1 Realice un montaje húmedo con la letra asimétrica y obsérvela al microscopio siguiendo los pasos anteriores. 4.2 Calcule el aumento del tamaño del objeto observado para cada objetivo del microscopio con el cual le correspondió trabajar. 4.3 Realice un montaje húmedo con una hebra de hilo y obsérvela al microscopio siguiendo los pasos anteriores. 5. Cálculo del diámetro del campo de visión 5.1 Realice un montaje húmedo con un centímetro cuadrado de papel milimetrado y obsérvelo al microscopio 5.2 Calcule el diámetro del campo de visión para un aumento de 4x en un cuadrado de 1 cm de lado de papel milimetrado. Cuestionario a. Qué organismos pueden observarse en la gota de agua estancada? b. Son todos de igual tamaño y forma? c. Se observan organismos móviles o estáticos? d.. Cómo se manifiesta el poder de aumento al observar la letra? e. Para las muestras de la letra, la hebra de hilo observadas determine: a. Cómo se manifiesta el poder de resolución?. Cómo se manifiesta el poder de aumento?. Cómo se manifiesta el poder de definición?. Cómo se manifiesta el poder de penetración o profundidad? f. Cuál es la utilidad del microscopio? g. En qué montaje se observó mejor el poder de penetración? h.. Calcule el diámetro del campo de visión para aumentos de 10X, 40X del mismo cuadrado de 1 cm de lado de papel milimetrado. 9

10 PRÁCTICA No. 2 CÉLULA: CRENACIÓN, HEMÓLISIS, PLASMÓLISIS Y TURGENCIA Introducción La membrana plasmática de las células vegetales y animales es muy permeable al agua, siendo pocas las sustancias que la atraviesan con igual facilidad, esto ocasiona que cuando exista entrada y salida de ella, la célula también se altere en su forma, ya que ésta, en parte está determinada por el estado de hidratación de los coloides celulares. Objetivo Observar los fenómenos de hipotonía, isotonía e hipertonía en células animales y vegetales. Material Microscopio compuesto. 6 portaobjetos y 6 cubreobjetos. Vasija con agua destilada. Pipeta Pasteur. Solución de NaCl al 0.6% Solución de NaCl al 0.9% Solución de NaCl al 1.2% Solución de NaCl al 10% No realice las preparaciones al mismo tiempo, para obtener resultados satisfactorios es muy importante que concluya con la observación de una muestra antes de preparar la siguiente. Células sanguíneas 1.- Empleando una lanceta estéril obtenga una gota de sangre, colóquela en un portaobjetos limpio y seco, ponga el cubreobjetos y realice la observación correspondiente al microscopio. 10

11 Nota 1. Evite cualquier tipo de contaminación de su muestra, por ejemplo con alcohol, agua, etc. Nota 2. Se recomienda usar en lugar de sangre humana, sangre de carnero con anticoagulante, mejorando el efecto visual de la osmolaridad en la célula. 2.- Repita el paso 1 pero ahora agregando a su muestra de sangre 2 gotas de agua destilada. 3.- Repita el paso 1, y adicione a la muestra 2 gotas de las siguientes soluciones: NaCl al 0.6% NaCl al 0.9% NaCl al 1.2% NaCl al 10% No realice las preparaciones al mismo tiempo. Para obtener resultados satisfactorios es muy importante que concluya con la observación de una muestra antes de preparar la siguiente. Células vegetales 1.- Seleccione una hoja de Elodea en buen estado y colóquela sobre un portaobjetos limpio y seco, y con el envés de la hoja hacia arriba. Adicione gotas de agua de su medio, suficientes para cubrir la hoja totalmente y ponga con cuidado el cubreobjetos. Realice las observaciones correspondientes al microscopio. 2.- Repita el paso 1, pero ahora agregando gotas de agua destilada. 3.- Repita el paso 1 y adicione a la muestra en lugar de agua, gotas de las siguientes soluciones: NaCl al 0.6% NaCl al 0.9% NaCl al 1.2% NaCl al 10% Presentación de resultados Elaborar los esquemas correspondientes para cada una de las preparaciones. 11

12 Cada esquema debe incluir: título, aumento y además señalar las distintas estructuras celulares que se observen. Anote en un cuadro los resultados de las soluciones hipotónicas, isotónicas e hipertónicas para los dos tipos de células. Cuestionario 1. Mencione las diferencias observadas entre el comportamiento de la célula vegetal y animal. Explique. 2. Describe lo que sucede en una célula cuando se coloca en un medio: a) hipotónico, b) isotónico, c) hipertónico. 3. Explique en qué consisten los fenómenos de ósmosis y de difusión. 4. Por qué los sueros fisiológicos que se aplican a pacientes intravenosamente deben ser isotónicos? 5. Por qué se recomienda usar sangre de carnero en lugar de la sangre humana? 12

13 PRÁCTICA No. 3 PERMEABILIDAD SELECTIVA DE LA MEMBRANA DEL ERITROCITO Introducción Cuando un eritrocito es colocado en una solución isotónica, que contiene moléculas que pueden atravesar la membrana, la molécula penetrante entra en la célula ocasionando que ésta estalle. Este estallamiento de los eritrocitos es llamado hemólisis y puede ser detectado por medio de un espectrofotómetro, que mide el cambio en la absorción de la luz, debido al paso de la hemoglobina hacia el exterior. Objetivo Visualizar y determinar el porcentaje de hemólisis en eritrocitos causada por diferentes moléculas. Material 4 vasos de precipitados de 100 ml. 6 vasos de precipitado de 250 ml. Una pipeta de 1 ml. 6 pipetas de 10 ml. Un agitador de vidrio. Una pizeta con agua destilada. Espectrofotómetros. Celdas para espectrofotómetro. Reactivos Solución de NaCl 0.17 M Solución de Glicerol 0.32 M 13

14 Solución de Metanol 0.32 M Solución de Butanol 0.32 M Solución de Oxalato de amonio 0.12 M Solución de Fructuosa 0.25 M Solución de Ácido cítrico 0.26 M Material biológico Sangre desfibrinada (10 ml) por grupo de trabajo. Nota. Se recomienda usar en lugar de sangre humana, sangre de carnero con anticoagulante. Procedimiento Preparar una solución STOCK de la siguiente manera: Coloque con una pipeta 5 ml de sangre desfibrinada en un vaso de precipitados, adicione 45 ml de solución isotónica de NaCl 0.17 M. Se agita levemente para homogenizar. Para preparar la solución al 100% de HEMOLISIS, coloque en un vaso de precipitados 0.5 ml de solución STOCK y agregue 3 ml de agua destilada; y luego adicione 26.5 ml de solución de NaCl 0.17 M. Agite. Para preparar la solución de 0% de HEMOLISIS, coloque en un vaso de precipitados 0.5 ml de solución STOCK y 29.5 ml de solución de NaCl 0.17 M. Se agita ligeramente. Para calibrar el espectrofotómetro primero ajuste a 0% de Transmitancia a una longitud de onda de 525 nm, y luego llene una celda con la solución de 100% de HEMOLISIS y calibre a 100% de 14

15 Transmitancia a la misma longitud de onda. Una vez calibrado el espectrofotómetro, se obtiene la lectura de Transmitancia para la solución de 0% de HEMOLISIS. Nota.- Los datos obtenidos servirán para realizar la curva estándar para Hemólisis de la sangre, graficando % de Transmitancia contra % de Hemólisis. *Posteriormente en un vaso de precipitados coloque 29.5 ml de una de las soluciones (Oxalato de amonio, Metanol, Fructosa, Butanol, Glicerol o Ácido cítrico), en seguida adicione 0.5 ml de solución STOCK, agitando suavemente y llenando una celda con la mezcla. Ponga la celda en el espectrofotómetro calibrando de antemano y tome las lecturas cada 60 segundos hasta los 5 minutos o bien hasta obtener una lectura de 100% de Transmitancia. Cuando haya terminado con la primera solución problema repita el último paso (*) utilizando las soluciones problemas restantes. Presentación de resultados Utilizando su curva estándar para Hemólisis, obtenga los valores equivalentes de hemólisis de cada una de las lecturas de Transmitancia de las soluciones problema. Para cada solución problema realice dos gráficas: a) % de Transmitancia contra % de Hemólisis. b) % de Hemólisis contra Tiempo, presentando los valores en forma de barras. 15

16 De acuerdo a tus resultados presenta el ordenamiento de las diferentes moléculas según su velocidad de penetración al interior de los eritrocitos. Cuestionario 1.- Describa en detalle la estructura de la membrana plasmática según el modelo actual. Esquematícelo. 2.- Explique las características que debe presentar una molécula para que pueda atravesar fácilmente la membrana plasmática. 3.- Con qué finalidad se usa sangre desfibrinada en los experimentos. 4.- Si hubiéramos utilizado sangre de otro animal mamífero, esperaríamos los mismos resultados?, explíquelo en función de la permeabilidad de la membrana. 16

17 PRÁCTICA No. 4 Tejidos vegetales: Aislamiento de cloroplastos intactos Introducción La célula es la unidad básica de la vida que contiene una amplia variedad de distintos tipos de orgánulos. Si se requiere estudiar la función particular de los cloroplastos u otro orgánulo resulta de gran valor poder aislar en estado puro el orgánulo que interesa. La separación de un orgánulo, por lo general se hace mediante la técnica de centrifugación diferencial, la cual depende del principio de que las partículas de tamaño diverso se desplazan hacia el fondo del tubo de centrifuga a diferentes velocidades cuando se les coloca en un campo centrífugo. Una suspensión de material de células rotas se somete al principio de la fuerza centrífuga muy baja durante un corto período de tiempo, de modo que solo los núcleos y las células íntegras se sedimentan formando un precipitado. Con fuerzas centrífugas cada vez mayores se pueden separar los cloroplastos y las mitocondrias en suspensión, luego los microsomas y para finalizar los ribosomas. Este último paso requiere de una ultracentrífuga, la cual genera velocidades que producen hasta veces la fuerza de la velocidad. Los cloroplastos cuando son aislados cuidadosamente son capaces de reducir el colorante 2,6-Diclorofenol-Indo fenol (DCPIP), lo cual debe ser medido espectrofotométricamente comparado con una muestra control. La reducción se debe a que capta los electrones en lugar del NADPox en la parte no cíclica de la fotosíntesis. 17

18 Objetivo ESCUELA DE CIENCIAS DE LA SALUD Ensayar un método de aislamiento de cloroplastos y observar su funcionamiento en condiciones óptimas y con SHOCK osmótico. Material Reactivos Lámpara con foco. Mortero y pistilo Pipeta de 10 ml. Pipeta de un ml. Vaso de precipitados de 100 ml. Tijeras. 6 tubos de ensaye 15mm X 150 mm. Gradilla. Embudo. Bolsa de hielo. Sobre de gasas. Papel milimétrico. Charola metálica. Pipeta Pasteur con goma. Cubeta con agua destilada. 3 espectrofotómetros. 6 celdas para espectrofotómetro. Una centrífuga clínica. 6 tubos para centrífuga. Solución de NaCl 0.35 M en Buffer de fosfatos 0.02 M, ph 8. Solución de DCPIP 0.3 mm. 18

19 Material biológico Hojas de espinacas o de acelgas ( 3 o 4 por equipo) Procedimiento l.- Enfrié con anticipación el mortero con hielo, agregue 20 ml de buffer salino frío y las partes verdes de sus hojas de espinacas. Tritúrelas durante 5 minutos como máximo y en seguida filtre el homogenizado a través de gasa doble previamente humedecida con 10 ml de buffer salino. ll.- El filtrado se distribuye de manera equitativa en dos tubos de ensaye y se centrifuga a 1000 rpm. Durante tres minutos (recuerde que los tubos deben tener la misma cantidad de líquido al centrifugar por lo que hay que agregarle solución buffer si es necesario para igualarlos), se obtienen dos fases: El sobrenadante: que contiene los cloroplastos en suspensión. El precipitado: que tiene células intactas y núcleos. El sobrenadante obtenido se coloca en tubos de ensaye fríos. Se desecha el precipitado. Se coloca de nuevo el sobrenadante en tubos de centrífuga y se centrifuga a 3000rpm durante 5 minutos. Al final de este tiempo se descarta el sobrenadante y el precipitado se suspende en buffer salino frío utilizando en total 2 ml por cada tubo. De esta manera se tiene preparada la suspensión de cloroplastos intactos. Para preparar la suspensión de cloroplastos con SHOCK osmótico se coloca en un tubo 1 ml de la suspensión de cloroplastos intactos y 4 ml de agua destilada. 19

20 III.- Envuelva 4 tubos de ensaye con papel aluminio, y después se preparan los tubos de la siguiente manera: Tubo ml de DCPIP 9.3 ml de buffer salino. 0.2 ml de la suspensión de los cloroplastos con SHOCK osmótico.tubo ml de DCPIP. 9.3 ml de buffer salino. 0.2 ml de la suspensión de cloroplastos intactos. Tubo 3 (ESTE TUBO NO EXPONE A LA LUZ.) 0.5 ml de DCPIP. 9.3 ml de buffer salino. 0.2 ml de la suspensión de cloroplastos intactos. Tubo 4 (TUBO BLANCO.) 0.5 ml de DCPIP. 9.5 ml de buffer salino. lv.- Antes de proceder a tomar las lecturas correspondientes debe agitar perfectamente bien todos los tubos. V.- Para calibrar el espectrofotómetro primero ajuste a 0% de absorbancia a una longitud de onda de 450 nm, luego llene una celda con el contenido del tubo No. 4 (TUBO BLANCO) y calibre a 0% de absorbancia a la misma longitud de onda. Una vez calibrado el espectrofotómetro obtenga las lecturas de absorbancia a 450 nm de los tubos 1, 2 y 3 al tiempo de 0 minutos de exposición a la luz. Enseguida exponga los tubos 1, 2 y 4 a la luz, colocándolos a una distancia aproximada de 15 cm del foco durante un minuto. Al término de este tiempo tápelos nuevamente con papel aluminio y proceda a realizar las lecturas de 20

21 absorbancia a 450 nm de los tubos 1, 2 y 3 en el espectrofotómetro ya calibrado como en el paso 4. V1.- Repita el paso V, cuatro veces más, es decir, los tubos son expuestos a la luz por un tiempo total de 5 minutos, en intervalos de un minuto de exposición. Presentación de resultados 1.- Presente una tabla con los datos experimentales obtenidos. 2.- Realice una gráfica de absorbancia (450 nm) contra tiempo de exposición a la luz. Cuestionario 1.- Explique porque durante el aislamiento de cloroplastos se trabaja a bajas temperaturas y además porque se utiliza una solución buffer salina. 2.- Analice en detalle los resultados obtenidos para cada tubo. 3.- Describir brevemente otra técnica para determinar fotosíntesis. 4.- Nombre la materia prima y los productos para cada fase de la fotosíntesis. 21

22 PRÁCTICA No. 5 Acción de lisosomas Introducción Las sustancias que penetran en la célula por fagocitosis o pinocitosis van a experimentar la acción de las enzimas digestivas intracelulares, contenidas en orgánulos llamados lisosomas. Estos orgánulos son corpúsculos esféricos que miden aproximadamente 0.5 micrómetros, están delimitados por una unidad de membrana y contienen enzimas hidrolíticas. Se han encontrado lisosomas en todas las células animales y vegetales. Los lisosomas promueven la digestión intracelular, tanto del material exógeno que penetra en la célula por pinocitosis, como también el material endógeno. Este último puede estar constituido por orgánulos degenerados o por productos de desasimilación del metabolismo celular. Objetivo Que el alumno observe la función de los lisosomas de manera análoga en ciliados. Material Microscopio compuesto Porta y cubreobjetos. Pipeta de un ml. Mechero de Bunsen 22

23 6 tubos de ensaye 15 x 150 mm. Gradilla. Pinzas Tela de asbesto. Tripie Recipiente para baño María. Pipeta Pasteur con goma. Termómetro. Hoja de papel aluminio. ESCUELA DE CIENCIAS DE LA SALUD Reactivos Solución de Rojo Congo al 0.4% Material biológico Cultivo de levaduras de pan. (30 ml.) Cultivo de ciliados (Paramecium spp.) por cada equipo. Procedimiento 1.- En tres tubos de ensaye, coloque en cada uno de ellos un mililitro del cultivo de levaduras. Un tubo se pone en el refrigerador durante 10 minutos. Otro se coloca en el baño María a 30ºC, y el último se tapa con papel aluminio y se pone en un baño María hirviendo durante 10 minutos. 2.- Al término de la exposición de cada temperatura, se coloca de inmediato en cada tubo 0.5 ml de rojo de Congo al 0.4%. Agite cada tubo y deje en reposo durante 5 minutos. Realice las observaciones al microscopio de cada uno de los tubos, poniendo atención al grado de tinción que se presenta. 23

24 3.- En base en sus observaciones seleccione el cultivo de levaduras para cumplir mejor el objetivo de su práctica. Coloque sobre un portaobjetos unas gotas del cultivo de levaduras con gotas del cultivo de ciliados. Observe al microscopio y realice un esquema inicial. Siga observando cuidadosamente hasta visualizar de manera análoga la función de los lisosomas en ciliados (cambio de color). Presentación de resultados Presentar los siguientes esquemas: a).- Cultivo de levaduras a 0-4 C b).- Cultivo de levaduras a 30 C c).- Cultivo de levaduras a 100 C d).- Esquema inicial del cultivo de ciliados con levaduras. e).- Esquema final del cultivo de ciliados con levaduras. Cuestionario 1.- Tomando en cuenta tus observaciones experimentales, Qué ocurre con las células de levadura dentro de los ciliados y porque? 2.- Discuta el mecanismo que ocurre al calentar las levaduras y al agregar el colorante. 3.- Realice en esquemas, el origen y las funciones de los diversos tipos de lisosomas. 24

25 PRÁCTICA No 6 Meiosis y Mitosis Objetivo Aprender a diferenciar los periodos del ciclo celular. Material Microscopio, Aceite de inmersión, Acetocarmín Metanol, Bisturí, micropreparados que ilustran los procesos de mitosis y meiosis Procedimiento 1. Con ayuda de una pinza retire la capa externa marronacea o rosácea y lave con abundante agua, esto se realiza para eliminar restos de sustancias con las que frecuentemente han sido tratadas para inhibir o retardar la germinación de las raicillas. 2. Llene un vaso de precipitados con agua y coloque un bulbo de cebolla sujeto con dos o tres palillos de manera que la parte inferior quede inmersa en el agua. 3. Póngalo a germinar a 25 C o a temperatura ambiente durante 3 días, al cabo de estos aparecerán numerosas raicillas en crecimiento de unos 3 o 4 cm. de longitud. 4. Revise diariamente y procure que la corona no se deseque para lo cual es necesario rellenar con agua cada 24 horas. 5. Cuando las raíces tengan entre 0.5 y 1 cm de longitud, realice cortes de raíz de aproximadamente 2 3 mm a partir del ápice. 6. Colóquelas en una lámina portaobjetos. Adiciona una gota del colorante acetocarmín. 7. Coloque el cubreobjetos con mucho cuidado sobre la raíz. Con ayuda de la punta de una lanceta, de unos golpecitos sobre el cubre objetos sin romperlo, de modo que la raíz quede extendida. 25

26 8. Use papel absorbente para retirar el exceso de colorante realice una suave presión, evitando que él cubre objetos resbale. Si la preparación está bien asentada no hay peligro de rotura por mucha presión que se realice. 9. Selle todos los bordes del cubre objetos con esmalte transparente, para evitar que se seque y de esta manera conservar la preparación durante varios días. 10. Coloque la preparación al microscopio e inicie la observación con el objetivo de 10x e identifique las células. 11. Cambie al objetivo de 40X para detallar las células. Observe los núcleos y cromosomas en color rosáceo morado. 12. Ubique el objetivo de 100 x y escriba sus observaciones anotando las diferencias en cada uno de los aumentos mencionados. 13. Trate de observar detenidamente las preparaciones y distinga células en interfase y células en división y dentro de estas, las diferentes etapas de la mitosis. Presentación de resultados Realice dibujos de todas las fases observadas. Cuestionario a. Qué etapas de la meiosis y mitosis observo? b. Qué proceso se está desarrollando en las etapas observadas? c. Qué tipo de células se están observando? d. Cuántos cromosomas poseen las células en mitosis? e. Cuántos cromosomas poseen las células en meiosis? 26

27 FUENTES DE APOYO DOCUMENTAL. Pérez Avila, J., Valenciaga Rodríguez, J. L., Acosta, A., Nicolau Mena, O., Turcios Tristá, S. E. & Navaroli Fernández, F. (2012). MECANISMOS DE ACCIÓN HORMONAL A TRAVÉS DE RECEPTORES UBICADOS EN LA MEMBRANA CELULAR.. Retrieved 11/27, 2013, from Bruce, A., Lewis J., Raff, M., Roberts K.& Walter P. (2004). Biología Molecular De La Celula. Editorial Omega. 4 Edición Campbell, Neil A., Reece Jane B. (2007). Biología. España:Ed. Médica Panamericana. Curtis, H. (2009). Biología Educación Media. Editorial Panamericana.. De Robertis, E., Hib, J. &Ponzio, R. (2009).Biología Celular y Molecular. Buenos Aires. Ed. El Ateneo. Freeman, Scott. (2009). Biología. Pearson Ediciones. 3 edición Pierce B.A Genética: Un enfoque conceptual. México. Editorial Médica Panamericana. Wayne N. Becker, Lewis J. Kleinsmith Y Jeff Hardin. (2006). El Mundo De La Célula. Pearson Educación. 6 edición 27