TEMA 19. Infecciones del tracto respiratorio superior

Transcripción

1 TEMA 19 Infecciones del tracto respiratorio superior

2 Tema 19. Infecciones del tracto respiratorio superior 1. Anatomía del tracto respiratorio 2. Mecanismos inespecíficos de defensa del tracto respiratorio 3. Microbiota normal del tracto respiratorio superior 4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas 5. Recolección y transporte de muestras 5.1. Hisopado faríngeo 5.2. Hisopado nasofaríngeo 6. Examen directo de las muestras 6.1. Métodos que no incluyen cultivo para la detección de Streptococcus pyogenes 7. Cultivo de las muestras

3 1. Anatomía del tracto respiratorio

4 2. Mecanismos inespecíficos de defensa del tracto respiratorio Mecanismos que impiden que microorganismos u objetos extraños entren en los bronquios y lleguen a pulmones Pelos Pasaje contorneado Mucus (tapiza los cornetes nasales) IgA secretora Compuestos antibacterianos presentes en secreciones (lisozima) Cilios y mucosa que recubren la tráquea Reflejos (tos, estornudo, deglución) Macrófagos alveolares (fagocitan partículas que escapan) Microbiota normal orofaríngea y nasofaríngea (previene colonización patógenos)

5 3. Microbiota normal del tracto respiratorio superior Algunos de los siguientes microorganismos pueden, en circunstancias especiales, provocar infecciones del tracto respiratorio Nariz Staphylococcus aureus Streptococcus pneumoniae S. epidermidis Haemophilus influenzae Corynebacterium Amígdalas y adenoides Staphylococcus aureus Lactobacillus Corynebacterium Haemophilus Peptostreptococcus Bacteroides Streptococcus Propionibacterium Branhamella Eikenella Fusobacterium

6 3. Microbiota normal del tracto respiratorio Faringe Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis Streptococcus salivarius Streptococcus mitis Streptococcus pneumoniae Haemophilus influenzae H. parainfluenzae Neisseria Mycoplasma Corynebacterium Bacteroides Peptostreptococcus Candida albicans Branhamella Eikenella Fusobacterium Veilonella

7 4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas Los microorganismos que causan infecciones del TRS deben: entrar en contacto con el epitelio de la mucosa adherirse - la mayoría transportados por aerosoles - generalmente, por condiciones de hacinamiento o falta de higiene - algunos pertenecen a microbiota normal multiplicarse Posible aislar gran número de especies de bacterias y hongos a partir de muestras de tracto respiratorio superior Muy pocos microorganismos pueden provocan verdadera patología

8 4. Agentes etiológicos de infecciones nasofaríngeas y orofaríngeas Streptococcus pyogenes bacteria más aislada estreptococo β-hemolítico del grupo A responsable de la faringitis estreptocócica con frecuencia causa infecciones supurativas (piogénicas) de senos y oído medio Otros estreptococos (poco frecuente) pueden producir también faringitis estreptocócica El laboratorio debe investigar sólo S. pyogenes Otros patógenos causantes de infecciones del TRS

9 Faringoamigdalitis Faringitis

10 5. Recolección y transporte de muestras 5.1. Hisopado faríngeo Hisopos de algodón, Dacrón o alginato cálcico (adecuados para recuperar la mayoría de microorganismos) Obtener la muestra con ayuda de un depresor Se rota el hisopo sobre la superficie elegida

11 5.1. Hisopado faríngeo Si el hisopo permanece húmedo no necesario medio de transporte si se cultiva en 4 horas (para detectar S. pyogenes puede permanecer seco 48 a 72 horas) después de 4 horas utilizar medio de transporte (Stuart, Amies, Cary-Blair) Muestra para detectar Bordetella pertussis toser sobre placa de medio de cultivo mejor muestra: aspirado de secreciones nasofaríngeas con catéter con tetina de goma o plástico idealmente sembrar al lado de la cama del paciente si no es posible sembrar, transportar en medio adecuado (máximo 2 horas) para PCR utilizar hisopo de Dacrón (colocarlo en tubo con 0,5 ml de solución fisiológica)

12 5.2. Hisopado nasofaríngeo Se utiliza hisopo flexible Más recomendable que hisopado faríngeo para recuperar especies de Neisseria, virus respiratorio sincitial y virus parainfluenza entre otros

13 6. Examen directo de las muestras Tinción de Gram no válida para el diagnóstico excepto para detección de: levaduras formas características fusiformes de Angina de Vincent Identificación de Bordetella pertussis más recomendable por PCR que por inmunofluorescencia directa (poco específica) Identificación de hongos (incluidas levaduras): KOH al 10%, calcoflúor Disponibles diversos métodos mediante inmunofluorescencia y ELISA para detección de muchos virus implicados en infecciones del TRS

14 6.1. Métodos que no incluyen cultivo para la detección de Streptococcus pyogenes Más de 40 productos disponibles (Stretex, Directogen, Detect-A-Strep) para detectar antígenos de los estreptococos del grupo A en apenas 10 minutos Utilizan aglutinación de partículas de látex enzimoinmunoensayo sondas genéticas Los hisopos de Dacrón parecen ser los más eficientes Se recomienda cultivar las muestras negativas de las pruebas directas para estreptococos del grupo A (no existe fiabilidad del 100%)

15 7. Cultivo de las muestras Agar sangre (la mayoría de los estreptococos del grupo A son β-hemolíticos, < 1% no lo son) adicionando disco con 0,04 unidades de bacitracina sobre agar sangre se puede hacer identificación presuntiva de S. pyogenes (todos los estreptococos del grupo A son sensibles) Agar selectivo para estreptococos (identificación de S. pyogenes) Estreptococo β-hemolítico Agar inclinado de Loeffler y agar sangre con telurito (identificación de Corynebacterium diphtheriae) Agar sangre con disco de bacitracina Agar inclinado de Loeffler Agar sangre con telurito

16 7. Cultivo de las muestras Agar Regan-Lowe Agar Regan-Lowe o agar sangre de caballo-carbón para identificación de Bordetella pertussis Agar Thayer-Martin, agar Martin-Lewis o agar NYC para identificación de Neisseria Agar chocolate para identificación de Haemophilus Agar Thayer-Martin Agar sangre de caballo-carbón Agar NYC Agar Martin-Lewis Agar chocolate