Palabras claves: Diagnostico Helicobacteriosis Tratamiento.

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1 REDVET - Revista electrónica de Veterinaria - ISSN Actualización sobre helicobacteriosis en animales. Parte 3. Diagnostico y tratamiento - Update about helicobacteriosis in animals. Part 3. Diagnosis and treatment Cardona Álvarez, José A. MVZ, Esp, MSc.: Universidad de Córdoba, Departamento de Ciencias Pecuarias, Profesor de Medicina y Clínica de Grandes Animales, Grupo de Investigaciones en Medicina de Grandes Animales (MEGA). Montería, Colombia. Vargas Viloria, Marlene. MVZ, MSc, PhD.: Universidad Federal de Viçosa, Departamento de Medicina Veterinaria, Profesora de Patología, Viçosa, Brasil. Perdomo Ayola, Sandra. MVZ.: Universidad de Córdoba, Departamento de Ciencias Pecuarias, Laboratorio de Patología, Montería, Colombia. RESUMEN Hoy en día la obtención y el análisis de muestras para hacer un seguimiento de los problemas gastrointestinales crónicos es limitado y pocas veces se llega a un diagnostico definitivo y por ende los tratamientos que se utilizan solo son para el manejo sintomático del paciente sin determinar cuál es la verdadera causa, trayendo como consecuencia una alta resistencia a alguno de los antibióticos que inicialmente se utilizaban. En la actualidad, una de las principales dificultades en el manejo de la infección por Helicobacter sp., es la falla en la erradicación con esquemas considerados de primera línea, por desconocer los métodos diagnósticos indicados para detectar la bacteria. Las principales manifestaciones clínicas de infección por Helicobacter spp., descritas en humanos y animales incluyen gastritis y vómitos, el acercamiento al diagnóstico se basa en descartar causas tóxicas, parasitarias, dietéticas, metabólicas, enfermedades infecciosas y causas no gástricas. En el diagnóstico e identificación se emplea técnicas Invasivas y no invasivas. Dentro de las primeras se cuenta, con una especifidad buena pero la sensibilidad se ve un poco afectada por la difusa ubicación de la bacteria a nivel gástrico o extragástrico. Los métodos no invasivos son principalmente bioquímicos, como la prueba de la urea en el aliento con Carbono 13 o 14, donde la sensibilidad es buena pero la especifidad en ocasiones se ve afectada, obteniéndose falsos negativos. Palabras claves: Diagnostico Helicobacteriosis Tratamiento. 1

2 ABSTRACT Today the collection and analysis of samples for monitoring of chronic gastrointestinal problems is limited and rarely reaches a definitive diagnosis and therefore treatments are only used for the symptomatic management of the patient without determining what the true cause, consequently resulting in a high resistance to any of the antibiotics used initially. Currently, one of the main difficulties in the management of Helicobacter infection sp., Is the failure to eradicate with schemes considered first-line, by ignoring the specified diagnostic methods to detect the bacteria. The main clinical manifestations of infection with Helicobacter spp., Described in humans and animals include gastritis and vomiting, the approach to the diagnosis is based on discarding toxic causes, parasitic, dietary, metabolic, infectious and non-gastric causes. In the diagnosis and identification used invasive and noninvasive techniques. Within the first counts, with a good specificity but the sensitivity is slightly affected by the location of the bacteria diffuse at extra-gastric or stomach. Noninvasive methods are mainly biochemical test as the urea breath with Carbon 13 or 14 wherein the sensitivity is good but sometimes specificity is affected to yield false negatives. Keywords: Diagnosis helicobacteriosis Treatment INTRODUCCIÓN El Helicobacter spp., es el principal factor etiológico para el desarrollo de enfermedades gástricas como la gastritis crónica, la úlcera péptica, el adenocarcinoma gástrico y enfermedades extra-gástricas como hepatitis, cáncer hepático, colitis y se estima que infecta a casi la mitad de la población mundial. Por tal motivo, numerosos grupos de investigación han enfocado sus estudios en el desarrollo de técnicas diagnósticas cada vez más eficaces para detectar la presencia de este microorganismo. Las técnicas empleadas para el diagnóstico de Helicobacter spp., se pueden dividir en 2 grupos: técnicas invasivas (prueba rápida de la ureasa, tinciones histológicas, cultivo y la reacción en cadena de la polimerasa) y técnicas no invasivas (la prueba del aliento, serología y detección de antígenos en heces fecales) (BERMUDEZ y col, 2009). Las técnicas invasivas son muy útiles porque permiten detectar directamente la bacteria y, por tanto, son altamente específicas, pero su sensibilidad está 2

3 muchas veces comprometida por la heterogénea distribución de la bacteria en el estómago, lo que conlleva obtener falsos negativos. Por otra parte, las técnicas no invasivas poseen buena sensibilidad, pero es la especificidad la que resulta en ocasiones comprometida, en algunas de ellas se obtienen falsos positivos (BERMUDEZ y col, 2009). La apariencia endoscópica del estómago de animales con infección por Helicobacter spp. Se caracteriza principalmente por abundante mucus y zonas de marcada hiperemia (SIMPSON y col, 1999). Un estudio reciente determinó que H. pylori puede adoptar la misma morfología que H. heilmannii bajo condiciones variables de cultivo y sugiere que su diagnóstico utilizando únicamente criterios morfológicos, no es específico para diferenciar las dos especies bacterianas (FAWCETT y col, 1999). Tabla 2. Métodos para el diagnostico de la infección por Helicobacter spp. Invasivos Examen Histopatológico Test de Ureasa Cultivo de bacterias gástricas Reacción en cadena de la polimerasa No invasivos Activos Prueba de aliento con urea marcada Antígeno de Helicobacter pylori en materia fecal Pasivos Serología Fuente: BERMÚDEZ y col. (2009). TÉCNICAS INVASIVAS Examen histopatológico. Las muestras de tejido gástrico se fijan en formalina, se procesan rutinariamente y se tiñen, ya sea con hematoxilinaeosina o tinción modificada de Giemsa. Sin embargo, tinciones de plata (Whartin-Starry), son más sensibles, siendo capaces de detectar un menor número de bacterias al hacerlas fácilmente distinguibles (KUSTERS y KUIPERS, 1998). 3

4 Estos métodos han mostrado ser sensibles (90%) y específicos (95%) para la identificación de H. pylori, especialmente en glándulas y células parietales, donde la bacteria aparece como espirales negros sobre un fondo de luz café (SIMPSON y BURROWS, 1999). La histología proporciona información relacionada con la localización de la bacteria, la severidad de la hepatitis, cáncer hepático, gastritis (grado de infiltración de células polimorfonucleares y degeneración celular) y la posible presencia de alteraciones premalignas, tales como la metaplasia intestinal o displasia de la mucosa gástrica (MAJALCA y col, 2001). Por otra parte, existen algunos factores específicos que disminuyen su sensibilidad, como son: la baja densidad de microorganismos y la desigual distribución de la bacteria en el estómago; esto último afecta por igual a todos los métodos directos de detección y, por tanto, se recomienda tomar varias biopsias para aumentar la sensibilidad de la técnica en cuestión que se esté empleando (FAWCETT y col, 2004). Test de Ureasa. Es una técnica cualitativa que determina la actividad de la enzima ureasa en una pequeña muestra de mucosa gástrica, dicha prueba es universalmente empleada para detectar la presencia de este microorganismo. Se realiza colocando la pieza de biopsia en un tubo con urea que además contiene un indicador de cambio de ph. Si la muestra presenta actividad ureásica, se hidroliza la urea y se forman iones de amonio, los cuales aumentan el ph de la solución, produciendo el cambio de color (BERMUDEZ y col, 2009), de naranja-amarillo a rosa fucsia este cambio es considerado una reacción positiva, indicando la presencia de ureasa en la muestra inoculada (Cardona y col, 2009). Para determinar la carga bacteriana que presenta los animales, se utilizan parámetros adaptados descritos por OTTO y col. (1994), donde una reacción positiva al test de ureasa en un tiempo superior a 24 horas es considerada negativa, una reacción positiva en un periodo de tiempo comprendido entre 4 a 24 horas es considerada como una carga de Helicobacterias leve, una reacción entre 2 a 4 horas, como una carga moderada y reacciones menores a 2 horas, como una carga bacteriana marcada o alta. Entre los primeros juegos comerciales que se desarrollaron basados en esta técnica se encuentran CLO test y PyloriTek, con los que se han obtenido muy buenos resultados en el diagnóstico de la infección (MEGRAUD y LEHOURS, 2007). 4

5 En la actualidad existen otros juegos comerciales como GUT test y el MIU test (motility indole urease test). Para el GUT test se ha reportado 100 % de especificidad y una sensibilidad del 95,3 % a los 60 min de incubación de la muestra (VAN y col, 2006). Por otra parte, con el juego comercial MIU se reportó mayor sensibilidad que con el juego CLO, cuando se evaluó una sola muestra gástrica (KUMALA, 2006). Sin embargo, recientemente se demostró que al aumentar el número de muestras gástricas a 4, el juego CLO test incrementa notablemente su sensibilidad (SIDDIQUE y col, 2008). La especificidad de esta prueba de la ureasa es alta por las siguientes razones fundamentales: el número de bacterias diferentes de H. pylori en la cavidad gástrica es muy escaso y los análisis se realizan a temperatura ambiente, lo cual limita la posible proliferación de otras bacterias durante la realización de la prueba (LAINE y col, 1997). Por su sencillez, rapidez y bajo costo, se considera como una técnica de elección para el diagnóstico inicial de la infección por H. pylori en aquellos pacientes que se someten a endoscopia (MEGRAUD, 2005). Sin embargo, la sensibilidad de la prueba se ve afectada en los pacientes que han recibido tratamiento con antibióticos (tratamiento no erradicador) y en los pacientes tratados con fármacos inhibidores de la bomba de protones (HABIBULLAH y col, 2005). Pueden presentarse resultados falsos positivos por la presencia de otros microorganismos productores de ureasa (Klebsiella, Proteus, Yersinia, etc.) (HAPPONEN y col, 1996). Cultivo de bacterias gástricas. no es recomendado como método de rutina, debido a que su crecimiento depende de muchos factores como la experiencia del laboratorista, manipulación rápida y apropiada de la muestra, medio de cultivo adecuado y fresco, así como ambiente de incubación microaerofílico (CARDONA y col, 2009). Este microorganismo requiere una atmósfera microaerofilica, alta humedad, temperatura de C y un tiempo de incubación de 5 a 10 dias. (VAN y col, 1996). La identificación del microorganismo se hace a través de su morfología colonial, tinción de Gram y características bioquímicas (catalasa, oxidasa y ureasa positivas). La especificidad y sensibilidad de esta prueba es del 90% y 95% respectivamente. H. pylori es una bacteria difícil de cultivar y este método es prolongado y costoso. Incluso en laboratorios competentes hay una considerable incidencia de fallas en la recuperación del microorganismo. Sin embargo, este método es indispensable para determinar la susceptibilidad antimicrobiana de la bacteria, y para la extracción de ADN para el uso de técnicas moleculares (RAUTELIN y col, 2003). 5

6 Reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Mediante la técnica de PCR es posible detectar el ácido desoxirribonucleico (ADN) de Helicobacter spp., en concentraciones mínimas, a partir de biopsias gástricas (BROOKS y col, 2004), para lo cual se utilizan diferentes iniciadores de secuencias (cebadores) para amplificar varios genes como: el gen urea que codifica para la subunidad A de la enzima ureasa (FAWCETT y col, 2004), el gen glmm que codifica para una fosfoglucosamina mutasa y secuencias altamente conservadas del gen que codifica para el ácido ribonucleico de la subunidad 16S del ribosoma (ARNr 16S) (YAKOOB y col, 2006). De todos los genes, el gen glmm ha sido el más empleado para el diagnóstico de H. pylori, y se reportan muy buenos valores de sensibilidad y especificidad con su uso (LU y col, 1999). La secuencia genómica 16S rarn es muy similar entre H. felis, H. bizzozeronnii, H. salomonis y H. heilmannii; por tanto, este método no es adecuado para diferenciar entre especies (HAPPONEN, 1999) y no se usa rutinariamente en medicina veterinaria. Sin embargo la mayoría de los métodos basados en esta técnica tienen 100 % de sensibilidad, también varios estudios sugieren que la PCR es tan válida como el cultivo para confirmar la erradicación del microorganismo y para detectar los fallos de las múltiples terapias empleadas en la erradicación de este patógeno (LOTTSPEICH y col, 2007). La PCR también permite detectar los genes de factores de patogenia específicos de H. pylori como CagA y VacA.42 Es, además, un método rápido y aplicable a diferentes tipos de muestras (FAWCETT y col, 2004). Su principal inconveniente lo constituye la presencia en la muestra de restos de tejido gástrico, lípidos u otros componentes que inhiben la reacción de la PCR y que por tanto favorecen la obtención de falsos negativos. Al igual que para el cultivo y la histología, la sensibilidad de la PCR se ve afectada por la desigual colonización de la mucosa gástrica por H. pylori (BERMUDEZ y col, 2009). TÉCNICAS NO INVASIVAS Prueba de aliento. Utilizan isótopos C 13 (no radioactivo) y C 14 (radioactivo), es fácil de realizar, segura, de alta sensibilidad (95%) y especificidad (100%) en humanos (RAUTELIN y col, 2003). La prueba de urea en aliento, implica la recolección de una muestra de aliento antes y otra, 30 minutos después de beber una solución con isótopos C 13 o C 14. Si H. pylori está presente, su enzima ureasa hidrolizará la urea en CO 2 13 o 14 y bicarbonato que finalmente será excretado en el aliento y el carbono presente 6

7 en el aliento espirado se detecta en un espectrofotómetro de masas (C 13 ) o contador de centelleo (C 14 ) (RAUTELIN y col, 2003). Pueden presentarse resultados falsos negativos si la prueba se hace dentro de la semana siguiente de haber tomado inhibidores de la bomba de protones, antibióticos y sales de bismuto, o después de una cirugía gástrica (RAUTELIN y col, 2003). La prueba de urea en el aliento es la opción para confirmar la erradicación de H. pylori y ésta debe hacerse como mínimo un mes después de terminado el tratamiento (RAUTELIN y col, 2003). La prueba no radioactiva con C13 no presenta contraindicaciones para su uso, ni límites al número de pruebas que pueden aplicarse a cualquier individuo (RAUTELIN y col, 2003). Antígeno de Helicobacter spp., en materia fecal. La prueba del PCR fecal es una prueba útil en el diagnóstico de infecciones con Helicobacter spp., al ser una prueba simple, no invasiva, de alta sensibilidad y especificidad, podría ser utilizada como prueba de rutina ( screening test ) para el diagnóstico de esta infección (RAUTELIN y col, 2003). Es una prueba simple y fácil de hacer, se tiene un resultado relativamente rápido, y la muestra puede tomarla el mismo paciente, entre otras características a su favor (VAKIL y col, 2000). La detección de antígenos de Helicobacter spp., en materia fecal es una prueba enzimática (usualmente un Elisa) que identifica antígenos (MAKRISTATHIS y col, 1998). La prueba se basa en el hecho de que el jugo y la mucosa gástrica se eliminan constantemente por el intestino y que ahí, en caso de estar infectado por Helicobacter pylori, también se eliminan bacterias (GISBERT y col, 2005). Desde el punto de vista de la utilidad clínica, la búsqueda de antígenos de Helicobacter spp., en materia fecal se utiliza en las mismas situaciones que la prueba de aliento con 13C-urea, esto es como prueba de diagnostico en pacientes con sospecha de estar infectados, en la evaluación del tratamiento de erradicación y como prueba tamiz en estudios epidemiológicos (CAMPUZANO- MAYA, 2007). Recientemente, GISBERT y PAJARES (2005), encontraron una sensibilidad de 91%, una especificidad del 93%, es una buena opción cuando no está disponible la prueba de aliento con 13 Curea en el medio (MALFERTHEINER y col, 2004). 7

8 Con relación a la utilidad clínica de la búsqueda de antígenos de Helicobacter pylori en materia fecal para evaluar el tratamiento de erradicación, 4 a 8 semanas o mas después de haber concluido el tratamiento, GISBERT y PAJARES (2005), encontraron que la prueba tiene una sensibilidad de 86%, una especificidad de 92%. Limitaciones de los antígenos de Helicobacter pylori en materia fecal. La búsqueda de antígenos de Helicobacter pylori en materia fecal, como cualquier otra prueba de laboratorio, no está exenta de resultados falsos positivos y resultados falsos negativos, que el laboratorio clínico y el médico deben conocer. Resultados falsos positivos. Las causas que con mayor frecuencia se asocian con resultados falsos positivos son las reacciones cruzadas con otras bacterias intestinales que comparten antígenos comunes con Helicobacter pylori (TAYLOR y col, 1999). Resultados falsos negativos. Las causas que con mayor frecuencia se asocian con resultados falsos negativos son la falla técnica, o no ha sido conservada adecuadamente, situaciones que técnicamente pueden ser difíciles de controlar teniendo en cuenta el tipo de muestra (YEE y col, 2002). Reducción de la carga bacteriana, en el estomago o en la materia fecal, a niveles no detectables por la prueba (GISBERT y col, 2005), ya que los inhibidores de bomba de protones son responsables de resultados falsos negativos entre el 15% y el 25%, y el bismuto entre el 10% y 15%, negativización que desaparece después de dos semanas de descontinuada la droga (BRAVO y col, 1999). Serología. Actualmente existe una prueba serológica para la infección por Helicobacter gástricos en humanos, mas no existe prueba similar válida para perros, gatos y equinos (WILLARD, 2000). La detección de anticuerpos IgG contra H. pylori es realizada por el método de ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay), la respuesta inmunológica que induce la infección por Helicobacter pylori es similar a la observada con otras bacterias: aproximadamente a los 14 días se detectan anticuerpos tipo IgM y a los 21 días anticuerpos tipo IgG; los anticuerpos IgM desaparecen dentro de los tres primeros meses de haber sido infectado, cuando se establece la fase crónica de la infección, es caracterizada por la presencia de anticuerpos IgG (SUERBAUM y MICHETTI, 2002). 8

9 Ante todo, es importante resaltar que la presencia de anticuerpos contra Helicobacter pylori no necesariamente indica que se está frente a una infección por Helicobacter pylori, con la serología positiva se tienen tres posibles interpretaciones: que el paciente está infectado al momento de hacer la prueba (positivos verdaderos) (CROWE, 2005), que el paciente estuvo infectado en el pasado pero en el momento de la prueba ya no está infectado (falsos positivos), (WEAVER, 1995) y que la prueba detecte anticuerpos cruzados no específicos para Helicobacter pylori (falsos positivos) (RICCI y col, 2007). En los dos últimos casos si la serología se utiliza como prueba única en el diagnóstico, el paciente podría recibir un diagnóstico incorrecto y en consecuencia un tratamiento innecesario (McNULTY y col, 2006). A pesar de lo anterior, el Consenso de Maastricht III ha rescatado la utilidad de la serología en el diagnóstico de la infección por Helicobacter pylori en casos especiales, en particular cuando las otras pruebas pueden dar resultados falsos negativos (MALFERTHEINER, 2007), como puede suceder en pacientes con úlcera péptica sangrante (MAHACHAI y col, 2002), gastritis atrófica, linfoma gástrico tipo MALT (LEHOUR y col, 2003), cáncer gástrico (KLAAMAS y col, 1996) baja densidad de bacterias (menos de UFC/mL [72]) y en pacientes con antecedentes recientes o que en el momento en que se requiera definir con relativa urgencia el estatus de Helicobacter pylori estén tomando antibióticos o inhibidores de la bomba de protones, debido a que la serología no se afecta en estos casos (GATTA y col, 2004). TRATAMIENTO Los protocolos de tratamiento en perros y gatos se han basado en los que han resultado efectivos contra H. pylori en humanos, pero algunos de estos regímenes causan sólo supresión transitoria en vez de erradicación de la bacteria en animales (KIGNEL y col, 2005). Es importante aclarar que no se han realizado estudios acerca de la terapéutica de otros animales con diagnóstico positivo a Helicobacter spp. Uno de los protocolos más utilizado en humanos es la combinación de amoxicilina, metronidazol y Subcitrato de bismuto (AMB), que ha sido evaluado en perros, logrando la erradicación en la mayoría de caninos tratados; en los que no se erradicó, se utilizó tetraciclina y omeprazol (TO), con lo cual se eliminó esta bacteria (HAPPONEN y col, 2000). Se informa que los signos gastrointestinales superiores disminuyen significativamente con ambas terapias, pero no totalmente. Al utilizar tratamientos complementarios como tylosina, cimetidina, sucralfato, 9

10 prednisolona o cisaprida se disminuyen aún más los signos clínicos (HAPPONEN y col, 2000). En humanos los signos clínicos y la inflamación inducida por la infección de H. pylori desaparecen después de la erradicación de esta bacteria (HAPPONEN, 1999). La efectividad del protocolo AMB y TO se debe a la citoprotección del Subcitrato de bismuto y al bloqueo ácido logrado por el omeprazol. La duración de 10 días con AMB es suficiente para generar erradicación del microorganismo (HAPPONEN y col, 2000). La resistencia al metronidazol puede explicar la falla en la erradicación en ciertos casos, la cual está ampliamente registrada en tratamientos contra H. pylori, y puede ocurrir también en la helicobacteriosis canina y felina. La tylosina y el sucralfato inducen una disminución del número de Helicobacter spp, pero no la erradicación (HAPPONEN y col, 2000). Un protocolo de amoxicilina (20 mg/kg PO BID), metronidazol (20 mg/kg PO BID) y famotidina (0.5 mg/kg PO BID) (AMF) durante 14 días, también ha sido evaluado en perros y gatos, en los que se presentan reinfecciones desde los 4 a 28 días pos tratamiento (SIMPSON, 1999). La secreción ácida, gastrina plasmática y la inflamación de la mucosa no fueron afectadas por la supresión transitoria de la bacteria con el protocolo AMF. Estos hallazgos sugieren que la función secretora en perros no se altera significativamente por la infección de Helicobacter spp y el tratamiento con este protocolo causa supresión transitoria en vez de erradicación del microorganismo en perros (SIMPSON, 1999). Los perros que han sido tratados pueden volver a ser positivos, debido a una reinfección o por una recrudescencia causada por una disminución del número de la bacteria por el tratamiento médico y no la eliminación total (GÓMEZ y OROZCO, 2006). En varios estudios se ha registrado recurrencia de la infección en periodos inferiores a tres años después del tratamiento de erradicación. Otra gran diferencia con los humanos es que se puede detectar gastritis moderada en las biopsias subsiguientes a la erradicación (GÓMEZ y OROZCO, 2006). Es importante anotar que no existen datos sobre el tiempo de duración de esta inflamación gástrica después de la erradicación de la bacteria en perros (Happonen, 1999). La combinación óptima de medicamentos para el tratamiento de H. pylori aún está en investigación. A la fecha no existe terapia 10

11 100% efectiva contra H. pylori, como tampoco se ha establecido el protocolo más efectivo (GÓMEZ y OROZCO, 2006). Los regímenes van desde los tres hasta los 14 días de tratamiento con porcentajes de eliminación de la bacteria muy variados. Actualmente se utiliza una combinación de inhibidores de la bomba de protones o antagonistas de los receptores H2, con dos o tres antibióticos como amoxicilina, azitromicina, metronidazol o claritromicina. Cada uno de los diferentes protocolos tiene porcentajes variables de erradicación (CHAHINE, 2001). En humanos actualmente el protocolo de primera elección es la combinación de omeprazol, amoxicilina y metronidazol o el tinidazol o claritromicina. Si esta triple terapia falla, la segunda opción es la asociación de omeprazol, subcitrato de bismuto, metronidazol y tetraciclina o amoxicilina. En un futuro vale la pena evaluar la efectividad de erradicación de estos protocolos en caninos (HAPPONEN, 2000). Se ha indicado que H. felis es sensible a cefalotina, ácido nalidíxico, amoxicilina, ciprofloxacina, tetraciclina y eritromicina y resistente al metronidazol (ANDERSEN y col, 1999). Nuevos ensayos con moléculas antibióticas como la 7 alfa-metoxi-cephem y 7 alfametoxi-oxacephem han demostrado tener actividad de erradicación contra H. felis en ratones, debido a que no son absorbidos después de la administración oral, lo que le permite actuar directamente sobre las bacterias y permanecer por más tiempo en la cavidad gástrica (KOBAYASHI y col, 2000). Recientemente se ha informado que el uso de la lactoferrina recombinante humana para el tratamiento de H. felis en ratones de laboratorio ha tenido muy buenos resultados. Su uso durante dos semanas es suficiente para disminuir la gastritis inducida, la infección y los cambios de la superficie gástrica inducida por este patógeno (DIAL y col, 2000). Se han realizado comparaciones de protocolos de lactoferrina en combinación con amoxicilina y el AMB, sin ninguna diferencia en las tasas de infección. Es necesario continuar la investigación con este agente promisorio, para su aplicación en otras especies (DIAL y col, 2000). La utilización de Lactobacillus acidophilus cepa LB ha sido utilizada con éxito tanto en el tratamiento de las infecciones con H. pylori y H. felis, como en la inhibición de la colonización de la mucosa gástrica, sin evidencia histológica de lesiones, inclusive llegando hasta una disminución en la actividad de la ureasa (COCONNIER y col, 1998). 11

12 Existe un amplio campo en que se ha venido trabajando en el desarrollo de vacunas contra la infección de Helicobacter spp, donde se ha demostrado que la vacunación oral con lisados de H. pylori protege ratones contra la infección de H. felis, generando una protección de 18 semanas hasta un año (KOESLING y col, 2002). Algunos autores han planteado que la protección profiláctica y terapéutica de la vacuna puede estar relacionada con una reacción cruzada de los antígenos de H. pylori; sin embargo, aunque benéfica, ésta no es una respuesta suficiente para una máxima protección. La vacunación logró disminuir la carga de H. pylori, pero no eliminó completamente el patógeno. Al utilizar la vacuna se disminuyó la infección en menos tiempo (KOESLING y col, 2002). Otras vacunas orales de Helicobacter pylori recombinante han sido ensayadas en ratones infectados con H. felis, con las cuales se logra una protección de 79%-100% a la segunda semana y de 63%-78% a la décima semana de desafío; este tipo de vacuna confiere una inmunidad duradera contra H. felis (MYERS y col, 1999) y previene la formación de agregados linfoides en el tejido gástrico (SUTTON, 2001). Se piensa que las vacunas inducen una respuesta inmune de linfocitos TH2, a diferencia de la producción de linfocitos TH1 vista en infecciones naturales (JIANG y col, 1999). Otras vacunas de H. felis, H. pylori y de H. pylori recombinante con la subunidad toxina B del cólera como adyuvante, generaron erradicación de la infección. A pesar de la inmunidad conferida por todas las vacunas, se ha determinado que se genera como efecto secundario una gastritis con infiltrado neutrofílico y atrofia, cambios que no están asociados con los anticuerpos séricos (Sutton, 2001). La demostración de estos resultados deja una ventana abierta para la inmunización como terapia de manejo de la infección por Helicobacter spp (GÓMEZ y OROZCO, 2006). 12

13 Cuadro 2. Drogas usadas para tratar la infección por Helicobacter en perros y gatos. Droga Dosis Antimicrobial Amoxicilina mg/kg VO cada 8h Claritromicina 7.5 mg/kg VO cada 12h Metronidazol mg/kg VO cada12h Tetraciclina 20 mg/kg VO cada 8 12h Anti-secretorio Cimetidina 5 10 mg/kg VO o IV cada 8h Famotidina 0.5 mg/kg VO cada 12h Ranitidina 1 2 mg/kg VO or IV q12h; 2.5 mg/kg IV or 3.5 mg/kg VO cada 8h (gatos) Omeprazol mg/kg/día VO (máxima dosis en perros, 20 mg) Otros Misoprostol 1 5 μg/kg VO cada 8h (perro) Subsacilicato de Bismuto ml/kg (perro) o ml/kg (gatos) VO cada 6h Subcitrato de bismuto 6 mg/kg VO cada 12h Sucralfato g VO cada 2 4h * La duración del tratamiento es de 2 a 4 semanas. * Las dosis es para perros y gatos * El subsacilicato de bismuto se usa con precaución en gatos, debido a su sensibilidad al salicilato Fuente: SIMPSON y col (2000); FOX y col (2002). 13

14 Cuadro 3 Resumen de los protocolos farmacológicos más utilizados en el tratamiento de Helicobacter spp en perros y gatos. Protocolo Antibióticos Adyuvante Comentarios Amoxicilina Subcitrato Erradicación de la bacteria en la AMB Metronidazol de bismuto mayoría de los caninos tratados. Se ha reportado resistencia al metronidazol TMB Tetraciclina Subcitrato CMB TO AMF TS o C Metronidazol Claritromicina Metronidazol Tetraciclina Amoxicilina Metronidazol Tylosina de bismuto Subcitrato de bismuto Ambos producen resistencia antibiótica. No deben ser prescritos rutinariamente sin antibiograma- de manera consecutiva en el mismo paciente. Peterson (178). Omeprazol Erradicación de la bacteria en el infructuoso tratamiento con AMB Famotidina Supresión transitoria de la bacteria sin erradicación Sucralfato La combinación de la tylosina y el o sucralfato induce reducción de la cimetidina bacteria pero no su erradicación. AMS Amoxicilina Sucralfato Metronidazol ACO Amoxicilina Omeprazol Claritromicina A: Amoxicilina M: Metronidazol B: Subcitrato de bismuto T: Tylosina O: Omeprazol F: Famotidina T: Tetraciclina S: Sucralfato C: Cimetidina Fuente: HAPPONEN y col (2000); PETERSON y col (1993). REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ANDERSEN L, BOYE K, BLOM J, HOLCK S, NORGAARD A, ELSBORG L. Characterization of a culturable Gastrospirillum hominis (Helicobacter heilmannii) strain isolate from human gastric mucosa. J Clin Microbiol 1999; 37: BERMÚDEZ L., TORRES L., GONZÁLEZ B. Métodos para la detección de la infección por Helicobacter pylori. Rev Cubana Med 2009; 48(1). BRAVO LE, REALPE JL, CAMPO C, MERA R, CORREA P. Effects of acid suppression and bismuth medications on the performance of diagnostic tests for Helicobacter pylori infection. Am J Gastroenterol 1999; 94:

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