Fábrica de HUESOS? Un material de laboratorio que ayuda a formar tejido óseo

Transcripción

1 Fábrica de HUESOS? Un material de laboratorio que ayuda a formar tejido óseo Sandra Arce Guerrero. Ingeniera Mecánica. Especialista en Diseño. Magíster en Ingeniería con énfasis en Ingeniería Mecánica. Docente investigadora Centro de Innovación Educativa en Ingeniería de la Universidad Autónoma de Occidente. Grupo de Investigación en Nuevos Sólidos con Aplicaciones Industriales GINSAI. sarce@uao.edu.co Carlos Valencia Llano. Odontólogo. Especialista en implantología oral. Investigador y asesor en la línea de Biomateriales Grupo de Investigación en Nuevos Sólidos con Aplicaciones Industriales GINSAI. carvalenc@gmail.com El hueso es un órgano compuesto por diferentes elementos como células, grasa y tejido calcificado. Macroscópicamente se diferencian dos zonas, una externa más densa y dura, llamada cortical, y una interna, porosa, que se conoce como hueso esponjoso. El hueso esponjoso está formado por pequeñas cavidades que contienen el tejido medular (Ver figura 1).

2 El tejido óseo tiene la capacidad de auto renovarse y auto repararse en caso de pérdidas por traumas pequeños. La auto renovación es permanente, constantemente se está resorbiendo y formando tejido óseo, gracias a las células que están presentes en él. El tejido óseo se puede perder por diferentes situaciones: accidentes, tumores, infecciones y, en los huesos maxilares, por problemas dentales. Cuando la pérdida de tejido es pequeña, el organismo se encarga de producir más tejido óseo y se repara a sí mismo; si es grande, se debe recurrir a un injerto, que es hueso tomado de la misma persona, de donantes o de animales, o bien por medio de substitutos que se obtienen en un laboratorio. El proceso de reparación es similar al que ocurre cuando nos hacemos un rayón en la piel, después de lo cual aparece inicialmente un tejido que cubre la herida y luego, espontáneamente, con el paso de los días, el rasguño no dejará huella alguna. Existen alternativas para los injertos: los sustitutos óseos artificiales, que son materiales que se fabrican en un laboratorio y pueden remplazar parcial o totalmente a un injerto. El presente texto reconstruye el proceso que hemos seguido en la Universidad Autónoma de Occidente (Cali, Colombia) durante cuatro años para diseñar, obtener y probar en biomodelos como conejos y ratas, un biocompuesto formado principalmente de fosfato tricálcico y quitosano. En la figura 2a se presenta el biocompuesto, y en la figura 2b y 2c se ilustran diferentes fosfatos tricálcicos y quitosano. El quitosano es un polímero de origen natural, derivado de la quitina. Fue descubierto por Claude- Joseph Rouget en 1859, quien encontró que al tratar la quitina con una solución caliente de hidróxido de potasio se obtiene un producto soluble. Tiene propiedades como biocompatibilidad, biodegradabilidad y toxicidad nula, que lo hacen útil para el tratamiento de reconstrucción de la piel con quemaduras graves o con otros problemas, gracias a sus características humectantes y antibactericidas. Es componente de la estructura de los crustáceos, los insectos y los hongos; está reportado en la literatura científica como estimulante de la cicatrización de los tejidos (ver figura 2b). 2

3 En las figuras 3a y 3b se comparan la estructura del hueso natural, y la estructura de un hueso artificial, utilizando un material obtenido en laboratorio. Las principales células que se encuentran en el tejido óseo son los osteoblastos, los osteocitos y los osteoclastos (Fang, Zhao y Xu, 2001). La matriz extracelular les sirve de soporte a las células y les permite comunicarse con otras células (ver figura 4). La matriz extracelular es el tejido que rodea a las células y le sirve de soporte; en el hueso maduro es calcificada (dura) y está formada principalmente por fibras de colágeno, cristales de calcio y otras moléculas que permiten su ensamble, y la unión de ella con las células. La matriz extracelular se compone de una parte orgánica y una inorgánica. La matriz orgánica representa el 30-40% del peso seco, y las sales minerales representan el 60-70%. El contenido de agua de la matriz del hueso maduro es de aproximadamente del 20%. El principal componente orgánico del hueso es el colágeno de tipo I, que constituye el 90-95% de la matriz orgánica. Algunos de los componentes iónicos de la matriz ósea son: calcio, fosfato, magnesio, carbonato, fluoruros, citrato y cloruros. El componente cristalino más importante del hueso es la hidroxiapatita. (Ver figura 5). El hueso es remodelado por los osteoclastos y los osteoblastos en un ciclo de actividad que dura entre tres y seis meses (Chatelet, Damour y Domard, 2001) Gracias a un equilibrio natural, el osteoblasto forma hueso y el osteoclasto lo reabsorbe, y por eso el esqueleto de los seres vivos está en constante remodelación. El hueso tiene la capacidad de repararse a sí mismo, pero esta capacidad se encuentra limitada por el suministro sanguíneo. Cuando hay una pérdida muy grande de tejido óseo, el suministro sanguíneo es pobre y la lesión se comporta como si fuera de tamaño crítico, es decir, no es capaz de regenerarse espontáneamente. 3

4 En lesiones grandes, los cirujanos deben recurrir a los injertos, porciones de hueso que se pueden tomar del mismo paciente (injerto autólogo), de donantes (homoinjertos) o de animales (xenoinjertos). Como los injertos son costosos y las técnicas de procesamiento incrementan su valor, se requiere buscar alternativas para este tipo de productos. Desde el área de la ingeniería se han desarrollado diferentes materiales que pueden servir como sustitutos, pues han permitido remplazar parcial o totalmente a los injertos óseos; estos productos son denominados aloplásticos (ver figura 6). Cuando se desarrolla un nuevo material, antes de ser utilizado en seres humanos debe ser sometido a diferentes pruebas para garantizar su biocompatibilidad, es decir, que no haga daño a las células, porque si el material no es compatible el tejido celular puede sufrir necrosis o morir. Algunas pruebas se desarrollan en el laboratorio y se denominan pruebas in vitro, mientras que otras se realizan en un quirófano (y se llaman in vivo. Durante este estudio, la biocompatibilidad in vitro fue demostrada en una investigación desarrollada con la colaboración del laboratorio de cultivos celulares in vitro, adscrito a la Universidad del Valle. La biocompatibilidad in vivo se estudió utilizando biomodelos (ratas), a las cuales se les implantó el producto debajo de la piel, en medio del músculo y del hueso, y como resultado se obtuvo total biocompatibilidad. También se han realizado pruebas de uso para estudiar la capacidad de estimular la formación ósea en conejos, tanto en tamaños pequeños ( no críticos ) como en tamaños grandes ( críticos ), implantando el material en la tibia y la protuberancia iliaca de conejos de raza Nueva Zelanda. En la más reciente investigación, finalizada en noviembre de 2012 con el apoyo del Bioterio de la Universidad del Valle, se implantó el material en defectos de tamaño crítico de los huesos del cráneo de ratas Wistar Esta investigación mostró neoformacion ósea en los defectos creados, lo cual es muy positivo porque demuestra que el biocompuesto ayuda a generar tejido óseo. 4

5 Todas las investigaciones realizadas han contado con el aval de los comités de ética tanto de la Universidad Autónoma de Occidente como de la Universidad del Valle. METODOLOGÍA La primera investigación realizada fue de tipo experimental descriptivo y constó de dos fases. La primera consistió en el diseño y obtención del biocompuesto, e incluyó las pruebas físicas y químicas, realizadas en el laboratorio de la Facultad de Ingeniería de la Universidad Autónoma de Occidente. En esta fase se obtuvo el biocompuesto; se hicieron cientos de combinaciones o mezclas homogéneas de los compuestos de la fase sólida (fosfato tricálcico) y la fase líquida (quitosano), a las cuales se les hizo medición del ph; y se tomó el tiempo de secado y otros parámetros importantes para la obtención de productos aloplásticos. Para obtener el biocompuesto se procedió en seis pasos, como se ilustra en la figura 7. Con los resultados obtenidos en las pruebas preliminares se seleccionaron veinte muestras, que presentaban un valor de ph fisiológico entre un rango de 6.5>pH<8.5; las demás muestras se descartaron porque eran de carácter muy ácido o muy básico condición no deseable para aplicaciones médicas, dado que causan necrosis o muerte en el tejido celular. Las muestras seleccionadas se aplicaron en los animales (ratas y conejos) utilizados para la experimentación. En la segunda fase, denominada pruebas biológicas con aplicación en conejos, se utilizó un modelo animal de conejos Nueva Zelanda, que incluyó una preparación bilateral de seis milímetros de diámetro en la cresta ilíaca (defecto de tamaño crítico) (ver figuras 8 y 9). APLICACIÓN DEL BIOCOMPUESTO EN RATAS 5 Se estudió el efecto del biocompuesto sobre la cicatrización, para lo cual se implantó el material en piel, músculo y hueso en un agujero o defecto de tamaño crítico en hueso parietal de ratas.

6 En el año 2013 se inició el proyecto profesoral de la Universidad Autónoma de Occidente Preservación de rebordes alveolares en pacientes humanos mediante la aplicación de un biocompuesto cerámico. Ensayo clínico controlado. En esta investigación se realiza un ensayo clínico controlado con el objetivo de probar el producto en una situación clínica real, como es la aplicación del biocompuesto en alveolos dentales después de una exodoncia, con el fin de evaluar la capacidad del material para preservar los niveles del reborde y promover la cicatrización ósea. CONCLUSIONES. APLICACIÓN DEL BIOCOMPUESTO EN RATAS El biocompuesto cerámico para regeneración ósea que presenta un rango de ph de 6,5 a 8,5 con plasticidad inicial, que hace fácil su moldeo in situ y un endurecimiento después de siete minutos, le permite permanecer en el lugar ubicado mientras ocurre el proceso de cicatrización. Adicionalmente, el biocompuesto muestra capacidad de estimular la formación ósea en defectos de difícil cicatrización. Este estudio mostró, mediante análisis in vitro e in vivo, que el biocompuesto cerámico se comportó como biocompatible y estimuló neoformación ósea en defectos de tamaño crítico en hueso parietal de ratas wistar. 6

7 Galería de fotos 1Estructura del hueso. 2a Biocompuesto. Fase sólida fosfato tricálcico y fase líquida quitosano Imagen de la Investigadora. 2b Fosfato tricálcico. tricalciumphospha tetribasic.jpg 2c Presentaciones de diferentes fosfatos tricálcicos. 3a Hueso natural. reports/medicine_health/report html 3b Hueso artificial. osteoscaf.htm# Fisiología del hueso htm#osteoclastos Composición de los huesos. Fuente: Elaboración propia. 6 Aplicaciones de un producto aloplástico. cirugia-oral/reconstruccion-de-tejido-oseo/ 7

8 Galería de fotos Pasos para obtener el biocompuesto. Implantación del biocompuesto en los 7 Esquema cortesía de la investigadora. 8 conejos. Cresta ilíaca. 9Pasos para obtener el biocompuesto. Imágenes de la Investigadora. 8

9 REFERENCIAS Aileen J.-J. Zhou; Sean A. F. Peel; Cameron M. L. Clokie (2007). An evaluation of hydroxyapatite and biphasic calcium phosphate in combination with pluronic F127 and BMP on bone repair. The journal of craniofacial surgery 18(6), noviembre de Arce Guerrero, Sandra (2008). Obtención de un biocompuesto a base de fosfato tricálcico y quitosano para ser utilizado como relleno óseo en un modelo animal [Trabajo de grado]. Santiago de Cali, Universidad del Valle, Facultad de Ingeniería, Maestría en Ingeniería. (2010). Obtención y caracterización de un biomaterial mediante pruebas in vitro e in vivo en un modelo animal para un tamaño crítico de defecto. Santiago de Cali, Universidad Autónoma de Occidente, Proyecto profesoral de investigación. (2011). Evaluación del efecto sobre la cicatrización endoósea de un biocompuesto cerámico implantado en un defecto de tamaño crítico en hueso parietal de ratas Winstar. Santiago de Cali, Universidad Autónoma de Occidente, Proyecto profesoral de investigación. Benavides Cuéllar, Mariano (2002). Quitina-quitosana: los polímeros del futuro. SENA, CDT Astin, p. 7. Chatelet, C.; Damour, O.; Domard, A. (2002). Influence of the degree of acetylation on some biological properties of chitosan films. Biomaterials 22 (3), pp Dimar J., Glassman S. (2007). The art of bone grafting. Curr Opin Orthop 18, pp Fang, Z.; Zhao, Y.; Xu, C. (2001). A new method to prepare chitosan membrane as a biomedical material. Chinese Journal of Polymer Science 19, pp Go, Kochi; Shuichi, Sato; Tomihisa, Fukuyama, Chiharu, Morita et al (2009). Analysis on the guided bone augmentation in the rat calvarium using a microfocus computerized tomography analysis. Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 107, pp. e42-e48. Mariano, Ronaldo; Messora, Michel; De Morais, Adriana et al (2010). Bone healing in critical-size defects treated with platelet-richplasma: a histologic and histometric study in the calvaria of diabetic rat. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 109, pp Muller, S.M.; Glowacki, J. (2000). Construction and regulation of 3-dimensional bone tissue in vitro. En: Bone Engineering. Em Squared Incorporated, Canada, capítulo 44. 9