INFECCIÓN POR BONAMIA EXITIOSA (BONAMIOSIS)

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1 CAPÍTULO INFECCIÓN POR BONAMIA EXITIOSA (BONAMIOSIS) 1. DEFINICIÓN DE LA ENFERMEDAD A efectos de este capítulo, la bonamiosis (infección por Bonamia exitiosa) se considera como una infección por Bonamia exitiosa, anteriormente denominado B. exitiosus (1, 13). 2. INFORMACIÓN PARA EL DISEÑO DE PROGRAMAS DE VIGILANCIA a) Factores del agente Agente etiológico, variedades del agente: Bonamia exitiosa; no se ha identificado ninguna variedad. Supervivencia fuera del hospedador: las partículas infectivas pueden sobrevivir durante 48 horas en agua marina a 18 C (4, 6). Estabilidad del agente: actualmente se desconoce. Ciclo biológico: es posible la transmisión del parásito directamente de hospedador a hospedador y se sospecha la transmisión por estadios de vida infectivos transportados de forma pasiva por las corrientes que discurren entre bancos de ostras (4, 11). b) Factores del hospedador Especies de hospedadores susceptibles (hospedadores naturales): la ostra plana chilena de Nueva Zelanda Ostrea chilensis (=Tiostrea chilensis, =T. lutaria) (7) y la ostra legamosa australiana O. angasi (11, 15). Etapas susceptibles del hospedador: En el caso de O. chilensis, se sabe que son susceptibles las ostras con un tamaño adecuado para la recolección (ostras de 58 mm. de longitud o mayores) (7). No existen datos respecto a las otras etapas de las ostras, incluidas las huevas. Predilección por especies o sub-población: Ostrea chilensis y O. angasi (7, 15) de 58 mm de longitud o mayores. En O. chilensis, las ostras hembras y las ostras agotadas se muestran con una infección significativamente mayor que la de las ostras machos o hermafroditas (14). Órganos diana y tejido infectado: Bonamia exitiosa es un protozoo intrahemocítico pero puede observarse extracelularmente (7). Este protozoo intrahemocítico se convierte rápidamente en sistémico y puede encontrarse en diferentes órganos, especialmente en los tejidos conectivos de las branquias y del manto (9). En Ostrea angasi, el parásito es epiteliotrópico; aparentemente infecciones muy leves pueden causar una infiltración focal masiva de hemocitos y focos necróticos. Infección persistente con portadores asintomáticos: la infección es a menudo fatal dependiendo del hospedador y de las condiciones ambientales. Vectores: no son necesarios. c) Patrón de la enfermedad Mecanismos de transmisión: En O. chilensis es posible la transmisión directamente de hospedador a hospedador. Las partículas infectivas liberadas son ingeridas por las ostras y entran en la hemolinfa desde el intestino (9, 10). Las partículas infectivas son fagocitadas por hemocitos agranulares, pero son capaces de resistir la lisis dentro del hemocitos (16). Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos

2 Prevalencia: variable en O. chilensis (desde 0% hasta cerca de 80%) (4). La infección con Bonamia exitiosa muestra su mayor prevalencia de enero a abril, y el parásito es a duras penas detectable en septiembre y octubre (9). Factores estresantes como la exposición a temperaturas extremas (7 o 26 C) y salinidad (40%), inanición (estancia prolongada en agua de mar filtrada), manejo (agitación vigorosa 4 veces al día), o infección grave con un apicomplejo (12) pueden afectar la dinámica de la enfermedad de B. exitiosa en la Ostrea chilensis (14). Distribución geográfica: O. chilensis, en el Estrecho de Foveaux y otros lugares alrededor de South Island, Nueva Zelanda (7, 8) y O. angasi, en Australia (Port Philip Bay, Victoria; Georges Bay, Tasmania; y Albany, Australia Occidental) (11, 15). Mortalidad y morbilidad: la infección es a menudo letal. En O. chilensis, la muerte ocurre generalmente en el mismo momento de mayor virulencia del parásito, particularmente asociado con infecciones muy intensas por apicomplexos (12, 16). Repercusión de la enfermedad en la economía/producción: en O. chilensis, la mortalidad a gran escala de la ostra nativa chilena (91% entre 1975 y 1992 en el Estrecho de Foveaux, Nueva Zelanda [8]) se ha atribuido a este parásito. Esa industria pesquera se cerró en 1993 con una gran repercusión económica en las comunidades locales. d) Control y prevención Vacunación: ninguna. Quimioterapia: ninguna. Inmunoestimulación: ninguna. Producción de resistentes: ninguna. Reabastecimiento con especies resistentes: ninguno. Agentes bloqueadores: ninguno. Prácticas generales de manejo: el desarrollo de dragados más ligeros y de estrategias pesqueras menos dañinas, reduciría el riesgo de brotes de la enfermedad mediante la disminución de las molestias (4). Evitar los factores estresantes tales como la exposición a temperaturas extremas (7 o 26 C) y la salinidad (40%), la inanición, el manejo, o las infecciones graves por otros parásitos, así como la disminución de la densidad, ayudarán a reducir el impacto de la enfermedad. (4, 14). 3. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO a) Métodos de diagnóstico de campo Signos clínicos: ostras muertas o abiertas. Estos signos clínicos no son patognomónicos para la infección por Bonamia exitiosa. b) Métodos clínicos Lesiones macroscópicas: la mayoría de las ostras infectadas vivas parecen normales, pero algunas veces las branquias pueden aparecer deterioradas (7). Bioquímica clínica: ninguna. Patología microscópica Preparaciones montadas: ninguna. Frotis: no existe información. Secciones fijadas: en O. chilensis, las lesiones ocurren en el tejido conjuntivo de las branquias y del manto y en los senos vasculares alrededor del estómago y del intestino. La capa subepitelial del tejido conjuntivo del manto que se infiltra mediante grupos de hemocitos 322 Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos 2006

3 granulares parasitados, presenta una apariencia disociada (7). En O. angasi, parece que las infecciones leves de las branquias y de los epitelios diverticulares digestivos con tinción débil de B. exitiosa intracelular de basófilo pálido, da como resultado hiperplasia epitelial masiva. Microscopía electrónica/citopatología: no existe información. c) Métodos de detección e identificación del agente Métodos de detección directa i) Métodos microscópicos Frotis de tejidos Muestras a utilizar: huevas de ostra, ventrículo del corazón o branquias de hospedadores adultos vivos. Procedimiento técnico: después de secar los tejidos con papel absorbente, se preparan varios frotis en un porta de vidrio. Se secan los portas al aire, se fijan en metanol o en etanol absoluto y se tiñen utilizando un kit para tinción de sangre disponible en el mercado, siguiendo las instrucciones del fabricante. Después de aclararlos con agua del grifo y secarlos, se montan los portas con un cubre-objetos utilizando la resina sintética apropiada. Se observan primero a un aumento de 200 y luego bajo inmersión de aceite a Las infecciones en O. angasi son generalmente muy suaves, incluso en el momento de la muerte, y, por tanto, la infección puede ser muy difícil de detectar utilizando frotis de tejido. Controles positivos: se recomiendan y están disponibles en el laboratorio de referencia de la OIE. Niveles de validación: Especificidad y sensibilidad: la especificidad es baja, la sensibilidad es mejor que la del análisis histológico (5). Los frotis de corazón muestran una sensibilidad del 59,3% y una especificidad del 100%, si se comparan con la aplicación combinada de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y la hibridación (ISH) in-situ. Método de referencia: la sensibilidad del frotis tisular es mayor que la de la histología, que constituye el método de referencia, aunque no sea específico para una especie. Un resultado positivo consiste en la presencia de un organismo pequeño, de forma esférica u ovoide de (2 5 µm de ancho), dentro de los hemocitos. Sin embargo, el parásito también podría aparecer extracelularmente. Estos organismos muestran un citoplasma basófilo y un núcleo eosinófilo (los colores pueden variar según el tinte utilizado); dado que estos organismos se extienden en el porta, pueden parecer más grandes que en el examen histológico. Disponibilidad de las pruebas: Están disponibles en el mercado kits de tinción rápida (v.g. Hemacolor ). Histopatología Muestras a utilizar: ostras vivas o recién muertas. Procedimiento técnico: los cortes de tejido, que incluyen las branquias, la glándula digestiva, el manto y las gónadas, deben fijarse durante 24 horas en fijador de Davidson, continuando con el proceso normal de parafinación de tejidos y tinción, por ejemplo con hematoxilina y eosina. Las observaciones se realizan a aumentos crecientes de Controles positivos: se recomiendan y están disponibles en el laboratorio de referencia de la OIE. Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos

4 Niveles de validación: Especificidad y sensibilidad: en O.chilensis, la especificidad es baja, la sensibilidad es buena para infecciones de intensidad entre moderada y alta, pero es baja para infecciones de baja intensidad. Cuando se compara con la PCR y la ISH combinadas, la histología muestra una sensibilidad del 44% (menor que la de los frotis de corazón) y una especificidad del 100% (5). Método de referencia: la histolología es el método de referencia y es el método recomendado para la vigilancia. Un resultado positivo de O. chilensis es la presencia de parásitos similares a células muy pequeñas de 2 5 µm de ancho, que ocurren dentro de los hemocitos o libres en el tejido conjuntivo o en los senos de las branquias, o del epitelio del manto o del intestino, generalmente asociado con una infiltración de hemocito intensamente diseminado en O. chilensis, pero con una infiltración focal de hemocitos intensa en O. angasi. Para evitar cualquier duda, el parásito debe observarse dentro del hemocito para un diagnóstico positivo. La técnica no es específica para una especie. Disponibilidad de las pruebas: no existen pruebas disponibles en el mercado. Microscopía electrónica de transmisión Muestras a utilizar: ostras vivas o recién muertas. Procedimiento técnico: se describe en el capítulo I.2 del presente Manual de animales acuáticos. Controles positivos: no Niveles de validación: Especificidad y sensibilidad: mejor especificidad que con los frotis y la histología. La microscopía electrónica de transmisión permite la diferenciación entre B. exitiosa y otras microcélulas estrechamente relacionadas, como B. ostreae. Un resultado positivo consiste en la presencia de parásitos dentro de los hemocitos. En O. chilensis, se han descrito cuatro etapas de desarrollo de parásitos en las ostras infectadas que son: formas densas (Etapa 1), formas intermedias (Etapa 2), forma plasmodial (Etapa 3) y forma vacuolizada (Etapa 4) (10, 13). Las estructuras intracelulares incluyen los mitocondrios, los haplosporosomas, el aparato de Golgi y microtúbulos intranucleares persistentes. A diferencia de otros haplosporidios, incluida la B. ostreae, se ha observado en B. exitiosa una etapa que contiene una vacuola larga derivada del alargamiento de uno o más mitocondrios (10, 13). Las formas densas de B. exitiosa son menos densas, ligeramente más largas (3 ± 0,3 µm de diámetro medio n = 61 en comparación con B. ostreae, con un diámetro medio de 2,4 ± 0,5 µm, n = 64), tienen más haplosporosomas, más perfiles mitocondriales y más cuerpos lipoideos por sección de ultraestructura, y tienen unos mitocondrios tubo-vesiculares más pequeños que B. ostreae. Además, las formas densas, no las ligeras, de B. ostreae carecen de Golgi unido a la membrana nuclear del apicomplejo y una fase vacuolizada (12). Disponibilidad de las pruebas: no existen pruebas disponibles en el mercado. ii) Identificación y aislamiento del agente. Cultivo celular/medios artificiales: ninguno. Métodos de detección de antígeno basados en anticuerpos: actualmente no están disponibles pero uno de los dos anticuerpos monoclonales obtenidos frente a la membrana celular de B. ostreae reaccionó con B. exitiosa (16). 324 Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos 2006

5 Técnicas moleculares: reacción en cadena de la polimerasa (PCR) Muestras a utilizar: ostras vivas o recién muertas. Procedimiento técnico: las muestras de tejido se colocan en etanol al 95% o se congelan a 80 C hasta que se extrae el ADN. La extracción de ADN se consigue por digestión de la proteinasa K durante toda la noche a 50 C, por extracción de fenol-cloroformo y por precipitación de etanol (3). Se ha demostrado que un protocolo de PCR desarrollado para la detección de Bonamia ostreae permite la detección de B. exitiosa (2, 5, 13). El par de cebadores Bo-Boas (5 - CAT-TTA-ATT-GGT-CGG-GCC-GC-3 y 5 -GGG-GGA-TCG-AAG-ACG-ATC- AG-3, respectivamente) amplifica un producto de 304 pb de la región SSU del radn (3). Las mezclas PCR contienen tampón (500 mm de KCl, 100 mm de Tris/HCl (ph 9,0 a 25 C) y 1% de Tritón X-100), 2,5 mm de MgCl 2, 0,2 mm de mezcla dntp, 1 µm de los cebadores directo e inverso, 0,02 unidades/µl de ADN polimerasa Taq, y 0,2 ng/µl del ADN molde en un volumen total de 50 µl. Se desnaturalizan las muestras en un termociclador durante 5 minutos a 94 C antes de someterlas a 30 ciclos (94 C durante 1 minuto, 55 C durante 1 minuto, 72 C durante 1 minuto), con una extensión final de 10 minutos a 72 C. Un segundo par de cebadores C F y C R (5 -CGG-GGG-CAT-AAT-TCA-GGA-AC-3 y 5 -CCA-TCT-GCT-GGA-GAC-ACA-G-3, respectivamente), también diseñados para amplificar un producto de 760 pb a partir de la región SSU del radn de B. ostreae debería amplificar B. exitiosa (2). Controles positivos/negativos: obligatorios. Los controles positivos son el ADN genómico de hospedadores muy infectados. Los controles negativos son el ADN genómico de hospedadores no infectados. Niveles de validación: Especificidad y sensibilidad: basados en la similitud de secuencias de ADN diana, el par de cebadores Bo-Boas debe amplificar todos los haplosporidios de las microcélulas (2). La sensibilidad del ensayo es mayor que la de los métodos histocitológicos pero menor que la de la hibridación in-situ (5). Método de referencia: Si se compara con la aplicación combinada de la histología y los frotis de corazón, y si se tiene en cuenta que estas últimas técnicas presentan un 100% de sensibilidad y de especificidad, la PCR muestra una sensibilidad del 88,2% (inferior a la de la hibridación in situ [ISH]) y una especificidad del 36,4% (5). Un resultado positivo es un amplicón de tamaño apropiado, siendo negativos todos los controles negativos y siendo positivos todos los controles positivos. Los ensayos de la PCR no son específicos para una especie. La secuencia del gen SSU del radn de Bonamia exitiosa muestra polimorfismo con el de B. ostreae y B. roughleyi mediante análisis del polimorfismo de longitud del fragmento de restricción (RFLP) por digestión de los productos PCR de Bo-Boas por Bgl I y Hae II. Bonamia ostreae y B. exitiosa presentan el mismo perfil (dos productos de 115 y 189 pb) cuando se digieren con Hae II, mientras que el producto de PCR de B. roughleyi no se digiere. El perfil de B. ostreae se compone de dos bandas de 120 y 180 pb cuando se digiere con Bgl, I mientras que los productos PCR de B. exitiosa y B. roughleyi no se digieren (2, 13). Disponibilidad de las pruebas: no existen pruebas disponibles en el mercado. Técnicas moleculares: hibridación in-situ (ISH) Muestras a tomar: ostras vivas o recién muertas. Procedimiento técnico: se ha demostrado que un protocolo de ISH que se ha desarrollado para la detección de Bonamia ostreae permite la detección de B. exitiosa (3, 5). En esta prueba se utiliza una sonda de 300 pb marcada con digoxigenina que se orienta al gen SSU del radn. Se colocan muestras de tejido en fijador de Davidson Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos

6 durante 24 horas y luego se envuelven en parafina. Se cortan trozos de 5 µm de espesor, se colocan en portas recubiertos con silano y luego se cuecen toda la noche en un horno a 60 C. Una vez desparafinados, los portas se tratan con proteinasa K (100 µg/ml) en tampón TE (50 mm de Tris, 10 mm de EDTA [ácido etiléndiamino tetracético]) a 37 C durante 30 minutos. Se deshidratan los portas mediante inmersión en series de etanol y se secan al aire. Luego se cubren los portas con tampón de hibridación (4 SSC [citrato salino estándar; 60 mm de NaCi, 600 mm de NaCl, ph 7], formamida al 50%, 1 solución de Denhardt, 250 µg/ml de tarn de levadura, sulfato de dextrano al 10%) que contenga 20 ng de la sonda marcada con digoxigenina. Después de desnaturalizar durante 5 minutos a 95 C, se lleva a cabo la hibridación incubando los portas en una cámara húmeda durante toda la noche a 42 C. La sonda se produce mediante la PCR usando el par de cebadores antes descrito Bo-Boas e incorporando la digoxigenina. La PCR se realiza tal como se describe en la sección sobre la PCR, salvo que se añaden 25 mm de DIG dutp a la mezcla de reacción. Los pasos de detección se ejecutan siguiendo las instrucciones del fabricante. Controles positivos/negativos: obligatorios. Los controles positivos son los cortes de tejidos de hospedadores infectados. Los controles negativos son los cortes de tejidos de hospedadores no infectados. Niveles de validación; Especificidad y sensibilidad: la especificidad es mayor que la de los métodos histocitológicos. Sin embargo, la sonda Bo-Boas también es capaz de detectar Haplosporidium nelsoni en Crassostrea virginica, Bonamia ostreae en Ostrea edulis, pero no es capaz de detectar Mikrocytos mackini en C. gigas (2, 3). La sensibilidad de esta prueba es mayor que la de los métodos histocitológicos y que la de la PCR. (5). Prueba de referencia: Si se compara con la aplicación combinada de la histología y los frotis de corazón, y si se tiene en cuenta que estas últimas técnicas presentan un 100% de sensibilidad y de especificidad, la ISH muestra una sensibilidad del 100% (mayor que la de la PCR) y una especificidad del 27,3% (5). Un resultado positivo corresponde a parásitos oscurecidos dentro de los hemocitos, siendo negativos todos los controles negativos, y siendo positivos todos los controles positivos. Disponibilidad de las pruebas: kit de detección del ácido nucleico de la DIG, Boehringer Mannheim. Purificación del agente: no. Métodos de detección indirecta Métodos serológicos: ninguno es aplicable. 4. VALORACIÓN DE LAS PRUEBAS SEGÚN SU FINALIDAD En el cuadro 1 aparecen listados los métodos disponibles en la actualidad para vigilancia, detección y diagnóstico de Bonamia ostreae. Los símbolos utilizados en el cuadro indican: A = se trata del método recomendado por razones de disponibilidad, utilidad, así como por la especificidad y sensibilidad del diagnóstico; B = se trata de un método estándar con buena especificidad y sensibilidad de diagnóstico; C = el método es aplicable en algunas situaciones, pero su aplicación se ve seriamente limitada por razones de coste, precisión y otros factores; y D = el método no se recomienda en la actualidad ni está disponible para ese fin. Estas denominaciones (A, B, C y D) son un tanto subjetivas, puesto que están implicadas cuestiones de fiabilidad, sensibilidad, especificidad y utilidad. 326 Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos 2006

7 Método Cuadro 1. Bonamia exitiosa métodos de diagnóstico, detección y vigilancia En un huésped y ámbito geográfico conocidos Vigilancia Fuera de un huésped y ámbito geográfico conocidos En un huésped y ámbito geográfico conocidos Presuntivo Fuera de un huésped y ámbito geográfico conocidos Confirmativo Síntomas generales D D D D D Frotis de tejidos A B A B D Histopatología B A B A D PCR B B B B B PCR-RFLP D D D D A MET D D D D A Hibridación in situ C C D D B MET = microscopía electrónica de transmisión; PCR = reacción en cadena de la polimerasa, RFLP = polimorfismo de la longitud de los fragmentos de restricción 5. CRITERIOS DE DIAGNÓSTICO CONFIRMATIVO a) Definición de un caso sospechoso En especies susceptibles conocidas dentro de una variedad geográfica conocida de B. exitiosa, se considera un caso sospechoso de infección con B. exitiosa un resultado positivo obtenido por uno de los siguientes métodos: histopatología, frotis de tejidos, PCR o hibridación in-situ. En otras especies hospedadoras o fuera de la variedad conocida de B. exitiosa, se considera como un caso sospechoso la obtención de un resultado positivo por histopatología, por frotis de tejido, por PCR o por hibridación in situ. b) Definición de un caso confirmado Un caso confirmado de B. exitiosa consiste en un resultado positivo por frotis de tejido, por histología o por hibridación in situ combinado con un resultado por PCR-RFLP. 6. MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO/DETECCIÓN PARA DECLARAR LA AUSENCIA DE INFECCIÓN Tal y como se detallan en el Manual de animales acuáticos, los métodos prescritos de vigilancia para declarar la ausencia de infección son: los frotis de tejido (de corazón o de branquias), la PCR o la histología. REFERENCIAS 1. BERTHE F.C. J. & HINE P. M. (2003). Bonamia exitiosa Hine et al., 2001 is proposed instead of B. exitiosus as the valid name of Bonamia sp. infecting flat oysters Ostrea chilensis in New Zealand. Dis. Aquat. Org., 57, CARNEGIE R.B. & COCHENNEC-LAUREAU N. (2004). Microcell parasites of oysters: Recent insights and future trends. Aquat Living Resources, 17, COCHENNEC N., LE ROUX F., BERTHE F. & GÉRARD A. (2000). Detection of Bonamia ostreae based on small subunit ribosomal probe. J. Invertebr. Pathol., 76, CRANFIELD H.J., DUNN A., DOONAN I.J. & MICHAEL K.P. (2005). Bonamia exitiosa epizootic in Ostrea chilensis from Foveaux Strait, southern New Zealand between 1986 and ICES J. Mar. Sci., 62, Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos

8 5 DIGGLES B.K., COCHENNEC LAUREAU N. & HINE P.M. (2003). Comparison of diagnostic techniques for Bonamia exitiosus from flat oysters Ostrea chilensis in New Zealand. Aquaculture, 220, DIGGLES B.K. & HINE P.M. (2002). Bonamia exitiosus epidemiology in Foveaux Strait oysters. Final research report, OYS1999/01, Ministry of Fisheries, New Zealand. 51 pp. (unpublished report held in NIWA library, Wellington). 7. DINAMANI P., HINE P.M. & JONES J.B. (1987). Occurrence and characteristics of the haemocyte parasite Bonamia sp. in the New Zealand dredge oyster Tiostrea lutaria. Dis. Aquat. Org., 3, DOONAN I.J., CRANFIELD H.J. & MICHAEL K.P. (1994). Catastrophic reduction of the oyster, Tiostrea chilensis (Bivalvia: Ostreidae), in Foveaux strait, New Zealand, due to infestation by the protistan Bonamia sp. NZ J. Mar. Freshwater Res., 28, HINE P.M. (1991). The annual pattern of infection by Bonamia sp. in New Zealand flat oysters, Tiostrea chilensis. Aquaculture., 93, HINE P.M. (1991). Ultrastructural observations on the annual infection pattern of Bonamia sp. in flat oysters Tiostrea chilensis. Dis. Aquat. Org., 11, HINE P. M. (1996). The ecology of Bonamia and decline of bivalve molluscs. NZ J. Ecol., 20(1), HINE P.M. (2002). Severe apicomplexan infection in the oyster Ostrea chilensis: a predisposing factor in bonamiosis. Dis. Aquat. Org., 51, HINE P.M., COCHENNEC-LAUREAU N. & BERTHE F.C.J. (2001). Bonamia exitiosus n. sp. (Haplosporidia) infecting flat oysters Ostrea chilensis (Philippi) in New Zealand. Dis. Aquat. Org., 47, HINE P.M., DIGGLES B.K., PARSONS M.J.D., PRINGLE A. & BULL B. (2002). The effects of stressors on the dynamics of Bonamia exitiosus Hine, Cochennec-Laureau and Berthe, infections in flat oysters Ostrea chilensis (Philippi). J. Fish Dis., 25, HINE P.M. & JONES J.B. (1994). Bonamia and other aquatic parasites of importance to New Zealand. NZ J. Zool., 21, HINE P.M. & WESNEY B. (1994). Interaction of phagocytosed Bonamia sp. (Haplosporidia) with haemocytes of oysters Tiostrea chilensis. Dis. Aquat. Org., 20, MIALHE E., BOULO V., ELSTON R., HILL B., HINE M., MONTES J., VAN BANNING P. & GRIZEL H. (1988). Serological analysis Bonamia in Ostrea edulis and Tiostrea lutaria using polyclonal and monoclonal antibodies. Aquat. Living Resources, 1, * * * NB: Existe un laboratorio de referencia de la OIE especializado en Bonamia exitiosa (véase el cuadro al final de este Manual de animales acuáticos o consúltese la lista actualizada en la página Web de la OIE: Manual de pruebas de diagnóstico para los animales acuáticos 2006

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