CURSO ACADÉMICO FUNDAMENTOS METODOLÓGICOS EN BIOLOGÍA CELULAR

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1 TITULACIÓN: BIOLOGÍA CURSO ACADÉMICO FUNDAMENTOS METODOLÓGICOS EN BIOLOGÍA CELULAR CÓDIGO: Departamento de adscripción: Microbiología y Biología Celular Área de conocimiento: Biología Celular Ciclo: 2º Curso: 4º Tipo: Troncal Créditos: 6 (3T + 3P) Carácter: Cuatrimestral Periodo lectivo en que se imparte: Primer cuatrimestre Dirección web de la asignatura: HORARIO DE CLASES TEÓRICAS PRIMER CUATRIMESTRE GRUPO CT01 GRUPO CT02 Día Horario Aula Día Horario Aula Lunes, martes y jueves de 15:00 a 16:00h por determinar HORARIO DE CLASES PRÁCTICAS*: Fecha prevista de inicio: 15 octubre Turno: mañana Horario: de 11:00 a 14:00 h * para más detalles LUGAR DE REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS: Laboratorio Aula Campo/mar Aula de informática PROFESORADO: Teoría: Grupo: CT01 Prácticas: Carmen Alfayate Casañas Carmen Yanes Méndez COORDINADOR/ES DE LA ASIGNATURA: Teoría y Practicas LUGAR Y HORARIO DE TUTORIAS: Atenderá a los alumnos en: UDI Biología Celular. Facultad de Biología. Lunes de 11:00 a 14:00 Miércoles de 11:00 a 14:00 Teléfono (opcional): Correo electrónico (opcional): Carmen Alfayate Casañas Atenderá a los alumnos en: UDI Biología Celular. Facultad de Biología. Lunes de 11:00 a 14:00 Miércoles de 11:00 a 14:00 Teléfono (opcional): Correo electrónico (opcional):

2 Carmen Yanes Méndez Atenderá a los alumnos en: UDI Biología Celular. Facultad de Biología. Lunes de 11:00 a 14:00 Miércoles de 11:00 a 14:00 Teléfono (opcional): Correo electrónico (opcional): El lugar y horario de tutorías están sujetos al plan docente y a las actividades académicas del profesor. Las posibles modificaciones de los mismos, se darán a conocer convenientemente a los alumnos. LAS TUTORÍAS SE CONSIDERAN UNA ACTIVIDAD PRESENCIAL. NO SE ATENDERÁN TUTORÍAS POR TELÉFONO NI POR CORREO ELECTRÓNICO. OBJETIVOS DE LA ASIGNATURA: Proporcionar a los alumnos conocimiento teórico-prácticos de los métodos y técnicas utilizadas en el campo de la Biología Celular. METODOLOGÍA DOCENTE: Clase magistral. Seminarios. Prácticas de laboratorio. Prácticas en aula. Aula de informática Prácticas de campo. Salidas al mar. Visitas. Trabajo, individual o en grupo. Exposición oral. Docencia Virtual. Otras. PROGRAMA DE CONTENIDOS TEÓRICOS: INTRODUCCIÓN 1. MÉTODOS DE ESTUDIO DE LA CÉLULA 1.1. Separación de células. Obtención de suspensiones: métodos de disgregación. Viabilidad. Métodos de separación: filtración, citometría de flujo, inmunológicos, sedimentación, elutración, partición en sistemas acuosos bifásicos, electroforesis Cultivos celulares. Introducción. Ventajas e inconvenientes. Tipos. Instrumentación. El medio de cultivo: sustrato, fase gaseosa, características, composición, contaminación, renovación. Curvas de crecimiento. Líneas celulares. Sincronización. Aplicaciones Fraccionamiento celular: Definición. Homogeneización: medios y métodos. Métodos de fraccionamiento. Centrifugación: diferencial, zonal, isopícnica. Gradientes: tipos, características, efecto sobre las estructuras celulares. Caracterización de fracciones. Diseño de un método de fraccionamiento. Sistemas acelulares. 2. TÉCNICAS MICROSCÓPICAS 2.1. Microscopio óptico. Generalidades. Lentes. Resolución. Formación de la imagen. Iluminación: fuentes y sistemas. Aberraciones ópticas: cromática, esférica, curvatura del campo, comática, astigmatismo. Objetivos. Oculares. Tipos de microscopios: campo claro, ultravioleta, campo oscuro, fluorescencia, contraste de fases, polarización, interferencia, confocal, acústico. Estereomicroscopios.

3 2.2. Microscopio electrónico. Generalidades. Lentes. Iluminación. Resolución. Formación de la imagen. Tipos. Microscopios con resolución atómica: fuerza atómica, efecto túnel. Difracción de rayos X Preparación de muestras para estudios a M.O. Protocolo general. Fijación: fijadores, tipos y métodos de fijación. Inclusión: medios. Corte y montaje. Coloración: tipos de colorantes, procedimientos, métodos Preparación de muestras para estudios a M.E. Protocolo general. Fijación: fijadores, tipos y métodos de fijación. Inclusión: medios. Corte y montaje. Técnicas de contraste: citrato de plomo-acetato de uranilo, tinción negativa, sombreado metálico. Criofractura. Autorradiografía Morfología cuantitativa: morfometría, estereología, densitometría, espectroscopía, análisis de la imagen. 3. ESTUDIO DE LA QUÍMICA CELULAR 3.1. Detección y localización de sustancias en los tejidos: histoquímica, autorradiografía, microanálisis, inmunohistoquímica, hibridación in situ Hibridación in situ. Generalidades. Sondas: definición, tipos, marcadores. Preparación del tejido: fijación, inclusión, corte y montaje. Tratamientos previos a la hibridación. Hibridación y lavados. Control de la reacción. Técnicas de doble marcaje. Uso combinado de HIS - IHQ. HIS aplicada a la M.E Separación y purificación de moléculas. Cromatografía. Electroforesis: SDS-PAGE, western blot. PROGRAMA DE CONTENIDOS PRÁCTICOS: SESIÓN 1 Microtomía y coloración 1A. Microtomía. 1B. Coloración. SESIONES 2 Y 3 Aislamiento y purificación de ácidos nucleicos 2A y 3A. Aislamiento de mrna. SESIÓN 4 Fraccionamiento celular 4A. Fraccionamiento celular. 4B. Observación microscópica de la fracción nuclear. 4C. Observación microscópica de la fracción mitocondrial. SESIÓN 5 Visita al Servicio de Microscopia Electrónica. EVALUACIÓN: La superación de la asignatura está condicionada a la realización de la totalidad de las prácticas. No se contempla ninguna actividad que compense la no realización de las prácticas de laboratorio. Los alumnos serán evaluados mediante un examen final, escrito, que se realizará en las fechas establecidas por el calendario de exámenes aprobado por la Junta de Facultad. Dicho examen consistirá en una serie de preguntas tipo test de respuesta múltiple combinadas con definiciones, sentencias (de verdadero o falso), esquemas, relación de términos, etc. En la calificación final se tendrá en cuenta la presentación y el contenido del informe de prácticas que el alumno, de forma voluntaria, entregará a los 15 días de la finalización de las prácticas. Es necesario aprobar el examen de teoría para que se considere en la nota final la valoración del informe. Tienen derecho a examen, sólo, aquellos alumnos que figuran en el acta de la convocatoria correspondiente. NO SE GUARDA LA CALIFICACIÓN DEL EXAMEN TEÓRICO.

4 CALENDARIO DE EXÁMENES (el aprobado en Junta de Facultad): Finalización de estudios: Enero: Primer llamamiento: por determinar Segundo llamamiento: por determinar Junio: por determinar Julio: por determinar NORMAS DEL CURSO: Plazo de entrega de la ficha: lunes 8 de octubre. Deben entregar ficha tanto los alumnos que cursan por primera vez la asignatura como los repetidores. Aquellos alumnos que no entreguen la ficha no serán admitidos en el laboratorio de prácticas y no serán dados de alta en el aula virtual de la asignatura. LA REALIZACIÓN DE LAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO ES OBLIGATORIA. El informe de prácticas, que es voluntario e individual, solo se admitirá en formato papel. La fecha de entrega del informe es de 15 días después de haber finalizado el alumno las prácticas. A aquellos alumnos que entreguen el informe fuera de plazo no se les considerará, en la nota final, la valoración del mismo. En el caso de que los alumnos hayan entregado el informe de prácticas en años anteriores se mantendrá la calificación obtenida y se tendrá en cuenta en la nota final siempre y cuando el alumno supere el examen teorico. Para cualquier aclaración respecto al funcionamiento del curso los alumnos deben ponerse en contacto con las profesoras de la asignatura. BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA: *Alberts, Johnson, Lewis, Raff, Roberts & Walter (2010). Biología Molecular de la Célula. Omega. 5ª. *Bancroft, Stevens & Turner (1990). Theory and Practice of Histological Techniques. Churchill Livingstone. 3ª ed. *Barceló Mairata (2003). Técnicas instrumentales en bioquímica y biología. Univ. de les Iles Balears, Servicio de Publicaciones, Servei de Publicacions i Intercanvi Científic. *Clynes (1998). Animal cell culture techniques. Springer. *Collin & Edwards (1998). Plant cell culture. BIOS Scientific Pub. Co. *Darnell y cols. (2002). Biología Celular y Molecular. Panamericana. 4ª ed. *Dean, Johnson & Middle (1986). Affinity chromatography: a practical approach. IRL Press. *Dixon (1991). Plant cell culture: a practical approach. IRL Press. *Glover (1988). DNA cloning: a practical approach. IRL Press. *Goodman (1994). Medical Cell Biology. Lippincott Williams & Wilkins Publishers. Graham, Rickwood (1997). Subcellular fractionation: a practical approach. IRL Press. Investigación y Ciencia (2002). Serie Temas nº 29. A través del microscopio *Freshney (2000). Culture of animal cells: a manual of basic techniques. Wiley-Liss. 4ª ed. *Jakoby & Pastan (1979). Cell Culture. Academic Press. *Junqueira (1996). Histología básica. Masson. 4ª ed. *Karp (2006). Biología celular y molecular: conceptos y experimentos. McGraw Hill-Interamericana. 4ª. *Kirsop & Doyle (1991). Maintenance of microorganisms and cultured cells: a manual of laboratory methods. Academic Co. 2ª ed.

5 *Lodish, Berk, Zipursky, Matsudaira, Baltimore, Darnell (2005). Biología Celular y Molecular. Médica Panamericana. 5ª ed. *Montuenga Badía (2009). Técnicas en histología y biología celular. Elsevier-Masson. *Paniagua, Nistal, Sesma, Álvarez Uría, Fraile, Anadón, Saéz (2002). Citología e Histología Vegetal y Animal. McGraw Hill - Interamericana. 3ª ed. *Paniagua, Nistal, Sesma, Álvarez Uría, Fraile, Anadón, Saéz (2007). Biología Celular. McGraw Hill - Interamericana. 3ª ed. *Ramos Ruiz (2001). Técnicas de investigación en Biología Molecular. Ed. Univ. Autónoma de Madrid. *Rickwood (1989). Centrifugation: a practical approach. IRL Press. *Rickwood & Hames (1990). Gel electrophoresis: a practical approach. IRL Press. *Sambrook, Fritsch & Maniatis (1989). Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor Laboratory. 2ª ed. *Sommerville & Scheer (1987). Electron Microscopy in molecular biology: a practical approach. IRL Press. *Torok & Kao (2007). Optical imaging and microscopy. Springer. 2ª ed. *Vázquez (1996). Citología Práctica. Eunsa. 3ª ed. *Walter, Brooks & Fisher (1985). Partitioning in aqueous two-phase systems : theory methods, uses, and applications to biotechnology. Academic Press. *Watson, Caudy, Myers & Witkowski (2007). Recombinant DNA: genes and genomes, a short course. Freeman. *Wilkinson (1998). In situ hybridization: a practical approach. Okford University Press. * Disponible en la biblioteca de la ULL ALGUNAS PÁGINAS WEB DE INTERÉS: Access excellence - Graphics Gallery Antibody Humanisation for Therapeutic Applications Apoptosis, cell death and cell proliferation A Web atlas of cellular structures: protocols Bart's Cookbook and Lab Protocols - Tissue Culture CELLS alive Cell and Molecular Biology Online Cell Biology Laboratory Manual. Centrifugation basics Conceptos básicos de centrifugación

6 Electron Microscopy Fragmentación celular Histological Stains How does a confocal microscope work? Ingeniería genética In-Situ Hybridisation Introduction to Techniques in Immunology Ion Exchange Chromatography Molecular expressions: Science, optics and you Scanning electron microscope Scanning Tunneling Microscope - Update TEM vs SEM The antibody resource page OBSERVACIONES: Los recursos docentes estarán disponibles en el aula virtual de la asignatura,