MANEJO INTEGRADO DE LA MARCHITEZ BACTERIANA DE LA PAPA

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1 MANEJO INTEGRADO DE LA MARCHITEZ BACTERIANA DE LA PAPA Dra. Sylvie Priou 1, MSc. Oscar Barea 2 y MSc. Pedro Aley 1 1 Centro Internacional de la Papa (CIP), Apartado 1558, Lima 12, Peru. 2 Fundación PROINPA, Casilla 4285, Cochabamba, Bolivia AGENTE CAUSAL La marchitez bacteriana (MB) de la papa es causada por Ralstonia solanacearum, anteriormente llamada Pseudomonas solanacearum. La bacteria ataca a mas de 200 especies de plantas siendo las mas susceptibles, la papa, el tabaco, el tomate, la berenjena, el ají, el pimiento, el platano y el maní. La MB de la papa se encuentra predominantemente presente en las zonas altas y frías de los trópicos (hasta 3,400 m.s.n.m.) donde se encuentra principalmente la raza 3 que ataca a pocas especies de plantas. En regiones bajas con climas cálidos esta enfermedad es causada por la raza 1 que además afecta a muchos otros hospedantes. SINTOMAS Síntomas en follaje El síntoma característico de la enfermedad es la marchitez de la planta (parecido a la falta de agua), esta puede ser en un lado del tallo o en toda la planta cuando el ataque es fuerte; además al hacer un corte transversal del tallo podemos observar una necrosis en los haces vasculares. Otro síntoma que se observa es enanismo y amarillamiento del follaje, pero si la enfermedad se desarrolla rápidamente la planta se marchita sin mostrar amarillamiento. Un tallo puede marchitarse, secarse completamente y desaparecer y el resto de la planta puede quedar sana. Síntomas en tubérculos El síntoma típico es la presencia de mucus (pus) bacteriano en los ojos de los tubérculos infectados al cual se adhiere tierra, en caso de infecciones severas. DIAGNOSTICO EN CAMPO: la prueba de flujo Cortar un trozo de la base del tallo (2-3 cms) y colocar en cualquier vaso o tubo de vidrio transparente conteniendo agua limpia, para mantenerlo colgado en el vaso se puede usar un gancho (clip). Luego de unos minutos se observa la presencia de filamentos lechosos que salen por un extremo del tallo (Figura 1). Figura 1 Figure 1 1

2 En tubérculos, al hacer un corte transversal y presionarlos (Figura 2), se puede observar en los haces vasculares la presencia de mucus bacteriano de color blanco-cremoso y en estados avanzados este se pudre y es de color marrón. DISEMINACION Figure 2 Los tubérculos-semilla infectados constituyen el medio principal para la diseminación de R. solanacearum. El desarrollo de MB depende principalmente de la temperatura y la humedad. Las temperaturas mayores a 25º C de promedio en las zonas bajas o intermedias, favorecen la multiplicación de la bacteria y el desarrollo de síntomas de MB. Sin embargo en zonas altas y frías (mayores a 2500 msnm), la bacteria no se multiplica pero se mantiene viva o latente en la papa aunque las plantas infectadas puedan o no mostrar síntomas, y transmitirla a los tubérculos en los cuales se mantienen en forma latente, produciendo severos brotes de la enfermedad cuando estos tubérculos se siembran en lugares cálidos. El patógeno puede sobrevivir en el suelo (en restos de plantas) y en la rizosfera de otros hospedantes (malezas, otros cultivos susceptibles y plantas voluntarias de papa). Además, el suelo adherido a las herramientas, los zapatos / sandalias o pies de las personas o el tránsito de los animales es una fuente de contaminación de la MB. Las picotas, azadones y arados usados en la siembra, el aporque y la cosecha, como están en contacto con la tierra, también pueden llevar la enfermedad hasta las parcelas sanas. La bacteria entra a las raíces por las heridas hechas por las herramientas durante el cultivo, heridas naturales, así como las producidas por nematodos e insectos. También se puede diseminar la bacteria de la planta enferma hacia sus vecinas con el agua de riego contaminada o el agua de escorrentía superficial después de la lluvia. Los tubérculos semilla se pueden contagiar cuando están llevadas en las mismas bolsas usadas para llevar los tubérculos enfermos. CONTROL Manejo Integrado Actualmente no existe un control químico efectivo, la única forma de contrarrestar la enfermedad es mediante la aplicación de un Sistema de Manejo Integrado dependiendo de las condiciones agroecológicas de la zona infestada. Un manejo integrado puede reducir significativamente la incidencia de la MB hasta llegar a su erradicación. Prevención El uso de semilla libre de MB es un componente muy importante del manejo integrado. En los procesos de certificación de semillas la incidencia de MB debe ser 0%. Sólo se deben usar tubérculos-semilla libres de MB provenientes de áreas no infestadas y donde no se siembra 2

3 semilla proveniente de zonas endémicas más bajas, de preferencia semilla certificada o adquirida de empresas o asociaciones productoras de semilla conocidas y de confianza. El material de siembra usado en el programa de multiplicación de semilla (tubérculos-semilla básicos y pre-básicos) debe ser sometido a una prueba de detección de infección latente para descartar la presencia de R. solanacearum (Ver mas abajo). En las áreas endémicas, donde hay escasez de tubérculos-semilla sanos, una alternativa es el uso de semilla sexual de papa (TPS) o esquejes provenientes de micropropagación bajo condiciones controladas. Para la producción de semillas se debe sembrar en las parcelas libres de MB, es decir donde no hubo MB en los cultivos de papa anteriores o donde no se ha sembrado papa por muchos años o en terrenos recién habilitados para agricultura. Para prevenir la contaminación del cultivo hay una serie de medidas de saneamiento del cultivo a aplicar: Primeramente debemos realizar los trabajos) en las parcelas libres de MB. Antes de iniciar los trabajos en la parcela, realizamos la limpieza de las herramientas, por lo menos con agua en la casa o en baldes en el campo (no hacerlo en los canales de riego). Es preferible desinfestar las herramientas con solución de hipoclorito de sodio (lejía) diluida al 0.1% 1 que fueron previamente lavadas con agua. Además debemos limpiar los zapatos de los trabajadores que ingresan al campo o abarcas de los animales o pisar cal viva puesta sobre una bolsa de plástico o en una poza excavada (a 10 cm de profundidad) a la entrada de la parcela. Debemos lavar con detergente las bolsas y cajas que se usan para el traslado de la semilla propia o comprada y las mantas usadas para la siembra. El agua es otro elemento que se debe tomar en cuenta en la prevención, evitando que las aguas de riego o aguas de escorrentía superficial provenientes de parcelas enfermas ingresen a la parcela sana. Esto se puede evitar mediante la construcción de zanjas de desviación o de protección. La recolección de tubérculos después de la cosecha también es una práctica para prevenir y evitar que muchos animales especialmente los porcinos y equinos ingresen a las parcelas y alimentarse de los tubérculos. El cercado de la parcela es una opción (aunque costosa) para evitar el ingreso de animales a la parcela. Detección en tubérculos con infección latente para la prevención y el control de la MB El método tradicional para detectar una infección del tubérculo consiste en incubarlo durante 3 a 4 semanas alrededor de 30 C, y observar si existe o no exudado en los ojos o cortar el tubérculo transversalmente para observar la presencia de exudado en el anillo vascular. Sin embargo, este método toma mucho tiempo y espacio y puede que no detecte las infecciones leves o que se produzcan pudriciones causadas por otros patógenos. Por esta razón, el CIP ha desarrollado una técnica simple, sensible, rápida y económica llamada ELISA-NCM (prueba inmunoenzimática en membrana de nitrocelulosa) que permite detectar la infección latente en tubérculos-semilla. Este kit se está distribuyendo a los programas de semilla en todo el mundo para el control de calidad o certificación de la semilla y para la investigación (evaluación de las variedades en busca de resistencia a MB, desarrollo de componentes de control y estudios de epidemiología de la enfermedad o sea supervivencia y diseminación del patógeno). 1 Ejemplo: mezclar 100 cc de lejía o lavandina comercial que viene al 6% de hipoclorito de sodio con 6 litros de agua. 3

4 En campo donde está presente la MB El saneamiento y las prácticas culturales tienen como fin evitar o limitar la supervivencia y diseminación del patógeno. Por lo general, estas mismas medidas se usan para controlar otras enfermedades y plagas de la papa. Las plantas marchitas de papa deben ser eliminadas del campo tan pronto aparezcan, para evitar que contagien a las plantas vecinas. Se debe sacar las plantas enfermas con MB mas los tubérculos y el suelo de su alrededor, llevándolos fuera de la parcela en una bolsa plástica o de yute para no dejar caer el suelo contaminado. Luego se entierran en un hoyo fuera de la parcela y en un lugar alejado de los canales de riego. Se recomienda eliminar las malezas porque la bacteria sobrevive en muchas especies de malezas. A la cosecha se deben recoger los restos de cosecha y darles a los animales y recoger los tubérculos podridos y enterrarlos en un hoyo fuera de la parcela y en lugares alejados de los canales de riego. Opcionalmente, se puede reducir las actividades de labores culturales para evitar el daño de las raíces de las plantas para que la bacteria no ingrese fácilmente a la planta, como hacer un solo aporque durante el período vegetativo. Después de cada labor cultural se deben lavar las herramientas y las abarcas y zapatos para evitar contagiar otras parcelas de papa. Así mismo se debe evitar el flujo del agua de riego de un campo infestado hacia los campos vecinos. En campo donde hubo MB La rotación de cultivos es uno de los componentes más efectivos del manejo integrado de la marchitez bacteriana, que sumado al manejo adecuado y una buena atención de las labores culturales, permite eliminar la bacteria en suelos infestados y así recuperarlos para el cultivo de papa. Luego se debe sembrar papa solo semilla libre de MB. Sin embargo la rotación será una práctica efectiva para controlar la MB solo si se aplican también los siguientes medidas de saneamiento del cultivo: Antes de la rotación, a la cosecha del cultivo anterior de papa, se deben recoger los restos de cosecha, enterarlos o darles de comer a los animales. Durante la rotación de cultivos, eliminar las malezas hospedantes y plantas voluntarias. Usar agua de riego no contaminada y evitar aguas de escorrentía con zanjas de desviación. Limpiar las herramientas y zapatos. No se deben sembrar cultivos susceptibles como todas las solanáceas (papa, tomate, pimiento, rocoto, ají, berenjena, tabaco). Se puede rotar con cereales (maíz, trigo, cebada), pastos u otros cultivos no susceptibles como camote, col, coliflor, zapallo, apio, ajo, poro, cebolla, zanahoria, arveja, frejol, etc. Es recomendable rotar al menos con 2 cultivos no susceptibles cuando la incidencia de MB en el cultivo de papa anterior fue menor a 20%. Estos dos cultivos no hospedantes pueden ser sembrados en 1 o 2 años dependiendo de la disponibilidad de riego. Si la incidencia fue superior al 20% se debe rotar con más de 3 cultivos, según el nivel de incidencia de MB. Luego recién puede sembrar tubérculos-semilla sanas, si es posible variedades de papa identificadas como moderadamente resistentes o tolerantes en la zona (Ver abajo). 4

5 Para mantener o mejorar la fertilidad de los suelos, durante la rotación debemos intercambiar diferentes cultivos de una siembra a otro, con leguminosas. Se puede remover y exponer el suelo al sol o al frío durante los meses mas calientes o fríos, dependiendo de la zona. Esta práctica se puede repetir dos veces según disponibilidad de recursos económicos y humanos para la mano de obra. Control de nematodos Se sabe que existe una interacción entre el nematodo del nudo de la raíz (Meloidogyne incognita) y R. solanacearum, porque durante su ataque, el nematodo causa heridas en las raíces de la papa, facilitando de este modo el ingreso de la bacteria y de este modo causar la marchitez bacteriana; por lo tanto es necesario controlar al nematodo mediante la aplicación de enmiendas orgánicas y rotaciones con cultivos no hospedantes. Variedades resistentes La siembra de variedades resistentes es el medio más efectivo para evitar la presencia de MB. Hasta la fecha no existen variedades resistentes en el mercado. El CIP, a través de su programa de mejoramiento para la resistencia a la MB produjo clones avanzados con alto nivel de resistencia a la marchitez de la planta y buenas características agronómicas aún en presencia de la enfermedad. Sin embargo, estos clones presentan infección en los tubérculos. La infección latente en tubérculos es un problema porque es una de las principales causas de la diseminación de la enfermedad y también este tipo de resistencia no es efectiva cuando el inoculo ya esta presente en el tubérculo, sino cuando esta en el suelo. Además la resistencia es específica para cada variante por lo que se requiere la evaluación local de los genotipos resistentes. La resistencia no es efectiva cuando las condiciones ambientales son más favorables para el desarrollo de la MB (temperatura elevada, alta humedad del suelo, presencia de nematodos). Por lo tanto, los programas nacionales deberían seguir seleccionando los clones del CIP o producidos por su programa de mejoramiento considerando no sólo la resistencia a la marchitez de la planta sino también a la infección (visible y latente) en tubérculos, comparándolos con las variedades locales para determinar el riesgo potencial de diseminación de la enfermedad. El uso de variedades moderadamente junto con el abastecimiento de tubérculos-semilla libre de MB debe formar parte de un programa de manejo integrado de la MB. En estas condiciones, el uso de variedades moderadamente resistentes podría tener un impacto en la producción de papas de consumo y en la seguridad alimentaría en zonas endémicas de la MB. 5

6 BIBLIOGRAFÍA Allen, C., P. Prior and A.C. Hayward (Eds.), Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia Solanacearum Species Complex. APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p. Bentley, J., A. Paz, G. Juanes, J. E. Martínez, H. Equise, J. L. Quiruchi, R. Rioja, O. Barea, R. Salinas & G. Thiele, El Taller Comunitario y la Radio, una Experiencia en Bolivia. LEISA Revista de Agroecología 19: Bentley, J.W., S. Priou, P. Aley, J. Correa, R. Torres, H. Equise, J.L. Quiruchi and O. Barea, Method, Creativity and CIALs. International Journal of Agricultural Resources, Governance, and Ecology, 5(1): Elphinstone, J. G., Hennessy, J., Wilson, J.K. and D. E. Stead Sensitivity of different methods for the detection of Pseudomonas solanacearum (Smith) in potato tuber extracts. EPPO/OEPP Bulletin 26: French, E.R Integrated control of bacterial wilt of potatoes. CIP Circular 20: French, E.R Strategies for integrated control of bacterial wilt of potatoes. In Bacterial wilt: the disease and its causative agent Pseudomonas solanacearum (eds. Hayward, A. C. and Hartman, G. L.) p , CAB International, Wallingford (Reino Unido). French, E. R, Gutarra, L., Aley, P. and J.G. Elphinstone, Culture media for Ralstonia solanacearum isolation, identification and maintenance. Fitopatología 30: French, E.R., Anguiz, R. and Aley, P The usefulness of potato resistance to Ralstonia solanacearum, for the integrated control of bacterial wilt. In Bacterial wilt disease: Molecular and ecological aspects (eds. Prior P., Allen C. and Elphinstone J.) pp INRA edn, Springer Verlag, Berlin (Germany). Hayward, A.C Biology and epidemiology of bacterial wilt caused by Pseudomonas solanacearum. Annu. Rev. Phytopathol. 29: Hayward, A. C. and G.L. Hartman (Eds) Bacterial wilt: the disease and its causative agent Pseudomonas solanacearum. 259 p. CAB International, Wallingford (Reino Unido). Lemaga, B., R. Kakuhenzire, B. Kassa, P.T. Ewell, and S. Priou, Integrated control of potato bacterial wilt in Eastern Africa: The experience of African Highlands Initiative. pp In: Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia solanacearum Species Complex. C. Allen, P. Prior and A.C. Hayward (Eds.). APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p. Martin, C. and E.R. French Bacterial wilt of potato: Pseudomonas solanacearum. Technical Information Bulletin 13, 8 p. Centro Internacional de la Papa, Lima, Perú. Prior, P., Allen, C. and J. Elphinstone (Eds) Bacterial wilt disease: molecular and ecological aspects. 447 p. INRA edn, Springer Verlag, Berlin (Alemania). Priou, S., L. Gutarra and P. Aley, Highly sensitive detection of Ralstonia solanacearum in latently infected potato tubers by post-enrichment ELISA on nitrocellulose membrane. EPPO Bulletin / Bulletin OEPP 29:

7 Priou, S., Gutarra, L., Fernandez, H. and P. Aley Sensitive detection of Ralstonia solanacearum in latently infected potato tubers and soil by postenrichment ELISA. CIP Program Report , p , International Potato Center, Lima, Perú. Priou, S., Aley, P., Chujoy, E., Lemaga, B. and E.R. French Integrated management of bacterial wilt of potato. CIP slide training series (57 slides and a 30 page-guide in English and Spanish). International Potato Center, Lima, Perú. Priou, S., R. Torres, A. Villar, L. Gutarra and F. de Mendiburu, Optimization of sample size for the detection of latent infection by Ralstonia solanacearum in potato seed tubers in the highlands of Peru. Potato Research 44: Priou, S., C. Salas, F. de Mendiburu, P. Aley and L. Gutarra, Assessment of Latent Infection Frequency in Progeny Tubers of Advanced Potato Clones Resistant to Bacterial Wilt: A New Selection Criterion. Potato Research 44: Priou, S., O. Barea, H. Equise & P. Aley, Capacitación e investigación participativa para el manejo integrado de la marchitez bacteriana de la papa. Experiencias en Perú y Bolivia. CIP- PROINPA-DFID; Centro Internacional de la Papa (CIP), Lima, Perú, 85 p. Priou, S., P. Aley, and L. Gutarra, Assessment of resistance to bacterial wilt in CIP advanced potato clones. pp In: Bacterial Wilt Disease and the Ralstonia solanacearum Species Complex. C. Allen, P. Prior and A.C. Hayward (Eds.). APS Press, St. Paul, Minnesota USA, 510 p. Priou, S., L. Gutarra and P. Aley, An improved enrichment broth for the sensitive detection of Ralstonia solanacearum (biovar 1 and 2A) in soil using double-antibody sandwich enzyme-linked immunosorbent assay. Plant Pathology 55:

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