MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA ESTUDIO BACTERIOLÓGICO, PARASITOLÓGICO Y MICOLÓGICO SELECCIÓN, RECOLECCIÓN, CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE

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1 MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA ESTUDIO BACTERIOLÓGICO, PARASITOLÓGICO Y MICOLÓGICO SELECCIÓN, RECOLECCIÓN, CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DEPARTAMENTO DE LABORATORIO CLÍNICO REPARTICIÓN MICROBIOLOGÍA HOSPITAL DE CLÍNICAS FACULTAD DE MEDICINA MONTEVIDEO - URUGUAY 2004

2 ÍNDICE Prólogo SECCIÓN BACTERIOLOGÍA INSTRUCTIVO- NORMAS BÁSICAS GENERALES 1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO 1.1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR Exudado faringeo Cavidad orofaringea Senos paranasales Exudado nasal Muestras de oído Conducto auditivo externo Oído medio - Tímpanocentesis Muestras oculares Exudado conjuntival Raspados corneales 1.2 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR Expectoración Aspirado Traqueal o Secreciones Traqueales Punción Transtraqueal Muestras obtenidas a través del Fibrobroncoscopio Broncoaspirado Cepillado bronquial con catéter protegido Lavado bronco-alveolar Biopsia transbronquial Muestras obtenidas por abordaje percutáneo Punción pulmonar aspirativa transtorácica Punción biópsica pulmonar Biopsia pulmonar con toracoscopio Biopsia pulmonar por toracotomia 2 SANGRE 2.1 HEMOCULTIVOS 2.2 CATÉTERES INTRAVASCULARES

3 3 MUESTRAS DEL TRACTO URINARIO 3.1 UROCULTIVO- Orina obtenida por Chorro Medio Técnica para mujeres Técnica para hombres 3.2 OBTENCIÓN DE ORINA PARA UROCULTIVO EN EL PACIENTE CON SONDA VESICAL 3.3 PUNCIÓN SUPRAPÚBICA 4 MUESTRAS DE LÍQUIDOS BIOLÓGICOS 4.1 LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO LCR por punción lumbar LCR en p acientes con shunts ventriculares LCR obtenido de reservorio subcutáneo, Ommaya LCR obtenido de circuito de derivación 4.2 OTROS LÍQUIDOS BIOLÓGICOS: PERITONEAL( ASCITIS), PERICARDICO, PLEURAL, ARTICULAR 4.3 LÍQUIDO DE DIÁLISIS PERITONEAL CRÓNICA AM BULATORIA 5 PIEL Y TEJIDOS BLANDOS 5.1 HERIDAS SUPERFICIALES Y ABSCESOS ABIERTOS 5.2 ABSCESOS CERRADOS 5.3 HERIDA QUIRÚRGICA 5.4 QUEMADURAS 6 MUESTRAS DEL TRACTO GASTROINTESTINAL 6.1 MATERIAS FECALES 6.2 HISOPOS RECTALES 6.3 MUESTRAS DIGESTIVAS ALTAS Lavado gástrico Biópsia gástrica antral obtenida por endoscopia 6.4 MUESTRAS DIGESTIVAS BAJAS 7 MUESTRAS DEL TRACTO GENITAL 7.1 TRACTO GENITAL FEMENINO Exudado vaginal Exudado endocervical Exudado uretral Exudado rectal Endometrio Culdocentésis Trompas y ovarios Vulva Ganglios linfáticos inguinales Líquido amniótico 7.2 TRACTO GENITAL MASCULINO Exudado uretral Muestra para diagnóstico de Prostatitis 7.3 MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO DE CLAMYDIAS Y MICOPLASMAS UROGENITALES Muestras para investigación de Chlamydia trachomatis Muestras para investigación de Micoplasmas urogenitales

4 8 BIOPSIAS 9 MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE INFECCIONES BACTERIANAS 10 MUESTRAS PARA INVESTIGACIÓN DE AGENTES INFECCIOSOS POR TÉCNICAS DE BIOLOGÍA MOLECULAR SECCIÓN PARASITOLOGÍA Y MICOLOGÍA INTRODUCCIÓN OBJETIVOS MUESTRAS PARASITOLÓGICAS CONCEPTOS GENERALES TIPOS DE MUESTRAS MAS USUALES 1. MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO 1.1 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE TRACTO GASTROINTESTINAL Materia fecal Espátula adhesiva Muestras macroscópicas de parásitos entéricos Muestras macroscópicas con pseudoparásitos Sondeo duodenal Aspirado de lesiones intestinales por rectosigmoidoscopía Biopsias de intestino 1.2 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE PIEL 1.3 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO EN SANGRE 1.4 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO EN ORINA 1.5 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE SECRECIONES VAGINALES 1.6 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE SECRECIONES BRONQUIALES

5 1.7 MUESTRAS DE FLUÍDOS BIOLÓGICOS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO 1.8 MUESTRAS PARA CULTIVO PARASITOLÓGICO 1.9 MUESTRAS PARA TREPOINVESTIGACIÓN 2. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE PARASITOSIS MUESTRAS MICOLÓGICAS CONCEPTOS GENERALES TIPOS DE MUESTRAS MAS USUALES 3. MUESTRAS PARA ESTUDIO MICOLÓGICO 3.1 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS SUPERFICIALES Escamas de piel Uñas Cuero cabelludo Lesiones mucosas Heridas de piel Secreciones vaginales Secreciones balano-prepuciales Lesiones corneales Conducto auditivo externo 3.2 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS DERMOHIPODÉRMICAS 3.3 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS PROFUNDAS Muestras de tracto respiratorio inferior Expectoración Lavado bronquioloalveolar Biopsia de pulmón Muestras de líquidos biológicos LCR Otros líquidos biológicos: pleural, peritoneal, humor acuoso, etc Muestras de biopsias: ganglio, hígado, médula ósea, córnea, piel, etc Muestras de lesiones de piel Hemocultivos para hongos Mielocultivo para hongos 4. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE MICOSIS PROFUNDAS BIBLIOGRAFÍA

6 PRÓLOGO El aseguramiento de la calidad según la norma ISO/8402 es el conjunto de actividades preestablecidas y sistemáticas implantadas en el marco del sistema de calidad, que se ha demostrado son necesarias para dar confianza adecuada de que una entidad satisfará los requisitos para la calidad, dicha norma aplicada al Laboratorio Clínico según F.J. Gella es el conjunto de acciones sistemáticas encaminadas a proporcionar la adecuada confianza en los servicios que proporciona el laboratorio para satisfacer las necesidades médicas precisas para la atención al paciente conceptos tomados en el borrador de la norma ISO/DIS de Sistema de Calidad en Laboratorio Clínico. El conjunto de acciones sistemáticas parte desde el pedido del estudio hasta la llegada del informe al médico tratante. Ese amplio tramo de procesos preanalíticos, analíticos y postanalíticos debe ser protocolizado para asegurar procedimientos reproducibles que permitan asegurar la calidad del proceso realizado. Dentro de ese contexto, este manual aporta en el área de la microbiología, sin duda un fuerte respaldo al proceso preanalítico desde la solicitud, la obtención de la muestra, el transporte, registro de criterios de calidad (rechazo) y conservación, que permiten al equipo de salud involucrado en esta etapa tener una referencia normatizada. La vasta experiencia de los profesionales que elaboraron este manual y la consulta bibliográfica efectuada dan a esta publicación un fuerte respaldo académico y una visión práctica de los procedimientos microbiológicos preanalíticos que sin duda garantizan la información y la formación de los médicos, enfermeras y estudiantes, así como aseguran su manejo con propiedad frente al paciente, fin prioritario de las acciones en el campo de la salud. Prof. Dr. Walter Alallón

7 Profesor Agregado Dra. CRISTINA BAZET UGALDE Profesor Adjunto Dr. LEONARDO ANZALONE CANTONI Profesor Adjunto Dr. JULIO BLANCO TOLOZA Asistente Dra. GRISEL RODRÍGUEZ CUNS Asistente Dra. VERÓNICA SEIJA Asistente Dra. MARCELA LEGNANI CARDOSO Post grado Dra. CRISTINA ARENAS

8 TOMA DE MUESTRAS BACTERIOLÓGICAS INSTRUCTIVO El diagnóstico de las enfermedades infecciosas se basa en el estudio de los síntomas y signos clínicos, así como en la demostración de la presencia del agente, de productos o de la huella que éste ha dejado en su contacto con el sistema inmune del individuo. El diagnóstico clínico es, en muchos casos, orientador luego de evaluar los datos que ofrecen la historia clínica y la exploración pero, la confirmación de un diagnóstico clínico requiere en enfermedades infecciosas el diagnóstico etiológico que confiere el Laboratorio de Microbiología Clínica. Toda la información diagnóstica que el laboratorio de microbiología puede proporcionar, depende de la calidad de la muestra recibida. Por ello, una toma mal realizada, pobremente recogida o mal transportada determinará un posible fallo en la recuperación de los agentes patógenos, que puede inducir a errores diagnósticos, e incluso a un tratamiento inadecuado del enfermo. Este hecho es bien conocido por los microbiólogos, no obstante la mayoría de las muestras son obtenidas por otros profesionales de la salud en diversos servicios clínicos, por lo que es necesaria la educación continua de dicho personal sanitario, al que hay que advertir del gasto inútil y el error de los datos obtenidos a partir de un estudio realizado de forma inadecuada. El OBJETIVO de este trabajo es realizar una puesta al día de la toma, transporte y conservación de las muestras microbiológicas reseñando el material necesario, la técnica de obtención, volumen, número y transporte de cada una de ellas, según las distintas localizaciones y características especiales de aquellas o de los microorganismos a investigar. Normas básicas generales: Las muestras deben venir acompañadas de su respectiva hoja de pedido donde deben llenarse todos los datos solicitados por el laboratorio. En todos los casos es imprescindible: 1) nombre completo, 2) Nº de Cédula de Identidad o Nº de registro, 3) edad, 4) sexo, 5) servicio, policlínica o internación ( piso, sala, cama) 5) tipo de muestra : urocultivo, exudado de herida quirúrgica de tórax, pus de colección intrabdominal, etc. 6) consignar si el paciente recibió antibióticos en los últimos 7 días, si es así anotar nombre del ATB, dosis y vías de administración. Los viales, tubos o frascos donde se colocan las muestras deben ser estériles con tapón hermético. Las muestras se deben obtener antes de iniciar el tratamiento antibiótico o antiviral. Cuando esto no es posible, se obtendrán justo antes de la administración de la dosis del antimicrobiano, o tras 48 horas de finalizado el tratamiento. Hay situaciones en que es conveniente la toma junto a la cama del enfermo, como en hemocultivos y líquido cefalorraquídeo (LCR), pero en otras es imprescindible realizarla en el propio laboratorio como en exudados genitales que requieren una observación en fresco al microscopio y/o siembra inmediata. En líneas generales en todas las localizaciones es necesario que la toma se efectúe en el sitio exacto de la lesión con las máximas condiciones de asepsia que eviten la contaminación con microbios exógenos, que la muestra nunca se ponga en contacto con antisépticos o

9 desinfectantes, que la toma sea lo más precoz posible y siempre se prefieran los productos purulentos recogidos por aspiración directa con jeringa o tejidos sospechosos, a las muestras tomadas con hisopos o torundas con algodón. Todas las situaciones no previstas en este manual deben ser consultadas con los especialistas en Microbiología antes de tomar las muestras. En caso de no disponer de alguno de los sistemas de transporte recomendados consultar con la Sección Microbiología que será la que deberá instrumentar las soluciones alternativas. Criterios de Rechazo de Solicitudes y/o Muestras: Si las solicitudes y/o las muestras no cumplen los requisitos mínimos indispensables para su correcto procesamiento el laboratorio deberá aclarar las discrepancias con el servicio que las envío, previo a su realización y en algunos casos será imposible su procesamiento hasta tanto se envie la muestra correcta. Los siguientes son algunos ejemplos de ello: Discrepancia entre la identificación del paciente que figura en la solicitud del exámen y la que figura en el contenedor de la muestra. Acción: Hablar con el servicio que envío la muestra y no procesarla hasta que se solucione la discrepancia. Para muestras únicas ( LCR, materiales quirúrgicos) se procesará pero no se enviará el informe. No se indica en la solicitud de exámen el tipo de muestra a analizar y/o procedencia anatómica del mismo. Acción: Llamar al servicio que lo envío. No se procesará hasta tanto se conozcan esos datos, imprescindibles para la realización del estudio. Muestra enviada en frasco no estéril o con conservantes (formol). Acción: Informar al servicio que lo envío y solicitar nueva muestra. Muestra enviada en envase o tubo con pérdida o derrame Acción: No procesar. Esterilizar la muestra y solicitar una nueva. Muestra inadecuada para realizar el estudio solicitado. Acción: No procesar. Informar al servicio que la muestra es inadecuada y cual muestra deberá enviar. Cultivo anaerobio solicitado en exudado faríngeo, expectoración, orina, secreciones vaginales, úlceras o fístulas entre otras. Acción: Comunicarse con el servicio y explicar las razones. Muestra en cantidad insuficiente para realizar los exámenes solicitados: Acción: Solicitar muestra adicional, si no es posible establecer prioridades de procesamiento en acuerdo con el médico tratante. Muestras repetidas por más de una vez en el mismo día, excepto hemocultivos. Acción: procesar una sola muestra por día y comunicarse al servicio para que justifique el procesamiento de las muestras restantes. Muestra evidentemente contaminada. Acción: Descartar la muestra y solicitar otra.

10 1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO 1.1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR EXUDADO FARINGEO Se utiliza para el diagnóstico de faringitis estreptocóccica. Excepcionalmente se pueden requerir búsqueda de otros patógenos (por ejemplo: Neisseria gonorrhoeae) consultar con el laboratorio. A. MATERIAL NECESARIO. - Bajalenguas ( imprescindible) - Hisopo de algodón con medio de transporte. ( Stuart, Amies) B. TÉCNICA. Bajo visión directa, con la ayuda del bajalengua, se tocará con el hisopo en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. En lo posible no tocar la mucosa oral, lengua, úvula ni dientes. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Basta con un hisopo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). Si no es posible, conservar en heladera a 4ºC hasta 12 horas. D. OBSERVACIONES. Se investigará rutinariamente la presencia de Streptococcus beta-hemolítico del grupo A (S. pyogenes) y otros grupos beta hemolíticos como C y G CAVIDAD OROFARINGEA. Esta muestra se emplea habitualmente para el diagnóstico de la llamada "Angina de Vincent". Este tipo de muestra conviene realizarla en el Laboratorio de Microbiología, coordinando con un Microbiólogo. A. MATERIAL NECESARIO. - Hisopo de algodón sin medio de transporte. - Porta objetos limpios. B. TÉCNICA. - Se pedirá al paciente que se enjuague la boca con agua. - Tras enjuagar la boca, frotar o raspar las lesiones con una espátula o con un hisopo y hacer una extensión sobre un porta objetos. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. 1 extensión en porta objeto + 1 hisopo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. No requiere medidas especiales para su transporte y conservación SENOS PARANASALES. Es un procedimiento médico. Se realiza la punción-aspiración de los mismos, lo que requiere un especialista en O.R.L.. Este tipo de muestra no se realiza de rutina en caso de sinusitis aguda, sino

11 que en general se reserva para casos de sinusitis crónica, para aquellos casos que no responden al tratamiento instaurado y en aquellos casos que el especialista considere necesario. A. MATERIAL NECESARIO. - Yodo povidona al 10% - Recipiente estéril. - Medio de transporte para anaerobios. - Material quirúrgico de O.R.L. B. TÉCNICA. - Desinfectar el lugar de la punción con Yodo povidona - Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete inferior, o en el seno frontal por debajo del marco supraorbital del ojo. - Aspirar el líquido del seno. Cuando no se obtenga líquido, instilar 1 ml de suero salino estéril y aspirarlo nuevamente. - Inyectar la muestra en un medio de transporte para anaerobios o en su defecto tubo estéril. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Se intentará obtener al menos 1 ml de muestra. D. TRANPORTE Y CONSERVACIÓN. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas) EXUDADO NASAL Esta muestra solo se utiliza para buscar portadores de S.aureus o en el diagnóstico etiológico de impétigo. No es útil para el diagnóstico etiológico en casos de rinitis, rinosinusitis ni en casos de otitis media ni cuadros respiratorios altos prolongados Recordamos que alrededor del 30% de la población es portadora de este microorganismo a nivel nasofaríngeo por lo cual su hallazgo no tiene habitualmente significancia clínica salvo en situaciones especiales. En el personal de salud sólo se realizará la búsqueda de portadores en el caso de brotes de infecciones en los que no se ha encontrado otra fuente de infección. Este tipo de investigación se realizará en coordinación con el Comité de Infecciones Hospitalarias, quien determinará la oportunidad de su realización. A.MATERIAL NECESARIO. - Hisopo de algodón con medio de transporte. B. TÉCNICA. Tomar muestra profunda de ambas fosas nasales con el mismo hisopo, previamente embebido en suero fisiológico estéril. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Basta con un hisopo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). D. OBSERVACIONES. Se deberá consignar en el boleto de importante) MUESTRAS DE OÍDO pedido si hay lesiones o costras a nivel nasal. (muy CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO Solo se utiliza para conocer la etiología en caso de otitis externa. Suele tratarse de muestras de mala calidad y en ningún caso resultan representativas de los microorganismos existentes en el oído medio.

12 A MATERIAL NECESARIO. - Hisopos de algodón con medio de transporte - Suero fisiológico estéril B. TÉCNICA. Primero limpiar posibles restos de pus o secreciones del conducto auditivo externo con hisopo humedecido en suero fisiológico y descartar. Luego tomar muestra del oído indicado o de ambos por separado frotando con nuevo hisopo contra las paredes. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Un hisopo para cada oído. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas) OIDO MEDIO- TIMPANOCENTÉSIS Se reserva para el diagnóstico etiológico en casos de otitis media que no ha respondido al tratamiento, que se presenta en pacientes inmunodeprimidos, en otitis crónica y en aquellos casos que el médico considere necesario. A. MATERIAL NECESARIO. - Hisopos estériles. - Recipiente estéril. - Medio de transporte para anaerobios. - Yodo povidona al 10%. B. TÉCNICA. Timpanocentésis: Debe obtener la muestra un especialista en O.R.L. Se limpiará el canal auditivo externo con un hisopo impregnado en Yodo povidona. Se puncionará el tímpano a través de un otoscopio estéril. La muestra se enviará en un tubo estéril. Si se desea la investigación de anaerobios, se enviará el fluido en un medio de transporte específico. Las muestras en hisopo no sirven para cultivo de anaerobios. Muestras con tímpano roto: Tras la limpieza del canal externo se tomará la muestra con hisopo a través de un otoscopio estéril. Estas muestras no son válidas para anaerobios, y además el fluido suele colonizarse con flora del conducto auditivo externo, con lo que la interpretación de los resultados es siempre complicada. C. NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Se intentará obtener la mayor cantidad de exudado posible. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas) MUESTRAS OCULARES. Por vecindad estas muestras se estudian con las del tracto respiratorio superior EXUDADO CONJUNTIVAL Este tipo de muestras sirve para el diagnóstico de conjuntivitis de causa bacteriana. Estas son a menudo unilaterales. De todas maneras se solicita que se haga la toma de muestra de ambos sacos conjuntivales por separado, de manera de poder valorar la flora normal. Siempre que sea posible se realizará la toma de muestra en el Laboratorio de Microbiología. A. MATERIAL NECESARIO. - Hisopos con medio de transporte.

13 - Suero fisiológico estéril. B. TECNICA. - Debe obtenerse la muestra antes de la instilación de los analgésicos locales, colirios o antibióticos. - Con un hisopo mojado en suero fisiológico frotar sobre la conjuntiva tarsal inferior y el fórnix de afuera hacia adentro. - Para la investigación de Chlamydia trachomatis, everter el párpado y frotar con una torunda la superficie conjuntival con hisopo provisto por el laboratorio para investigación de Chlamydias. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Deberá utlizarse un hisopo para cada ojo. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. El transporte deberá ser inmediato. Cuando no sea posible, se utilizarán hisopos con medio de transporte tipo Stuart o Amies, que se mantendrán a temperatura ambiente. Para Chlamydia se utilizará un medio de transporte específico que depende de cada laboratorio. E. OBSERVACIONES. Los cultivos de conjuntiva preoperatorios no son útiles. El número y tipo de microorganismos de la conjuntiva normal varía diariamente, por lo que estas muestras no son válidas, excepto en el caso de signos inflamatorios a nivel ocular RASPADOS CORNEALES. Es un procedimiento médico. La toma de muestra la realizará un Oftalmólogo en el Laboratorio de Microbiología en coordinación con un Microbiólogo. Si esto no es posible se avisará previamente al Servicio de Microbiología que desplazará al personal y/o material necesario para ello. A. MATERIAL NECESARIO. - Espátula de platino flexible o ansa bacteriológica nueva o descartable. - Anestésico local. - Portaobjetos limpios con círculos marcados. - Caja de Koplin con metanol al 95%. B. TECNICA. - Instilar uno o dos gotas de anestésico. - Realizar el raspado de múltiples áreas de ulceración con la espátula de Kimura. - El material obtenido se siembra en lo medios provistos por el laboratorio. - Parte del material se colocará en el circulo de un portaobjetos limpio. - Fijar el portaobjetos en Metanol durante 5-10 minutos. C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Mínimo 1 portaobjetos y medios de cultivos con varias improntas corneales. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. Una vez fijados los portaobjetos no requieren medidas especiales para su transporte y conservación. Los medios se transportarán en forma inmediata al Laboratorio de Microbiología. 1.2 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR EXPECTORACIÓN En las condiciones habituales de la clínica diaria, no es una muestra representativa de la situación existente en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el árbol traqueo-bronquial y con la flora saprófita de la orofaringe. No obstante es un método fácil y rápido cuya utilidad o relación entre resultado obtenido y verdadera etiología depende en gran

14 medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su procesamiento, tipo de agente que se pretenda detectar y valoración adecuada del resultado. A.MATERIAL NECESARIO. - Frasco estéril de boca ancha y hermético. - Suero fisiológico estéril y nebulizador ocasionalmente. B.TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA. - Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina. - Obtener el esputo tras una expectoración profunda luego de un esfuerzo de tos, preferentemente matinal. - La muestra debe provenir del sector bajo del tracto respiratorio. La saliva no sirve para realizar este estudio. - De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril tibio (15 ml durante 10 minutos), siendo útil además realizar un drenaje postural o fisioterapia respiratoria. C.VOLUMEN MÍNIMO. De 2 a 10 ml, si es posible. D.TRANSPORTE Y CONSERVACION. Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). E.OBSERVACIONES. - Es preferible realizar la toma antes de instaurar el tratamiento antibiótico. - No es útil para anaerobios. - No son inoculables las secreciones de sospechosa procedencia. - La expectoración debe rechazarse hasta obtener un esputo de calidad suficiente (mas de 25 leucocitos polimorfonucleares y menos de 10 células epiteliales por campo 100x). - Si no se obtiene muestra representativa del tracto respiratorio inferior, es inútil insistir con esta técnica diagnóstica. - Si el pedido incluye baciloscopía se deben recoger 3 muestras en 3 días sucesivos. Mientras conservar en la heladera a 4ºC hasta el tercer día y llevar las 3 muestras juntas al laboratorio ASPIRADO TRAQUEAL O SECRECIONES TRAQUEALES Esta muestra se utiliza fundamentalmente para valorar la colonización del tracto respiratorio en el paciente ventilado. Tiene valor análogo al esputo por su contaminación con la flora orofaríngea. No obstante un resultado de cultivo semicuantitativo de 3 o 4 cruces ( desarrollo en 3 o 4 cuadrantes de la placa de Petri ) se correlaciona bien con la etiología de la neumonía en el paciente ventilado. Esta muestra se obtiene con sonda de aspiración por personal de enfermería debidamente entrenado. Se enviará al laboratorio en tubo estéril o en tubuladura de suero. Tiene las mismas consideraciones que la expectoración PUNCION TRANSTRAQUEAL. Es un procedimiento médico. A. MATERIAL NECESARIO. - Guantes, campos, gasa estériles. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Yodo povidona al 10% - Suero fisiológico. - Jeringas estériles.

15 - Aguja y catéter nº (de subclavia). - Anestésico local / lidocaína al 1-2% con adrenalina. B. TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. - Técnica a realizar por personal entrenado. - Desinfección de la piel con Yodo povidona. - Introducción del catéter por punción a través de la membrana cricotiroidea, inyectar suero fisiológico y aspirar. C. VOLUMEN DE LA MUESTRA. La máxima cantidad de aspirado posible. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Colocar la muestra en un medio de transporte para anaerobios. Envío inmediato al laboratorio. (no superior a 2 horas) E. OBSERVACIONES. - Útil en el diagnóstico de anaerobios. - Útil en enfermos graves que no expectoran o lo hacen con esputos de mala calidad. - Indicado ante neumonías que responden mal al tratamiento empírico y neumonía nosocomial. - No aconsejable en enfermedad obstructiva crónica ni en enfermos hospitalizados durante largo tiempo ya que pueden encontrarse muy colonizados. Contraindicado en hipoxia severa y trastornos de coagulación. Posibles complicaciones como enfisema subcutáneo o hemoptisis MUESTRAS OBTENIDAS A TRAVÉS DE FIBROBRONCOSCOPIO. Son todos procedimientos médicos. En términos generales las muestras obtenidas por fibrobroncoscopía salvo el cepillado bronquial por catéter protegido, son muestras contaminadas en mayor o menor grado con flora orofaríngea. A. MATERIAL NECESARIO. - Material específico para broncoscopía. - Recipiente estéril hermético. - Tubo estéril con 1 ml de suero fisiológico. - Material de corte estéril. B. TRANSPORTE V CONSERVACION. Enviar inmediatamente al laboratorio. D. TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. Técnica a realizar por personal entrenado. Pueden emplearse las siguientes: BRONCOASPIRADO (BAS). Recogida de secreciones respiratorias a través de fibrobroncoscopio, pudiendo introducirse de 3 a 5 ml de suero fisiológico previo a la aspiración. Con menor grado de contaminación que el esputo CEPILLADO BRONQUIAL CON CATÉTER PROTEGIDO Cepillado de la mucosa bronquial del lóbulo afectado a través de un fibrobroncoscopio mediante un cepillo protegido por un doble catéter ocluido distalmente para evitar la contaminación de vías altas LAVADO BRONCOALVEOLAR Lavado de un segmento pulmonar (lóbulo medio o língula) previo anclado del broncoscopio, introduciendo de 20 a 50 ml de suero fisiológico. Los primeros 10 ml que se aspiran se deben descartar.

16 Indicado especialmente en procesos pulmonares intersticiales. (Neumonía en pacientes en asistencia respiratoria mecánica) De escasas complicaciones, pero no obvia la contaminación orofaríngea cuyo problema puede disminuirse si se inserta un tubo endotraqueal para pasar el broncoscopio LAVADO BRONCOALVEOLAR A CIEGAS Utiliza los mismos principios que los lavados a través de fibrobroncoscopio pero se realiza sin este. Esta maniobra debe ser realizada por personal médico debidamente entrenado BIOPSIA TRANSBRONQUIAL. Obtención de tejido pulmonar mediante técnica broncoscópica. Posible contaminación de la pinza de biopsia. Complicaciones: neumotórax, hemorragia MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTÁNEO. Son todos procedimientos médicos. Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras más representativas del parénquima pulmonar, no obstante, sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diagnóstico etiológico. A. MATERIAL NECESARIO. - Material quirúrgico específico para punción. - Recipiente estéril y hermético. - Formol al 10%. - Suero fisiológico. B.VOLUMEN MÍNIMO. Si es un producto de aspiración, la mayor cantidad posible. Si es una pieza de biopsia, una cuña de 3ml, cuando sea posible. B. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. Si es un producto de aspiración, depositar en tubo estéril. Si es una pieza de biopsia se divide en dos fragmentos: uno se coloca en suero fisiológico para estudio microbiológico y otro en formol al 10% para estudio anatomopatológico. Debe enviarse inmediatamente al laboratorio. D. TÉCNICA O METODOLOGIA DE OBTENCION DEL PRODUCTO. Técnica a realizar por personal entrenado. Pueden emplearse las siguientes: PUNCION PULMONAR ASPIRATIVA TRANSTORÁCICA. Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfico. Debe aplicarse ante infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son periféricas. Contraindicado en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis. Posibles complicaciones, como neumotórax y hemoptisis. Es una muestra ideal para estudio en infección anaerobia grave en niños, especialmente en edades tempranas PUNCION BIÓPSICA PULMONAR. Biopsia transtorácica con trocar. Sólo en casos excepcionales y en caso de lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de neumotórax BIOPSIA PULMONAR CON TORACOSCOPIO.

17 BIOPSIA PULMONAR POR TORACOTOMÍA. Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto. 2 SANGRE 2.1 HEMOCULTIVOS A. MATERIAL NECESARIO. frascos de hemocultivo proporcionados por el Laboratorio de Microbiología.. ligadura de goma. jeringas y agujas de punción i/v. gasas estériles. guantes estériles. alcohol etílico o isopropílico al 70%. Yodo povidona al 10%. B. OBTENCION DE LA MUESTRA. El procedimiento de extracción de sangre para la realización de hemocultivos se debe realizar cumpliendo las máximas precauciones de asepsia. 1. Lavarse las manos. 2. Colocar ligadura y campo estéril. 3. Palpar la vena a puncionar. 4. Realizar antisepsia con alcohol 70% en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro alrededor del sitio de punción. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior. 5. Repetir el procedimiento utilizando Yodo povidona al 10%. 6. Dejar actuar 1-2 minutos, esto es : hasta que se seque el antiséptico sobre la piel. 7. Mientras actúa el iodóforo, desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con alcohol 70%. 8. Colocarse los guantes estériles. 9. Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario palpar nuevamente la vena se cambiarán los guantes estériles y se realizará nueva antisepsia de piel. 10. Inyectar directamente la sangre en el frasco. No es necesario cambiar de aguja. 11. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen. 12. Para frascos de sistemas automatizados, retirar las tirillas de las botellas y pegarlas en la hoja de pedido correspondiente al paciente. En ningún caso se rotulará o pegará ningún tipo de etiqueta adhesiva sobre los códigos de barras de las botellas. C. VOLUMEN DE LA MUESTRA. La cantidad de sangre a introducir en cada botella es de 10 ml en el caso de pacientes adultos. En caso de neonatos y niños pequeños en que no se pueden obtener volúmenes grandes de sangre, es suficiente una cantidad 1-5 ml por frasco. En estos casos se utilizan botellas de hemocultivo pediátrico. D. NÚMERO DE MUESTRAS. Dos hemocultivos por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano. El intervalo de tiempo entre las extracciones es suficiente con una hora, pero cuando exista una gran urgencia en iniciar el

18 tratamiento, este intervalo puede acortarse hasta 15 minutos o se pueden extraer dos muestras simultaneas de diferentes sitios de punción. En caso de endocarditis subaguda se recomienda aumentar a tres frascos de hemocultivo repartidos en 24 horas y en caso de que la primera serie sea negativa, obtener tres muestras más al día siguiente. Si el paciente está recibiendo antibióticos puede ser necesario obtener otra serie de hemocultivos al tercer día. E. TRANSPORTE. Deben enviarse en forma inmediata al laboratorio una vez finalizada la serie. Mientras, mantener a temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse. F. OBSERVACIONES. Cuando no haya venas accesibles puede realizarse la extracción de sangre arterial. No son adecuadas las muestras extraídas a través de catéteres. En caso de sospecha de determinados microorganismos (Brucella spp, Leptospiras, Micobacterias, Hongos, etc) ponerse en contacto con el Laboratorio de Microbiología. En caso que el paciente esté recibiendo antibióticos realizar la toma previo a la administración de la dosis de antimicrobiano. Si se evita conversar durante la toma de la muestra no es necesario colocarse tapabocas. En sala de inmunodeprimidos sí es aconsejable el uso de gorro y tapabocas. 2.2 CATÉTERES INTRAVASCULARES El estudio de catéteres que se realiza en forma rutinaria a nivel del Laboratorio de Microbiología es la técnica semicuantitativa de Maki. Esta técnica permite valorar la contaminación extraluminal del catéter, principal mecanismo por el cual se contaminan los catéteres de corta permanencia y pueden llegar a ser el origen de una bacteriemia. A. MATERIAL NECESARIO. - Guantes estériles. - Gasas estériles. - Pinzas y tijeras estériles. - Recipiente estéril con tapa de rosca. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Yodo povidona al 10% B. OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. - Desinfectar con alcohol al 70% una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de entrada del catéter. Hacerlo en forma de círculos comenzando por el centro. - Repetir la misma operación, pero con iodóforo, dejando que se seque. - Retirar el catéter con la máxima asepsia. - Ayudándonos de las pinzas y las tijeras estériles, cortar los 5 cm dístales del catéter que corresponden a la porción intravascular. - Introducir el segmento de catéter en un recipiente estéril correctamente identificado. C. TAMAÑO DE LA MUESTRA. 5 cm de la porción más distal. Porciones mayores dificultan el procesamiento en el laboratorio. D. TRANSPORTE. La muestra deberá enviarse al laboratorio en un periodo inferior a 30 minutos. Cuando esto no sea posible deberá conservarse a 4 C por 12 horas como máximo.

19 3 MUESTRAS DEL TRACTO URINARIO 3.1 UROCULTIVO Orina obtenida por Chorro medio A. MATERIAL NECESARIO. - gasas estériles. - jabón neutro. - recipiente de boca ancha con tapa de rosca hermético y estéril. B. OBTENCIÓN DEL PRODUCTO. La muestra idónea es la primera micción de la mañana, ya que permite la multiplicación de bacterias durante la noche TÉCNICA PARA MUJERES. - Lavarse las manos cuidadosamente con agua y jabón, enjuagar con agua y secar con una toalla limpia. - Se separarán los labios mayores y menores, y los mantendrá separados en todo momento hasta que se haya recogido la orina. - con una gasa enjabonada se lava bien la vulva pasándola de delante hacia atrás, se repetirá el proceso un total de 4 veces. - enjuagar cuidadosamente con agua para eliminar los restos de jabón. - se indicará a la paciente que orine desechando el primer chorro ( primeros mililitros ) tras lo cual y sin interrumpir la micción, se recogerá el resto de la orina en el recipiente, el cual se cerrará inmediatamente. - el frasco debe sujetarse para que no tome contacto con pierna, vulva o ropa del paciente. Los dedos no deben tocar el borde del frasco o su superficie interior TÉCNICA PARA HOMBRES. - lavado de las manos con agua y jabón. - retraer completamente el prepucio, que se mantendrá así en todo momento, hasta que se haya recogido la orina. - limpiar el glande con jabón neutro. - eliminar los restos de jabón enjuagándolo con agua. - se pedirá al paciente que orine desechando el primer chorro, los primeros mililitros y sin interrumpir la micción, recoger el resto de la orina en el recipiente estéril. 3.2 OBTENCIÓN DE ORINA PARA UROCULTIVO EN EL PACIENTE CON SONDA VESICAL A. MATERIAL NECESARIO. - gasas. - alcohol 70º o Yodo povidona 10%. - jeringa o aguja estéril.

20 - recipiente estéril. B. OBTENCIÓN DE LA ORINA. 1. Si es posible realizar la toma inmediatamente luego del recambio de la sonda. 2. Pinzar la sonda a 10 cm del meato durante 1 a 2 dos horas como máximo. 3. Sin despinzar, desinfectar la sonda con Yodo povidona al 10 %, a 3-4 cm por encima de la pinza. 4. Extraer orina puncionando la sonda con jeringa y aguja. 5. Colocar la orina en frasco estéril. 3.3 PUNCIÓN SUPRAPÚBICA Es un procedimiento médico. Indicaciones. Evidencia clínica de infección urinaria con recuentos bajos o nulos, neonatos y lactantes y urocultivos repetidos con dos o más bacterias. La punción suprapúbica requiere un buen conocimiento de la técnica y de las precauciones que hay que adoptar, con rigurosa asepsia, descartando problemas de hemostasia y con la vejiga palpable y previa desinfección y anestesia local; se punciona ésta a 1,5 cm de la sínfisis pubiana, en la línea media, estando el paciente en decúbito supino, con una jeringa de 10 ml y con aguja larga (calibre 19) se aspira el contenido vesical. En caso de orina obtenida por punción suprapúbica se enviará al laboratorio lo antes posible. Colocar la muestra en frasco estéril. Se debe indicar en la hoja de pedido la técnica empleada para su extracción (dato importante a la hora de valorar el recuento de colonias). C. VOLUMEN MÍNIMO DE LA MUESTRA. Es suficiente un volumen de orina de 5-10 ml. D. TRANSPORTE. La orina debe llegar al laboratorio en el plazo de una hora. Cuando esto no sea posible debe refrigerarse a 4ºC durante un tiempo máximo de 12 horas. E. OBSERVACIONES. Para la búsqueda de micobacterias, la orina se recoge por técnica de chorro medio, durante 5 días consecutivos. En este caso el volumen de orina no debe ser inferior a 300 ml por muestra. Se elegirá preferentemente la primera micción de la mañana. 4 LÍQUIDOS BIOLÓGICOS 4.1 LIQUIDO CEFALORRAQUÍDEO LCR POR PUNCIÓN LUMBAR Es un procedimiento médico A. MATERIAL NECESARIO. - Campos estériles. - Guantes estériles. - Gasas estériles. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Yodo povidona al 10%. -Jeringas de 5-10 ml.

21 -Agujas de punción IM. -Trócares de punción lumbar de varios tamaños. -Tubos cónicos limpios y estériles con tapón de rosca. Es necesario que estén totalmente limpios, no alcanza con que estén sólo estériles pues la presencia de bacterias muertas por la esterilización puede inducir a errores por tinciones falsamente positivas. No se deben usar tampoco frascos que hayan contenido medicamentos como por ejemplo antibióticos aunque estén estériles, porque restos de medicación pueden tener efecto antimicrobiano y negativizar los cultivos. B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA. - Se obtendrá antes de instaurar cualquier terapéutica antibiótica. - Quien realice la toma de la muestra deberá lavarse las manos previo al procedimiento, colocarse sobretúnica y guantes estériles. - Se localiza la zona elegida para la punción lumbar mediante palpación de los espacios intervertebrales una vez colocado el paciente en la posición adecuada. - Se desinfecta con alcohol al 70% una zona de uso 10 cm de diámetro en el área elegida, la aplicación del desinfectante se hace de forma concéntrica del centro a la periferia. - Se coloca campo estéril - Se repite la operación con Yodo povidona que se deja secar durante un minuto. - Realizar la punción entre los espacios intervertebrales L3-L4, L4-L5 o L5-S1, siguiendo las normas de la más estricta asepsia. - Al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir libremente el líquido cefalorraquídeo que se recogerá en tres tubos, sin conservantes, con tapón de rosca. El primer tubo es el que debe enviarse para el estudio bioquímico, el segundo para el estudio microbiológico y el tercero para investigación de células (este suele ser el más transparente aunque la punción haya sido traumática). No obstante, el tubo más turbio se enviará a Microbiología. C. VOLUMEN MÍNIMO. - Para el estudio bacteriológico rutinario es suficiente 1 ml, aunque es preferible disponer de volúmenes superiores. - Para hongos o micobacterias se necesitan al menos 2 ml adicionales más por cada uno de los estudios, siendo deseable llegar a los 10 ml. - Para estudio de virus se necesita por lo menos 1 ml más. D. TRANSPORTE. El producto debe enviarse inmediatamente al laboratorio, pues alguno de los agentes etiológicos como S. pneumoniae, pueden lisarse rápidamente a partir de una hora tras su recogida. Si no es posible se mantendrá en estufa a 35-37ºC y una parte se incubará en un frasco de hemocultivo que se mantendrá en idénticas condiciones hasta su procesamiento en el laboratorio. Si no se dispone de estufas se mantendrá a temperatura ambiente. Nunca deberá refrigerarse pues se puede afectar la viabilidad de N. meningitidis y H. influenzae. En el LCR no se estudian rutinariamente anaerobios. En caso de solicitar esta investigación se enviará en un medio de transporte de líquidos para estudio de anaerobios o en frasco de hemocultivo anaerobios. Las muestras para el estudio de virus se enviarán en hielo, si el envío se retrasa más de 24 horas, se deberá de conservar a -70ºC. E. OBSERVACIONES. Como la meningitis suele surgir por un proceso bacteriémico se solicitarán simultáneamente hemocultivos, pudiendo ser así mismo estudiadas las posibles lesiones metastásicas cutáneas. Es necesario que el médico señale claramente las investigaciones solicitadas (bacterias habituales, micobacterias, anaerobios, hongos o virus).

22 LCR EN PACIENTES CON SHUNTS VENTRICULARES: LCR obtenido de reservorio subcutáneo, Ommaya. Esta toma debe ser consultada previamente con el especialista, neurocirujano a ver si es factible su realización. Hacer la toma del lugar de recolección del reservorio previa desinfección y antisepsia LCR obtenido del circuito del derivación. Si no es posible obtener LCR por punción del reservorio se obtendrá abriendo el circuito haciendo una buena desinfección del sitio. 4.2 OTROS LÍQUIDOS BIOLÓGICOS : PERITONEAL (ASCITIS), PERICÁRDICO, PLEURAL, ARTICULAR En este apartado trataremos de líquidos orgánicos, habitualmente estériles, salvo LCR. La toma de muestra, para la obtención de estos líquidos, es un procedimiento médico que requiere de ciertos cuidados para obtener una muestra adecuada para el examen microbiológico. A. MATERIAL NECESARIO. - Campos estériles. - Gasas estériles. - Guantes estériles. - Jeringas y agujas estériles. No se deben utilizar jeringas heparinizadas, pues la heparina lleva conservantes que pueden interferir la viabilidad de los microorganismos. - Yodo povidona al 10%. - Recipientes estériles con tapón de rosca. - Recipientes estériles de boca ancha (ejemplo:.el frasco de urocultivo). - Sistemas de transporte de líquidos para estudio de anaerobios. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Frascos de hemocultivos. B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA. Varía dependiendo del líquido corporal que se trate, pero siempre deberá seguirse una técnica rigurosamente aséptica. La muestra se obtiene por punción y se coloca en recipientes adecuados para su envío al laboratorio. Siempre que sea posible evitar el uso de hisopos.- -Realizar antisepsia de piel con alcohol, haciendo círculos concéntricos desde el centro hacia la periferia en una zona de unos 10 cm de diámetro. - Repetir el paso anterior con Yodo povidona al 10%, dejando secar durante un minuto. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, realizar la desinfección con alcohol 70%, dos veces consecutivas. - La toma se hace por punción percutánea (toracocentesis, paracentesis, punción pericárdica o punción articular) de forma aséptica para evitar la contaminación por la flora cutánea o ambiental. - Una vez realizada la toma se retira la yodo povidona de la piel con un apósito impregnado en alcohol al 70%. - Más raramente se pueden realizar tomas de estas localizaciones en el transcurso de intervenciones quirúrgicas. En esta circunstancia debe desaconsejarse el uso de hisopos, siendo preferible también la aspiración; se utilizarán hisopos sólo si el contenido no puede ser aspirado.

23 C. VOLUMEN MÍNIMO. Para el estudio bacteriano rutinario es suficiente de 1 a 10 ml. Cuando se requiera la investigación de Mycobacterium spp. u hongos se enviará un volumen superior a 10 ml. D. TRANSPORTE. Si es necesario evitar la coagulación de algunos de estos líquidos se usará heparina sin conservantes; otros anticoagulantes pueden tener acción antibacteriana. Los recipientes idóneos son tubos estériles de tapón de rosca o de presión negativa sin conservantes. Se llenarán hasta cerca del tapón, de esta forma pueden ser útiles para el estudio de anaerobios, especialmente si la muestra es purulenta. Los viales o tubos prerreducidos para el transporte de muestras para el estudio de anaerobios se emplearán en aquellos casos en que se sospeche este tipo de microorganismos. Frascos de Hemocultivos: Este es un sistema adicional a los anteriores. Está particularmente indicado cuando el envío se puede retrasar o en los líquidos que pueden coagularse. Si se sospecha anaerobios emplear uno adecuado para estas bacterias. Con su uso se ha incrementado el aislamiento bacteriano en peritonitis espontáneas o en las asociadas a diálisis peritoneal ambulatoria crónica. También se recomienda como transporte de líquidos articulares. En ningún caso se aceptaran hisopos embebidos en el líquido. Las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio. E. OBSERVACIONES. Cuando se utilice una anestesia local, hay que cambiar de jeringa y aguja para hacer la extracción de la muestra, ya que los anestésicos pueden inhibir el crecimiento bacteriano. 4.3 LÍQUIDO DE DIALISIS PERITONEAL CRÓNICA AMBULATORIA - La muestra del líquido de diálisis peritoneal crónica ambulatoria debe ser la propia bolsa que lo contiene. - La bolsa se enviara de inmediato al Laboratorio para su procesamiento o se conservará en la heladera hasta 12 horas. 5 PIEL Y TEJIDOS BLANDOS. El espécimen de elección en el caso de infecciones de piel y partes blandas depende del carácter de la lesión y no de los microorganismos que se sospechen. Para las lesiones abiertas, se debe remover la flora y detritus superficiales antes de recolectar la muestra de los márgenes de avance de la lesión. En caso de lesiones secas o costrosas los cultivos no están recomendados salvo que presenten exudado. En el caso de abscesos cerrados la recolección se realizará con aguja y jeringa de la pared del mismo, previa antisepsia de piel. En el caso de abscesos abiertos se debe decontaminar primero como en el caso de heridas abiertas. Las quemaduras se cultivan luego de una extensa limpieza y debridamiento. Se recomiendan cultivos de biopsia ya que los cultivos superficiales pueden ser poco representativos de lo que sucede en la profundidad del tejido.

24 5.1 HERIDAS SUPERFICIALES Y ABSCESOS ABIERTOS. A. MATERIAL NECESARIO. - Suero fisiológico. -Jeringa y aguja estériles. -Recipientes estériles con tapa de rosca. -Hisopos con medio de transporte tipo Stuart-Amies. B. TECNICA. - Lavar con suero fisiológico estéril cuidadosamente la superficie de la herida para retirar la flora colonizante. - Recoger el pus mediante jeringa y aguja, aspirando preferentemente de zonas profundas. - Cuando la muestra sea insuficiente, instilar suero o solución de Ringer lactato y aspirarlo nuevamente en la jeringa. - Cuando los procedimientos anteriores no sean factibles podrá efectuarse un frotis de los bordes de la herida con un hisopo. C. NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Para muestras líquidas se intentara obtener 1-10 ml. En el resto de las ocasiones se enviará la máxima cantidad posible. D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN. El envío al laboratorio debe ser inmediato. Se utilizará para el envío tubos estériles con tapa rosca. La jeringa de la extracción será evacuada en el recipiente en que se hará el envío. La práctica de colocar un tapón de goma en la aguja ( usando la jeringa como recipiente de transporte) debe deshecharse por el riesgo para el personal de sufrir un pinchazo con una aguja contaminada con líquidos orgánicos. No olvidar identificar la muestra adecuadamente y si no puede procesarse antes de 2 horas usar medio de transporte. E. OBSERVACIONES. Las muestras recibidas en hisopo son de escasa rentabilidad y deben obtenerse sólo en circunstancias muy excepcionales, cuando no se pueda recoger la muestra por otros métodos. Es importante especificar sitio anatómico de donde se realizó la toma de muestra. 5.2 ABSCESOS CERRADOS. Es un procedimiento médico A. MATERIAL NECESARIO. - Gasas estériles. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Yodo povidona al 10%. - Jeringa estéril. - Aguja IM. - Medio de transporte para anaerobios. B. TECNICA. - Realizar antisepsia de la zona a puncionar con alcohol al 70%, de forma concéntrica comenzando por el centro. Abarcar una zona de unos 10 cm.

25 - Repetir la operación con Yodo povidona. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, se utilizará alcohol 70 % dos veces consecutivas. - Dejar secar al menos 1 minuto para que el antiséptico ejerza su acción. - Realizar una punción-aspiración del absceso con jeringa y aguja, la muestra más útil es la obtenida contra la pared del absceso y puncionando en el lado superior para evitar la fistulización espontánea. - Traspasar la muestra a un contenedor estéril. Si se requiere búsqueda de anaerobios introducir en un medio de transporte para anaerobios. C. NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN. Deberá enviarse un volumen de muestra entre 1-5 ml. D. TRANSPORTE Y CONSERVACION. Las muestras deben enviarse al laboratorio tan pronto como sea posible. Hasta que esto suceda, mantener las muestras y el medio de transporte a temperatura ambiente. E.OBSERVACIONES. Es muy importante especificar en la solicitud la localización del absceso con vistas a la interpretación de los resultados. Si se carece de recipiente para transporte de muestra para anaerobios consultar al laboratorio. 5.3 HERIDA QUIRÚRGICA La toma de muestra se realizará con técnica aséptica luego de limpieza de la zona con suero fisiológico para eliminar la contaminación superficial. Se realizará por punción y se colocará la muestra en recipiente estéril con tapa de rosca, si se sospecha presencia de anaerobios comunicarse con el laboratorio para solicitar medio de transporte. Sí la muestra es obtenida con hisopo realizar primero la limpieza de la zona y luego embeber en el pus el mismo. 5.4 QUEMADURAS El tipo de toma de muestra es controvertido, pero los mejores resultados se han logrado con punch de tejido de 3 o 4 mm para realizar cultivos cuantitativos. Se transportan en tubos con tapa rosca estériles. Pueden hacerse tomas de exudado con hisopo haciendo las siguientes salvedades: solo se cultivaran para búsqueda de aerobios, no se hará cuantificación y además el resultado obtenido puede no ser representativo de la infección. 6 MUESTRAS DEL TRACTO GASTROINTESTINAL 6.1 MATERIAS FECALES Esta muestra se utiliza para el diagnóstico etiológico de gastroenterocolitis aguda. Excepcionalmente se puede utilizar para la búsqueda de portadores de Salmonella sp. En los