Facultad de Medicina y Psicología

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1 Facultad de Medicina y Psicología Manual de Laboratorio de Parasitología y Micología Laboratorio 3 Autor(es): Dr. Héctor Rivera Valenzuela Firma: : Julio 2007 Revisó: QFB María de la Luz Ibarra Firma: : Julio 2007 Autorizó: Dra. Sara Cortés Bargalló Firma: : Julio 2007

2 CONTENIDO Página Introducción Temario de la clase teórica Parasitología y Micología Reglamento general Normas especiales del Laboratorio de Microbiología, Parasitología y Micología Normas de seguridad Práctica # 1. Introducción al laboratorio de Parasitología... 9 Práctica #2. Recolección y tipos de muestra Práctica #3. Examen directo Práctica #4. Identificación de formas de trofozoitos y quistes de protozoarios intestinales Práctica #5. Frotis y Gota gruesa Observación de parásitos sanguíneos y tisulares Práctica #6. procedimientos de Tinción. Tinción de protozoarios Práctica #7.Examen Coproparasitoscópico. Procedimientos de concentración Práctica #7bis. Examen CPS. Por concentración y centrifugación. Técnica de Ritchie Práctica #8. Observación de helmintos transmitidos por el suelo Práctica #9. Observación de helmintos tisulares Práctica #11. Técnica de Graham Práctica # 11. Observación de Platelmintos (Céstodos) Práctica #11bis. Observación de Tremátodos Práctica #12. Observación de Artrópodos Práctica #13. Introducción al laboratorio de Micología Práctica #14. Identificación de Hongos Contaminantes aéreos y microcultivo Práctica #15. Observación de Hongos patógenos

3 INTRODUCCIÓN: En este manual se encuentran las prácticas que apoyan las materias de Parasitología y Micología. Destaca en primer lugar el hecho de que esta materia es una continuidad de Microbiología que se imparte en el semestre anterior por ello ambas materias incluyen un total de 16 módulos correspondiendo los 8 primeros a Microbiología y los módulos del 9 al 16 a Parasitología y Micología. Igual que con la microbiología, lo que aquí de ve permite que a través de la observación y la experimentación se distingan las formas biológicas microscópicas de aquellos parásitos y hongos que causan daño al ser humano. En el caso de estos últimos se procura comprender la morfología de los hongos patógenos conociendo agentes que no son patógenos pero que permiten por su semejanza conocer a los verdaderamente dañinos. Igual que en el caso de las bacterias, el presente manual tiene el propósito de servir de guía para que el estudiante de Medicina encuentre un enlace entre lo que va aprendiendo en el programa teórico, el laboratorio y en lo que será después el ejercicio de su carrera profesional. Por tal motivo el manual pretende cumplir con un calendario que le marca la teoría permitiendo al mismo tiempo reconocer la importancia que tiene para el clínico un buen laboratorio de Parasitología y Micología En este manual se encuentran los temas calendarizados que contiene la carta descriptiva de la materia, así como el reglamento que rige el funcionamiento del laboratorio, que antes que nada tiene la consigna fundamental de hacer del laboratorio no sólo una herramienta útil e interesante sino segura para el alumno. Es importante señalar que este laboratorio merece respeto ya que en el se manejan microorganismos cuya peligrosidad hace necesario un manejo cuidadoso y control riguroso, lo cual es particularmente más notorio en el caso de Micología donde los agentes adquieren una mayor peligrosidad en cultivo a diferencia de las bacteria que parecen perder algo de virulencia in vitro. Cuando se inicien las practicas d micología es necesario que se informe a los maestros si se esta bajo medicación específicamente con corticoides o algún medicamento debilitante, o si existe alguna condición médica que amerite evitar el ponerse en contacto con algunos agentes. Este laboratorio se evaluara mediante una lista de cotejo, el cuaderno de prácticas que entregará el estudiante al final del semestre, y una escala estimativa. El reglamento de la Facultad establece que el laboratorio tiene un valor del 20% del total de la calificación de la materia y sólo puede tener validez cuando se apruebe la parte teórica. OBJETIVO: Que el Manual sirva como instrumento de trabajo para la realización de prácticas de Parasitología y Micología, al mismo tiempo le sirva al alumno de referencia para comprender mejor la manera como se hace diagnostico en la practica clínica, conozca la estructura de los parásitos y de los hongos así como los mas comunes métodos diagnósticos 3

4 TEMARIO DE PARASITOLOGIA Y MICOLOGIA NOVENO MODULO: GENERALIDADES DE PARASITOLOGIA 9.1 INTRODUCCION A LA PARASITOLOGIA 9.2 EPIDEMIOLOGIA DE LOS PARASITOS 9.3 CONCEPTOS ACTUALES DE TAXONOMIA DECIMO MODULO: PROTOZOARIOS 10.1 RHIZOPODOS Entamoeba hystolitica y amebas relacionadas Naegleria ssp. Y amebas relacionadas 10.2 FLAGELADOS FLAGELADOS DE SANGRE Y TEJIDOS Trypanosomas africanos Trypanosomas cruzi Leishmanias del Viejo y del Nuevo mundo Leishmania donovani FLAGELADOS DE MUCOSAS Y CAVIDADES Giardia Trichomonas 10.3 CILIADOS Balantidium coli 10.4 APICOMPLEXA Plasmodium spp Toxoplasma gondi Pneumocystis carini Cryptosporidium spp Otros Apicomplexa ONCEAVO MODULO: NEMATODOS 11.1 HELMINTOS TRANSMITIDOS POR EL SUELO Ascaris lumbricoides Trichuris trichiura Grupo de las uncinarias Strongyloides stercoralis 11.2 HELMINTOS TISULARES Trichinella spiralis 11.3 HELMINTOS INTESTINALES Enterobius vermicularis 11.4 HELMINTOS TRANSMITIDOS POR ARTROPODOS Wuchereria bancrofti Onchocerca volvulus Otras filarias DOCEAVO MODULO: PLATELMINTOS 4

5 12.1 CESTODOS Tenia solium y cisticercosis Tenia saginata Hymenolepis nana Echinococcus granulosus Otras tenias menos communes 12.2 TREMATODOS Schistosomas Fasciola hepatica TRECEAVO MODULO: ARTROPODOS COMO VECTORES Y PRODUCTORES DE ENFERMEDAD 13.1 PRINCIPIOS DE ENTOMOLOGIA MEDICA 13.2 CLASIFICACION DE ARTROPODOS CATORCEAVO MODULO: ANIMALES VENENOSOS Y PONZOÑOSOS 14.1 ANIMALES QUE MAS FRECUENTEMENTE PROBLEMAS MEDICOS. QUINCEAVO MODULO: MICOLOGIA MEDICA MICROBIOLOGIA DE LOS HONGOS 15.2 FORMAS DE CLASIFICACION DIECISEISAVO MODULO:ENFERMEDADES PRODUCIDAS POR HONGOS 16.1 MICOSIS EXCLUSIVAMENTE TEGUMENTARIAS Dermatofitosis Tinea nigra palmaris Pitiriasis versicolor Piedra blanca y piedra negra 16.2 MICOSIS INICIALMENTE TEGUMENTARIAS Esporotricosis Micetomas 16.3 MICOSIS SECUNDARIAMENTE TEGUMENTARIAS Coccidioidomicosis Histoplasmosis 16.4 MICOSIS POR OPORTUNISTAS Candidiasis Criptococosis Aspergillosiss Mucormicosis Geotricosis Otras micosis oportunistas raras 5

6 REGLAMENTO GENERAL. REGLAMENTO DE LOS LABORATORIOS Y QUIRÓFANO Son los espacios académicos donde se llevan a cabo prácticas de diferentes asignaturas con el objeto de que los alumnos refuercen sus conocimientos. Para los fines de este reglamento, el quirófano será considerado como un laboratorio 1.- El reglamento debe ser leído íntegramente en la primera sesión de trabajo de cualquier curso que requiera uso del laboratorio. 2.- Los alumnos NO deben entrar y salir del laboratorio a voluntad. Deben esperar fuera del laboratorio hasta que el maestro o instructor llegue y les indique que pueden entrar. 3.- Si los maestros o instructores no se presentan al laboratorio, las prácticas no podrán realizarse. Es responsabilidad de los técnicos administrativos que los alumnos permanezcan fuera del laboratorio hasta la llegada del instructor, así como la de comunicar a la Dirección por escrito la razón de la suspensión de practicas. 4.- Los alumnos deben usar bata BLANCA, LARGA, y LIMPIA para entrar a cualquier laboratorio. Deben ponerse la bata ANTES de ingresar. 5.- Está prohibido fumar o comer dentro de los laboratorios. 6. Los alumnos deben mantener el orden dentro de los laboratorios. 7- Deben presentarse al laboratorio adecuadamente preparados, habiendo consultado previamente en su manual la práctica correspondiente. De no cubrir este requisito no podrán efectuar la práctica. 8- El alumno debe leer con detenimiento la técnica a seguir, en caso de existir dudas consultar al profesor ANTES de iniciar la práctica. 9- Los alumnos serán asignados el primer día del curso a una mesa de trabajo, para todo el semestre. Ellos serán responsables del material y equipo que se proporcione a esa mesa y de la limpieza de la misma al finalizar la práctica Al inicio del semestre se dotará a cada subgrupo del equipo y material que utilizará, responsabilizándose de la integridad de los mismos para entregarlo al finalizar el programa de prácticas. El material o equipo que sea destruido o perdido será restituido por los alumnos responsables El aseo del laboratorio es de primordial importancia, por lo que los alumnos deben de cooperar en el mantenimiento de la limpieza de su mesa de trabajo y el material que así lo requiera. La basura debe colocarse en los recipientes correspondientes. Las substancias corrosivas o contaminadas se dejarán en depósitos adecuados sobre las mesas. Por ningún motivo deben tirarse residuos o desperdicios a los lavabos Los alumnos son responsables de que las llaves de agua y de gas de su mesa queden debidamente cerradas al finalizar cada práctica Los membretes o etiquetas para marcar el material o instrumentos deben ser humedecidos con agua de la llave, NUNCA CON SALIVA Los alumnos deben abstenerse de colocar en las mesas de trabajo cualquier material que no sea el requerido para la realización de la práctica (por ejemplo: ropa, bolsas de mano, libros, etc) En caso de cualquier accidente personal de equipo o material de trabajo debe notificarse inmediatamente al maestro o al instructor. 16- Los maestros y alumnos deben planear su trabajo de manera que la práctica se complete puntualmente y puedan salir del laboratorio 10 minutos antes de la siguiente clase o práctica, previendo el tiempo que utilizarán para recoger, ordenar el material y limpiar su mesa. 6

7 17- Por ningún motivo deben permanecer los alumnos en el laboratorio después de la salida del maestro o instructor Los alumnos deben lavarse las manos con agua y jabón al finalizar cada práctica Los alumnos que tengan el pelo largo deben mantenerlo recogido para evitar accidentes, sobre todo al trabajar con mecheros En las prácticas en que se maneje especie canina, los alumnos se encargarán de conseguir los perros directamente del Centro antirrábico y trasladarlos al laboratorio 21.- Los alumnos que no aporten el material que les sea solicitado para alguna de las prácticas no podrán entrar al laboratorio. 22. Dadas las características funcionales de cada laboratorio el alumno deberá someterse a las normas especiales, marcadas en cada uno de ellos. SANCIONES 1.- El incumplimiento a estas normas será sancionado por el profesor o el instructor, 2. En la primera ocasión suspendiendo al alumno de la práctica correspondiente a esa sesión, y se le enviará un extrañamiento por escrito, con copia a su expediente y a la Dirección General de Servicios Escolares. 2. En la segunda ocasión se le suspenderá por tres sesiones seguidas y 3. Ante otra reincidencia será suspendido de las prácticas durante todo el semestre. NORMAS ESPECIALES DEL LABORATORIO DE MICROBIOLOGIA. El laboratorio de microbiologiíta es un lugar convenientemente habilitado donde con las debidas precauciones se pueden manejar y examinar microorganismos Cuando manejamos cualquier tipo de muestra debemos tener en cuenta la posibilidad de riesgos que pueden ser biológicos, del ambiente del Laboratorio o riesgos asociados como el manejo substancias químicas, eléctricos, fugas de gas. Todos los microorganismos que se manipulen deben ser manejados con precaucion por su potencial patogenicidad. NORMAS DE SEGURIDAD. 1. Es obligatorio el uso de bata larga destinada exclusivamente para el Laboratorio de Microbiología.( Sólo podrá retirarse para su aseo protegiéndola en una bolsa de plástico. Se recomienda lavar individualmente con Sol. de Cloro ) NO PODRA USARSE EN OTRAS AREAS DE LA FACULTAD O EN AMBIENTES HOSPITALARIOS. En caso que el maestro indique se deberá usar guantes y o cubreboca. 2. Al iniciar y finalizar la practica el estudiante lavara sus manos escrupulosamente con agua y jabón. 7

8 3. El lugar de trabajo debe estar siempre limpio y ordenado.al inicio y al finalizar cada practica es conveniente desinfectar la superficie de trabajo con sol. de fenol o benzal. 4. Se deben evitar los desplazamientos innecesarios por el Laboratorio. Los microorganismos deben manejarse cerca de la flama del mechero. 5. Esta prohibido comer, beber, fumar, aplicar cosméticos. Cuando se manipulen microorganismos evite hablar innecesariamente o llevarse las manos a la nariz, boca, ojos etc. 6. Utilice los recipientes adecuados para depositar los residuos peligrosos, biológico - infecciosos que se generen en la realización de la práctica. No tirar nada en los lavabos. El material de desecho no contaminado como papeles de envoltura depositarlos en los recipientes de basura común. 7. Cuando se utilice luz ultravioleta debe tomarse en cuenta que la exposición a esta radiación es peligrosa. 8. En caso de contaminación bacteriología o accidentes en el Laboratorio notificar inmediatamente al instructor o al personal técnico para tomar las medidas higiénicas y de seguridad apropiadas, así como su registro. 9. Incubar el material el tiempo que se indique, en caso contrario éste será desechado. 10. No almacenar material en el refrigerador. 11. Esta estrictamente prohibido retirar del Laboratorio cultivos o cepas a menos que así lo indique el maestro. 12. Al finalizar la práctica entregar el material empleado debidamente separado. 8

9 NOMBRE DE LA PRACTICA: Introducción al laboratorio de Parasitología SESION: # 1 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo IX generalidades de Parasitología, OBJETIVOS: El alumno recordará cuales son las reglas que hay que respetar y observar en el laboratorio para evitar poner en peligro a sus compañeros y a el mismo, asi como el manejo adecuado de los Residuos peligrosos biológico infecciosos. Al final de esta sesión se integrará a un equipo y tendrá una idea clara de lo que se realizará en este semestre. Recordará el uso y cuidados del microscopio. Conocerá los registros obligatorios que realizara durante el semestre. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: Esta es una práctica introductoria cuyo propósito es sentar las bases de funcionamiento, las reglas de seguridad y en general organizar lo que se hará durante el semestre. Además repasar el uso apropiado del microscopio, herramienta que será usada en la mayoría de las prácticas.hay que hacer notar que en el caso de las prácticas de este laboratorio el uso de los objetivos seco débil, seco fuerte y el microscopio estereoscópico es mucho mas frecuente que el lente de inmersión. El sistema de Calidad de los laboratorios obliga a que alumnos, maestros, y personal de la Facultad de Medicina realicen actividades obligatorias como el manejo adecuado de los residuos peligrosos biológico infecciosos (Nom Ecol-SSA1-2002), el registro en las bitácoras de uso de los equipos entre otros. RECURSOS MATERIALES: Microscopios ópticos Microscopio estereoscópico. Preparaciones montadas de parásitos diversos. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 9

10 DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD:: Se hará una revisión general de lo que constituye el laboratorio de Parasitología y Micología, discutiendo el reglamento existente, puntualizando en los riesgos inherentes a este laboratorio, los procedimientos de seguridad que se deben conocer y las reglas que deben observarse durante el transcurso del semestre. Se asignarán tareas y se formarán los equipos de trabajo. Se enumerarán las partes del microscopio y la manera como debe manejarse tal como se observó en la práctica correspondiente en el laboratorio de microbiología y en las Instrucciones de trabajo del equipo Se darán a conocer los registros que proceden. Se hará una breve revisión de muestras montadas con el objeto de ensayar el uso del microscopio. RESULTADOS: Haga un resumen de la discusión y de los puntos mas relevantes de la sesión y anótelos en su carpeta. CONCLUSIONES: haga un breve comentario personal acerca de lo que se vio el día de hoy MECANISMO DE EVALUACIÓN: mediante una lista de cotejo se asignará una calificación a cada alumno BIBLIOGRAFÍA: Reglamento interno de la Facultad de Medicina Tijuana Manual de Gestion de Calidad. 10

11 NOMBRE DE LA PRACTICA: Recolección y Tipos de muestras SESION # 2 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo IX generalidades de Parasitología. OBJETIVOS: El alumno conocerá las muestras más frecuentes utilizadas en el laboratorio de Parasitología y será competente para tomar una muestra que le ayude en el diagnóstico de las parasitosis, recordará las características de la toma, del manejo y los aspectos específicos de cada tipo de muestra. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: Una adecuada toma y una muestra apropiada resultan de la mayor importancia, debido a que el diagnóstico y consecuente manejo de una parasitosis depende en gran medida de una técnica bien realizada, en el momento y el lugar precisos con el material suficiente y adecuado, así como el manejo transporte y conservación. Es importante tomar en cuenta, la elección de la muestra de acuerdo al procesamiento de la misma RECURSOS MATERIALES: 1. Portaobjetos 2. Cubreobjetos. 3. Sol. Salina. 4. Lancetas 5. Torundas con y sin alcohol. 6. Material para demostración de transporte de muestra. DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD: Análisis y discusión que debe reunir una muestra adecuada. Análisis y discusión de las técnicas para recolección de muestras específicas. Realizar la toma de sangre periférica para extensiones sanguíneas. RESULTADOS: Anotar sus observaciones y resultados en el cuaderno de prácticas. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló CONCLUSIONES: haga un breve comentario acerca de la práctica 11

12 MECANISMO DE EVALUACIÓN: lista de cotejo a través del cuaderno de trabajo BIBLIOGRAFÍA: 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 12

13 NOMBRE DE LA PRACTICA: Examen directo SESION # 3 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo X Protozoarios OBJETIVOS: Que el alumno sea capaz de diferenciar las formas biológicas presentes en un examen directo de formas no biológicas FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: Los exámenes directos son la forma más rápida de hacer diagnóstico de parasitosis. Es importante tomar en consideración algunas recomendaciones que permitan tener éxito en la búsqueda de parásitos. Con estas técnicas podemos observar trofozoitos o quistes de protozoarios, lo mismo que larvas o huevos de helmintos, sin embargo, las diferencias importantes entre los tipos de muestra establecen las diferentes resultados. Una muestra líquida diarreica o una muestra de moco en exudado vaginal nos puede mostrar trofozoitos en cambio una muestra de materia fecal formada mostrara quistes. Un detalle importante es el tiempo de procesamiento de la muestra después de emitida. Una muestra aun fresca con menos de una hora de haberse tomado puede aun conservar trofozoitos móviles, conocida como amiba en fresco.si la muestra tiene un tiempo mayor de haber sido emitida ( ej. 2 horas)es probable que requiera aplicar calor a lo que llamamos platina caliente. Para realizar un examen directo el tiempo es importante por lo que la muestra debe mantenerse a 37 grados centígrados y procesarse en la siguiente hora. RECURSOS MATERIALES: 1. Aplicadores de madera 2. Portaobjetos 3. Cubreobjetos 4. Gotero con solución salina 5. Gotero con lugol 6. Gotero con colorante de Sudan III 7. microscopios Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. De la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 13

14 DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD QUE SE REALIZARA: El alumno traerá una muestra de heces fecales y procederá a realizar un examen directo de la siguiente manera: 1. Con un aplicador de madera tomará una pequeña cantidad de materia fecal y la colocará en un portaobjetos limpio (1), enseguida pondrá una gota de solución salina y con el mismo aplicador hará una mezcla lo más homogénea posible. 2. Hecha la mezcla, procurando que no hayan restos muy gruesos se colocará un cubreobjetos sobre ella. 3. Se procederá a observar la preparación con el objetivo seco débil, buscando estructuras grandes y procediendo a describirlas. 4. Se procederá observar con el seco fuerte y se describirán las estructuras encontradas. 5. En otro portaobjetos (2) procederá de la misma manera que los puntos 1 a 4 substituyendo la solución salina por Sol de yodo. (Lugol). 6. En otro portaobjetos (3) procederá de la misma manera que los puntos 1 a 4 substituyendo la solución salina por colorante Sudan III. RESULTADOS: Describa sus observaciones y resultados. Dibuje las estructuras observadas CONCLUSIONES: haga un breve comentario sobre la practica y lo observado 14

15 BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 15

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17 NOMBRE DE LA PRACTICA: Identificación de formas de trofozoitos y quistes de parásitos intestinales SESION # 4 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo X Protozoarios de mucosas y cavidades OBJETIVOS: El alumno será capaz de identificar las formas biológicas de los parásitos de mucosas y cavidades, como Giardia, Rhizopodos, Tricomonas, Ciliados. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: La observación de las formas parasitarias es indispensable para identificarlos y comprender la importancia de la naturaleza de los parásitos y las diferencias clínicas que se relacionan con las etapas del ciclo vital de los parásitos. Por lo esta práctica es fundamental para que el estudiante de medicina tome conciencia de la importancia de las etapas por las que pasa un parásito durante su ciclo y la correlación que este tiene con las entidades clínicas y el diagnostico por el Laboratorio. RECURSOS MATERIALES: 1. Microscopios 2. Diapositivas 3. Preparaciones montadas de protozoarios Entamoeba spp, Giardia lamblia, Tricomonas spp, Balantidium,Cryptosporidium spp. DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD: Se procederá a observar con el seco débil las preparaciones previamente montadas y teñidas de Entamoeba spp, Giardia lamblia, Tricomonas spp, Balantidium, Cryptosporidium spp. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 17

18 RESULTADOS: Dibuje los parásitos observados identificando las estructuras mas relevantes CONCLUSIONES: haga un breve resumen de la práctica anotando los puntos que le llamaron la atención MECANISMO DE EVALUACIÓN: lista de cotejo 1. BIBLIOGRAFÍA: Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 18

19 NOMBRE DE LA PRACTICA: Frotis y Gota Gruesa. Observación de protozoarios tisulares. SESION # 5 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo X- Protozoarios titulares OBJETIVOS: El alumno será capaz de hacer un frotis y una gota gruesa para diagnosticar parásitos sanguíneos y titulares. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: El frotis y gota gruesa de sangre periférica es una de las formas más empleadas en el mundo debido a que de esta manera se diagnostican los casos de Paludismo, Leishmaniasis, Trypanosomiasis y otras parasitosis sanguíneas cuya frecuencia en el mundo es tal que de solo malaria se encuentra mundialmente alrededor de un millón de casos nuevos diarios. RECURSOS MATERIALES: 1. Microscopios 2. Laminillas 3. Lancetas y torundas 4. Colorante de Giemsa 5. Metanol 6. Preparaciones montadas de Plasmodium, Tripanosoma DESCRIPCION DE LA PRACTICA: Siguiendo las indicaciones del maestro,el alumno procederá a hacer una punción para extracción de sangre capilar usando una lanceta y tomando de un dedo las muestras: 1. Una gota la cual colocará en un portaobjetos 2. Otra gota en otra laminilla para realizar la gota gruesa Teñirá ambas siguiendo los pasos que al respecto se tienen en los anexos de este manual o con la técnica que el maestro proporcionara. RESULTADOS: Describa sus observaciones y resultados. Dibuje los organismos observados en su cuaderno de prácticas Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 19

20 CONCLUSIONES: haga un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA: 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 20

21 NOMBRE DE LA PRACTICA: Procedimientos de Tinción. Tinción de protozoarios SESION # 6 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo X: protozoarios (Búsqueda de criptosporidios) OBJETIVOS: Que el alumno se familiarice con las diferentes técnicas de tinción de parásitos para comprender mejor su naturaleza, pueda solicitar al laboratorio en su momento y poder distinguirlos en el microscopio. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: los protozoario en la mayoría de los casos los observamos con tinciones temporales como el caso de los exámenes directos con lugol, solución salina o sudan o teñidos para su búsqueda en sangre como se vio en la practica anterior. En otros casos debemos teñirlos para una preparación definitiva, en otros casos para observarlos, mejor en un medio donde pueden fácilmente confundirse o a veces por que necesitamos distinguir algunas de sus estructuras y eso sólo se puede logra con tinciones especiales. RECURSOS MATERIALES: material para tinción de gomori, o hematoxilina férrica, PAS,.(Las que esten disponibles en el Laboratorio) Tincion en frio para acido alcohol resistentes de Kinyoun. Muestra de Heces fecales proporcionada por el alumno. Preparaciones teñidas de Cryptosporidium. DESCRIPCION DE LA PRÁCTICA: Realice un frotis con la muestra de heces fecales. Deje secar a temperatura ambiente. Tiña con la tincion de Kinyoun. Observe al microscopio las preparaciones teñidas de Cryptosporidium. Observe las laminillas que realizo.tome de referencia la observación anterior para la identificación de ooquistes. RESULTADOS: Describa sus observaciones y resultados. Dibuje los organismos observados en su cuaderno de prácticas Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 21

22 CONCLUSIONES: Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F 22

23 NOMBRE DE LA PRÁCTICA: Examen Coproparasitoscópico. Procedimientos de concentración SESION # 7 (1ª. Parte) TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulos X y XI OBJETIVOS: Que el alumno sea capaz de procesar una muestra de materia fecal por una de los procedimientos más comunes de concentración. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: Los procedimientos de concentración aumentan la capacidad de detección de Protozoos, huevos y larvas de helmintos. Los procedimientos de concentración se pueden llevar a cabo en muestras frescas y conservadas. Los métodos de concentración emplean generalmente la sedimentación y la flotación.en la sedimentación los parásitos más pesados se depositan en el fondo debido a la gravedad o centrifugación. En la flotación los parásitos suben a la superficie de una solución de alto peso específico. Los procedimientos más utilizados son la Técnica de flotación con sulfato de Zinc (Faust) y la técnica de sedimentación en formalina - éter (Ritchie) o sus modificaciones. RECURSOS MATERIALES: 1. frasco con sulfato de zinc de densidad ( 33%) 2. vasos de precipitado de 250 ml. 3. agua destilada 4. abatelenguas 5. embudo 6. gasa o malla de alambre 7. varilla de vidrio 8. pinzas 9. asa de alambre Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 23

24 10. cubreobjetos 11. portaobjetos 12. microscopios 13. lugol 14. centrifuga con tubos de ensaye 15. materia fecal DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD: Técnica CPS por concentración de FAUST hacer una emulsión con la materia fecal y pasarla por embudo a través de la gasa o la malla de alambre, a un tubo de ensaye. Una vez lleno el tubo, centrifugar a 1500 RPM por un minuto. Decantar el sobrenadante y resuspender el sedimento en agua. Centrifugar igual y decantar cuantas veces sea necesario hasta obtener un sobrenadante claro. Después de decantar el sobrenadante ya claro, llenar el tubo con la solución de sulfato de zinc y centrifugar igual. Tomar el sobrenadante con un asa de alambre, únicamente la superficie sin introducir el asa al interior del liquido, el material tomado se deposita en el portaobjetos y se le agrega una gota de lugol, colocar el cubreobjetos y observar la preparación al seco débil primero y luego al seco fuerte. RESULTADOS: Describa sus observaciones y resultados. 24

25 CONCLUSIONES: Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa EVALUACIÓN: Escala estimativa. BIBLIOGRAFÍA. 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 25

26 NOMBRE DE LA PRACTICA: : Examen Coproparasitoscópico por concentración y centrifugación. de Ritchie SESION # 7bis TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulos XI Y XII OBJETIVOS: FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: vease el fundamento al principio de la practica RECURSOS MATERIALES: 1. Heces fecales obtenidas por los alumnos. 2. Tubos de centrifuga. 3. Portaobjetos 4. Cubreobjetos 5. Pipetas 6. Aplicadores de madera. 7. Embudo. 8. Gasas 9. Sol. Salina. 10. Sol. De Formalina al 10 %. 11. Éter. DESCRIPCION DE LA PRACTICA. PROCEDIMIENTO DE FORMALINA ETER DE RITCHIE. Este procedimiento es eficaz para la obtención de la mayoría de los quistes de protozoarios y huevecillos y larvas de helmintos, incluyendo los huevos con opérculo y tiene una eficacia moderada para los huevos de Esquistosoma. La técnica es útil para examinar heces que contienen substancias grasas que interfieren en los métodos de flotación.. Las modificaciones al método de Ritchie utilizar acetato de etilo (Melvin 1982) Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 26

27 TÉCNICA PARA MUESTRAS FRESCAS 1. En un tubo de centrifuga, desmenuce una porción de heces de unos 2 cms. De diámetro en suero fisiológico para conseguir que 10 ml, de suspensión contengan cerca de 1 ml. Del sedimento centrifugado. 2. Colar 10 ml de suspensión a través de dos capas de gasa en un embudo. Recolecte en tubo de centrifuga de 15 ml. 3. Centrifugue durante 1 a 2 min. a 1,500 rpm o 600g. 4. Decante el sobrenadante.el sedimento ocupara entre 1 a 1,5 ml de sedimento. Si la cantidad es mayor o menor ajuste a la cantidad adecuada. Si el sedimento es mayor resuspender en solución salina y eliminar la cantidad necesaria. Si es menor añada una segunda porción tratada de la misma manera que la primera. 5. Resuspenda el sedimento en sol. salina,centrifúguese y vuélvase a decantar. 6. Añadir 9 ml. De formalina al 10%, mezclar bien y dejar reposar por 5 min. o más. 7. Añadir 3.0 ml. De éter o acetato de etilo. Cierre el tubo con tapón y agite vigorosamente en posición invertida por lo menos 30 seg. Retirar el tapón con cuidado. 8. Centrifugue por 1 min. a g. 9. Retire el tubo y observe la formación de 4 capas como sigue: Capa de Éter. Tapón de restos fecales. Sol. De Formalina Sedimento que contiene parásitos. 10. Marcar cuidadosamente con un aplicador de madera un anillo alrededor de la capa de restos fecales para liberarlo de los lados del tubo, volcar el líquido sobrenadante en un recipiente de R.P.B.I. amarillo. 11. Arrastrar el sedimento, añadir cantidad similar de colorante de Yodo. (Lugol) y colocarlo sobre un portaobjeto. Agregar cubreobjeto y observar. FUENTES COMUNES DE ERROR. 1. Una suspensión fecal demasiado cargada. 2. Suspensión fecal pobre. 3. Centrifuga mal equilibrada 4. Tiempo y velocidad de centrifugación inadecuados. 27

28 RESULTADOS:Anote sus observaciones y resultados. CONCLUSIONES: Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutierrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 28

29 NOMBRE DE LA PRACTICA: Observación de Helmintos transmitidos por el suelo SESION # 8 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XI Nematodos OBJETIVOS: que el alumno pueda identificar a los parásitos transmitidos por el suelo, reconozca su dimensión y pueda identificar las diferencias de las formas de transmisión entre ellos. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: Este grupo de gusanos que la OMS clasifica como helmintos transmitidos por el suelo son responsables de mas de mil millones de casos particularmente en las zonas tropicales, en este grupo tenemos a Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Strongyloides estrecoralis y el grupo de las uncinarias. Como el ciclo vital de estos parásitos incluye el paso forzoso por la tierra, estos parásitos se adquieren ingiriendo los huevecillos al manipular tierra contaminada por fecalismo al aire libre, y en el caso de la uncinaria y strongyloides que ingresan por la piel intacta, es necesario que la piel este desnuda, lo cual se deriva de la falta de uso de zapatos. En este ejercicio veremos huevecillos y parásitos adultos de cada uno de los parásitos descritos. En el caso de Ascaris lumbricoides se realizara la observación en diferentes etapas de desarrollo del parásito. RECURSOS MATERIALES: 1. Preparaciones montadas de huevecillos y larvas de Ascaris lumbricoides, 2. huevecillos de Trichuris trichuria y Uncinarias. 3. Preparaciones montadas de larvas de Strongyloides stercoralis y Uncinarias. 4. Microscopios. DESCRIPCION DE LA PRACTICA: se procederá a observar directamente en el seco débil y luego en el seco fuerte cada una de las preparaciones. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló RESULTADOS: Anote en el cuaderno las características de los parásitos. Dibuje cada una de ellos. 29

30 CONCLUSIONES: Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 30

31 NOMBRE DE LA PRACTICA: Observación de Helmintos Tisulares SESION # 9 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XI helmintos tisulares OBJETIVOS: que el alumno identifique las estructuras parasitarias inmersas en el tejido. Particularmente el caso de Trichinella spiralis. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: en patología se observan muchos parásitos, uno de los más importante es el caso de la triquinosis. Las larvas del parásito se observan en los músculos y es importante distinguirlos en su dimensión y morfología. RECURSOS MATERIALES: 1. preparaciones montadas de Trichinella spiralis 2. Microscopios. DESCRIPCION DE LA PRACTICA; se procederá a observar en el seco débil y después en el seco fuerte las preparaciones. RESULTADOS: Describa sus observaciones y dibuje el material observado, anotando las características distintivas de los parásitos. CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 31

32 NOMBRE DE LA PRACTICA: Técnica de Graham SESION # 1O TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XI, Helmintos intestinales OBJETIVOS: que el alumno sea capaz de diagnosticar la enterobiasis. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: dado que el ciclo vital de Enterobius vermicularis incluye la migración a los márgenes del ano y la zona perianal, particularmente durante la noche con el consiguiente deposito de huevecillos en la piel, la técnica de Graham es una impronta que permite obtenerlos huevecillos directamente, los cuales quedan adosados a la cinta adhesiva transparente que se utiliza para la obtención de la muestra para el diagnostico RECURSOS MATERIALES: 1. paciente pediátrico que se citará del CUMAI 2. abatelenguas 3. cinta adhesiva totalmente transparente 4. portaobjetos 5. lugol 6. microscopios. DESCRIPCION DE LA PRACTICA: Prepare un abatelenguas al que se le adhiere un trozo de cinta adhesiva, asegurándose que la parte adhesiva quede expuesta. De indicaciones a fin de exponer la parte perineal del paciente, separe los glúteos y con el dispositivo que preparo obtenga la muestra de los pliegues anales, haciendo presión en varios sitios de la región. colocar la cinta en un portaobjetos al cual se le añadió una gotita de lugol La cinta se fija en los extremos para evitar que se desprenda cuando se observa. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 32

33 Se observa la preparación con el objetivo estereoscópico y posteriormente con el seco débil en búsqueda de huevecillos o larvas de Enterobius vermicularis. Ocasionalmente se observan otros parásitos en los restos de heces fecales de la muestra. RESULTADOS: Describa sus observaciones y dibuje el material observado, anotando las características distintivas de los parásitos. CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 33

34 NOMBRE DE LA PRACTICA: Observación de Platelmintos ( Céstodos ) SESION # 11 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XII OBJETIVOS: Identificar a los principales gusanos planos en sus formas adultas y larvarias. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: los Céstodos son los gusanos planos más frecuentes en el mundo contando cientos de millones de casos. La importancia de Taenia solium y su forma larvaria es inobjetable, el caso de Hymenolepis nana como un parásito cosmopolita, hoy considerado como patógeno, así como la importancia que en algunas regiones tiene Equinococcus granulosus hace que reconocerlos es de vital importancia para el medico. RECURSOS MATERIALES: 1. Preparaciones montadas de Taenia solium, T.saginata y de H.nana 2. Preparaciones montadas de Dipylidium caninum 3. Preparaciones montadas de Cysticercus spp. 4. Microscopios DESCRIPCION DE LA PRACTICA: se procederá a observar microscópicamente las preparaciones de parásitos adultos y posteriormente las preparaciones montadas de proglótidos, formas larvarias y huevecillos. RESULTADOS: Describa sus observaciones y dibuje el material observado, anotando las características distintivas de los parásitos. CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 34

35 MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 35

36 NOMBRE DE LA PRACTICA: Observación de Tremátodos SESION # 11bis TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XII- Tremátodos OBJETIVOS: reconocer la importancia que tienen los Tremátodos en el mundo, recordando el ciclo vital tan complejo y las formas de adquirirlos. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: la práctica nos permitirá saber que las medidas sanitarias tienen gran relevancia en el control de estas parasitosis y que en algunas regiones del mundo estos parásitos son auténticos problemas de salud pública. Conoceremos sus formas de transmisión y las formas adultas de Schistosomas y Fasciola hepática. RECURSOS MATERIALES: 1. Preparaciones montadas de huevecillos de Schistosoma spp. 2. Preparaciones montadas de adultos de Fasciola hepática 3. Microscopios. DESCRIPCION DE LA PRACTICA; Se procederá a observar las formas adultas e Tremátodos y posteriormente los huevecillos de Trematodos montados, siguiendo el orden establecido de ver primero en seco débil y luego en seco fuerte. RESULTADOS: Describa sus observaciones y dibuje el material observado, anotando las características distintivas de los parásitos. CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica EVALUACIÓN: Escala de evaluación. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 36

37 BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 37

38 NOMBRE DE LA PRACTICA: Observación de Artrópodos SESION # 12 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulos XIII y XIV OBJETIVOS: reconocer las características fundamentales de los artrópodos que más frecuentemente están relacionados con la medicina. Distinguir características entre insectos y arácnidos y otros de importancia médica. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: los artrópodos ocupan un papel de gran importancia en la medicina tanto como transmisores como agente etiológicos en si mismos, en este ejercicio nos familiarizaremos con los mas comúnmente relacionados con el ser humano y podremos distinguir sus características. RECURSOS MATERIALES: 1. Preparaciones montadas de artrópodos diversos, Dípteros, Siphonapteros (pulgas), hemípteros (chinches), Anoplura (piojos), Arácnidos ( garrapatas y ácaros. 2. Microscopios estereoscópicos. DESCRIPCION DE LA PRACTICA; se procederá a observar las preparaciones de los diferentes artrópodos en el microscopio con el lente panorámico. RESULTADOS: se dibujan y anotan las características observadas en el cuaderno de prácticas CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: Escala estimativa. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 38

39 BIBLIOGRAFÍA 1. Beaver P.C., Jung R.C., Cupp E.W Parasitología Clínica de Craig y Faust. 3ª. Edición. Masson Doyma México. 2. Becerril F.M.A., Romero Cabello R Parasitología Médica. De las moléculas a la enfermedad. McGraw Hill. México D.F. 3. Markell E.K, Voge M. John D.T Parasitología Médica. 6a. Ed. McGraw-Hill. México D.F 4. Tay J., Velasco O., Lara R., Gutiérrez M. 2002, Parasitología Médica. 7ª. Edición. Méndez editores. México D.F. 39

40 NOMBRE DE LA PRACTICA: Introducción a la Micología SESION # 13 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulo XV OBJETIVOS: que el alumno se familiarice con los hongos, conozca sus diferencias y pueda tener una idea clara de su morfología. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: con esta practica se inicia el conocimiento de los hongos, distinguiendo su morfología de levadura o de mohos. Se utilizan contaminantes aéreos debido que revisten menos peligrosidad que los hongos patógenos y conociendo su estructura podemos conocer a los patógenos, son además de muy fácil aislamiento y de crecimiento rápido. RECURSOS MATERIALES: 1. placas de Petri con medio de Sabouraud 2. cajas de Petri con medio GPY 3. cajas de petri con Mycosel 4. estiletes rectos y curvos 5. gotero con azul de algodón-lactofenol el alumno debe traer personalmente 1. Una caja de zapato 2. cinta adhesiva totalmente transparente 3. un frasco de esmalte de uñas transparente DESCRIPCION DE LA PRÁCTICA: El alumno recibirá una caja de Petri con cada uno de los medios y lo llevará su casa donde abrirá una por un espacio de 20 minutos, cuando se trate de interiores y 10 minutos en el exterior ( jardín ).Este proceso lo llevará a cabo en la semana anterior a iniciar esta práctica. Traerá las cajas con sus colonias en una caja de zapatos y los guardará en su gaveta procurando que no queden herméticamente selladas pero si seguras que no se abran. Las cajas de Petri deberán estar siempre con el medio en la parte de abajo. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 40

41 RESULTADOS: Describa sus observaciones y dibuje el material observado, anotando las características distintivas de los parásitos. CONCLUSIONES : Realice un breve comentario acerca de la práctica MECANISMO DE EVALUACIÓN: escala estimativa BIBLIOGRAFÍA 1. Bonifaz A., Micología Médica Básica.2ª. Edición, Méndez editores. México D.F. 41

42 NOMBRE DE LA PRACTICA: Identificación de hongos contaminantes y microcultivo de hongos saprófitos. SESION # 14 TEMA TEORICO AL QUE APOYA: Módulos XV y XVI. OBJETIVOS: que el alumno sea capaz de distinguir los hongos más comunes que se han aislado por todos los alumnos. FUNDAMENTO DE LA PRÁCTICA: en esta sesión se pondrá énfasis en distinguir las estructuras que permiten hacer el diagnóstico laboratorial de los hongos, comparando los contaminantes con los patógenos. Se hará un microcultivo para observar las estructuras finas de la esporulación con el propósito que la manipulación no destruya las estructuras y puedan ser fácilmente identificadas. RECURSOS MATERIALES: 1. Botellas con medios para hongos: Sabouraud, GPY. 2. cajas de Petri de vidrio estériles 3. V de vidrio que se acomode las cajas de Petri 4. papel filtro. 5. Portaobjetos 6. cubreobjetos 7. cajas de Petri con medio de Sabouraud 8. hojas de bisturí 9. marcador de vidrio (sharpie) DESCRIPCION DE LA ACTIVIDAD QUE SE REALIZARA: Las colonias identificadas se separaran aisladamente sembrándolas en botellas con los medios descritos. Se colocará un papel filtro humedecido en la base de la caja de Petri de vidrio y encima se le pone la V de vidrio. Una caja con Sabouraud se cuadriculará con cuadros más pequeños que el ancho de un cubreobjetos, se separará y colocará en un portaobjetos. Enseguida se procede a inocular de una colonia escogida en cada cuadrante del medio. Elaboró: Dr. Héctor Rivera Valenzuela Revisó: Q.F.B. Ma. de la Luz Ibarra Arias Aprobó: Dra. Sara Cortés Bargalló 42