Anestesiología. Valoración preanestésica. Objetivo del Tema. Ayuno Hipoglucemia. Programa de Anestesiología. Anestesia en Roedores y conejo

Transcripción

1 Anestesiología Tema 17 Anestesia en Roedores y conejo ANESTESIOLOGÍA VETERINARIA A - Anestesia General 1. Introducción a la anestesia: concepto y nomenclatura. 2. Evaluación preanestésica B Farmacología aplicada 3. Preanestésicos: anticolinérgicos y tranquilizantes 4. Anestésicos intravenosos y disociativos 5. Anestésicos inhalatorios 6. Anestésicos locales. Analgesia loco- Regional 7. Relajantes musculares C Equipamiento y Monitorización 8. Monitorización del paciente anestesiado 9. Equipamiento anestésico Programa de Anestesiología D Técnicas de soporte. Complicaciones 10. Dolor perioperatorio, reconocimiento y tratamiento. Analgésicos 11. Manejo de la vía venosa: Fluidoterapia 12. Manejo de la vía aérea: Ventilación 13. Complicaciones anestésicas y su tratamiento E - Anestesia por especies 14. Anestesia en perro y gato 15. Anestesia en équidos 16. Anestesia en rumiantes y cerdo 17. Anestesia en animales de laboratorio 18. Anestesia en animales exóticos F Manejo anestésico en situaciones específicas 19. Anestesia en pacientes especiales sanos 20. Anestesia en el paciente enfermo 1 2 Objetivo del Tema Valoración preanestésica Estado sanitario Enf. Respiratorias crónicas Insuf. Renal crónica. Cetoacidosis (cobaya) Conocer las características de la anestesia en roedores y conejos, los fármacos empleados y las técnicas aplicadas. Valoración Examen físico Análisis de sangre (volumen limitado, 0,6%- 0,8% del peso) 3 4 Ayuno Hipoglucemia Normalmente innecesario Roedores y conejos no vomitan Si está indicado, 6 h es suficiente Evitar la hipoglucemia Ayuno (h) Conejo 0-4 Cobaya 0-1* Pequeños roedores 0 Puede aparecer en anestesias de > 30 min Proporcionar glucosa y cristaloides Preferiblemente IV. alternativamente IP, SC, IO * Los cobayas retiene comida en la orofaringe y pueden regurgitar 5 6 1

2 Manejo Estabilización? Calentador de fluidos Fácilmente estresables El tono simpático aloto puede limitar la eficacia de los tranquilizantes Emplear métodos menos estresantes, p.e., maniobra de Camilla Evitar el despellejado de la cola(rata, gerbo) Reducir el manejo y mantener en ambiente tranquilo Antes de la inducción anestésica Normalizar la temperatura corporal Restaurar hidratación, volemia, equilibrio hídrico ml/kg IV, IP, SC de i.e., 0,18% salino+4% glucosa 7 8 Protección ocular Los párpados pueden quedar abiertos, p.e. con ketamina Es frecuente el secado de la córnea y abrasión Administrar lágrimas artificiales (hidroximetil celulosa) 9 Objetivo: prevenir la pérdida de calor Hasta 10-15ºC en 20 min Métodos: Envoltorio plástico de burbujas Aluminio Botellas de agua caliente Ventiladores de aire caliente Lámparas Mantas de agua caliente Envoltorio de burbujas de plástico Hipotermia Manta de agua caliente Preparación quirúrgica: Rasura el área mínima imprescindible compatible con una técnica aséptica Emplear desinfectantes templados, evitando soluciones con base alcohólica Emplear paños 10 Sistemas de calentamiento Complicaciones Prevención: Evitar sobredosificar: pesar con precisión!!! Mantener la temperatura corporal Mantener la oxigenación : dar oxígeno Evitar la presión sobre el tórax Minimizar las pérdidas de sangre: técnica quirúrgica cuidadosa Depresión respiratoria Compresión suave del tórax Doxapram (5-10 mg/kg)

3 Roedores: Las más comunes son la IP y SC. La vía IV resulta difícil por su tamaño. Los volúmenes máximos por vía IM están limitados (0,1 ml en ratón/ratas). Considerar la vía IO Conejos: IV, IM, SC Vías de administración IP Puntos de acceso o inyección parenteral en pequeños mamíferos Conejo SC, IP, IM IV: auricular, cefálica, lateral safena, yugular Cobaya idem IV: auricular, lat. safena, dorsal pene, yugular ratas/ratón idem IV: yugular, lat. cola Gerbo idem IV: lateral cola, safena, metatarsiana Hámster idem IV: lat. Tarso, cefálica, lingual, dorsal pene Chinchilla idem IV: femoral, cefálica, lat. safena, auricular, dorsal pene, lat. abdomen, cola IV Acceso IV en Conejos A Fuente de calor Cateterización de la vena lateral de la cola en la rata Venas Goma B Arteria Premedicación Para reducir el estrés y facilitar la manipulación antes de la anestesia Muy recomendado en animales muy estresados Propiedades analgésicas No analgesia Analgesia moderada Analgesia potente Diacepam *, midazolam *, acepromacina Medetomidina *, xilacina *, ketamina Fentanilo * (+ fluanisona, + droperidol) * Algunos fármacos son reversibles * Medetomidina y xilacina producen glucosuria y poliuria Premedicación en el conejo Tranquilizantes Benzodiacepinas: diacepam (0,5-5), midazolam (0,2-3) * Fenotiacinas: acepromacina (0,2-0,75) Agonistas Alfa-2 : xilacina (1-5), medetomidina (0,1-0,5) * Disociativos: ketamina (10-15), Tiletamina puede producir nefrotoxicidad a dosis > 30 mg/kg Opioides: butorfanol (0,1-0,5), buprenorfina (0,01-0,05), morfina 1-2.5), petidina (5-10), Fentanilo + droperidol o fluanisona (infusión 0,03-0,1 /min) Atropina Hasta el 50% de Conejos presentan atropinesterasa El glicopirrolato dura más (0,01-0,1 mg/kg) 17 (dosis en mg/kg) 18 3

4 Cobaya Premedicación en el cobaya Métodos de anestesia Secreciones profusas y densas atropina (0,05) Tranquilizantes Benzodiacepinas : diacepam, midazolam (2-5) * Fenotiacinas : acepromazine (5) Agonistas Alfa-2 : xilacina(5-10), medetomidina (0,5) (dosis en mg/kg) Inyectable Inhalatoria Loco-regional Anestesia de pequeños roedores Anestesia Inyectable Pequeños roedores La anestesia es similar en gerbo, hámster, chinchillas, rata y ratón Con ketamina + medetomidina o xilacina La anestesia inhalatoria es la de elección Inyectable: IP habitualmente, IM puede ser inadecuada Con Fentanilo + medetomidina + droperidol (Innovar vet, thalamonal) + fluanisona (Hypnorm) + midazolam Propofol (IV) ketamina anestesia general inyectable en el conejo Fármaco Dosis Anestesia quirúrgica (mg/kg) (min) ketamina ketamina + medetomidina IM (25 + 0,5) min ketamina + xilacina IM (35 + 5) 30 min ketamina + diacepam IV (10 + 1) Medetomidina Xilacina Atipamezol Fentanilo + medetomidina IV (0,08 + 0,3) ketamina no es buen analgésico en roedores Combinado con benzodiacepinas, opioides, agonistas alfa-2 Propofol Tiopental IV (hasta 10 durante 3-5 min) No recomendado

5 anestesia general inyectable en el cobaya Resumen de Anestésicos empleados en roedores y Conejos Fármaco Dosis Anestesia Route ratón rata Hamster Gerbo Cobaya Conejo (mg/kg) (min) Fentanilo / Medetomidina IP - 0,3/0, ketamina + medetomidina IP (40 + 0,5) superficial ketamina + xilacina IP ( ) 30 quirúrgica ketamina + diacepam IM ( ) 30 inmovilización Ketamina / Diacepam IP 100/5 80/10 70/2 50/5 100/5 25/5 Ketamina / Xilacina IP 100/10 80/10 200/10 70/3 40/5 35/5 IM Ketamina / Medetomidina IP 75/1 75/0,5 100/0,25 75/0,5 40/0,5 25/0,5 IM Tiletamina + Zolazepam IP 80* * Solo inmovilización (dosis en mg/kg) + Puede producir toxicidad renal Innovar Vet (fentanilo+droperidol) puede producir automutilaciones Analgésicos empleados en roedores y Conejos Duración en minutos de diferentes combinaciones anestésicas en ratón Duración Via ratón rata Hamster Cobaya Conejo (h) /Gerbo Buprenorfina 6-12 SC 0,05-0,1 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05 0,01-0,05 Butorfanol 2-4 SC ,5-0,8 0,1-0,5 IV Petidina 2-3 SC. IM Fentanilo min IP 0,01-0,5 0,01-0, Morfina 4-6 SC Aspirina 6-8 PO Flunixina 12 SC. IM Ibuprofeno 6 PO IM 10 IV Carprofeno SC Técnica anestésica anestesia Sueño Fentanilo + Medetomidina ketamina + Diacepam ketamina + Medetomidina ketamina + Xilacina Anestesia Reversible Anestésicos Inhalatorios Agonista Antagonista Dosis mg/kg) Agonistas α 2 Atipamezol Opioides (all): Naloxona Opioides (µ): Buprenorfina Benzodiacepinas: Flumacenilo Combinación anestésica Antagonista 0,1-1 0,01-0,1 0,01-0,1 1 Técnica de elección en roedores y Conejos isoflurano, halotano Requiere vaporizador Control rápido del plano anestésico Puede suplementar la anestesia inyectable Ketamina / Medetomidina Fentanilo / Medetomidina Atipamezol Buprenorfina / Atipamezol

6 Salida Cámara de inducción para roedores Anestesia Inhalatoria Gases frescos halotano isoflurano Flujo de oxígeno Inducción 3%-4% 3%-4% 1-3 L/min dep. tamaño cámara Mantenimiento 1%-2% 1.5-3% < 1 L/min 250 ml/100 g (sistema T ) Anestesia Inhalatoria + sistema antipolución Administración de anestésicos inhalatorios en roedores Mantenimiento Eliminación Gas fresco (anestésico + O 2 ) Inducción Anestesia Inhalatoria en el conejo Inducción inhalatoria en el conejo Especie CAM halotano CAM isoflurano Produce apnea voluntaria de hasta 2 minutos Ratón Rata Conejo Perro 0, , La CAM es un 20% mayor Se emplea después de anestésicos inyectables IM o IV El óxido nitroso puede provocar distensión abdominal Algunos animales mueren por hipoxia e hipercarbia La administración de un sedante no reduce este efecto Debe retirarse la mascarilla durante la apnea, colocándose de nuevo cuando respire

7 Intubación en roedores Intubación en Conejos Relativamente difícil comparado con especies mayores Suele emplearse la mascarilla La ventilación se realiza con ventiladores Dificultades anatómicas Abertura oral pequeña Lengua prominente Ciega o con otoscopio Emplear gel o pulverizador de lidocaína Intubación en el Conejo Cobaya Intubación en Cobayas Dificultades anatómicas Abertura oral pequeña Palatal ostium Secreciones profusas Tendencia a la regurgitación Con otoscopio y transiluminación Emplear un introductor Tamaño del tubo: 2,5 mm o menor Guía flexible* isoflurano Intubación en roedores: Equipamiento Posición de la rata Especies Ø Interno mm Gauge Catéter 14 G ratón rata Cobaya Conejo Otoscopio * J/straight combination mini-guidewire (45 cm x 0,038 inch diameter, cat # ) CORDIS: Intubación en el rata Luz fría 43 7

8 A B Secuencia de intubación en la rata Recuperación anestésica C D Determinar el efecto y duración del fármaco Considera la antagonización de los fármacos Asegurar que se proporciona analgesia antes de que el animal se recupere (Analgesia Preventiva ) Cuidados postoperatorios Cuidados postoperatorios Fluidos? SC al final de la cirugía en Cobayas Área de recuperación: tranquila, cálida, visible Preferiblemente con una toalla (o Vetbed, Drybed) Alejado de perros o gatos Reducir la manipulación: puede incrementar el estrés. Emplear fármacos de larga acción. Evitar las recuperaciones prolongadas Temperatura: Inicialmente: 30ºC (up to 36ºC) Recuperado: 20-25ºC Secar el pelaje húmedo Una vez recuperado Proporcionar agua y comida Proporcionar cama Función gastrointestinal: Comprobar el consumo de agua y comida en el postoperatorio Considerar fármacos que promuevan la motilidad GI (Metoclopramida, cisaprida), especialmente en GP y Conejos Analgesia postoperatoria Monitorización Favorece la recuperación de la cirugía Siempre antes de que el animal se recupere Cirugía mayor: Buprenorfina sola o combinada con AINEs (carprofeno, meloxicam, ketoprofeno) Infiltrar el área quirúrgica con anestésico locales Otra cirugía AINEs, puede darse una segunda dosis en h PO Plano de anestesia Función cardiopulmonar Temperatura corporal

9 Monitorización del plano de anestesia Valores fisiológicos comparados de roedores y Conejos Los reflejos se pierden gradualmente: Peso (g) Ratón Rata Hamster Gerbo Cobaya Conejo kg Estación Palpebral / Corneal Deglutorio Pinzamiento Podal Pinzamiento de la cola Pinzamiento de la oreja (Conejos, Cobaya) Pinzamiento de la cola Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca Peso (kg) Perro Gato Los reflejos podal, de la cola o de la oreja quedan abolidos en planos de anestesia quirúrgicos Temperatura Frec. Cardiaca Frec. Cardiaca Pinzamiento Podal Monitorización cardiopulmonar Objetivo: Prevenir la hipotensión, bradicardia, hipoxia, hipercapnia Monitorización de signos clínicos Especies de mayor tamaño: patrón ventilatorio, auscultar/palpar el tórax, mucosas, tiempo de relleno capilar, calidad de pulso, temperatura de las extremidades Especies de menor tamaño: difícil valorar la calidad del pulso o auscultar el tórax Monitores: ECG, presión arterial, pulsioximetría, capnometría, ventilación Confirmar su correcto funcionamiento Límite máximo de frecuencia cardiaca en monitores: De humana (mayoría): 250 ppm Veterinarios: 350 ppm Específicos (recientes): hasta 999 ppm Monitores: ECG Deben detectar señales débiles y frecuencias elevadas (Conejos 350 ppm, ratón 600 ppm) 52 Pueden determinarse frecuencias altas a partir de tiras de ECG en papel 53 Pulsioximetría Hipoxemia: < 90%-92% Sonda: lengua, labio, oreja dedos, extremidad distal, flanco, base de la cola, recto No presionar la sonda bpm Pulsioximetría bpm Sensibilidad mejorada para señales procedentes de tejidos con baja perfusión Límite máximo de frecuencia > 250 bpm

10 Sondas de pulsioximetría Flujo lateral Flujo de aspirado: 150 ml/min, +/-20. Frec respiratoria: Range bpm Capnografía El flujo debe adecuarse al volumen minuto (normalmente ml/min; en el ratón debe ser 5 ml/min) En pacientes intubados o no Flujo principal La sonda se sitúa en el tubo endotraqueal sin que tenga un especio muerto excesivo. Solo en Conejos y Cobayas Resumen Animales Laboratorio Microcapnografía CI240 monitor Columbus Instruments Flujo: 5-20 ml/min, +/-20 En animales con un peso de hasta 50 g Flujos de aspirado muy bajos (5 ó 20 ml/min.) Caro Roedores y Conejos ASA: Estado sanitario Premedicación: conejos Anestesia Inyectable: Ketamina + Fentanilo + Propofol Inhalatoria Isoflurano, Halotano Inducción solo en roedores Roedores y Conejos Analgesia Preventiva, Polimodal Opioides, AINEs, alfa=2, ketamina, a. locales Monitorización Plano Anestésico Temperatura!!! Cardiovascular clínica Pulsioximetría, ECG, Capnografía 58 Intubación endotraqueal 60 10