Bioq. Florencia Mongi Laboratorio de Parasitología- HNC

Transcripción

1 DIAGNOSTICO DE DIARREAS INFECCIONES PARASITARIAS EN EPISODIOS DIARREICOS Bioq. Florencia Mongi Laboratorio de Parasitología- HNC

2 Cuando sospechar de infecciones parasitarias en episodios diarreicos? Pte sintomático + clínica + epidemiología: DIAGNOSTICO PRESUNTIVO Laboratorio + muestra adecuada + método apropiado: DIAGNOSTICO CERTERO

3 Etapas del diagnóstico Etapa pre-analítica Etapa analítica Etapa post-analítica Datos del paciente Indicaciones: Recolectar materia fecal en recipiente limpio y seco, NO del inodoro, NO contaminar con orina Muestra rotulada Identificación de trofozoítos, quistes, larvas, huevos y adultos Análisis macro y microscópico, método de concentración y cultivo Validación e informe de los resultados Observaciones y sugerencias

4 Toma de muestra Numero de muestras y frecuencia de recolección -Muestra fresca: 1 muestra remitida antes de las 2 horas de recolección CONCENTRAR!!!! IDEAL: 1 muestra fresca/ día Mínimo 4 muestras -Muestra conservada: 4 muestras, 1/día, días consecutivos en líquido conservante

5 Solución conservante preparada Kit comercial Ventaja Mayor volumen de muestra a analizar Relación conservante: muestra 3:1 Por qué muestra conservada? Comodidad para el paciente Comodidad para el analista

6 Conservantes Ventajas Preserva morfología de trofozoítos, quistes, huevos y larvas Apropiado para algunos métodos de concentración Desventajas Interfiere en la extracción de ADN: técnicas de biología molecular (PCR) No permite el cultivo ni desarrollo de estadios in vitro SAF (acetato de sodio-ácido acético- formaldheído) Solución salina o acuosa formolada (5 o 10 %) PVA (alcohol polivinílico)- Schaudinn Solución de dicromato de potasio (2,5%) Merthiolate-yodo-formaldehído (MIF)

7 Procesamiento de la muestra Método directo Métodos de concentración Macroscópico Microscópico Flotación Faust Willis Sheather Coloraciones húmedas Coloraciones permanentes Sedimentación Espontánea Centrifugación Ritchie Cultivo de larvas Baermann

8 Coloraciones: Húmedas * Lugol * Tionina * Azul de metileno Solución fisiológica (SF) MUESTRA FRESCA!! movilidad

9 Coloraciones: Permanentes Coccidios Protozoos Microsporidios Kinyoun Ziehl-Neelsen (ZN) Safranina Tricrómica de Wheatley (TCR) +/ Hematoxilina Férrica (HF) Weber - +/- +++ Gram Cromotropo (GC) - +/- +++

10 Coloraciones: Permanentes Coccidios Protozoos Microsporidios Kinyoun Ziehl-Neelsen (ZN) Safranina Tricrómica de Wheatley (TCR) +/ Hematoxilina Férrica (HF) Weber - +/- +++ Gram Cromotropo (GC) - +/- +++ Si no se cuenta con alguna de estas coloraciones y/o persisten dudas en el resultado DERIVAR A CENTROS DE REFERENCIA

11 Métodos de concentración Centrifugación Centrifugación- Flotación Flotación Sedimentación espontánea (SE) Cultivo de larvas: Baermann

12 Métodos de concentración Método de Telemann modificado/ Ritchie/ FAE Objetivo: Recuperar quistes, huevos y larvas Coloraciones: * Húmedas: Lugol * Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC Solventes SAF Sedimento

13 Métodos de concentración Objetivo: Recuperar trofozoítos, quistes y huevos Coloraciones: *Húmedas: Lugol *Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC

14 Método sencillo Buena sensibilidad y especificidad EVALUACIÓN DE UNA TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA Y DEL EXÁMEN DIRECTO COMO MÉTODOS PARASITOLÓGICOS APLICABLES EN LABORATORIOS NO ESPECIALIZADOS Laconte L, Mongi F, Casero R. Departamento de Parasitología. Hospital Nacional de Clínicas, UNC Conclusiones: La técnica de sedimentación espontánea (SE) demostró valores aceptables de Sensibilidad y Especificidad como método de identificación tanto para helmintos como protozoos. Nuestros resultados indican que la técnica de SE es un método válido, sencillo y económico para concentración e identificación de parásitos si no se contara con otras técnicas para diagnóstico parasitológico

15 Otros métodos de concentración Sheather (sacarosa) Willis/Faust (Na Cl/ ZnSO4) Objetivo: concentración de ooquistes de coccidios concentración de huevos de bajo peso específico/ no operculados Observación: En fresco

16 Otros métodos de concentración Objetivo: recuperación de larvas rhabditiformes de Strongyloides sp Cultivo de larvas

17 Cultivo y aislamiento de larvas: Método Harada- Mori Objetivo: transformación de larvas Rabhditoides Filariformes (F1) (Strongyloides stercoralis)

18 Cultivo en Placa de agar (CPA) Objetivo: evidenciar larvas viables de S stercoralis y Uncinarias

19 Recomendaciones Métodos sencillos y de bajo costo Técnica de FAE (Formol-acetato de etilo) Sedimentación espontánea Técnica de Willis Técnica de Sheather Métodos específicos Cultivo de Baermann Harada Mori Cultivo en Placa de Agar DERIVAR Muestra fresca!!!

20 Fresco con Lugol Coloración Tricromica de Wheatley Blastocystis sp

21 Fresco con Lugol Fresco con Lugol Fresco con Tionina Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae

22 Coloración Tricromica de Wheatley Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae

23 Fresco con SF Fresco con Lugol Fresco con AM Dientamoeba fragilis Col Tricromica de Wheatley

24 Fresco con Lugol Giardia lamblia

25 Fresco con Lugol Fresco con SF ARTEFACTO Balantidium coli

26 Coloración Kinyoun Fresco con SF Cryptosporidium parvum

27 Fresco sin Lugol Fresco con Lugol Cystoisospora belli Coloración Kinyoun

28 Coloración: Kinyoun Cyclospora cayetanensis

29 Coloración Gram Cromotropo Microporidios

30 Fresco con SF Fresco con SF Fresco con Lugol Strongyloides stercoralis

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