ECOLOGÍA ALIMENTICIA Y SALUD DE PSITÁCIDOS EN MADRE DE DIOS, PERÚ

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1 ECOLOGÍA ALIMENTICIA Y SALUD DE PSITÁCIDOS EN MADRE DE DIOS, PERÚ Informe anual para SERNANP Autorización N o SERNANP-DGANP-JEF Autorización N o SERNANP-DGANP-PNBS Donald J. Brightsmith, Ph.D Director de Investigaciones Research Assistant Professor - Texas A&M University DBrightsmith@cvm.tamu.edu Gustavo Martinez Sovero, Blgo. Jefe de campo Universidad Nacional Pedro Ruiz Gallo gusmarso@yahoo.es George Oláh, Zoólogo, Ms. Universidad Nacional de Australia gyolah@yahoo.com Gabriela Vigo Trauco, Blga. Universidad de Texas A&M parrots@cvm.tamu.edu Sharman Hoppes, DVM Texas A&M University Facultad de Medicina y Cirugía de animales menores Dora Susanibar, Blgo. Bióloga Investigador Asociado del Centro de Ornitología y Biodiversidad, Lima Lizzie Ortiz Cam, M.V.Z Coordinadora Universidad Peruana Cayetano Heredia lizzieortizcam@gmail.com Lima, JULIO de 2011

2 RESUMEN EJECUTIVO El presente es el informe anual del Proyecto Guacamayo de Tambopata, correspondiente a las autorizaciones Nº SERNANP-DGANP-JEF y N o SERNANP-DGANP- PNBS, otorgada por el Servicio Nacional de Áreas Naturales Protegidas, con el fin de realizar el trabajo de investigación Ecología Reproductiva y uso de Collpas de Guacamayos en Madre de Dios. El trabajo de campo se lleva a cabo dentro de la Reserva Nacional Tambopata, teniendo como base de operaciones al albergue turístico y centro de investigación Tambopata Research Center (TRC). En el presente informe, se detallan por capítulos- diversos temas de investigación que se han generado debido a la gran importancia y valor de los psitácidos en el área, como: los estudios sobre los patrones fenológicos y su relación con el período de anidamiento, el éxito reproductivo según las preferencias del tipo de nidos, la importancia del reconocimiento de especies vegetales en el área, y resultados de estudios veterinarios. Todo ello ha conllevado a diferentes resultados que se asemejan uno del otro en que, el Proyecto Guacamayo sigue siendo una herramienta importante, no sólo para la conservación de los psitácidos, sino -en un aspecto mucho más amplio- incluyendo el tema sociológico, cultural y ambientalista. EXECUTIVE SUMMARY This is the annual report of the Tambopata Macaw Project corresponding to the authorizations N º SERNANP-DGANP-JEF and N º SERNANP-DGANP- PNBS, awarded by the Servicio Nacional de Áreas Protegidas, with the order to conduct the research Reproductive Ecology and macaw s clay lick use in Madre de Dios. The field work was carried out within the Tambopata National Reserve, based at the tourist lodge operations and research center Tambopata Research Center (TRC). In this report, are detailed -by chapters-various research topics that have been generated due to the importance and value of the parrots in the area, such as studies on phenological patterns and their relation to the period of nesting, reproductive success according to the preferences of the type of nest, the importance of recognition of plant species in the area, and some results of veterinary studies. This has led to different results that resemble each other in that the Macaw Project is still an important tool not only for the conservation of parrots, but-in a much more extensive, including the sociological, cultural and environmentalist issues. 2

3 CONTENIDO RESUMEN EJECUTIVO 2 EXECUTIVE SUMMERY 2 INTRODUCCIÓN 4 MARCO TEÓRICO 5 Área de estudio 6 Capítulo I: Relación entre los patrones fenológicos y el periodo de anidamiento de psitácidos en la selva peruana 7 Capítulo II: Pruebas para detectar Salmonella spp. en loros liberados, loros silvestres y en aves domésticas en las tierras bajas de Perú 12 Capítulo III: Preferencias de uso de nidos del Guacamayo Escarlata (Ara macao) en el sureste del Perú 13 Capítulo IV: Caracterización molecular de la microbiota cloacal de loros silvestres y en cautiverio Capítulo V: Identificación de especies de plantas en el Tambopata Research Center, Perú Lista de muestras extraídas 29 AGRADECIMIENTOS 29 BIBLIOGRAFÍA 30 3

4 INTRODUCCIÓN El presente es el informe anual del Proyecto Guacamayo, correspondiente a las autorizaciones Nº SERNANP-DGANP-JEF y N o SERNANP-DGANP-PNBS, otorgada por el Servicio Nacional de Áreas Naturales Protegidas, con el fin de realizar el trabajo de investigación Ecología Reproductiva y uso de Collpas de Guacamayos en Madre de Dios. El trabajo de campo se lleva a cabo dentro de la Reserva Nacional Tambopata, teniendo como base de operaciones al albergue turístico y centro de investigación Tambopata Research Center (TRC). El Proyecto Guacamayo cumplió su décimo primer año de estudios de psitácidos en TRC en noviembre de 2010, bajo la dirección del Dr. Donald Brightsmith. A través de un trabajo de larga trayectoria, el Proyecto Guacamayo ha logrado recolectar una variedad de datos sobre temas como: éxito reproductivo, crecimiento de polluellos, uso de collpas, concurrencia de psitácidos a la collpas, composición de grupos familiares, dieta, forrajeo, disponibilidad de alimento, sobrevivencia de guacamayos criados artificialmente, abundancia de psitácidos en el bosque, telemetría satelital, comportamiento de Ara macao en el nido, entre otros; con el objetivo de brindar información que ayude a entender la ecología y la historia natural de dichas aves. Esto es considerado de gran importancia, ya que los psitácidos son aves muy amenazadas y consideradas como un valioso recurso turístico. Al igual que en años anteriores, a través de este documento se presentan los logros obtenidos. Al inicio de este informe se presentan los antecedentes y se brinda una visión general del conocimiento científico que se tiene sobre los psitácidos. En el primer capítulo, «Relación entre los patrones fenológicos y el periodo de anidamiento de psitácidos en la selva peruana», se describe la relación entre la disponibilidad de recursos vegetales y los periodos de anidamiento de Pionus menstruus y Ara macao. El el siguiente capítulo titulado, «Pruebas para detectar Salmonella spp. en loros liberados, loros silvestres y en aves domésticas en las tierras bajas de Perú», muestra los resultados del análisis veterinarios de loros de Tambopata, detectando Salmonella spp. En el Capítulo III «Preferencias de uso de nidos del Guacamayo Escarlata (Ara macao) en el sureste del Perú» describe la capacidad del guacamayo escarlata para elegir una cavidad en un árbol para anidar; lo cual también tiene gran importancia como herramienta en la toma de decisiones en el manejo del paisaje. El Capítulo IV, «Caracterización molecular de la microbiota cloacal de loros silvestres y en cautiverio», detalla los analises comparativos de salud entre individuos silvestres vs. en cautiverio. En el Capítulo V, «Identificación de especies de plantas en el Tambopata Research Center, Perú», se muestra una lista de especies de plantas que han sido identificadas durante el trabajo de fenología realizado durante nuestros estudios. Este trabajo ha sido realizado por solicitud de miembros de AIDER para la preparación del Plan Maestro de la Reserva Nacional Tambopata. 4

5 MARCO TEÓRICO Los psitácidos son notoriamente difíciles de estudiar en vida silvestre (Beissinger y Snyder 1992). Debido a su falta de comportamiento territorial, sus vocalizaciones, su movilización a través de largas distancias y su tendencia a permanecer en el dosel, muchos estudios ornitológicos generales no incluyen el muestreo adecuado de psitácidos (Casagrande y Beissinger 1997, Marsden 1999, Masello et al. 2006) y por ende son escasos los estudios detallados de la comunidad de psitácidos (Roth 1984, Marsden and Fielding 1999, Marsden et al. 2000). A pesar de ello, la información acerca de su historia natural es importante para el entendimiento y la conservación de esta familia tan amenazada (Bennett y Owens 1997, Collar 1997, Snyder et al. 2000, Masello y Quillfeldt 2002). Las tierras bajas de la amazonía oriental poseen algunas de las comunidades aviares más diversas en el mundo (Gentry 1988), albergando a más de 20 especies de psitácidos (guacamayos, loros y periquitos), (Terborgh et al. 1984, Terborgh et al. 1990, Montambault 2002, Brightsmith 2004). Las densidades de psitácidos en esta región pueden llegar a millares de loros congregados diariamente en las riveras de los ríos a comer arcilla (Emmons 1984, Nycander et al. 1995, Burger y Gochfeld 2003, Brightsmith 2004). Aparentemente, la arcilla consumida en estas collpas representa una importante fuente de sodio y puede proteger a las aves de las toxinas presentes en la dieta (Emmons y Stark 1979, Gilardi et al. 1999, Brightsmith 2004, Brightsmith y Aramburú 2004). Los psitácidos se alimentan predominantemente de semillas, frutos maduros e inmaduros, y flores, suplementados ocasionalmente con cortezas y otros insumos (Forshaw 1989, Renton 2006). A diferencia de muchas otras aves, los psitácidos del Nuevo Mundo parecen no ser capaces de modificar su dieta de tal modo que sea predominantemente insectívora, razón por la que están íntimamente ligados a los patrones de floración y producción de frutos en el bosque. Mientras que las fluctuaciones del clima en los trópicos es notablemente menor que en zonas templadas, se conoce que la floración y producción de frutos varía estacionalmente en cada lugar en el que han sido estudiadas (Frankie et al. 1974, Croat 1975, Lugo y Frangi 1993, van Schaik et al. 1993, Zhang y Wang 1995, Adler y Kielpinski 2000). Pocas especies vegetales florecen y producen frutos a lo largo de todo el año, lo que significa que para los psitácidos hay diferentes fuentes de alimento disponibles en diferentes épocas del año. Asimismo, la abundancia total de alimento fluctúa en respuesta a los patrones estacionales de precipitación (van Schaik et al. 1993). Estas variaciones anuales de disponibilidad de alimento tienen efectos importantes en los ciclos de vida anuales de los psitácidos. Por ejemplo, la carencia de alimento puede conllevar a que algunos o todos los miembros de una especie se transladen hacia otras áreas en busca de recursos alimenticios (Powell et al. 1999, Renton 2001). La estación de anidamiento y el éxito reproductivo pueden también estar ligados a los patrones de floración y producción de frutos (Sanz y Rodríquez-Ferraro 2006). 5

6 Área de estudio Todos los estudios fueron llevados a cabo en el albergue y centro de investigación Tambopata Research Center (TRC) 13 07ʹ S, 69 36ʹ W, en la frontera entre la Reserva Nacional Tambopata ( ha) y el Parque Nacional Bahuaja-Sonene ( ha) en el departamento de Madre de Dios, al sureste del Perú. El lugar se encuentra en el límite entre bosque húmedo tropical y bosque húmedo subtropical, a 250 m.s.n.m. y con una precipitación anual de 3200 mm (Tosi 1960, Brightsmith 2004). La estación seca se extiende entre los meses de abril y octubre, con una precipitación mensual promedio de 90 a 250 mm (Brightsmith 2004). El centro de investigación está localizado en un pequeño claro (<1 ha) rodeado por bosque inundable maduro, un bosque inundable sucesional, un aguajal y una restinga (Foster et al. 1994). Un largo parche de bambú (Guadua sarcocarpa: Poaceae) cubre el área inmediatamente adyacente a la collpas, el mismo que floreció y se secó entre los años 2001 y 2002 (Foster et al. 1994, Griscom y Ashton 2003). El área presenta poblaciones de guacamayos grandes (Ara ararauna, A. chloropterus y A. macao) y depredadores grandes (Harpia harpyja, Morphnus guianensis, Spizatus tyrannus, Spizatus ornatus y Spizastur melanoleuca). La densidad de psitácidos en esta región puede alcanzar millares de loros congregados diariamente en las riveras de los ríos para comer arcilla (Emmons 1984; Nycander, Blanco et al. 1995; Burger and Gochfeld 2003; Brightsmith 2004). La collpa es un banco de arcilla, de 500 m de longitud y 25 a 30 m de alto, a lo largo del margen occidental del río Alto Tambopata aproximadamente a 1 km del centro de investigación. El barranco está formado por la erosión causada por el río Tambopata (Räsänen y Salo 1990, Foster et al. 1994, Räsänen y Linna 1995). Los suelos de la collpa son ricos en arcilla con alta capacidad de intercambio catiónico y altos niveles de sodio (Gilardi et al. 1999, DJB datos no publicados). 6

7 CAPÍTULO I: RELACIÓN ENTRE LOS PATRONES FENOLÓGICOS Y EL PERIODO DE ANIDAMIENTO DE PSITÁCIDOS EN LA SELVA PERUANA Gustavo Martinez, Biólogo; Donald Brightsmith, Ph.D. Edición: Lizzie Ortiz INTRODUCCIÓN Las aves de los bosques tropicales son muy sensibles a los cambios de ritmos estacionales (precipitación, luz, comida, etc.), siendo estos ritmos factores determinantes en el periodo de anidamiento, etapa que se considera crítica en la vida de las aves. Una de las variaciones estacionales es la disponibilidad de los recursos vegetales cuya escasés o abundancia influye en el periodo de anidamiento de las diferentes especies de psitácidos que anidan en el sur este de la selva peruana (Brightsmith 2005). La gráfica 1 indica las diferencias en las épocas de anidamiento entre 15 especies diferentes de psitácidos. Gráfica 1. Curva anual de anidamiento de psitácidos en el sur este de la selva peruana. La disponibilidad de recursos se realiza mediante la medición de los patrones fenológicos o fenofases (botón, flor, fruto verde y fruto maduro) que nos permite estimar el grado de relación existente entre comida y etapa de anidamiento de psitácidos. Dicho estudio de medición ayuda a entender el dinamismo del bosque, en relación a cómo los factores abióticos o bióticos influyen directa o indirectamente sobre la disponibilidad de recursos vegetales y de como esta disponibilidad influye en los diferentes periodos de anidamiento. 7

8 OBJETIVOS 1. Determinar los patrones fenológicos. 2. Determinar la disponibilidad de recursos vegetales en el bosque del Tambopata Research Center (TRC) y su relación con Pionus menstruus y Ara macao 3. Estimar la relación entre la disponibilidad de recursos vegetales y los periodos de anidamiento de Pionus menstruus y Ara macao METODOLOGÍA En este trabajo usaremos las etapas de Pionus menstruus y Ara macao debido a las grandes diferencias en sus épocas de anidamiento. Los datos fenológicos corresponden al periodo junio del 2010 a mayo del 2011 realizados el Centro de Investigación de Tambopata (Tambopata Research Center, S, E; 250 m de elevación) localizado en la Reserva Nacional Tambopata. Se evaluaron 57 familias agrupados en 160 géneros con un total 1320 individuos de los cuales 11 familias con 17 géneros agrupados en 301 individuos son para Pionus mestruus, y 24 familias con 51 géneros agrupados 811 individuos para Ara macao. Se trabajó con 20 parcelas distribuidas en diferentes hábitats: Bajío, Aguajal, Tierra Firme y Bosque Sucesional, en la que se marcaron individuos con DAP>10. La evaluación fenológica fue mensual en la que busca determinar la ausencia o presencia de los patrones fenológicos (botón, flor, fruto verde y fruto maduro), mediando el uso de escala fenológica cuyos valores van de 1 a 5 dependiendo de la cantidad de unidades encontradas en cada uno de los patrones fenológicos. Se analizará la producción de individuos que corresponden aquellos que presentan fenofases con valores mayores a 0, para estimar la producción mensual o disponibilidad mensual expresada en porcentajes, así como para los individuos consumidos por Pionus menstruus y Ara macao. RESULTADOS Se pudieron establecer periodos de disponibilidad: uno alto que va desde setiembre a enero cuyo inicio se da en el mes de junio y una época baja de febrero a agosto, según lo indica la gráfica 2. Grafica 2.- Curva Disponibilidad de recursos vegetales, en relación a la producción mensual junio 2010 mayo

9 EPOCA ALTA Durante los 11 meses de evaluación se obtuvo 14,754 registros de los cuales solo 4588 registros tuvieron disponibilidad. La temporada alta de disponibilidad corresponde al periodo comprendido entre setiembre del 2010 con valor de 39,67% y enero del 2011 con 35,99%. El mes de mayor disponibilidad se registra en octubre con 41.98% de producción (ver tabla 1). TABLA 1.- Disponibilidad de recursos vegetales para psitácidos en el Centro de Investigación de Tambopata expresada en porcentaje de producción (% Produc.), (*) es el número total de individuos monitoreados por mes y (**) número de individuos con producción por mes. Mes y Ano N Ind. (*) Ind. Prod. (**) % Prod. Jun ,05 Jul ,60 Ago ,08 Set ,67 Oct ,98 Nov ,69 Dic ,90 Ene ,99 Feb ,25 Mar ,42 Abr ,22 May ,45 Para Ara macao el periodo de anidamiento se da durante la época alta e inicios de la época baja, empezando con la puesta de huevos durante el mes de noviembre, pudiendo adelantarse para el mes de octubre. La etapa de vuelo se da a fines de marzo y mediados de abril (Tabla 2). Se obtuvo 9503 registro en donde la época alta de disponibilidad 9

10 corresponde a los meses de setiembre con 39,83% a enero con 36,31%. El mes con mayor disponibilidad es octubre con 41,80% de producción (Gráfica 2). El periodo de anidamiento de Pionus menstruus se inicia en junio con los últimos polluelos volando en oct nov a pesar que el pico de disponibilidad de comida para la especie es de agosto a diciembre. Se obtuvo 3507 registros en donde la época alta de disponibilidad corresponde a los meses de julio con 40.30% a diciembre con 43.52%. El mes con mayor disponibilidad es agosto con 52.09% de producción (Gráfica 3). Tabla 2.- Meses de anidamiento de Pionus menstruus y Ara macao según Brightsmith (x) indican periodo de anidamiento, (O) posible periodo de anidamiento Especies JUN JUL AUG SEP OCT NOV DEC JAN FEB MAR APR MAY Pionus mestruus X X X X X X Ara macao O X X X X X O Grafica 3- Relación de la época de anidamiento y disponibilidad de recursos para Pionus menstruus y Ara macao durante Junio 2010 Mayo

11 DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES El patrón fenológico encontrado muestra que la época de mayor disponibilidad de frutos, flores y botones en el bosque corresponde al final de la época seca y los primeros meses de la época lluviosa. Este patrón de disponibilidad de comida se relaciona muy bien con el número de especies de psitácidos anidando en la zona. Esto sugiere que al nivel de la comunidad en general, el anidamiento de los psitácidos está ligado a la disponibilidad de comida en el bosque. A pesar de este relación al nivel de la comunidad de psitácidos en general, no se ha encontrado picos de disponibilidad de comida muy diferentes para las dos especies de loros estudiados con mayor detalle (Ara macao y Pionus menstruus). Las dos especies tienen picos de disponibilidad de comida en aproximadamente las mismas épocas, con la excepción de agosto que tiene más comida para Pionus menstruus que para Ara macao. Parece que Pionus menstruus inicia su época reproductiva cuando la disponibilidad de comida en el bosque empieza a incrementar y sus polluelos vuelan cuando aún hay mucha comida en el bosque. En comparación, Ara macao empieza a anidar durante la estación alta de disponibilidad de comida. Además, a diferencia de Pionus, los polluelos de Ara macao vuelan en la época más baja de disponibilidad de comida. LITERATURA CITADA Brightsmith, D. J Parrot nesting in southeastern Peru: seasonal patterns and keystone trees. Wilson Bull 117:

12 CAPÍTULO II: PRUEBAS PARA DETECTAR SALMONELLA SPP. EN LOROS LIBERADOS, LOROS SILVESTRES Y EN AVES DOMÉSTICAS EN LAS TIERRAS BAJAS DE PERÚ Oscar Butron, DVM y Donald Brightsmith, Ph.D. Edición: Dora Susanibar Las poblaciones de animales silvestres se enfrentan a las amenazas de los agentes patógenos de animales liberados intencionalmente en cautiverio y los animales domésticos que acompañan a los asentamientos humanos. De diciembre de 2004 hasta agosto de 2005, hemos realizado un estudio de guacamayos y loros que viven en vida silvestre en la Reserva Nacional de Tambopata, en la Amazonía Peruana y aves semicautivas domésticas en los asentamientos humanos adyacentes a la reserva. En , los grandes guacamayos (Ara spp.) que eran serológicamente positivos para Salmonella pullorum fueron liberados en esta reserva, que alberga densas poblaciones de loros y guacamayos de vida silvestre. Se recogieron hisopos cloacales de aves y 64 fueron cultivadas para Salmonella spp. a través de métodos de laboratorio estándar. Todas las 35 psitácidos probados fueron negativos para Salmonella spp., mientras que el 31% de 29 aves domésticas fueron cultivo positivo. Nuestros hallazgos sugieren que las aves que acompañan a los asentamientos humanos en esta región llevan y derramen Salmonella spp. que podrían poner en peligro a las poblaciones de aves silvestres en los alrededores de la reserva. 12

13 CAPITULO III: PREFERENCIAS DE USO DE NIDOS DEL GUACAMAYO ESCARLATA (Ara macao) EN EL SURESTE DEL PERÚ George Oláh, Zoólogo; Gabriela Vigo, Bióloga; Donald Brightsmith, Ph.D Edición: Lizzie Ortiz, MVZ. RESUMEN El saber identificar la capacidad del guacamayo escarlata (Ara macao) para elegir una cavidad en un árbol para anidar, tiene gran importancia como herramienta en la toma de decisiones en el manejo del paisaje, lo que favorece a esta especie, ya que la disponibilidad de cavidades es uno de los principales factores para asegurar y acrecentar las poblaciones de esta especie. A continuación, se describen las preferencias de esta especie en un periodo de 11 años en la región de Tambopata al sureste de Perú. Se analizaron 14 características físicas (diámetro interno, orientación, altura, etc.), 12 ambientales (hábitat, especie del árbol, distancia a la colpa, etc.) y 21 indicadores de éxito reproductivo (porcentaje de huevos eclosionados y sobrevivencia de pichones hasta el vuelo) con intensidad de monitoreo de 67 cavidades, que incluyen 31 naturales, 12 artificiales de madera y 26 de PVC. Se utilizaron estadísticas de modelación mixta (GLMM siglas en ingles) determinando los factores y características que hacían que una cavidad tuviera éxito como nido de guacamayo escarlata. El tamaño promedio de ovipostura fue 2.8 ± 0.9 (N = 170), la tasa de eclosión fue 49 ± 14% (rango 30 73%, N=11 años) siendo significativamente más baja en años en los que los investigadores revisaron los nidos con más frecuencia, esto sugiere que el monitoreo durante la incubación ocasionó una reducción en la tasa de eclosión. La preferencia de cavidades fueron aquellas en donde nacieron polluelos (13 vs. 4 casos) y en las que los polluelos volaron exitosamente (68 vs. 10 casos) en la estación reproductiva inmediata anterior. La posición del nido y el diámetro interno también influenciaron en las preferencias de uso. Los resultados confirman, que el éxito reproductivo se debe a la preferencia de ciertas características de las cavidades para anidación y que esta preferencia logra el éxito de sobrevivencia de al menos un polluelo por temporada reproductiva. INTRODUCCIÓN Para la conservación del guacamayo escarlata (Ara macao), el ave característica de la cuenca Amazónica, es muy importante primero entender su historia natural en vida silvestre. El suceso de anidamiento es un elemento crucial de su ecología, lo que influye el tamaño de la población y la sobrevivencia de la especie en larga escala. Los guacamayos grandes solo se reproducen una vez por año, y algunas especies a veces solo ponen huevos cada 2 o 3 años. El mayor factor limitado del suceso del anidamiento del guacamayo escarlata es encontrar nidos óptimos en los arboles emergentes de la selva tropical. 13

14 Saber identificar la capacidad del guacamayo escarlata para elegir una cavidad en un árbol para anidar, también tiene gran importancia como herramienta en la toma de decisiones en el manejo del paisaje, lo que favorece a esta especie ya que la disponibilidad de cavidades es uno de los factores de importancia para asegurar y acrecentar las poblaciones de esta especie. METODOLOGÍA El Centro Investigación de Tambopata (TRC) se ubica en la Amazonia Peruana en el Departamento Madre de Dios, Perú, en la frontera de dos áreas protegidas (Reserva Nacional Tambopata y Parque Nacional Bahuaja-Sonene) bordado de una selva tropical intacta. El Proyecto Guacamayo estudia los Psitácidos en este lugar, tomando datos de anidamiento hace 12 años. Alrededor de TRC contamos nidos naturales y artificiales para guacamayos grandes, que proporcionan un experimento perfecto para estudiar las preferencias de estas aves cuando eligen un nido. Teniendo datos de eclosión, monitoreo de los nidos, medidas, tipos, hábitat, distancia de los nidos y árboles, nuestro objetivo fue averiguar los factores más importantes que caracterizan el suceso de un nido. Utilizamos estadísticas de modelación mixta (GLMM siglas en ingles: Generalized Linear Mixed Model) para analizar nuestros datos a través de 12 temporadas, determinando los factores y características que hacían que una cavidad tuviera éxito como nido de guacamayo escarlata. Analizamos 14 características físicas (diámetro interno, orientación, altura, etc.), 12 ambientales (hábitat, especie del árbol, distancia a la colpa, etc.) y 21 indicadores de éxito reproductivo (porcentaje de huevos eclosionados y sobrevivencia de pichones hasta el vuelo) con intensidad de monitoreo de 67 cavidades, que incluyen 31 naturales, 12 artificiales de madera y 26 de PVC. RESULTADOS Entre varios, nuestros resultados mostraron por ejemplo que los guacamayos escarlatas dan preferencia a los nidos donde el año anterior nacieron o volaron polluelos, y por el contrario, no prefirieron aquellos que no tenían actividad o donde se presentaron eventos de depredación. También prefirieron los nidos verticales que los horizontales, y los nidos con diámetro más grande. Parece que los monitoreos de nidos -a través de ascensión en cuerdas- durante los últimos 10 días de la incubación, tuvieron los mayores efectos negativos para el éxito del nacimiento o que los polluelos vuelen. El tamaño promedio de ovipostura fue 2.8 ± 0.9 (N = 170), la tasa de eclosión fue 49 ± 14% (rango 30 73%, N=11 años) siendo significativamente más baja en años en los que los investigadores revisaron los nidos con más frecuencia, esto sugiere que el monitoreo durante la incubación ocasionó una reducción en la tasa de eclosión. La preferencia de cavidades fueron aquellas en donde nacieron polluelos (13 vs. 4 casos) y en las que los polluelos volaron exitosamente (68 vs. 10 casos) en la estación reproductiva inmediata anterior (Grafico 1.). Los resultados confirman, que el éxito reproductivo se debe a la preferencia de ciertas características de las cavidades para anidación y que esta preferencia logra el éxito de sobrevivencia de al menos un polluelo por temporada reproductiva. 14

15 Grafico 1. Resultados en la estación reproductiva inmediata anterior (códigos de los resultados: 0=Sin actividad o Sin huevos, 1=Nacieron polluelos, 2=Volaron polluelos, 3=Depredación, 4=Adquisición, 5=Huevos infértiles o rotos, 7=Nido se cayó, 8=Desconocido) DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES Nuestros resultados mostraron, que los nidos artificiales (tanto de PVC como de madera) tienen similar éxito reproductivo como los nidos naturales. Esto comprueba que los nidos artificales son buenas herramientas para reemplezar los nidos naturales en lugares donde ya no exsisten cavidades naturales por la tala selectiva de los árboles emergentes. Los guacamayos mostraron una preferencia alta para los nidos que tuvieron éxito en la temporada anterior. Para estos nidos preferidos hay más competencia en el inicio de la temporada de reprodución. Si un nido tiene volantes en un año, esto indica que el nido va a ser preferido en la próxima temporada también. Parece que el número de huevos puestos en la misma temporada influye el éxito reproductivo, es decir mientras más huevos ponen es más probable que van a volar polluelos del mismo nido. LITERATURA CITADA Brightsmith, D. J. (2005). Parrot nesting in southeastern Peru: seasonal patterns and keystone trees. Wilson Bulletin 117: Brightsmith, D., Stronza, A., et al. (2008). Ecotourism, conservation biology, and volunteer tourism: A mutually beneficial triumvirate. Biological Conservation 141(11): Hesse, A. J. and Duffield, G. E. (2000). The status and conservation of the Blue-Throated Macaw Ara glaucogularis. Bird Conservation International 10:

16 CAPÍTULO IV: CARACTERIZACIÓN MOLECULAR DE LA MICROBIOTA CLOACAL DE LOROS SILVESTRES Y EN CAUTIVERIO Panagiotis G. Xenoulis, Patricia L. Gray, Donald Brightsmith, Blake Palculict, Sharman Hoppes, Jörg M. Steiner, IanTizard, Jan S. Suchodolski Edición: Dora Susanibar La microbiota gastrointestinal desempeña una funcion fundamental en la salud y la enfermedad. Sólo datos limitados están disponibles acerca de la composición de la microbiota intestinal de cautivo animales en comparación con los de los animales salvajes. El objetivo del presente estudio fue caracterizar la microbiota cloacal de loros silvestres y en cautiverio que fueron aparentemente sanos. Un total de 16 loros, 8 salvajes y 8 en cautiverios, pertenecientes a 3 especies diferentes, se utilizaron en este estudio. El material cloacal se recogió mediante hisopado cloacal. Se extrajo el ADN y los genes 16S rrna fueron amplificados utilizando cebadores universales bacterianas. Construidos 16S rrna bibliotecas de clones de genes se compararon entre los grupos. Fueron analizadas totalof 518 clones, y 49 unidades taxonómicas operacionales fueron identificado. Las unidades taxonómicas operacionales fueron clasificados en 4 bacterialphyla: Firmicutes (72,9%), Proteobacteria (14,9%), Actinobateria (12%), y Bacteroidetes (0,2%). Diversidad bacteriana fue significativamente menor en las aves silvestres que en aves cautivas. Análisis de componentes principales basado en la métrica de distancia Unifrac indicó que la microbiota cloacal fue diferente entre los loros silvestres y en cautiverio. Staphylococcus saprophyticus fue significativamente más abundantes en las aves silvestres, mientras que Escherichia coli fue significativamente más abundante en aves cautivas. En conclusión, los loros silvestres y en cautiverio parecen tener diferencias en la composición de su microbiota bacteriana cloacal. La importancia clínica de estas diferencias queda por determinar. 16

17 CAPÍTULO V: IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES DE PLANTAS EN EL TAMBOPATA RESEARCH CENTER, PERÚ Gustavo Martinez, Biólogo Edición: Lizzie Ortiz INTRODUCCIÓN El Proyecto Guacamayo de Tambopata monitorea 20 parcelas mensualmente para producción fenológico. Las parcelas se encuentran distribuidas en cinco por cada hábitat dentro del sistema de trochas de Tambopata Research Center (TRC) y son: Bajío, el cual está caracterizado por inundaciones periódicas causadas por lluvias o por crecientes del rio. Dentro de el se encuentran los géneros Otoba, Guarea, Iriartea, Virola, Cecropia, Pourouma, Swartzia. Aguajal, caracterizado por la vegetación predominante de Mauritia flexuosa, es posible encontrar otro tipo de vegetación como Pseudobombax, Protium, Axanagorea, Euterpe, Iriartea, Luehopsis. Bosque sucesional, presenta vegetación y se encuentra en constante cambio debido a la sucesión vegetal. Se caracteriza por la presencia de especies pioneras tales como Triplaris, Erythrina, Ficus, Pourouma, etc. Tierra firme, donde se pueden encontrar grandes árboles como Hymenaea, Eschweilera, Mabea, Cordia, Dialium, Guatteria, etc. En este breve reporte se provee una lista de plantas identificadas en estos 20 parcelas. Este reporte ha sido pedido por la comité que esta desarollando el nuevo Plan Maestro de la Reserva Nacional Tambopata. METODOLOGÍA. En cada parcela monitoreada se buscaron individuos con un DAP>10. El DAP fue medido dependiendo de la ubicación y la estructura del individuo. Desde diciembre de 2010 a la fecha están siendo monitoreadas las 20 parcelas, lo cual permite establecer una relación entre la disponibilidad de recursos y el periodo de anidamiento de psitácidos en el Tambopata Research Center. En total el numero de arboles monitoreados es 1320 individuos. Para hallar eventos de forrajeo, la metodología utilizada se realiza mediante una actividad que denominamos Forraging walk (caminatas de forrajeo), en donde se recorren las trochas de TRC con la finalidad de tomar registro de las especies de plantas que están sirviendo de alimento para los psitácidos, así como determinar qué parte es consumida por ellos, como: botón, flor, fruto verde, fruto maduro. Esta información es de gran valor ya que nos brinda datos sobre la dieta de los psitácidos en vida silvestre. RESULTADOS Y DISCUSIÓN De los 1320 arboles monitoreados, se representan 57 familias agrupadas en 160 géneros y 399 especies. Las 3 familias con mayor abundancia dentro de las 20 parcelas 17

18 evaluadas son: Arecaceae con 303 individuos, Euphorbiaceae con 117 individuos y Fabaceae con 96 individuos. Se han obtenido 56 eventos de psitácidos consumiendo partes de plantas. Entre ellos, las familias con mayor registro de eventos son: Fabáceas, con un registro de 12 individuos, Arecaceas con 6 registros y Moráceas con 5 registros; así como otras familias que han tenido un registro menor de 3 avistamientos. Al comparar los datos obtenidos acerca de las familias de plantas provenientes de los registros de forrajeo con las familias que se monitorea en las parcelas es decir: Fabáceas, Arecaceas, Moráceas, así como otras de menor proporción- se puede entender la disponibilidad del bosque con las diferentes especies de psitácidos que se desarrollan en TRC. A continuación, se presenta la lista de plantas identificadas desde diciembre de 2010 hasta el momento, las cuales se encuentran alrededor de TRC: Familia Genero Especie N de individuos Anacardiaceae Spondias venulosa 1 Anacardiaceae Tapirira obtusa 2 Annonaceae Guatteria sp. 1 Annonaceae Oxandra acuminata 1 Annonaceae Rollinia pittieri 2 Annonaceae Rollinia sp. 1 Annonaceae Ruizodendron ovale 2 Annonaceae Unonopsis floribunda 6 Annonaceae Unonopsis matthewsii 2 Annonaceae Xylopia angustifolia 1 Apocynaceae Aspidosperma nitidum 2 Apocynaceae Himatanthus sucuuba 2 Araliaceae Dendropanax arboreus 1 Arecaceae Astrocaryum murumuru 5 Arecaceae Euterpe precatoria 1 Arecaceae Iriartea deltoidea 110 Arecaceae Oenocarpus mapora 1 Arecaceae Socratea exorrhiza 2 Bombacaceae Pseudobombax septenatum 5 Burseraceae Protium amazonicum 4 Burseraceae Protium sp. 1 Caricaceae Jacaratia digitata 3 Cecropiaceae Cecropia sciadophylla 1 Cecropiaceae Pourouma cecropiifolia 2 Cecropiaceae Pourouma cucura 2 Cecropiaceae Pourouma guianensis 1 Cecropiaceae Pourouma minor 4 18

19 Cecropiaceae Pourouma sp. 1 Celastraceae Maytenus ebenifolia 1 Celastraceae Maytenus magnifolia 1 Celastraceae Maytenus sp. 1 Chrysobalanaceae Hirtella lightioides 1 Chrysobalanaceae Licania briteniana 1 Combretaceae Buchenavia macrophylla 1 Combretaceae Terminalia oblonga 1 Elaeocarpaceae Sloanea fragans 1 Elaeocarpaceae Sloanea sinemariensis 3 Elaeocarpaceae Sloanea sp. 1 Euphorbiaceae Hura crepitans 1 Euphorbiaceae Mabea maynensis 2 Euphorbiaceae Richeria grandis 1 Euphorbiaceae Sapium marmieri 3 Fabaceae Dipteryx alata 1 Fabaceae Erythrina ulei 2 Fabaceae Inga chartacea 1 Fabaceae Inga edulis 2 Fabaceae Inga lallensis 1 Fabaceae Inga ruiziana 2 Fabaceae Lecointea peruviana 1 Fabaceae Pterocarpus rohrii 1 Fabaceae Swartzia arborescens 3 Fabaceae Swartzia sp. 4 Flacourtiaceae Casearia arborea 1 Icacinaceae Calatola venezuelana 1 Lauraceae Endlicheria formosa 4 Lauraceae Nectandra reticulata 2 Lauraceae Pleurothyrium parviflorum 3 Lecythidaceae Eschweilera coriacea 3 Lecythidaceae Gustavia longifolia 1 Lecythidaceae Gustavia sp. 1 Malvaceae Matisia ochrocalyx 2 Malvaceae Matisia rhombifolia 6 Malvaceae Matisia sp. 1 Meliaceae Cabralea canjerana 1 Meliaceae Guarea gomma 6 Meliaceae Guarea guidonia 13 Meliaceae Guarea kunthiana 5 Meliaceae Guarea macrophylla 9 19

20 Meliaceae Guarea sp. 2 Meliaceae Trichilia elegans 2 Meliaceae Trichilia pleeana 4 Meliaceae Trichilia rubra 2 Meliaceae Trichilia solitudinis 8 Moraceae Brosimum alicastrum 2 Moraceae Brosimum guianense 1 Moraceae Brosimum lactecens 1 Moraceae Clarisia biflora 2 Moraceae Ficus maxima 2 Moraceae Maquira guianensis 1 Moraceae Perebea guianensis 1 Moraceae Poulsemia armata 3 Moraceae Pseudolmedia laevis 4 Moraceae Pseudolmedia sp. 1 Moraceae Sorocea pileata 9 Myristicaceae Iryanthera sp. 1 Myristicaceae Otoba glycicarpa 3 Myristicaceae Otoba parvifolia 42 Myristicaceae Otoba sp. 1 Myristicaceae Virola flexuosa 3 Myristicaceae Virola sp. 1 Myrtaceae Eugenia feijoi 1 Nictaginaceae Guapira sp. 2 Nictaginaceae Neea chlorantha 3 Nictaginaceae Neea macrophylla 1 Nictaginaceae Neea oppositifolia 1 Olacaceae Minquartia guianensis 1 Opiliaceae Agonandra brasiliensis 1 Phytolacaceae Gallesia integrifolia 1 Polygonaceae Triplaris poeppegiana 1 Rubiaceae Faramea sp. 1 Rubiaceae Warscewiczia coccinea 1 Sapindaceae Allophylus pilosus 1 Sapindaceae Allophylus scrobiculatus 1 Sapindaceae Talisia ceracina 1 Sapotaceae Pouteria durlandii 1 Sapotaceae Pouteria gengilocarpa 1 Sapotaceae Pouteria macrophylla 1 Sapotaceae Pouteria procera 1 Sapotaceae Pouteria reticulata 1 20

21 Sapotaceae Pouteria tarapotensis 1 Sapotaceae Pouteria torta 4 Sapotaceae Pouteria trilocularis 1 Simaroubaceae Picramnia latifolia 1 Siparunaceae Siparuna decipiens 1 Staphylaceae Staphylea occidentalis 1 Sterculiaceae Sterculia apetala 1 Sterculiaceae Theobroma cacao 3 Sterculiaceae Theobroma speciosum 1 Tiliaceae Apeiba aspera 4 Trigonaceae Trigonia duckei 1 Ulmaceae Celtis schippii 5 Violaceae Rinorea viridifolia 3 Indet. 1 sp. 1 Anacardiaceae Tapirira obtusa 1 Annonaceae Axanagorea brevites 3 Annonaceae Pseudoxandra polifleba 1 Apocynaceae Aspidosperma nitidum 1 Arecaceae Attalea phalerata 1 Arecaceae Euterpe precatoria 35 Arecaceae Iriartea deltoidea 2 Arecaceae Mauritia flexuosa 60 Arecaceae Oenocarpus bataua 3 Burseraceae Protium neglectum 3 Capparidaceae Capparis macrophylla 2 Cecropiaceae Pourouma cucura 1 Cecropiaceae Pourouma mollis 1 Chrysobalanaceae Licania coriacea 4 Elaeocarpaceae Sloanea fragans 1 Euphorbiaceae Alchornea triplinervis 1 Euphorbiaceae Hevea brasiliensis 2 Euphorbiaceae Hyeronima oblonga 3 Euphorbiaceae Mabea maynensis 1 Euphorbiaceae Nealchornea yapurensis 1 Euphorbiaceae Senefeldera inclinata 1 Fabaceae Inga pezizifera 1 Fabaceae semialada 1 Fabaceae Pterocarpus rohrii 1 Fabaceae Zigia corymbosa 1 Guttiferaceae Marila laxiflora 1 Hippocrataceae Cheiloclinium cognatum 1 21

22 Lauraceae Nectandra pulverulenta 1 Lecythidaceae Eschweilera coriacea 1 Linaceae Roucheria punctatum 2 Malpighiaceae Byrsonima poepiggi 1 Malvaceae Eriotheca globosa 1 Malvaceae Lueheopsis rosea 16 Melastomataceae Miconia aurea 1 Melastomataceae Miconia triplinervis 2 Meliaceae Cabralea canjerana 1 Meliaceae Guarea xylopioides 1 Meliaceae Trichilia poeppigii 1 Moraceae Brosimum guianense 1 Moraceae Ficus citrifolia 1 Myristicaceae Iryanthera juruensis 3 Myristicaceae Virola sebifera 1 Sapotaceae Manilkara bidentata 1 Sapotaceae Pouteria procera 2 Simaroubaceae Simara paraensis 1 Tiliaceae Apeiba aspera 1 Anacardiaceae Spondias mombin 2 Annonaceae Guatteria acutissima 4 Annonaceae Guatteria boliviana 3 Annonaceae Porcelia nitidifolia 10 Annonaceae Rollinia pittieri 2 Apocynaceae Tabernaemontana heterophylla 3 Apocynaceae Tabernaemontana sp. 1 Araliaceae Schefflera morototoni 1 Arecaceae Astrocaryum murumuru 19 Arecaceae Bactris gasipaes 1 Arecaceae Socratea exorrhiza 41 Bignonaceae Jacaranda copaia 2 Bombacaceae Pseudobombax septenatum 1 Boraginaceae Cordia alliodora 4 Burseraceae Protium amazonicum 3 Capparidaceae Capparis macrophylla 1 Cecropiaceae Cecropia distachya 1 Cecropiaceae Pourouma minor 24 Cecropiaceae Pourouma sp. 1 Combretaceae Terminalia oblonga 6 Elaeocarpaceae Sloanea guianensis 1 Euphorbiaceae Alchornea triplinervis 2 22

23 Euphorbiaceae Hura crepitans 1 Euphorbiaceae Mabea maynensis 1 Euphorbiaceae Sapium aereum 13 Euphorbiaceae Sapium eglandulosum 1 Euphorbiaceae Sapium glandulosum 1 Euphorbiaceae Sapium ixiamasense 3 Euphorbiaceae Sapium marmieri 7 Fabaceae Acacia loretensis 4 Fabaceae Andira inermis 1 Fabaceae Erythrina ulei 24 Fabaceae 1 Fabaceae Inga alata 1 Fabaceae Inga aliena 1 Fabaceae Inga cinnamamea 1 Fabaceae Inga edulis 1 Fabaceae Pterocarpus rohrii 1 Fabaceae Zigia corymbosa 1 Flacourtiaceae Casearia decandra 3 Flacourtiaceae Casearia ulmifolia 2 Lauraceae Endlicheria formosa 3 Lauraceae Nectandra longifolia 1 Lauraceae Nectandra reticulata 4 Lauraceae Pleurothyrium poepiggi 3 Malvaceae Ceiba pentandra 1 Malvaceae Ceiba sp. 1 Malvaceae Matisia rhombifolia 2 Melastomataceae Miconia calvecens 1 Meliaceae Guarea guidonia 6 Meliaceae Trichilia septentrionalis 1 Moraceae Clarisia biflora 4 Moraceae Clarisia racemosa 1 Moraceae Ficus aspera 1 Moraceae Ficus insipida 9 Moraceae Ficus maxima 2 Moraceae Maclura tingtoria 1 Myristicaceae Otoba parvifolia 3 Myristicaceae Virola calophylla 17 Myristicaceae Virola sebifera 3 Myrtaceae Eugenia uniflora 1 Piperaceae Piper pseudoarboreum 1 Piperaceae Piper sp. 1 23

24 Polygonaceae Triplaris americana 33 Rubiaceae Alibertia sp. 3 Rubiaceae Macrocnemum roseum 1 Rutaceae Zanthoxylum kellermanii 1 Sapindaceae Allophylus scrobiculatus 2 Sapindaceae Talisia mollis 1 Sterculiaceae Guazuma ulmifolia 4 Sterculiaceae Sterculia apetala 1 Urticaceae Urera caracasana 5 Verbernaceae Citharexylum poepiggi 1 Indet. 1 Anacardiaceae Astronium graveolens 1 Annonaceae Cremastosperma sp. 3 Annonaceae Guatteria tomentosa 1 Annonaceae Guatteria guenteri 1 Annonaceae Oxandra sp. 1 Annonaceae Rollinia pittieri 1 Annonaceae Rollinia sp. 2 Apocynaceae Aspidosperma nitidum 2 Apocynaceae Aspidosperma rigidum 3 Apocynaceae Aspidosperma vargasii 1 Apocynaceae Himatanthus sucuuba 5 Apocynaceae Tabernaemontana heterophylla 1 Apocynaceae Tabernaemontana psychotrifolia 7 Apocynaceae Tabernaemontana sp. 1 Araliaceae Dendropanax arboreus 4 Araliaceae Schefflera morototoni 4 Arecaceae Bactris gasipaes 1 Arecaceae Iriartea deltoidea 6 Arecaceae Socratea exorrhiza 15 Bignonaceae Jacaranda copaia 1 Bignonaceae Jacaranda copaia subsp. spectabilis 1 Bignonaceae Sparattosperma leucanthum 3 Bombacaceae Bombacoccix sp. 1 Bombacaceae Huberodendron swietenioides 6 Bombacaceae Pseudobombax septenatum 4 Boraginaceae Cordia ucayalina 3 Burseraceae Protium sp. 1 Burseraceae Tetragastris panamensis 4 Burseraceae Tetragastris sp. 1 Burseraceae Trattinnickia aspera 1 24

25 Burseraceae Trattinnickia rhoifolia var. lancifolia 1 Cecropiaceae Cecropia sciadophylla 1 Cecropiaceae Pourouma cucura 4 Cecropiaceae Pourouma guianensis 8 Cecropiaceae Pourouma minor 8 Cecropiaceae Pourouma mollis 2 Cecropiaceae Pourouma sp. 3 Cecropiaceae Pourouma tomentosa 3 Chrysobalanaceae Hirtella excelsa 3 Chrysobalanaceae Licania briteniana 1 Chrysobalanaceae Licania tambopatensis 1 Chrysobalanaceae Licania triandra 1 Combretaceae Buchenavia macrophylla 1 Ebenaceae Diospyros poeppigiana 1 Elaeocarpaceae Sloanea terniflora 2 Euphorbiaceae Alchornea triplinervis 1 Euphorbiaceae Conceveiba ritidocarpa 1 Euphorbiaceae Croton lechleri 1 Euphorbiaceae Drypetes gentryi 1 Euphorbiaceae Glycidendron amazonicum 1 Euphorbiaceae Hevea brasiliensis 8 Euphorbiaceae Mabea maynensis 22 Euphorbiaceae Mabea sp. 1 Euphorbiaceae Nealchornea yapurensis 7 Euphorbiaceae Pausandra trianae 1 Euphorbiaceae Sapium ixiamasense 1 Euphorbiaceae Senefeldera inclinata 27 Fabaceae Cedrelinga catenaeformis 1 Fabaceae Copaifera reticulata 3 Fabaceae Dialium guianense 2 Fabaceae Dipteryx micrantha 1 Fabaceae Enterolobium schomburgkii 1 Fabaceae Erythrina ulei 5 Fabaceae Hymenaea courbaril 1 Fabaceae Hymenaea sp. 1 Fabaceae Inga alba 1 Fabaceae Inga auristellae 1 Fabaceae Inga coriacea 1 Fabaceae Inga edulis 1 Fabaceae Inga puctatum 1 Fabaceae Inga sapindoides 1 25

26 Fabaceae Inga sp. 2 Fabaceae Inga stipularis 1 Fabaceae Lonchocarpus neuroescapha 1 Fabaceae Lonchocarpus sp. 5 Fabaceae Pterocarpus rohrii 1 Fabaceae Swartzia sp. 3 Fabaceae Swartzia tomentifera 1 Fabaceae Tachigali vazquezii 1 Fabaceae Vatairea fusca 1 Fabaceae Zigia corymbosa 1 Flacourtiaceae Casearia ulmifolia 4 Lauraceae Endlicheria formosa 1 Lauraceae Endlicheria williamsii 2 Lauraceae Nectandra reticulata 1 Lauraceae Ocotea camphomoroia 4 Lauraceae Ocotea longifolia 1 Lauraceae Ocotea tessmanni 1 Lauraceae Pleurothyrium Lauraceae Pleurothyrium parviflorum 1 Lauraceae Rodostemonodaphne kunthiana 1 Lecythidaceae Cariniana integrifolia 2 Lecythidaceae Couratari guianensis 1 Lecythidaceae Eschweilera andina 9 Lecythidaceae Eschweilera coriacea 3 Lecythidaceae Grias neuberthii 1 Malvaceae Matisia malacocalyx 16 Malvaceae Matisia sp. 1 Melastomataceae Miconia bubalina 1 Melastomataceae Miconia triplinervis 1 Meliaceae Cabralea canjerana 3 Meliaceae Cabralea canjerana subsp. canjerana 2 Meliaceae Cedrela fissilis 2 Meliaceae Guarea ecuadoriensis 1 Meliaceae Guarea gomma 4 Meliaceae Guarea kunthiana 1 Meliaceae Guarea macrophylla 1 Meliaceae Trichilia poeppigii 1 Moraceae Brosimum acutifolium subsp. obovatum 1 Moraceae Brosimum rubescens 2 Moraceae Clarisia biflora 1 Moraceae Helicostylis tomentosa 2 26

27 Moraceae Perebea mollis 1 Moraceae Perebea mollis subsp. Lecithogalacta 1 Moraceae Perebea tessmannii 4 Moraceae Pseudolmedia laevigata 2 Moraceae Pseudolmedia laevis 2 Moraceae Pseudolmedia macrophylla 6 Moraceae Pseudolmedia sp. 1 Myristicaceae Iryanthera olacoides 7 Myristicaceae Virola calophylla 1 Myristicaceae Virola sebifera 4 Myrtaceae Eugenia sp. 1 Myrtaceae Myrcia sp. 1 Nictaginaceae Guapira sp. 7 Nictaginaceae Neea oppositifolia 2 Nictaginaceae Neea sp. 1 Olacaceae Aptandra tubecina 1 Olacaceae Minquartia guianensis 4 Opiliaceae Agonandra brasiliensis 2 Polygonaceae Coccoloba colombiana 1 Rubiaceae Amaioua corymbosa 1 Rubiaceae Capirona decorticans 2 Rubiaceae Rariteva sp. 1 Rutaceae Metrodorea flavida 3 Sabiaceae Meliosma loretoyacuensis 1 Sapotaceae Ecclinusa lanceolata 2 Sapotaceae Manilkara bidentata 1 Sapotaceae Micropholis egensis 5 Sapotaceae Pouteria paridum 1 Sapotaceae Pouteria parydi 2 Sapotaceae Pouteria procera 4 Sapotaceae Pouteria sp. 1 Sapotaceae Pouteria tarapotensis 2 Sapotaceae Pouteria torta 1 Simaroubaceae Simara paraensis 1 Siparunaceae Siparuna crassifolia 1 Siparunaceae Siparuna decipiens 1 Siparunaceae Siparuna sp. 1 Sterculiaceae Theobroma speciosum 2 Violaceae Leonia crassa 2 Violaceae Rinoreocarpus sp. 1 Violaceae Rinoreocarpus ulei 3 27

28 Vitaceae Vitex simulosa 1 Vitaceae Vitex triflora 1 Vochysiaceae Qualea grandiflora 1 28

29 Lista de muestras extraídas 29

30 AGRADECIMIENTOS El Proyecto Guacamayo agradece a todos los asistentes que brindaron su apoyo a lo largo de la duración de la Autorización N o SERNANP-DGANP-JEF y la autorización N o SERNANP-DGANP-PNBS, especialmente a los ayudantes voluntarios listados en el Anexo 1, quienes gracias a sus largas horas de trabajo, su gran esfuerzo y dedicación ayudaron a recopilar una vasta cantidad de datos importantes para el avance de la ciencia. Así también, el Proyecto desea agradecer a Crissel Vargas, por su eficiente trabajo. Se agradece también al Schubot Exotic Bird Health Center de Texas A&M University, el Earthwatch Institute, Wildlife Protection Foundation, Rainforest Expeditions, Janice Boyd de Amigos de las Aves USA y Parrot Conservation Fund quienes financian nuestro trabajo. Se agradece al grupo de colaboradores del trabajo de telemetría: Robin Bjork, David Waugh, Greg Matuzak, Roan McNab, Rony García, Fundación Loro Parque, Wildlife Conservation Society, Telonics y Northstar Science and Technology. Igualmente agradecemos profundamente al personal de SERNANP - Puerto Maldonado por su apoyo en el presente estudio. 30

31 BIBLIOGRAFÍA Abramson, J., B. L. Spear, and J. B. Thomsen The Large Macaws: Their Care, Breeding and Conservation. Raintree Publications, Ft. Bragg, CA. Adler, G. H., and K. A. Kielpinski Reproductive phenology of a tropical canopy tree, Spondias mombin. Biotropica 32: Arms, K., P. Fenney, and R. C. Lederhouse Sodium:stimulus for puddling behavior by tiger swallowtail butterflies, Papilio glaucus. Science 185. Beissinger, S. R., and N. F. R. Snyder New World Parrots In Crisis. Smithsonian Institution Press, Washington, D.C. Bennett, P. M., and I. P. F. Owens Variation in extinction risk among birds: chance or evolutionary predisposition? Proceedings of the Royal Society of London B. 264: Renton, K. (2002). "Seasonal variation in occurrence of macaws along a rainforest river." Journal of Field Ornithology 73(1): Birdlife International Data zone. Accessed: 15 August Bjork, R Delineating patterns and process in tropical lowlands: Mealy Parrot migration dynamics as a guide for regional conservation planning. Ph.D. Oregon State University. Brightsmith, D. J Effects of weather on avian geophagy in Tambopata, Peru. Wilson Bulletin 116: Brightsmith, D. J Parrot nesting in southeastern Peru: seasonal patterns and keystone trees. Wilson Bulletin 117: Brightsmith, D. J., and R. Aramburú Avian geophagy and soil characteristics in southeastern Peru. Biotropica 36: Brightsmith, D. J., J. Hilburn, A. Del Campo, J. Boyd, M. Frisius, R. Frisius, D. Janik, and F. Guillén The use of hand-raised Psittacines for reintroduction: a case study of scarlet macaws (Ara macao) in Peru and Costa Rica. Biological Conservation 121: Brightsmith, D. J The psittacine year: what drives annual cycles in Tambopata's parrots? Pages Proceedings of the VI International Parrot Convention, Puerto de la Cruz, Tenerife, Spain. Brightsmith, D. J., and J. Boyd Testing satellite telemetry tags for psittacines in Tambopata, Peru. Page 12. Schubot Exotic Avian Health Center, Texas A&M University, College Station, Texas. Burger, J., and M. Gochfeld Parrot behavior at a Rio Manu (Peru) clay lick: temporal patterns, associations, and antipredator responses. Acta Ethologica 6: Casagrande, D. G., and S. R. Beissinger Evaluation of four methods for estimating parrot population size. Condor 99: Clubb, K. J., D. Skidmore, R. M. Shubot, and L. S. Clubb Growth Rates of Handfed Psittacine Chicks.in R. M. Shubot, K. J. Clubb, and S. L. Clubb, editors. Psitacine Aviculture - Perspective, tecniques and Research. Avicultural Breding and Research Center, Florida. Collar, N. J Family Psittacidae. Pages in J. d. Hoyo, A. Elliott, and J. Sargatal, editors. Handbook of the Birds of the World. Lynx Edicions, Barcelona, Spain. Croat, T. B Phenological behavior on Barro Colorado Island. Biotropica 7: Dunning, J. B CRC handbook of avian body masses. CRC Press, London. 31