MONITOREO DE MOSCAS BLANCAS EN CULTIVOS DE PIMIENTO BAJO CARPA. Mg. Ing. Agr. Juan A. Fernández

Transcripción

1 MONITOREO DE MOSCAS BLANCAS EN CULTIVOS DE PIMIENTO BAJO CARPA Mg. Ing. Agr. Juan A. Fernández

2 Entre las principales plagas que afectan al cultivo podemos mencionar la mosca blanca Bemisia tabaci de gran importancia debido al daño ocasionado y a su difícil control. Es necesario realizar monitoreos permanentes para seguir la fluctuación poblacional de la misma y decidir medidas de control

3 TIPOS DE MUESTREOS Directo: recuento de nº de indiv. por planta, por hoja, por m2, por m lineal, por golpes de red, etc: - directo sobre planta - directo en el medio: cultivos trampas, trampas de color, trampas con feromonas, muestreos de suelos, etc. Indirecto: recuento de daños u otros efectos del ataque de una plaga como nº de plantas muertas, % de daños en hojas, etc.

4 Para realizar un correcto monitoreo de moscas blancas se debe conocer: Distribución espacial de la plaga Órganos que ataca Estados en los que causa daño Tipos de muestreo a realizar (uso de trampas, extracción de órganos atacados, etc.)

5 Ataque de B. tabaci y formación de fumagina

6 Tipos de muestreo de Moscas Blancas: A) Extracción de órganos atacados B) Uso de trampas amarillas

7 A) Extracción de órganos atacados Invernadero de madera tipo parral implantado con un cultivar de pimiento, dispuesto en 45 filas, totalizando una superficie de 1000 m2.

8 Elementos a llevar al campo: Cinta peligro para marcar filas Tijeras de podar Bolsas plásticas Etiquetas Conservadoras

9 Etapas: 1) Marcación de las filas 2) Extracción de las muestras (hojas con moscas) 3) Colocación de las muestras en bolsas plásticas 4) Etiquetado de las muestras con n de fila 5) Traslado al laboratorio para su análisis

10 1. Marcación de las filas: 6 filas distribuidas a lo ancho de todo el invernadero 2. Extracción de las muestras Semanalmente extracción de 12 hojas por filas, totalizando 72 hojas por módulo

11 Extracción de la muestra

12 Registrar diariamente Tº y Hº con termohidrómetros

13 Análisis de laboratorio:

14 1º) Registro del nº de larvas vivas de mosca blanca Densidad: nº de moscas/hoja umbral de daño 2º) Registro de pupas parasitoidizadas Porcentaje de parasitismo 3º) Registro del nº y especies de enemigos naturales: crisopas, chinches predadoras, coccinélidos, ácaros predadores

15 Crisopas Larva Adulto Larva de crisopa alimentándose de larva de mosca

16 Coccinélidos Cycloneda sanguinea Eriopis sp. Acaros predadores

17 B) Uso de trampas amarillas para captura de adultos Las moscas blancas son atraídos por longitudes de onda relacionadas con los espectros del amarillo. Esta sensibilidad, sumada a una superficie con un adhesivo estable a la radiación UV y al agua aseguran la captura de los adultos. Pueden usarse para monitorear la aparición de los primeros adultos y también como método de control a través de la captura masiva.

18 Detalle de una trampa con los insectos adheridos Presentación de las trampas

19 Conclusión: Combinando el muestreo de hojas con el uso de trampas amarillas se pueden realizar estudios de dinámica poblacional : -Época de aparición -Picos poblacionales máximos -Aparición de enemigos naturales -Descenso de la población

20 Mosca Blanca Crisopa Aplicaciones: Fechas MB Crisopa

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22 MONITOREO DE TUCURAS TEMAS: - Objetivos del monitoreo - Tipos de muestreos - Técnicas de Muestreos de tucuras - Resultados del mismo

23 MONITOREO Fundamental cuando se quieren realizar estudios de: dinámica poblacional disposición espacial y temporal estimación de la riqueza específica y la abundancia relativa densidad poblacional y distribución de especies en diferentes comunidades vegetales tablas de vida (mediciones recogidas a lo largo del ciclo biológico de una especie durante varios años de observación).

24 40 tucuras por metro cuadrado comen como un novillo.

25 DINAMICA POBLACIONAL Ciclo corto y medio SET Huevos en dia- pausa OCT NOV DIC ENE FEB MAR ABR Primera generación ninfa 60 dias; adulto dias MAYOR DAÑO Segunda generación ninfa35 dias; adulto dias Ciclo largo Huevos en dia- pausa MAYOR DAÑO Una generación por año Ninfa 95 dias; adulto36-40 dias

26 TOMA DE MUESTRAS Es aconsejable antes de planificar el muestreo salir previamente al campo para tener una idea de los factores limitantes que hay que tener en cuenta antes de hacer mediciones y recuentos.

27 Estimación de densidad (individuos/m2) TÉCNICAS DE MUESTREO DE TUCURAS - Método de los aros - Método de la zaranda (para posturas) Estimación de riqueza específica y abundancia relativa Muestreo con red entomológica de arrastre

28 Estimación de densidad (individuos/m 2 ) A) Método de los aros Elementos necesarios: 1) aros de metal de 35,68cm de diámetro (= 0,1m2) 2) puntero de madera de 1,20 m de largo 3) estaca pintada o con señalador 4) planillas de campo.

29 AROS 30 aros (colocados el día anterior) en 3 transectas de 10 aros c/u. Las transectas deben registrar la heterogeneidad del sitio de muestreo (mas de 10 m unas de otras) Distancia entre aros: 5 metros, aproximadamente.

30 Pasos a seguir: 1) Señalar los aros con estacas para facilitar la ubicación en el campo. 2) El monitoreador se debe colocar frente al inicio de la hilera de aros donde se van a hacer los conteos, y avanzar hasta ubicarse a 1,5 m de distancia del aro a contar. 3) Remover con un puntero la vegetación incluída en cada aro y contar las tucuras que saltan desde el mismo. 4) Anotar el número de insectos que saltaron por aro en la planilla correspondiente. Hacer el conteo de todos los aros. 5) Finalmente, calcular el promedio de tucuras por aro, y estimar la densidad (número de individuos /m2).

31 A B C A) Aro de metal con varilla o estaca sobre la vegetación. B) y C) Monitoreador en el campo enfrentado al aro, contando con el puntero y en la planilla las tucuras que saltan del mismo.

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33 Estimación de densidad (individuos/m 2 ) B) Método de la zaranda (para muestreo de posturas en invierno) Elementos necesarios: - zaranda - pala - libreta de anotación Se calcula el promedio de canutos o espigas de 10 muestras de suelo de un 1 m2 y se multiplica por por para estimar el n de mosquitas que nacerán.

34 1 a 4 Infestación ligera Desoves por m2 4 a 16 Amenazante 16 a 64 Severa Mayor 64 Muy severa

35 Estimación de riqueza específica y abundancia relativa Muestreo con red entomológica Elementos necesarios: 1) red entomológica: aro de acero de 38 cm de diámetro, un lienzo de 60 cm de profundidad y mango de 1,20 m 2) bolsas plásticas (20 cm x 35 cm aproximadamente) 3) marcador indeleble 4) conservadora

36 Red entomológica

37 Pasos a seguir: 1) El monitoreador se ubica en la zona cercana a los aros y delimita visualmente 2 transectas con el fin de registrar la heterogeneidad del lote 2) A lo largo de cada una de las transectas (sitios de muestreo), se dan 100 golpes de red (arcos de 180 a través de la vegetación)

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39 3) Se colectan y guardan las tucuras en bolsas plásticas previamente etiquetadas (número del sitio, fecha).

40 4) Una vez finalizado el muestreo, se guardan en una conservadora, con frío si es posible, para disminuir la actividad 5) Las muestras serán analizadas en laboratorio (determinación de especie y estado fenológico). Mantenerlas en un freezer hasta su análisis.

41 Otra alternativa (para densidad): En cada estación de muestreo efectuar 10 golpes de red al ras del suelo, presionando la vegetación. Se describe un semicírculo con la red, un paso largo y otro semicírculo, caminar otros pasos y golpear de nuevo. Así sucesivamente hasta completar 10 semicírculos.

42 Densidad: cantidad de tucuras de la bolsa / 10 = tucuras X m2

43 MONITOREO 1) Densidad: Individuos / m 2 2) Abundancia relativa: % de indiv. de una = especie en relación al n total colectado. 3) Diversidad específica: cantidad de especies promedio presentes cada año en cada una de las comunidades vegetales.

44 4) Distribución de especies: según la frecuencia de ocurrencia de cada especie en las distintas comunidades vegetales y en toda el área de estudio Distribución de especies (según Kemp, 1992) < 25% R (especies raras) % I (especies intermedias) >75% A (especies de amplia distribución)

45 Al momento de realizar el MUESTREO se debe tener en cuenta: Prefiere suelos compactados para desovar. Es polífaga, se la puede encontrar en pastizales, pasturas, cultivos de verano, etc Situación de sequía agrava la voracidad de la especie, dada la carencia de pastizales y pasturas disponibles. Controlar cabeceras y borduras de lote, debajo de alambrados y caminos. Se distribuye por manchones. Detectar presencia de enemigos naturales.

46 Condiciones ideales del muestreo Ser realizados en días de sol y sin viento. Horario ideal: entre 9.30 y con temperaturas superiores a los 23 C. Ser realizado por las mismas personas. Los sitios de muestreo deben abarcar distintas coberturas vegetales: campos naturales, pasturas implantadas con distintos grados de disturbios y cultivos, tomando varios sitios con coberturas similares y ubicados en sectores diferentes. Será de utilidad contar con imágenes satelitales actuales y SIG para identificar las diferentes coberturas vegetales.

47 Pastizales nativos Pasturas Cultivo Pasturas con moderado disturbio Pasturas con alto disturbio

48 Monitoreo Moscas de la Fruta

49 Flia. Tephritidae Ceratitis capitata

50 Anastrepha fraterculus

51 Caracteres morfológicos diferenciales Ceratitis capitata Menor que la mosca común, de 4 5 mm Macho con un par de cerdas frontoorbitales, capitadas Alas membranosas, transparentes, con manchas Tórax blanco cremoso de color con castaño manchas claro negras y oscuro en forma de puntos y barras Al caminar mueven sus alas y arrastran la parte apical Alas en reposo ubicadas lateralmente, hacia abajo Anastrepha fraterculus Mayor que la mosca común, mide 6 7 mm Macho sin cerdas Alas membranosas, transparentes con tres manchas Tórax castaño de con color manchas castaño, longitudinales barra, amarillo S azufre y V invertida También las mueven pero están dirigidas hacia atrás Alas en reposo dirigidas hacia atrás sobrepasando el abdomen Abdomen oval y corto Hembra con terebra corta Abdomen oval alargado Hembra con terebra alargada

52 Daños

53 Características biológicas Ceratitis capitata Anastrepha fraterculus 2 4 huevos en orificios hechos por ella u otra hembra 1 2 huevos por postura, pero nunca en orificios hechos por otra hembra 4 8 generaciones por año 3-6 Duración ciclo días días PR= (relación sexual X n de descendencia) n rs= Hembras / hembras +machos = ½ = 0.5 n = número de generaciones por año Cuál tiene mayor Potencial Biótico? PB = PR RA PR: Poder Reproductivo RA: Resistencia Ambiental

54 Monitoreo con trampas

55 Monitoreo con trampas Determinación de especies presentes Época de aparición Fluctuación poblacional Momento de efectuar el control

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57 Muchas Gracias

58 MUCHAS GRACIAS!