SEGUIMIENTO MICROBIOLÓGICO GRUPO BIOINDICACIÓN SEVILLA Fecha:
INFORME CORRESPONDIENTE A UNA MUESTRA PUNTUAL DE FANGO ACTIVO. 1. Antecedentes Este estudio se llevó a cabo en las instalaciones de GBS en Sevilla, donde se realizó un análisis de la macro y micro estructura de una muestra de fango activo de la unidad de tratamiento de efluentes líquidos de la planta de bioetanol. La fecha de envío de la muestra fue el jueves 5 de febrero, recepcionándose al día siguiente y realizándose el análisis ese mismo día. Para el estudio de las características macroscópicas, se realizó la prueba de la V30, a la vez que se analizaron las características microscópicas empleando un microscopio óptico con el objetivo de 100x. Los resultados de estas pruebas permitieron dar un pronóstico del valor del índice de fago, que define la calidad del fango y cuyo valor oscila entre 0 y 100, dependiendo de las características. A continuación, se realizó un análisis de la población protozoaria, determinándose la densidad de microfauna, el número de especies detectadas, el índice de Madoni (SBI), el índice de Shannon y finalmente el reparto porcentual de los grupos de protozoos presentes. Igualmente, se llevó a cabo la identificación y cuantificación de la población bacteriana dominante y secundaria mediante el empleo de diferentes técnicas de tinción (Gram, Neisser, PHB y Polifosfatos) y visualización al microscopio óptico con el objetivo de inmersión de 1000x. 2. Material y métodos El análisis macroscópico se lleva a cabo mediante la prueba de la V30, estudiándose cuatro parámetros: turbidez, flóculos en suspensión del clarificado, sedimentabilidad y olor. Para estas características se le dan una serie de valores, que ayudan a describir el fango (Isac L. et al. 2007). Respecto al análisis microscópico, es necesario utilizar un microscopio óptico, visualizando a través del objetivo de 100x, sobre 25 microlitros de muestra. Se lleva a cabo un análisis de las características del flóculo (Isac L. et al. 2007) y a continuación se estudia la diversidad de protozoos del fango a través de la identificación de las diferentes especies presentes (Pérez B. et al, 2005). Por último, realiza un estudio de la diversidad de las bacterias filamentosas. Se analiza la presencia de la especie dominante y secundaria que se encuentran en el fango (Estévez F.S. 2005). Previamente es necesaria una observación in situ de la muestra sin teñir a 1000x, para describir las especies más usuales en función de sus diferentes características morfológicas. Posteriormente se llevan a cabo las cuatro técnicas de tinción (Gram, Neisser, PHB y Polifosfatos), necesarias para la identificación definitiva de las especies bacterianas. 1
3. Objetivos La planta de efluentes de BIOETANOL es una planta cuyo esquema es el siguiente. Despues de la llegada del agua residual al flotador, esta pasa a un reactor anaerobio. Seguidamente hay dos reactores aerobios en serie y un decantador final. Dentro del proceso de producción está el uso de concentraciones variables de sosa. Debido a esta situación los efluentes generados presentan elevadas conductividades como se refleja en el valor final medido en el último reactor aerobio (9.220 us/cm) que normalmente suelen afectar al proceso biológico de la planta de efluentes por estrés osmótico de los microorganismos. Consideramos que este puede ser uno de los aspectos importantes a valorar y que puede ser uno de los causantes de problemas puntuales en la planta. A continuación, se detallan los resultados de la caracterización de la muestra, y seguidamente se exponen algunas medidas operacionales que se pueden llevar a cabo en la planta para optimizar el proceso. 4. Resultados Evaluación de las características macroscópicas. El estudio de las características macroscópicas realizado sobre esta muestra de fango activo a través de la prueba de la V30, nos revela un fango con una turbidez media como se observa en la Figura 1, en la que se determina un clarificado aceptable, pero en el que resulta algo dificultoso observar el objeto colocado por detrás de la probeta. También se determina que el nivel de flóculos en suspensión es medio, aunque dicha turbidez no está provocada por la presencia de estos flóculos en el clarificado, siendo la presencia de crecimiento disperso bacteriano la causa de ese cierto nivel de turbidez. Se determina que gran parte de los flóculos en suspensión observados en el clarificado se encuentran adheridos a la superficie de la probeta (Figura 2), por tanto podría existir ciertos problemas de viscosidad en el fango. Figura 1: Turbidez media en la V30. Figura 2: Floculos en suspensión en la V30. 2
La capacidad de decantación de la muestra es buena, alcanzando una categoría alta tras la prueba de la V30. Tras realizar la curva de decantabilidad (Figuras 3-6), se pone de manifiesto un valor de V30 de 300 ml/l (Figura 4) para la muestra. Estos valores demuestran una sedimentabilidad buena del fango. Figura 3: V5: 600 ml/l Figura 4: V30: 300 ml/l Figura 5: V45: 260 ml/l Figura 6: V60: 250 ml/l 3
La curva de decantabilidad de la muestra (Gráfica 1), se mantuvo a lo largo de una hora con el fin de determinar fenómenos de desnitrificación que pudieran levantar la manta de fango, sin llegar apreciarse fenómenos de este tipo a lo largo de la hora. Gráfica 1: Curva de decantabilidad de la muestra. Sin embargo, sí se ha llegado a observar el fenómeno de desnitrificación y con ello el levantamiento de la totalidad de la manta de fango (Figuras 7 y 8) una vez transcurrido un día tras el análisis de la muestra. Figura 7: Levantamiento de la manta de fango por desnitrificación Figura 8: Presencia de burbujas de nitrógeno gas. 4
En la Figura 9 se determina la presencia de partículas oscuras de pequeño tamaño en el fango, siendo su presencia abundante. Este tipo de partículas también han sido determinadas en muestras de fangos activos industriales que cuentan con un reactor anaerobio y que suelen generarse ante la existencia de procesos anaerobios en los reactores. Figura 9: Presencia de partículas de tamaño oscuro (sombreado). Se ha determinado también una ligera capa de espumas blancas en la superficie de la probeta (Figura 10). Estas espumas se deben a la presencia de algún producto tensoactivo o detergente, pero que no es de importancia y en ningún caso se debe a un problema de crecimiento de bacterias filamentosas. Figura 10: Ligera capa de espumas en la superficie de la probeta. El olor de la muestra es correcto, sin llegar a apreciarse olores a putrefacción ni picantes, en los que se pudieran intuir algún tipo de problema en la planta. Respecto al color de la muestra es anaranjado, semejante a muestras de fango activo de algunas industrias papeleras que hemos estudiado. Este color puede deberse al proceso de producción, cuyo origen puede proceder de la 5
materia prima utilizada o de productos químicos utilizados en la producción. También podría deberse a problemas de deficiencia de nitrógeno (Jenkins habla de fangos naranjas por deficiencia de nitrógeno). Estos resultados, nos lleva a definir las características macroscópicas con una puntuación de 21 respecto al índice del fango (IF). Tomando como referencia que el valor máximo que podemos obtener respecto al IF es de 30 unidades, se obtiene un valor aceptable por encima de la media. Los niveles medios de turbidez y de flóculos en suspensión presentes en el clarificado, son la causa de que esta puntuación no sea mayor. A continuación, se van a valorar las características microscópicas del fango, que nos permitirán entender las condiciones macroscópicas observadas en la muestra. Evaluación de las características microscópicas. El análisis de las características del flóculo son las siguientes: El flóculo determinado presenta una morfología irregular como consecuencia del crecimiento filamentoso asociado, provocando que la morfología sea variable. El tamaño flocular predominante es el medio (Figuras 13-17). También se ha determinado la presencia de flóculos de tamaño pequeño (Figuras 11 y 12) que aparecen en menor proporción. La presencia mayoritaria de flóculos de tamaño medio es la correcta y la que favorece la decantación, ya que flóculos de gran tamaño que se viesen afectados por un proceso de Bulking filamentoso no decantarían correctamente y los flóculos de pequeño tamaño, al tener poco peso, tampoco decantarían rápidamente pudiendo quedar éstos en el sobrenadante, sin embargo, la situación es esta muestra es la correcta respecto al tamaño flocular. La estructura del flóculo es compacta, ya que como se observan en las imágenes, presentan núcleos muy densos de color oscuro, presentando algunos flóculos estructuras multinucleadas, lo que facilita la decantación de los mismos. Esta situación es observada normalmente en depuradoras que trabajan con edades del fango elevadas como es el caso, ya que en el histórico de analíticas adjuntadas, la edad media del fango observada se encuentra en torno a los 15 días. La concentración de filamentos en los flóculos es media, con un valor por lo general de entre 5 y 20 filamentos por flóculo. Esto influye enormemente en la textura de los flóculos, siendo fuerte y dándole consistencia a los mismos, ya que en estos casos la presencia filamentosa actuá como armazón para el flóculo a partir del cual se asienta. La cobertura de la muestra es media, entre el 10-50% del campo de visión normalmente. Figura 11: Flóculo sde pequeño tamaño. In vivo. 100x. Contraste de fases. Figura 12: Flóculos de pequeño tamaño. In vivo. 100x. Contraste de fases. 6
Figura 13: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases. Figura 14: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases. Figura 15: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases. Figura 16: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases. Figura 17: Flóculo de tamaño medio. In vivo. 100x. Contraste de fases. 7
Como ya se ha comentado, se determina un crecimiento filamentoso medio que por lo general, está asociado principalmente a los flóculos, sin embargo, entre los diferentes morfotipos filamentosos observados, se ha determinado la presencia de un morfotipo filamentoso (el morfotipo T0803) cuyos filamentos se encuentran asociados tanto al flóculo, como libres en los espacios interfloculares (Figura 19). También se ha determinado libre en los espacios entre los flóculos la presencia de un elevado crecimiento disperso a lo largo del muestreo (Figura 18). La presencia tanto del crecimiento disperso, como del morfotipo T0803 libre en los espacios interfloculares, son el origen del ligero nivel de turbidez que hemos determinado en el clarificado, ya que al no estar asociados al flóculo se mantienen en suspensión. Figura 18: Elevada presencia de crecimiento disperso. Figura 19: Elevada presencia de bacterias filamentosas dispersas. In vivo. 400x. Contraste de fases. Respecto a la diversidad de protozoos, éste ha sido el aspecto más deficiente que hemos encontrado, ya que apenas hemos llegado a determinar la presencia de protistas en el análisis, asignándole para esta característica un valor bajo. El valor microscópico obtenido en total es de 43 unidades respecto al índice del fango (IF). Tomando como referencia que el valor máximo que podemos obtener respecto al IF es de 70 unidades, hemos obtenido un valor medio, ligeramente por encima de la mitad. Se ha determinado por lo general que la formación flocular es la correcta, lo que condiciona a que la decantación observada sea la adecuada. La presencia de filamentos es también correcta y está integrada principalmente en el interior de los flóculos, por tanto, no repercute en la decantación del fango. La presencia de protozoos ha sido el aspecto deficiente, ya apenas se han llegado a identificar protozoos en el medio. Sumando ambos datos, el valor total del Índice de Fango (IF) es entonces de 64 unidades considerándose este resultado como indicador de un fango bueno, cuyos valores oscilan entre 60 y 80 unidades. 8
Población de Protistas y Metazoos. Respecto al estudio más profundo de la densidad y diversidad de la microfauna, nos determina unos valores inadecuados en esta muestra de fango. En total se han llegado a determinar la presencia de 2 especies de protistas y una de metazoos en la muestra. Es posible que uno de los factores que influyen en este aspecto sea la elevada conductividad. En estudios en plantas industriales donde los niveles de conductividad observados han sido semejantes a este caso, se ha observado que el crecimiento de bacterias filamentosas apenas se encuentra inhibido, pero en el caso de los protozoos, éstos si se ven afectados enormemente por los niveles de conductividad, que genera un estrés osmótico en estos microorganismos lo que puede provocar su desaparición, como podría ser el caso. Se han llegado a observar fangos con una conductividad elevada y que presentan gran diversidad de protozoos, ya que estos se pueden adaptar a condiciones de conductividades elevadas siempre que sean estables, sin embargo, si las condiciones son variables de un día para otro o en el mismo días en lo que respecta a la conductividad, lo que se genera es el estrés osmótico en los microorganismos y con ello su muerte. Las especies observadas han sido: Vorticella sp. (Figuras 22 y 23) (20%). Esta especie es típica del fango activo, pero como venimos comentado, presenta un cierto grado de estrés que hace que el organismo se cotraiga o esté muerto como es el caso. Sólo se llegaron a observar 3 microorganismos en el análisis. Cyclidium sp. (sin imagen). Esta especie suele aparecer en las primeras fases de colonización de un fango o en periodos de una carga fuerte. Sólo se llegaron a observar 2 microorganismos en el análisis. Nematodo (Figura 20). Este organismo suele aparecer en fangos que presentan elevadas edades del fango como es el caso. Es destacable que se ha llegado a observar gran cantidad de pequeños flagelados (Figura 21). Estos aparecen normalmente en dos situaciones: normalmente suelen aparecer en las fases iniciales de colonización de un fango activo, aunque también pueden aparecer en fangos de cierta madurez indicando un empeoramiento en el estado de depuración del fango activo, como podría ser el caso, donde el fango estudiado presenta cierto grado de madurez por la elevada edad del fango y a su vez el nivel de pequeños flagelados es elevado. Por tanto, se puede concluir mediante la presencia de estos protistas y pequeños flagelados que el fango se encuentra en una nueva fase colonización, tras la desaparición de los protistas en el medio causada por algún tipo de situación estresante, siendo posiblemente la elevada conductividad del medio como la causa de esta situación. Para poder llevar un control de esta situación, resultaría interesante realizar un seguimiento diario mediante microsocopía y observar la evolución de la presencia de protozoos en el medio, ya que de esta forma nos aseguramos si las condiciones de conductividad de la planta inhiben a los protozoos presentes. 9
Figura 20: Nematodo. In vivo. 400x. Contraste de fases. Figura 21: Pequeño Flagelado In vivo. 400x. Contraste de fases. Figura 22: Vorticella sp. (Estresada) In vivo. 400x. Contraste de fases. Figura 23: Vorticella sp. (Estresada) In vivo. 400x. Contraste de fases. Población de bacterias filamentosas. La identificación de bacterias filamentosas en la muestra se ha valorado, atendiendo al criterio de Jenkins et al. (1993) y Eikelboom (2006). Los datos del conteo de la muestra indican una densidad media de bacterias filamentosas alcanzando un valor de 69.3 m/ml. La localización de estos filamentos es principalmente intraflocular (en el interior de los flóculos), y por tanto, estos filamentos no influyen de forma negativa en la decantación del fango. La mayoría de las especies determinadas, son típicas del fango de EDARs urbanas que también se observan en plantas industriales, aunque también se han observado especies que únicamente suelen ser descritas en plantas industriales. Las condiciones de dominancia y representatividad de las diferentes especies se especifican a continuación: El morfotipo filamentoso principal que se ha determinado, ha sido Haliscomenobacter hydrossis (Figuras 24-35). Este filamento presenta un valor de abundancia relativa de cuatro, indicando la presencia media entre 5 y 20 fil/floc. La presencia de este filamento está asociada principalmente a condiciones de baja carga de oxígeno, baja carga másica y/o deficiencia de nutrientes. 10
El siguiente filamento en dominancia es Microthrix parvicella (Figuras 36-47). Para este filamento el valor medio de abundancia relativa también es de cuatro, indicando la presencia media entre 5 y 20 fil/floc. Este filamento está asociado a multitud de situaciones siendo posiblemente dos de ellas las que podrían estar involucradas, por una parte, la presencia de bajas cargas másicas y por otra parte, la presencia de influentes ricos en grasas (la capacidad metabólica de este filamento es muy alta y está especializada en sustratos hidrofóbicos). En este caso, la tinción de PHB muestra mucha intensidad, por lo que podría haber mucho PHB en el fango que podría proceder de escapes de AGV del anaerobio hacia los reactores biológicos. Este filamento también se encuentra favorecido por la presencia de bajas temperaturas. A continuación, con una dominancia menor se determina la presencia del morfotipo T0803 (Figuras 48-54). El valor medio de abundancia relativa para este filamento es de tres, indicando la presencia media entre 1 y 5 fil/floc. Su presencia está asociada principalmente a bajas cargas másicas. Este filamento en esta muestra se caracteriza porque se presenta de dos maneras: libres entre los flóculos (suele pasar con influentes de origen industrial como es el caso) o pueden crecer proyectándose desde la superficie del flóculo hacia el exterior. La presencia de este filamento en su forma libre, como ya hemos comentado es la causante del cierto nivel de turbidez observado en el clarificado de la muestra tras la decantación de la V30. Por último, se ha determinado la presencia de un morfotipo filamentoso perteneciente al Phyllum Alphaproteobacteria (sonda ALF-968 negativa) (Figuras 55-57). Debido a la poca información existente de estos morfotipos filamentosos, resulta difícil averiguar cuál es la especie observada, sin embargo, sí podemos englobarla dentro del grupo al que pertenece. Esta especie no tiene descrita su presencia en plantas urbanas, sino sólo en las industriales. La abundancia de este filamento es baja y sólo se han determinado en algunos flóculos. Comentar que en otras plantas estudiadas que operan con conductividades semejantes incuso superiores, la presencia filamentosa en cuanto a densidad de filamentos es semejante a la observada en esta planta, por tanto, se puede deducir que estas especies se pueden adaptar perfectamente a la hora de operar con elevadas conductividades sin que sufran síntomas de inhibición, como sí ocurre con los protozoos. Figura 24: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 25: Haliscomenobacter hydrossis. 11
Figura 26: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 27: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 28: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 29: Haliscomenobacter hydrossis. Figura 30: Tinción Gram: Haliscomenobacter hydrossis. (Gram -). 1000x. Campo claro. Figura 31: Tinción Gram: Haliscomenobacter hydrossis. (Gram -). 1000x. Campo claro. 12
Figura 32: Tinción Neisser: Haliscomenobacter hydrossis. (Neisser -). 1000x. Campo claro. Figura 33: Tinción Neisser: Haliscomenobacter hydrossis. (Neisser -). 1000x. Campo claro. Figura 34: Tinción PHB: Haliscomenobacter hydrossis. (PHB -). 1000x. Campo claro. Figura 35: Tinción PHB: Haliscomenobacter hydrossis. (PHB -). 1000x. Campo claro. Figura 36: Microthrix parvicella. Figura 37: Microthrix parvicella. 13
Figura 38: Microthrix parvicella. Figura 39: Microthrix parvicella. Figura 40: Tinción Gram: Microthrix parvicella. (Gram +). 1000x. Campo claro. Figura 41: Tinción Gram: Microthrix parvicella. (Gram +). 1000x. Campo claro. Figura 42: Tinción Gram: Microthrix parvicella. (Gram +). 1000x. Campo claro. Figura 43: Tinción Gram: Microthrix parvicella. (Gram +). 1000x. Campo claro. 14
Figura 44: Tinción Neisser: Microthrix parvicella. (Neisser -). 1000x. Campo claro. Figura 45: Tinción Neisser: Microthrix parvicella. (Neisser -). 1000x. Campo claro. Figura 46: Tinción PHB: Microthrix parvicella. (PHB +). 1000x. Campo claro. Figura 47: Tinción PHB: Microthrix parvicella. (PHB +). 1000x. Campo claro. Figura 48: T0803 Figura 49: T0803 15
Figura 50: T0803 Figura 51: T0803 Figura 52: Tinción Gram: T0803 (Gram -). 1000x. Campo claro. Figura 53: Tinción Gram: T0803 (Gram -). 1000x. Campo claro. Figura 54: Tinción Neisser: T0803 (Neisser -). 1000x. Campo claro. 16
Figura 55: Phyllum Alphaproteobacteria (probe ALF-968 negativo). Figura 56: Phyllum Alphaproteobacteria (probe ALF-968 negativo). Figura 57: Tinción Gram: P. Alpha. (probe ALF-968 negativo). (Gram +). 1000x. Campo claro. Por último, resaltar que se ha determinado la presencia de agrupaciones bacterianas (Figuras 58-61), normalmente asociadas al flóculo. Estas formaciones bacterianas, que tienen una presencia media en el fango, son productoras de exopolisacáridos o polímeros extracelulares (EPS), que a concentraciones elevadas pueden generar viscosidad en el fango, pudiendo desencadenar fenómenos de bulking viscoso, sin darse el caso actualmente. La presencia de estas agrupaciones pueden deberse a un posible Tiempo de Residencia Hidráulico (TRH) elevado en la planta. Una planta donde el TRH es alto, éste afecta a las agrupaciones bacterianas presentándose un metabolismo endógeno por parte de las bacterias, que también es origen del bulking viscoso. En esta muestra se ha determinado ligeros síntomas de viscosidad cuando tras la decantación del fango, se han observado números flóculos en suspensión en el clarificado que se han quedado adheridos a la superficie de la probeta. En este caso, la viscosidad actúa como una especie de pegamento. 17
Figura 58: Agrupaciones bacterianas. Figura 59: Agrupaciones bacterianas. Figura 60: Agrupaciones bacterianas. Figura 61: Agrupaciones bacterianas. Además, también se ha realizado la tinción de polifosfatos, que pone de manifiesto una presencia media de polímeros extracelulares (EPS) (Figuras 62-65). Estos EPS, son polímeros segregados por las agrupaciones bacterianas como medida de protección ante situaciones de estrés de las bacterias y contribuyen normalmente a aumentar los niveles de viscosidad de las muestras de fango, que podrían desencadenar en problemas de bulking viscoso, como se ha comentado anteriormente, sin darse el caso en la actualidad. 18
Figura 62: Tinción Polifosfatos: EPS. Figura 63: Tinción Polifosfatos: EPS. 1000x. Campo claro. 1000x. Campo claro. Figura 64: Tinción Polifosfatos: EPS. Figura 65: Tinción Polifosfatos: EPS. 1000x. Campo claro. 1000x. Campo claro. 19
5. Conclusiones Características macroscópicas: 21 unidades Características microscópicas: 43 unidades IF: 64 unidades (categoría buena) Filamentos Dominantes: Haliscomenobacter hydrossis. Filamento Secundario: Microthrix parvicella, T0803 y Phyllum Alphaproteobacteria (sonda ALF-968 negativa) Abundancia de bacterias filamentosas: Categoría numérica 4 (5-20 filamentos/flóculo) m/ml de Filamentos: 69.3 m/ml Principal efecto del crecimiento filamentoso: formación flocular. Densidad protozoaria: deficiente Grupo Dominante: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos). SBI: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos). H: Imposibilidad de valorarlo (ausencia de protozoos). Una vez realizado el estudio microbiológico, se establecen varias conclusiones determinantes para optimizar el funcionamiento de la misma: Se establece que valores elevados de conductividad es un factor estresante para la microbiota presente en el fango activo. Se determina que el grupo de protozoos observado presenta síntomas de inhibición llegando incluso a desaparecer. La presencia de bacterias filamentosas es la correcta y no se ve afectada por este aspecto. La presencia de oxígeno en los reactores debe de ser continua y los más homogénea posible. Hay que asegurarse siempre de que no existan zonas de los reactores en las que pueda producirse procesos anaerobios ante la falta de oxígeno. Se recomienda que la consigna de oxígeno no baje nunca de 1 ppm. En las gráficas y analíticas adjuntadas, se observa una enorme variabilidad en cuanto a los parámetros en días consecutivos. Los niveles de SST oscilan entre los 3000 y 7000 mg/l e igual pasa con los valores de DQO (entre 400 y 1000 mg/l). Estas oscilaciones, pueden afectar enormemente a los organismos filamentosos, pudiendo desencadenar en 20
un crecimiento masivo de filamentos. Por tanto, se recomienda que lo ideal es que las condiciones del medio no fuesen tan cambiantes. Existe la posibilidad de que las condiciones de entrada a la conductividad a la planta también fuesen muy variables. Sería recomendable que se llevara a cabo a partir de ahora un histórico junto con el resto de las analíticas de los niveles de conductividad tanto al efluente de entrada, como en los reactores y valorar si existen oscilaciones bruscas que influyan en un posible estrés osmótico. Sería interesante saber también cual de las líneas de llegada al tanque de homogeneización presenta mayor conductividad, por si fuera posible desviarla de la planta. En numerosas ocasiones coincide que la línea de producción que aporta más conductividad a la planta es la que menos caudal tiene de todas y es posible un tratamiento particular y específico. Respecto al fenómeno de desnitrificación observado en la probeta y como comentado, ocurre en el decantador secundario, al no contar con un reactor anóxico, existe la posibilidad en muchos plantas de trabajar con marchas y paradas programadas en los reactores aerobios, lo cual permite en la fase de marcha (aerobia) oxidar el nitrógeno amoniacal y transformarlo en nitratos y nitritos y en la fase de parada (anóxica-parada de las bombas de oxigenación y de recirculación) se permite la reducción de las bacterias, y por tanto la liberación del nitrógeno gas en el reactor y no en el decantador con el inconveniente del escape de sólidos en la salida. Si esto no es posible, se recomienda que el tiempo de residencia del fango en el decantador sea lo menor posible para poder evitar los fenómenos de desnitrificación. 21
6. Bibliografía. Pérez-Uz B.; Serrano S.; Arregui L.; Calvo P.; Guinea A. 2005. Identificación de protistas en E.D.A.R. Estévez F.S. 2005. Descripción de microorganismos filamentosos. Características morfológicas y estructurales. Isac L.; Fernández N.; Rodríguez E. 2007. Características morfológicas y tinciones de microorganismos filamentosos (Mof). Ramalho, R.S. 1993. Tratamiento de aguas residuales. Faculty of Science and Engineering. Eikelboom. 2006. Identification and Control of Filamentous Micro-organisms in Industrial Wastewater Treatment Plants. IWA Publishing. London ISBN: 9781843390961. López J.A.; Sales D.; Quiroga J.M. 2000. Optimización de tratamientos físico-químicos. Tratamiento de Aguas Residuales. Pedro Infante Romero. Colaborador de GBS. Sede: Estación depuradora La Ranilla. Barriada San José de Palmete s/n. 41006-Sevilla CIF: G-91450742. E-mail: gbs@asociaciongbs.com. www.grupobioindicacionsevilla.com 22