El sistema formado por un reactor

Resumen Los problemas de gestión de una EDAR en el proceso biológico de fangos activados (bulking, espumas, etc) tienen un origen bioquímico, su corrección pasa por identificar los microorganismos responsables de la patalogía, ya sea por su excesos o ausencia. Para ello debe disponerse de un buen microscópio y personal entrenado en identificar dichos microorganismos. No obstante, para alcanzar rapidez y eficiencia es necesario disponer de mayores medios, para ello se ha llevado a cabo el proyecto CDBAR, que es una aplicación informática sencilla que incluye numerosas fotografías de organismos microscópicos procedentes de muestras de España y Portugal. Una vez identificada la anomalía, la propia aplicación informática incluye un programa de actuaciones de carácter corrector, para alcanzar el normal funcionamiento del reactor biológico, la parte más importante de una EDAR. Finalmente se ha desarrollado un glosario que permite hallar el significado de cualquier término de forma rápida y fácil. Programa informático para el control de la depuración biológica de aguas residuales (CDBAR) Por: Joan Bové Porta. Licenciado en Químicas Daniel Milan Cabré. Biólogo Dept. de Sanejament Aigües de Tarragona (EMATSA). Avda. Pau Casals, 13-15 43001 Tarragona. Tel. 977 244588 Palabras clave: Agua residual, EDAR, Fangos activados, Microorganismos, Bulking, Espumas, Programa informático. Abstract A computer program for monitoring the biological treatment of waste waters (CDBAR) The problems, such as bulking, foaming, etc., involved in managing a waste water treatment plant (WWTP) employing an activated sludge biological process have a biochemical origin. Correcting them requires identifying the micro-organisms responsible for the pathology in question, whether the problems are due to there being too many or too few of these organisms. It is therefore necessary to have a good microscope and staff trained in identifying such micro-organisms. Never the less, to attain speed and efficiency, it is necessary to have more means. That is why the CDBAR project was carried out. This is a simple computer application that includes numerous photographs of microscopic organisms from samples taken in Spain and Portugal. Once the anomaly has been identified, the computer application itself includes a program of corrective actions that will allow the biological reactor, the most important part of a WWTP, to function normally. Finally, a glossary has been prepared so that the meaning of any term can be looked up quickly and easily. Keywords: Waste water, waste water treatment plant, activated sludge, micro-organisms, bulking, foaming, computer program. 1. Introducción El sistema formado por un reactor biológico y un decantador secundario, que constituye el tratamiento secundario de una planta depuradora de aguas residuales mediante lodos activos es, quizás, la parte más compleja del proceso de depuración. La obtención de un buen rendimiento de depuración y, por lo tanto, de un efluente secundario de calidad dependerá, en gran parte, del buen funcionamiento de esta unidad de proceso. Dicho objetivo no podrá conseguirse sin un control frecuente y exhaustivo de la biomasa del reactor biológico y de los parámetros con ella relacionados. Muchos de los problemas más habituales dentro los sistemas de depuración biológicos tienen un origen bioquímico y ocasionan disfunciones estructurales en la biomasa de un reactor: espumas, esponjamiento, crecimiento disperso, desnitrificación. La corrección de dichas disfunciones pasa por identificar correctamente el/los microorganismo/s responsables de dicha patología, ya sea por su exceso o por su ausencia, antes de emprender una acción correctora adecuada, ya que el origen de dichos problemas difiere según el grupo de microorganismos implicado. La herramienta más útil, y a la vez más rápida, para conocer el estado de un reactor biológico es, sin lugar a dudas, el control microscópico del licor de mezcla mediante el cual, no sólo pueden diagnosticarse las patologías habituales de la biomasa del reactor biológico, sino que además permite anticiparse a su manifestación. La identificación microscópica de las patologías del fango activo requiere, además de un buen microscopio, de personal con la formación y experiencia adecuada, debido a que la identificación de los microorganismos problemáticos es difícil en muchos los casos. En este sentido, e intentando complementar la limitada información disponible, es donde cabe enmarcar el objetivo del programa informático de control de la depuración biológica 33

de aguas residuales (de ahora en adelante, CDBAR): ayudar a identificar de forma visual el problema concreto así como proponer acciones correctoras dirigidas a solucionar dicha patología en origen. 2. Realización del CDBAR 2.1. Proyecto del CDBAR El CDBAR se proyectó a mediados de 1997 como una herramienta de soporte a la decisión para la gestión de depuradoras con procesos de fangos activos así como una unidad de formación de personal. Con este programa, personal auxiliar de laboratorio debería poder identificar cualquier problema del ecosistema reactor-decantador. La idea de elaborar una aplicación sencilla, con un entorno ameno y visual se plasmó en la estructura general del programa, en el diseño de las pantallas y en la inclusión de numerosas fotografías microscópicas de los microorganismos, así como en el conjunto de información introducida. La intención de obtener imágenes de la mayoría de filamentos catalogados como potencialmente problemáticos en un reactor biológico, requirió del análisis de numerosas muestras procedentes de depuradoras de España y Portugal. El proyecto concluyó a finales de mayo de 1999 tras casi un año y medio de trabajo y la observación de cerca de 200 muestras. Lámpara de 100 W. Condensador BX-UCDB: campo claro, contraste de fases Ph3, contraste interferencial DP40 y DP100. Objetivo 10x: Acromático, apertura numérica 0.25, resolución de 1.34 µm. Objetivo 40x: Uplan Fl, apertura numérica 0.75, resolución 0.45 µm. Objetivo 100x: Uplan Apo, inmersión, apertura numérica de 0.5 a 1.35, resolución 0.25 µm. Amplificador óptico: U-CA; 1.25x, 1.6x, 2.0x. Polarizador + filtro U-DICT (contraste interferencial). Oculares WH10x micrométricos. La elaboración del proyecto exigía un microscopio de calidad, con objetivos de un elevado poder de resolución para conseguir apreciar y captar los detalles morfológicos diferenciales entre filamentos que pueden llegar a medir entorno a 0.3 µm. Los objetivos utilizados fueron los de 10x, 40x y 100x, obteniendo imágenes a 100, 400 y 1000 aumentos. Además, el microscopio incorporaba un amplificador óptico que permitía aumentar la imagen a 1250x sin pérdida de calidad óptica. Las ópticas utilizadas en la observación de las muestras y la captación de imágenes fueron de forma habitual contraste de fases y campo claro; con menor se utilizó el contraste interferencial (o de Numarski). Una característica importante durante la identificación de microorganismos filamentosos es la micrometría (longitud y diámetro) del tricoma y de las células que lo componen para lo cual se utilizaba un ocular micrométrico. 2.2.2. La cámara y el ordenador Se utilizó una cámara de vídeo de aplicaciones médicas acoplada al microscopio. La cámara ofrecía la posibilidad de corregir automáticamente la intensidad de luz y obtener de esta forma una mejor imagen de la muestra. La tarjeta capturadora o digitalizadora, convertía la señal de la cámara a señal digital, visualizándose la muestra por el monitor en tiempo real. Cuando era preciso, podía grabarse una imagen microscópica o bien una secuencia de vídeo de la muestra para poder procesarla e introducirla en el programa. 2.2. Equipamiento y material Los equipos utilizados en la elaboración del programa fueron: microscopio, cámara de vídeo y ordenador. La cámara de vídeo incorporada al microscopio, convierte la imagen de éste a señal analógica. Dicha señal se envía a una tarjeta digitalizadora de un ordenador, que la transforma a formato digital permitiendo su procesamiento posterior. 34 2.2.1. El microscopio Microscopio: Olympus BX50 Figura 1. Pantalla de lanzamiento

3. El CDBAR como herramienta de control 3.1. Pantalla de lanzamiento Cuando se ejecuta el programa, aparece una pantalla inicial o pantalla de lanzamiento, que muestra la estructura del programa (Figura 1). Desde esta pantalla inicial puede accederse a cada una de las partes del programa: Espumas Anomalías en la clarificación Análisis microscópico Acciones correctoras La secuencia de iconos sigue el orden lógico de detección, identificación y solución del problema; sin embargo, en función del grado de conocimiento de la patología, puede accederse a un nivel u otro de identificación, o bien, si ya se conoce el problema puede entrarse directamente a las acciones correctoras. Además, desde esta pantalla (línea inferior de iconos) puede accederse a la ayuda, a la configuración de la unidad de CD, al glosario o a la opción de salir del programa. NH 4+ + O 2 NO 2- + H 2 O + 2H + G 0 = -270 kj / mol NH 4+ - N 3 2 Ecuación 1 NO 2- + O 2 NO 3 - G 0 = -80 kj / mol NO 2- - N 1 2 Ecuación 2 3.2. Espumas En el tratamiento secundario de un sistema de fangos activados es habitual el desarrollaro de una capa superficial de espumas en el reactor biológico y en el clarificador. De forma general se distinguen tres tipos de episodios de espumas ( Figura 2): Espumas de puesta en marcha y/o detergentes: son blancas, poco densas y dispersables; aparecen tanto en el reactor como en el decantador; las causas de su aparición son la presencia de detergentes no biodegradables, así como un exceso de moléculas tensoactivas en el influente. Normalmente, las moléculas de detergentes degradadas de forma parcial por los microorganismos tienen mayor capacidad de producir espumas que las moléculas completas. Son frecuentes durante las etapas iniciales de puesta en marcha de una planta. Normalmente son fenómenos transitorios que desaparecen cuando el fango alcanza un cierto grado de madurez y estabilidad. En casos extremos, la adición de antiespumantes, como los derivados de silicona, ayuda a minimizar eficazmente el problema. Desnitrificación incontrolada (rising sludge): a pesar que el fenómeno de la desnitrificación no es una espuma propiamente dicha, por su aspecto suele clasificarse dentro de este grupo de patologías. La desnitrificación incontrolada consiste en la ascensión del fango hacia la superficie del clarificador, con la consiguiente pérdida de biomasa por el efluente. La causa de la ascensión del fango es la formación de burbujas de gas N 2 debido al proceso de nitrificación/desnitrificación. Espumas biológicas estables: son espumas densas y espesas que aparecen tanto en la superficie de la balsa de aireación como en la del decantador secundario. La causa de su desarrollo es el crecimiento de un determinado grupo de microorganismos filamentosos, etiquetados como formadores de espumas. Figura 2. Pantalla de identificación macroscópica de espumas. Figura 3. Desnitrificación incontrolada en probeta 3.2.1. Desnitrificación incontrolada Los episodios de desnitrificación incontrolada se caracterizan por la ascensión del fango (Figura 3) hacia la superficie del clarificador. En la superficie del decantador aparecen copos de fango o, si el fenómeno es importante, puede aparecer una capa que cubra toda la superficie. La causa de dicho proceso es la acumulación de burbujas de gas N 2 en el lodo. Este gas es el producto de la reducción de nitrato (NO 3- ) y nitrito (NO 2- ) a N 2 que realizan muchos microorganismos heterótrofos para metabolizar materia orgánica en condiciones anóxicas. Habitualmente la fuente de nitratos y/o nitritos en un sistema de fangos activos es la oxidación de amonio (NH 4+ ) a nitrito y a nitrato en condiciones óxicas (nitrificación) por parte de un grupo reducido de bacterias. 3.2.1.1. Nitrificación La nitrificación es el proceso bioquímico de conversión de amonio a nitrito y nitrato. La distribución de este proceso es universal, pudiéndose encontrar en cualquier ambiente de la biosfera favorable al crecimiento y desarrollo de las llamadas bacterias nitrificantes: en el suelo, en lagos, en plantas de tratamiento de aguas residuales La nitrificación la realizan un grupo reducido de microorganismos autótrofos. El proceso se divide en dos etapas: La primera es la oxidación del amonio a nitrito llevado a cabo por 35

1 C 18 H 19 O 9 N + 1 NO 3- + 1 H + 1 N 2 + 17 CO 2 + 1 HCO 3- + 1 NH 4+ + 1 H 2 O G 0 70 5 5 10 70 70 70 5 = -103 kj/e equiv. Ecuación 3 36 un grupo de bacterias conocidas normalmente como Nitrosomonas (ver Ecuación 1). La segunda es la oxidación de nitrito a nitrato realizado por otro grupo de organismos conocidos como Nitrobacter (ver Ecuación 2). Cabe destacar que si bien la oxidación de nitrito a nitrato tiene lugar en una sola etapa, la conversión de amonio a nitrito requiere de varias etapas, algunas parcialmente desconocidas. Estas etapas de oxidación de amonio a nitrito pueden inhibirse selectivamente añadiendo tiourea o hidracina; algunos derivados de tiourea se usan como inhibidores de la nitrificación en análisis respirométricos y de DBO. Una de las características compartidas por ambos grupos de bacterias es su crecimiento lento debido al rendimiento energético relativamente bajo ligado con las oxidaciones del amonio y del nitrito. La mayoría de bacterias nitrificantes son autotróficas y utilizan el dióxido de carbono (CO 2 ) como fuente de carbono. Experimentalmente se ha observado que la oxidación del amonio es la etapa limitante de todo el proceso de la nitrificación y por lo tanto, si el proceso está en estado estacionario, las concentraciones de nitritos en el medio han de ser muy bajas. Los factores ambientales que afectan a la nitrificación son: concentración de substrato, temperatura, oxígeno, ph y la presencia de substancias tóxicas: Temperatura: el crecimiento de bacterias nitrificantes puede considerarse exponencial entre 10 y 22 C. Oxígeno: las bacterias nitrificantes son más sensibles a concentraciones bajas de oxígeno que las bacterias heterotróficas; por otro lado, la nitrificación puede desarrollarse en concentraciones muy altas de oxígeno disuelto. ph: el rango óptimo de ph es de 8 9. La dependencia del ph puede estar ligada al efecto de inhibición de los substratos NH 3 y HNO 2 en altas concentraciones, sobre Nitrosomonas y Nitrobacter. Factores favorables a la nitrificación: Oxígeno disuelto alto. Edad del fango elevada (en función de la temperatura) por encima de 8-10 días. 3.2.1.2. Desnitrificación Los microorganismos mediante la desnitrificación convierten nitrato a N 2 atmosférico. El proceso se desarrolla en condiciones anóxicas y el nitrato es el agente oxidante: A red + NO 3 - A ox + 0.5 N 2 La desnitrificación es un proceso universalmente extendido en la naturaleza; puede desarrollarse en cualquier ambiente donde haya nitratos y no exista oxígeno (o muy poco). La mayoría de microorganismos desnitrificantes son facultativos y en presencia de oxígeno, prefieren metabolizarlo antes que utilizar la vía de la desnitrificación (menos rentable energéticamente). Estas bacterias tienen la capacidad de cambiar su metabolismo en función de la presencia o no de oxígeno, y utilizar éste como aceptor final de electrones o usar los nitratos en ausencia de oxígeno. La reacción global de las bacterias desnitrificantes cuando utilizan la materia orgánica como fuente de energía y de carbono es la siguiente (ver Ecuación 3). Los factores ambientales importantes en la desnitrificación son: Substrato (fuentes de energía): las bacterias desnitrificantes pueden utilizar un amplio espectro de fuentes de energía, incluso algunos substratos inorgánicos. Los rendimientos energéticos de la desnitrificación varían en función del tipo de substrato utilizado, siendo el metanol uno de los más rentables gracias a su fácil degradación y a la existencia de un grupo de bacterias que utilizan este substrato. Temperatura: su influencia no difiere de la que pueda existir en otros procesos heterotróficos aeróbicos. Oxígeno: inhibe el proceso de desnitrificación. Es muy importante considerar el oxígeno asequible a los microorganismos más que el disuelto en el licor de mezcla, ya que en el interior de los flóculos pueden encontrarse zonas donde no penetra el oxígeno del medio y son, por lo tanto, zonas anóxicas y/o anaerobias. ph: el ph óptimo de esta reacción se sitúa entre 7 y 9, aunque varía en función de otras condiciones ambientales. La acumulación de fangos en el fondo del decantador secundario en condiciones anóxicas, favorece la metabolización de la materia orgánica, por parte de las bacterias desnitrificantes, utilizando nitratos y nitritos y formando nitrógeno gas. Las burbujas de nitrógeno quedan atrapadas en el fango hasta que la cantidad es suficiente para provocar la ascensión del lodo. Una forma de detectar este tipo de problemas o, incluso preverlos, es mediante el test V30: comprobar si el fango asciende hacia la superficie de la probeta (Figura 3) durante los 30 minutos que dura la prueba o transcurridas unas 2 horas de margen de seguridad. Ante un problema de este tipo, existen varias acciones correctoras para intentar solucionarlo: aumentar el oxígeno disuelto al final del reactor, purgar para disminuir la edad del fango, aumentar la recirculación para evitar la acumulación de fangos, instalar un selector anóxico al principio del reactor...

Figura 4. Clave dicotómica de identificación de microorganismos filamentosos que originan episodios de espumas. 3.2.2. Espumas biológicas estables Las espumas biológicas estables se forman en el reactor y en el decantador secundario debido al crecimiento excesivo de determinados grupos de microorganismos filamentosos (Figura 4). Su apariencia es similar a una mousse de chocolate: son espesas, densas y de color marronoso. Este tipo de espumas provoca varias disfunciones dentro de un sistema de fangos activos: reducción de la transferencia de oxígeno, dificulta las tareas de mantenimiento, producción de un efluente a veces de baja calidad, problemas de espumas en digestores anaerobios y formación de ambientes favorables al crecimiento de patógenos. En la formación de espumas biológicas estables intervienen tres componentes: Burbujas de aire: proporcionadas por los aireadores, sean de superficie o bien difusores. Cuanto menor es el tamaño de la burbuja, más se favorece la formación de espumas. Tensoactivos: están presentes en el agua residual o bien son sintetizados por determinados grupos de microorganismos, principalmente los formadores de espumas. Partículas hidrofóbicas: son los microorganismos formadores de espumas; dentro de este grupo existen microorganismos potencialmente patógenos como Nocardia asteroides, N. farcinica y Rhodococcus equi, y otros que no lo son: Gordona amarae, Skermania pinensis, Microthrix parvicella Los principales grupos de microorganismos formadores de espumas son los siguientes: M. parvicella: su crecimiento es la causa más frecuente de formación de espumas en Europa, Australia y Sur África. Se adapta mejor en climas fríos. Su crecimiento en medios de cultivo convencionales es lento y complicado, hecho que dificulta su estudio. NALO (Nocardia amarae like organisms), aunque la reclasificación de N. amarae como Gordona amarae ha provocado el cambio de siglas GALO. Este grupo incluye filamentos cortos con ramificaciones casi en ángulos rectos. Todos sintetizan ácido micólico (grupo micolata) y pertenecen a los géneros: Nocardia, Gordona, Rhodococcus, Tsukamurella, Dietzia y Mycobacterium. PTLO (pine tree-like organisms): son un grupo de Nocardias con características morfológicas suficientemente diferenciales como para establecer un grupo propio. La ramificación de estos microorganismos es parecida a la de un árbol, en lugar de ser en ángulos rectos. Actualmente se denominan preferiblemente Skermania pinensis y también pertenecen al grupo de productores de ácido micólico. Actinomicetos : engloba al resto de microorganismos filamentosos ramificados sin unas pautas de ramificación claramente diferenciales como en GALO o PTLO. Este grupo incluye bacterias corineformes Cocos Gram +: encontrados en espumas no filamentosas en Australia. Probablemente son miembros del grupo micolata y incluyen estados morfológicos de coco en los grupos Rhodococcus y Nocardia farcinica. Eikelboom Tipo 0675: ha aparecido recientemente en estudios como filamento formador de espumas, acompañado en algunos casos por T 0041 (algunos autores los consideran el mismo filamento). Tipo 0092: su papel como formadora de espumas está siendo discutido; es más habitual en plantas de eliminación de nutrientes y depuradoras industriales. Nostocoida limicola: estudios recientes empiezan a darle importancia como microorganismo formador de espumas. Haliscomenobacter hydrossis, Sphaerotilus sp, Acinetobacter sp, Cyanobacteria, Eikelboom tipos 0803, 1851, 021N, 0914, 0581, 1701 y 1863 se han considerado dominantes en algún episodio de espumas, pero su incidencia es ocasional. En el CDBAR los grupos GALO y PTALO se han englobado dentro del grupo llamado Nocardioformes. La naturaleza hidrofóbica de las superficies celulares de los microorganismos formadores de espumas les facilita el acceso a los substratos también hidrofóbicos que tienden a acumularse en la superficie del licor de mezcla. Este carácter hidrofóbico, debido probablemente a la presencia relativamente alta de ácido micólico, permite un crecimiento más rápido de estos organismos frente a los presentes en la fase líquida del licor de mezcla. Descripción de los principales microorganismos formadores de espumas: 3.2.2.1. Microthrix parvicella (Figura 10) Este microorganismo filamentoso está considerado por muchos el filamento más problemático del fango activo, así como el responsable más frecuente de los episodios de esponjamiento (bulking) y espumas (foaming). Longitud: de 100 a 400 µm (difícil de medir). Diámetro: de 0.6 a 0.8 µm. Los filamentos, en general, están enrollados irregularmente. No se observan septos ni constricciones celulares (a menudo, la presencia de gránulos puede confundirse con las células). 37

38 No son móviles ni tienen ramificaciones. No tienen vaina ni crecimiento epifítico. La presencia de abultamientos a lo largo del tricoma es característico de este filamento. Cuando la abundancia de M. parvicella es alta, los filamentos aparecen enrollados y entrelazados entre sí, formando auténticas madejas de filamentos. Localización: libre o en el interior del flóculo. Las células individuales no acaban de apreciarse claramente. No han de confundirse los gránulos (de naturaleza lipídica y de PHB) que se almacenan a lo largo del tricoma con las células. Contienen gránulos intracelulares de polifosfatos, de PHB (la presencia de gránulos de PHB es una de las pocas diferencias respecto N. limicola I) y de grasas. No contienen gránulos de S. Gram + (principal diferencia respecto la filamentosa Tipo 0581 que es Gram -). Neisser -. Gránulos Neisser + (abundantes gránulos de polifosfatos). Aspectos metabólicos: Es un microorganismo quimiorganotrofo con una gran diversidad metabólica. Estudios recientes con sondas de 16SrRNA han clasificado a M. parvicella como un Actinomiceto con características propias, bastante diferentes a las del resto del grupo. Crece muy lentamente en cultivos puros. Normalmente no utiliza substratos fácilmente metabolizables (glucosa, sacarosa, citratos, aminoácidos...) y en cambio, sí es capaz de metabolizar substratos hidrofóbicos con ácidos grasos de largas cadenas esterificadas (oleico, palmítico...). Es capaz de almacenar estos ácidos grasos esterificados y utilizarlos posteriormente como fuente de carbono y de energía compitiendo así con los microorganismos formadores de flóculos; también puede sintetizar compuestos de reserva como PHB y polifosfatos y utilizarlos en condiciones anaerobias, anóxicas (tiene la capacidad de desnitrificar) y aeróbicas; por esta razón los selectores o la alternancia de zonas con diferentes condiciones no acostumbran a ser muy eficaces para combatir o evitar un bulking de M. parvicella. Microfotografías con el microscopio electrónico de Scanning permiten visualizar la presencia de estructuras de resistencia en el tricoma. Formación de puentes interfloculares. Disgregación flocular. Formación de auténticas redes entrelazadas en el espacio interflocular y intraflocular. Todos estos factores hacen que los fangos con problemas de bulking de M. parvicella sedimenten lentamente y alcancen valores de IVF 300 ml/g. Formación de episodios de espumas. Factores favorables al crecimiento de M. parvicella: Cargas másicas excesivamente bajas (edades del fango altas). Concentración insuficiente de oxígeno disuelto. ph del influente por encima de 7 Contenidos altos de grasas y/o substratos difíciles de metabolizar en el influente. Temperaturas bajas. Reincorporación de espumas al sistema. 3.2.2.2. Nocardioformes (GALO y PTLO) (Figura 11) Longitud: de 10 a 60 µm normalmente. Diámetro: alrededor de 1 µm. La característica diferencial de estos filamentos, y además fácil de apreciar, es la presencia de ramificaciones verdaderas a lo largo del tricoma. La forma del tricoma es irregular y aleatoria ( micelial ). Los septos celulares no se aprecian. No son móviles. No tienen ni vaina ni crecimiento epifítico. Localización: en el interior del flóculo y libres. A pesar de que los septos normalmente no son visibles, el tamaño y la forma de las células se han descrito como irregulares. Longitud celular: de 1.0 a 2.0 µm. Ancho celular: 1 µm En general presentan gránulos intracelulares de PHB. No contienen gránulos de S. Gram +. Neisser -. Gránulos Neisser + (normalmente). Aspectos metabólicos: Se considera un actinomiceto aeróbico (este hecho permite combatirlos de forma más o menos eficaz con la instalación de un selector anóxico en cabecera del reactor). Puede crecer tanto en ambientes ricos en compuestos sencillos y fácilmente metabolizables (glucosa, acetato, propionato ) como en presencia de compuestos más complejos como proteínas, hidratos de carbono o grasas. Crecen dentro de un rango bastante amplio de edades del fango, aunque normalmente lo hacen de forma lenta y a temperaturas relativamente altas (15-37 C). Una densidad excesiva de Nocardioformes puede producir disgregación flocular. Los valores de IVF no son muy altos: de 100 a 200 ml/g. Debido a su cubierta superficial hidrofóbica pueden producir abundantes espumas en el reactor biológico y en el clarificador.

Factores favorables al crecimiento de Nocardioformes: Edad del fango de normal a alta (amplio rango de edades del fango). Sistemas de captura y reintroducción de espumas al reactor. Afluentes ricos en substratos difíciles de metabolizar. Tiempos de retención altos, sobretodo para las espumas, cuya edad es ya de por sí más alta que la del licor de mezcla. Temperaturas del reactor altas. La pantalla de espumas del CD- BAR (Figura 2) muestra imágenes de los distintos tipos de espumas, ofrece información acerca de ellas y propone una serie de acciones correctoras específicas de cada tipo. Si las espumas son biológicamente estables, se accede a la siguiente pantalla donde se visualiza una clave dicotómica muy sencilla, acompañada de imágenes microscópicas que ayudan a identificar el filamento responsable de las espumas. Una vez identificado, puede accederse a la página de este microorganismo donde se muestran sus características morfológicas y metabólicas, así como los factores favorables a su crecimiento. 3.3. Anomalías en la clarificación Dentro de este grupo de problemas, los de tipo biológico, se clasifican en 3 grupos: Crecimiento disperso: falta de microestructura. Flóculos en forma de cabeza de alfiler (pinpoint floc): falta de macroestructura. Esponjamiento (bulking): Gelatinoso o zoogleal: exceso de microestructura Filamentoso: exceso de macroestructura El test de la V30 (Figura 5) es una prueba macroscópica sencilla de la que puede extraerse bastante información acerca del estado del reactor. Observando su aspecto pueden intuirse algunos de los problemas anteriores, además de la desnitrificación incontrolada. Junto con el valor de los sólidos en suspensión del licor de mezcla (SSLM) puede determinarse el índice volumétrico de fangos (IVF): IVF = ( V30 1000 ) / SSLM (ml/g) Normalmente se acepta que una IVF inferior a 75 ml/g puede indicar tanto crecimiento disperso (IVF < 30 ml/g) como una situación de pinpoint floc (40 < IVF< 75 ml/g). Un valor de IVF entre 75 y 200 ml/g suele indicar un funcionamiento correcto del sistema, con un crecimiento más o menos estable y equilibrado de la biomasa del reactor biológico. Cuando la IVF sobrepasa los 200 ml/g, puede considerarse que empiezan los problemas de esponjamiento o bulking. Es importante señalar que dichos valores son generales y orientativos, y pueden variar de una planta a otra. De todas formas, cada planta puede establecer sus propios valores en función de su experiencia y su forma de trabajar. Introduciendo el valor de la V30 y de los SSLM, el programa calcula el IVF y con imágenes microscópicas muestra los anteriores problemas en función del valor del IVF. Si el problema es una desnitrificación incontrolada, la única forma de detectarla es a simple vista observando la probeta o el decantador secundario. En los otros casos, es necesario utilizar el microscopio para diferenciar el crecimiento disperso del pinpoint floc, el esponjamiento viscoso del filamentoso, y en este último caso, realizar un análisis microscópico para identificar el filamento o filamentos responsables de la anomalía (dominante y secundarios más importantes). 3.3.1. Crecimiento disperso El fenómeno del crecimiento disperso se produce cuando las bacterias no sintetizan el exopolímero que constituye la matriz gelatinosa (microestructura) necesaria para unirse unas con otras y formar los flóculos. Figura 5. Identificación de las patologías en función del valor de IVF, de la observación macroscópica y microscópica. Figura 6. Análisis dicotómico. La microestructura es el resultado de los procesos de adhesión, agregación y floculación de los microorganismos formadores de flóculo. Este grupo de microorganismos son la base de la formación de los flóculo y está constituido mayoritariamente por bacterias heterótrofas que incluyen géneros como Pseudomonas, Achromobacter, Flavobacterium, Alcaligenes, Arthrobacter, Citromonas y Zooglea. La ausencia de estos grupos de microorganismos, o bien la no secreción del exopolímero provoca la dispersión de los microorganismos en el medio o la formación de pequeñas agrupaciones inferiores a 30 micras. El crecimiento disperso puede aparecer: En las primeras fases de puesta en marcha de una planta, o tras períodos de pérdida elevada de biomasa. Por la acción de un tóxico, de un inhibidor de la floculación o de un agente tensoactivo. Debido a una carga orgánica muy alta en el reactor por la presencia de substratos rápidamente degradables, ya que las bacterias organotróficas no se ven forzadas meta- 39

40 bólicamente a sintetizar este tipo de productos de reserva. Provocado por el crecimiento de determinados filamentos y de levaduras. El efecto de este fenómeno es un efluente turbio ya que la biomasa no sedimenta en el decantador secundario y se libera por el efluente secundario. 3.3.2. Flóculos en cabeza de alfiler (pinpoint floc) El aspecto macroscópico (observación en probeta) del pinpoint floc es parecido al del crecimiento disperso. Sin embargo, los orígenes de esta patología y la observación microscópica son distintos; en este caso, sí existe microestructura pero no macroestructura. La macroestructura es el esqueleto del flóculo y está constituido por microorganismos filamentosos. La síntesis de exopolímero (o glicocálix) permite la formación de flóculos pequeños, compactos y esféricos (constituidos únicamente por bacterias floculantes), inferiores a 75 micras; la ausencia de filamentos impide un mayor crecimiento de estos flóculos. Cuando se observa un pinpoint floc en el microscopio, los flóculos tienen el aspecto de cabezas de alfiler (de ahí su nombre). En el clarificador, los flóculos de mayor diámetro decantarán rápidamente mientras que los menores lo harán muy lentamente provocando problemas de turbidez en el efluente y pérdida de biomasa. Una de las causas que provocan este tipo de episodios es la desintegración de flóculos mayores, provocada por edades del fango excesivamente altas, concentraciones de substrato muy bajas que obligan a consumir la capa externa de exopolímero, la desaparición de filamentos, turbinas demasiado agresivas (la proliferación de este tipo de microflóculos es habitual en plantas que operan a baja carga y con aireadores de superficie) 3.3.3. Esponjamiento El esponjamiento o bulking es un problema muy habitual en los sistemas de fangos activos. La densidad del lodo es baja y por lo tanto, su sedimentación en el decantador secundario es lenta, o incluso no llega a sedimentar. Pueden diferenciarse dos tipos de esponjamientos, el zoogleal o viscoso y el filamentoso: Esponjamiento viscoso o zoogleal (jelly bulking or non filamentous bulking). La causa del bulking zoogleal es una síntesis excesiva de exopolímero bacteriano. Esta matriz gelatinosa está constituida mayoritariamente por hidratos de carbono y glicoproteínas. Cuando su cantidad es excesiva, forma colonias de morfología característica, visibles a 100 y 400 aumentos, con una gran capacidad de retención de moléculas de agua. Esta retención de agua produce un hinchamiento del fango y los consiguientes problemas de sedimentación en el decantador secundario. Esponjamiento filamentoso (filamentous bulking). El crecimiento excesivo de microorganismos filamentosos en el sistema es la causa del bulking filamentoso. Los filamentos provocan la disgregación flocular y/o la formación de puentes interfloculares, tejiendo una red en el fango que dificulta y/o imposibilita su sedimentación. Existen más de 25 microorganismos filamentosos catalogados en un sistema de fangos activados, de los cuales, unos 15 son los más habituales y problemáticos. Es importante identificar el tipo de filamento que provoca el bulking, el filamento dominante, para intentar solucionar el problema de raíz tomando una acción correctora específica para combatir dicho microorganismo. 4. Esponjamiento del fango (bulking) Ante un problema de esponjamiento del fango, el primer paso es identificar el tipo de bulking, viscoso o filamentoso. A pesar que es posible intuirlo macroscópicamente, es necesario comprobarlo mediante una observación microscópica. 4.1. Esponjamiento viscoso El bulking viscoso causado por un exceso de exopolímero sintetizado por determinadas bacterias, como las del género Zooglea, forma estructuras características, normalmente esféricas y/o digitiformes, visibles a 100 y a 400 aumentos. Adicionalmente puede practicarse una tinción con tinta china para visualizar mejor este fenómeno. El exopolímero es el componente principal de la microestructura flocular, de la matriz gelatinosa responsable de la floculación de los fangos activos. Las bacterias formadoras de flóculo (sección 3.3.1) junto con otros microorganismos quimiorganotrofos convierten la materia orgánica en un material extracelular gelatinoso llamado glicocálix; esta capa es rica en polisacáridos y se sitúa rodeando la membrana exterior de las bacterias Gram- o bien rodeando las capas de peptidoglicano de las Gram+. La composición química del glicocálix es bastante compleja, ya que contiene homopolímeros simples, heteropolímeros complejos, aminoazúcares, una gran variedad de monosacáridos Como cualquier polímero orgánico, el glicocálix aumenta la viscosidad del agua y ayuda a las células a crear el microambiente necesario para la actividad de los enzimas extracelulares. Además permite la unión de células simples para formar agregados mayores hasta constituir los flóculos. De esta forma, la biofloculación puede definirse como la interacción del exopolímero de células floculantes individuales para formar una matriz tridimensional. Esta matriz es capaz de capturar también partículas inorgánicas que incrementan el peso del flóculo y mejoran su sedimentación. En un esponjamiento viscoso el fango contiene una cantidad excesiva de biopolímeros extracelulares de carácter hidrofílico con una gran capacidad de retención de agua. La velocidad de sedimentación y de compactación del fango se ralentiza.

Figura 7. Resultado del análisis dicotómico. Figura 8. Análisis por filtros. Figura 9. Características del microorganismo filamentoso Thiothrix I. Este exopolímero puede visualizarse microscópicamente a 100 y 400 aumentos si presenta las estructuras típicas digitiformes y esféricas. Mediante la técnica de tinción inversa con tinta china puede visualizarse mejor las colonias con un exceso de exopolímero, ya que éstas permanecen blancas al impedir la entrada de las partículas de colorante, a diferencia del resto de la muestra que queda teñida de color negro. Los biopolímeros son agentes tensoactivos naturales y una aireación excesiva del fango viscoso provoca la formación de espumas blancas, que, debido a su capacidad de capturar biomasa, quedan rápidamente teñidas de color marrón. Este hecho causa una pérdida de biomasa importante por el efluente. El factor más habitual que favorece la aparición de esponjamiento viscoso es un déficit nutricional, sobretodo cuando se trata de un exceso de materia carbonada frente a la cantidad de N y de P. Normalmente, el influente de una planta depuradora de aguas residuales urbanas se aconseja que mantenga una relación de DBO 5 :N T :P T de 100:5:1. El exopolímero secretado por los microorganismos es un material de reserva, donde se acumulan los substratos (sobretodo hidratos de carbono) que posteriormente las bacterias metabolizarán. Si la cantidad de hidratos de carbono del influente es desproporcionada respecto la relación anterior, los microorganismos tenderán a acumularlos en forma de exopolímero en lugar de degradarlos rápidamente. Una de las posibles soluciones a esta patología es bypasear la decantación primaria para aumentar la cantidad de micronutrientes esenciales. 4.2. Esponjamiento filamentoso El crecimiento excesivo de filamentos en un reactor y los consiguientes problemas de sedimentación del fango en el decantador son situaciones relativamente habituales en los sistemas de fangos activados. Unos valores de V30 elevados, o mejor aun, valores de IVF altos son indicativos de un posible bulking filamentoso. La confirmación del problema pasa, de forma necesaria, por la observación microscópica. Si los filamentos son muy abundantes, normalmente, el bulking puede detectarse ya a 400 aumentos; sin embargo, para identificar estos filamentos es necesario pasar a 1000 y a 1250 aumentos, observando la muestra con contraste de fases. Se ha apuntado anteriormente la existencia de más de 25 microorganismos filamentosos, de los cuales, los más habituales dentro de un reactor biológico se reducen a unos 15. Los factores favorables a su crecimiento, así como las acciones correctoras difieren de un filamento a otro. Es necesario identificar correctamente el microorganismo antes de tomar cualquier medida correctora. Dicha identificación no es siempre una tarea fácil, ya que muchos de los filamentos se parecen entre sí; esta razón obliga a observar detalles característicos difíciles de apreciar a veces o, incluso, a realizar tinciones específicas. La mecánica del programa tiene su base en las características de los filamentos. La idea es observar una muestra a través del microscopio, observar las características específicas de los filamentos a identificar, e irlas introduciendo dentro del programa. Para facilitar el proceso de identificación se han introducido dos tipos de análisis en el CDBAR: un análisis dicotómico y un análisis por filtros. Análisis dicotómico (Figura 6): este tipo de análisis se basa en una clave dicotómica (como su nombre indica): el programa va planteando dos opciones excluyentes, acompañadas de fotografías microscópicas de las características de los filamentos. Las sucesivas respuestas trazan un camino que llega finalmente hasta un filamento (Figura 7). Este tipo de análisis es más rápido y directo que el de filtros, pero obliga a tener bastante información visual acerca del filamento, incluso los resultados de tinción Gram y Neisser en algunos casos para evitar la posibilidad de llegar a una opción y no poder responderla. Análisis por filtros (Figura 8): este proceso de análisis es más flexible que el dicotómico. En este caso, las características del filamento observadas en el microscopio van introduciéndose en las casillas correspondientes; el programa, automáticamente va eliminando aquellos microorganismos que no cumplan una de las condiciones especificadas. No es necesario reunir tanta información como en el dicotómico. Durante el análisis, la lista de microorganismos filamentosos que aparece en la pantalla va reduciéndose a medida que se introducen datos. 41

42 Normalmente, introduciendo unos pocos datos bastante evidentes y fáciles de apreciar con el microscopio, puede eliminarse un gran número de filamentos. Además, cada característica y cada microorganismo van acompañados de sus imágenes microscópicas; de esta forma, a veces no hace falta llegar a un único filamento, sino que es suficiente comparar la imagen microscópica de la muestra con las fotografías de los pocos microorganismos no descartados aún por el programa. Además de poder visualizar las fotos de cualquier filamento en todo momento, puede accederse a una pantalla donde se citan todas las características de cada microorganismo (Figura 9). Las características morfológicas de los filamentos que se utilizan en la identificación van acompañadas de fotografías ilustrativas. Los detalles que pueden ser diferenciales de un filamento a otro son los siguientes: Movilidad: existen solamente 3 filamentos móviles, por lo tanto, la observación de movimiento en un tricoma es ya bastante definitivo. Ramificación: es la división del tricoma en dos filamentos. La ramificación puede ser verdadera, si existe continuidad citoplasmática entre el filamento madre y el hijo (Nocardioformes, Hongos ), o bien puede ser falsa (S. natans ), cuando son dos filamentos independientes separados por la membrana citoplasmática. Septo: en la bipartición celular es la línea que divide la célula madre para dar las dos células hijas. En el caso de microorganismos filamentosos, al quedar las células unidas, los septos se mantienen después de la división. En algunos filamentos los septos son visibles al microscopio, mientras que en otros no. Constricciones: son las pequeñas muescas que dan al tricoma la apariencia de sierra. Se forman cuando se unen las células con extremos redondeados, esféricas, ovales o en forma de barril. Figura 10. M. parvicella a 1000 x. Contraste de fases. Vaina: es una capa exterior que presentan determinados microorganismos, habitualmente muy fina y difícil de apreciar, que envuelve todo el tricoma. Crecimiento epifítico: es el desarrollo de bacterias alrededor del tricoma que se alimentan normalmente de la vaina o bien de células del filamento que han muerto. Gonidios: son formaciones más o menos esféricas que pueden presentar unos pocos microorganismos en la parte final del filamento. Gránulos intracelulares, normalmente de reserva que pueden ser de varios tipos: Gránulos esféricos de azufre que aparecen muy refringentes en contraste de fases. Gránulos de PHB (polihidroxibutirato) blancos y esféricos Gránulos intracelulares de mayor tamaño, que se observan exclusivamente en hongos filamentosos. Pigmentos: moléculas presentes en plantas, algas y bacterias, encargadas de absorber la energía de la luz de una determinada longitud de onda para llevar a cabo la fotosíntesis. la forma de las células del tricoma, cuando son visibles, es bastante variada: cuadradas, rectangulares, ovales, esféricas, en forma de barril, discoidales. También en algunos casos muy particulares, las células aparecen transparentes bajo la óptica de contraste de fases. los filamentos pueden ser rectos, torcidos, curvados o enrollados. Localización del tricoma: el filamento puede encontrarse en el interior del flóculo, creciendo alrededor y/o desde su superficie o bien libre en los espacios interfloculares. Medidas del tricoma y de la célula: el tamaño del filamento y de las células (si son visibles), tanto su longitud como su diámetro son también interesantes desde el punto de vista identificativo. las tinciones son técnicas identificativas basadas en el uso de diversos tipos de colorantes. En la identificación de bacterias filamentosas y visualización del exopolímero pueden utilizarse 6 tipos de tinciones: tinción de Gram, de Neisser, de vainas, de exopolímero (tinta china), de PHB y de gránulos de S. De todos estos métodos, los más habituales son la tinción de Gram y la de Neisser: Tinción de Gram: dentro de las muchas variantes de la tinción de Gram, se utiliza un método específico para microorganismos filamentosos (método de Hücker modificado). La mayor parte de bacterias filamentosas del fango activo son Gram -. Tinción de Neisser: en este caso, una sola tinción nos da dos tipos de información: tinción de tricoma y tinción de gránulos intracelulares. Solo en dos tipos de filamentos, el tricoma queda teñido positivamente, mientras el resto prácticamente no se tiñen. En cambio, existe un mayor número de filamentos donde sus gránulos interiores (sobretodo de PHB) quedan teñidos Neisser +. Además, en todo momento puede accederse a las características de cada microorganismo filamentoso y a sus imágenes microscópicas. 4.2.1. - Descripción de los principales microorganismos filamentosos A continuación se describen los microorganismos filamentosos más habituales y problemáticos en un tratamiento secundario: M. parvicella (Figura 10): (descrito en la sección 3.2) Nocardioformes (Figura 11): (descrito en la sección 3.2)

Haliscomenobacter hydrossis (Figura 12): Longitud: de 20 a 100 µm. Diámetro: de 0.3 a 0.5 µm. Filamentos rectos o torcidos. No se observan septos celulares ni constricciones. Presentan vaina (sólo se observa cuando existen espacios vacíos dentro del filamento) y a menudo crecimiento epifítico. No son móviles, ni tienen ramificaciones. Localización: extendiéndose radialmente desde la superficie del flóculo (parecen agujas clavadas), o bien se encuentran libres en el licor de mezcla. Diámetro celular: de 0.3 a 0.5 µm. No se observan las células al microscopio. No contienen gránulos de reserva. Pueden contener pigmentos, que no se observan al microscopio. Gram -. Neisser -. Gránulos Neisser -. Aspectos metabólicos: Es un microorganismo quimiorganotrofo. Es capaz de utilizar substratos fácilmente asimilables. Puede desnitrificar como mínimo hasta nitrito. Puede llegar a formar puentes interfloculares. Una presencia abundante de este filamento indica que la planta no funciona correctamente. Nostocoida limicola sp (Figura 13): Se distinguen tres grupos de N. limicola que aparentemente sólo se diferencian en el diámetro. Estudios recientes refuerzan la hipótesis que son tres grupos totalmente independientes y metabólicamente diferentes. En este caso se describe únicamente la N. limicola II (los otros dos grupos son morfológicamente similares, excepto el diámetro) Longitud: de 100 a 200 µm Diámetro: de 1.0 a 1.4 µm. Los filamentos son curvados y enrollados de forma irregular, parecidos a Nostocoida limicola I pero más anchos. Los septos y las constricciones son visibles. No son móviles. Raramente presentan ramificación verdadera. No tienen ni vaina ni crecimiento epifítico. Localización: normalmente en el interior del flóculo o sobresaliendo de éste. Las células pueden ser ovales o discoidales. Ancho celular: 1 µm Diámetro celular: de 1 a 1.4 µm Normalmente contienen gránulos de PHB. No tienen gránulos de S. Gram+ (puede dar Gram-, sobretodo en aguas industriales). Neisser+ (esporádicamente puede dar Neisser-). Aspectos metabólicos: N. limicola se caracteriza como un microorganismo anaerobio facultativo, con capacidad de fermentación. Puede crecer de forma abundante en medios que contengan substratos carbonados sencillos (carbohidratos, alcoholes, etc.) o bien otros más complejos (peptona, etc.). Puede formar puentes interfloculares. Por su localización en el interior del flóculo, puede causar disgregación flocular. También, debido a la localización intraflocular, no hay una buena correlación entre la longitud del filamento y el valor de IVF; este valor, sólo aumenta claramente cuando el crecimiento excesivo de este filamento ha provocado la pérdida de la estructura flocular. Figura 11. Nocardioformes a 1000 x. Contraste de fases. Figura 12. H. hydrossis a 1000 x. Contraste de fases. Figura 13. N. limicola II a 1000 x. Contraste de fases. La probabilidad de bulking es mayor en plantas de tratamiento de aguas de origen industrial. Puede provocar episodios de espumas, si bien no son tan frecuentes ni importantes como los producidos por M. parvicella o por Nocardioformes. Debido a su menor grado de hidrofobicidad, les espumas de N. limicola no son tan estables como las de M. parvicella y Nocardioformes. Sphaerotilus natans (Figura 14): Longitud: Filamentos largos (de 100 a 1000 µm). Diámetro: de 1.0 a 1.8 µm. Los filamentos suelen ser rectos o poco curvados. Presentan una vaina clara y muy ajustada a las células donde pueden acumular hierro. 43

44 Figura 14. S. natans a 1000 x. Contraste de fases. Los septos celulares y las constricciones en cada septo son claramente visibles. No son móviles. Se observa frecuentemente ramificación falsa dando un aspecto de árbol ramificado. Puede aparecer una capa fina exocelular en condiciones de déficit de nutrientes. El crecimiento epifítico no es frecuente, pero puede aparecer si el organismo crece lentamente o está dañado (indicador de tendencia a desaparecer). Localización: los filamentos salen y se extienden radialmente desde la superficie del flóculo; también se encuentran libres en el licor de mezcla. Las células son de forma alargada y con los extremos redondeados (células bacilares). Longitud celular: de 1.0 a 1.8 µm. Ancho celular: de 1.5 a 3.0 µm. La forma de la célula puede ser rectangular cuando las células están muy empaquetadas dentro de la vaina. No presenta gránulos de azufre. Se observan frecuentemente gránulos esféricos de PHB (a menudo 3 por célula). Gram -. Neisser -. Gránulos Neisser -. Aspectos metabólicos: S. natans se considera un microorganismo aeróbico (utiliza el O2 como último aceptor de electrones) y quimiorganotrofo. Figura 15. Tipo 0041 a 1000 x. Contraste de fases. Prefiere substratos fácilmente biodegradables: azúcares sencillos, ácidos grasos de cadena corta, alcoholes y otros compuestos de bajo peso molecular. Puede sintetizar compuestos orgánicos de reserva como gránulos de PHB. Formación de puentes interfloculares importantes que impiden una correcta agregación flocular. I.V.F. superior a 300 ml/g. Obtención de efluentes de alta calidad, sin turbidez ni partículas en suspensión, si el esponjamiento no es muy importante. Factores favorables al crecimiento de S. natans: Concentraciones bajas de oxígeno disuelto en el reactor. Alternancia de cargas contaminantes en las aguas de entrada. Influentes con substratos fácilmente biodegradables. Edades del fango bajas. Tipo 0041 (Figura 15): Longitud: de 100 a 500 µm Diámetro: de 1.2 a 1.6 µm (puntualmente puede llegar hasta 4.0 µm). Los filamentos son rectos o ligeramente curvados. Una característica a destacar de este filamento es la presencia habitual de crecimiento epifítico (sobretodo en aguas urbanas), que en algunos casos puede llegar a ser muy abundante. Los septos celulares, sin constricciones, son claramente visibles cuando el crecimiento epifítico asociado lo permite. Tiene vaina, pero si no existen espacios vacíos dentro del filamento es difícil observarla. No son móviles ni tienen ramificaciones. Localización: en el interior de los flóculos o en los espacios intrafloculares en sistemas de aguas urbanas, o bien libres y creciendo desde la superficie del flóculo en sistemas industriales. Las células pueden ser cuadradas o rectangulares. Longitud celular: de 1.5 a 2.5 µm. Ancho celular: de 1.2 a 1.6 µm. No contienen gránulos de S ni de PHB. Gram + si están dentro del flóculo y Gram - si están libres o extendiéndose. Neisser - Gránulos Neisser + (a veces). Formación de puentes interfloculares. Disgregación flocular. Este tipo de bacterias puede provocar episodios de espumas; sintetiza un producto biosurfactante que es un complejo de proteínas y lípidos saturados. Factores favorables al crecimiento de T0041: Alta edad del fango Condiciones de déficit nutricional Tipo 021N (Figura 16): Longitud: de 100 a más de 1000 µm. Diámetro: de 1.0 a 2.0 µm. Los filamentos pueden llegar a ser muy largos. Normalmente son rectos, o ligeramente curvados. Pueden encontrarse enrollados si son muy abundantes. Los septos celulares son visibles. Dependiendo de la morfología celular, se observan constricciones o no. A menudo, la región basal del tricoma, localizada en la superficie del flóculo, es más gruesa; la región apical, en cambio, es más delgada, y acostumbra a presentar gonidios terminales.

Ocasionalmente pueden observarse estructuras de roseta. No tienen vaina; sin embargo, presentan una pared celular muy gruesa que permanece después de la lisis celular, confundiéndose con una auténtica vaina. Si después de la lisis celular aún se observan las marcas de los septos, se trata de una pared y no de una vaina. No tienen crecimiento epifítico asociado. No son móviles ni presentan ramificaciones. Localización: crecen desde la superficie del flóculo y se extienden por el licor de mezcla. Las células presentan una gran variedad morfológica, incluso, dentro de un mismo filamento. Abarcan casi todas las formas posibles: pueden ser cuadradas, rectangulares, ovales, discoidales y en forma de barril (éstas últimas son las dominantes). Longitud celular: de 1.8 a 3.0 µm. Diámetro celular: de 0.4 a 0.8 µm. Acostumbran a almacenar gránulos de S (su visualización in situ no es muy clara. Reacción positiva a la prueba del S (test de S)). También contienen gránulos de PHB. Gram - (si hay abundantes gránulos de S, pueden ser Gram +). Neisser -. Gránulos Neisser + (a veces). S-test +. Aspectos metabólicos: Metabólicamente es muy parecida al género Thiothrix. Tiene la capacidad de utilizar un amplia gama de substratos fácilmente asimilables, así como de fuentes de carbono: azúcares sencillos, alcoholes y ácidos orgánicos. Tiene una gran afinidad para estos substratos que le permite competir con ventaja en condiciones de déficit de nutrientes (especialmente de N) ante otros microorganismos formadores de flóculos. Puede almacenar y metabolizar determinados compuestos reducidos de S. Es uno de los microorganismos más problemáticos. Pueden formar puentes o enlaces interfloculares. Si crecen excesivamente producen situaciones importantes de bulking filamentoso, y además, en pocos días. Puede llegarse a valores de IVF superiores a 500 ml/g. Factores favorables al crecimiento de T 021N: Déficit nutricional, especialmente de N. Contenidos elevados de azúcares y otros substratos fácilmente biodegradables. Aguas residuales sépticas. Carga másica excesivamente baja. Tipo 1701 (Figura 17): Longitud: de 10 a 200 µm. Diámetro: de 0.7 a 1.0 µm. Los filamentos son cortos, torcidos o curvados. Los septos y las constricciones son visibles si el crecimiento epifítico lo permite. Tienen vaina y a veces crecimiento epifítico que puede llegar a ser muy abundante. La ausencia de crecimiento epifítico indica una fase de crecimiento rápido del filamento. No son móviles, y habitualmente no tienen ramificaciones; de forma muy puntual pueden observarse ramificaciones falsas. Localización: enrollados dentro del flóculo, sobresaliendo una pequeña parte hacia el exterior. Las células son bacilares con los extremos redondeados. Longitud celular: de 1.0 a 3.5 µm. Ancho celular: de 0.7 a 1.0 µm. Normalmente contienen gránulos de PHB. No contienen gránulos de S. Gram -. Neisser -. Gránulos Neisser -. Aspectos metabólicos: Es un microorganismo aeróbico. Igual que S. natans, prefiere substratos fácilmente biodegradables: azúcares sencillos, ácidos grasos de cadena corta; sin embargo, la Tipo 1701 es capaz de utilizar moléculas más complejas como fuente de C y de N. Puede sintetizar compuestos orgánicos de reserva como glucógeno y gránulos de PHB. Formación de enlaces o puentes interfloculares. Disgregación flocular. Factores favorables al crecimiento de 1701: Concentraciones bajas de oxígeno disuelto en el reactor Edades del fango bajas Thiothrix sp (Figura 18): Dentro del género Thiothrix se distinguen dos grupos en función del diámetro del tricoma: Thiothrix I (mayor diámetro) y Thiothrix II. Con excepción del diámetro, no existe ninguna otra característica morfológica distinta ente los dos filamentos. En este caso se describe la Thiothrix I: Longitud: de 100 a 500 µm Figura 16. Tipo 021N a 1000 x. Contraste de fases. Figura 17. Tipo 1701 a 1000 x. Contraste de fases. 45

46 Diámetro: de 1.4 a 2.5 µm Los filamentos son rectos o ligeramente curvados. Los septos, sin constricciones, acostumbran a visualizarse. Tiene una vaina gruesa, que puede visualizarse cuando faltan células al tricoma; normalmente no presenta crecimiento epifítico. A menudo pueden observarse gonidios terminales. Esporádicamente forman rosetas. No son móviles ni tienen ramificaciones. Localización: extendiéndose desde el flóculo hacia el licor de mezcla. Las células, cuando se visualizan, son rectangulares. Longitud celular: de 3.0 a 5.0 µm Diámetro celular: de 1.4 a 2.5 µm. Normalmente las células contienen gránulos esféricos muy refringentes de S in situ ; a veces la presencia es tan abundante que dificulta la visión del filamento. Además, también pueden almacenar gránulos de PHB. Gram - (debido a la gruesa vaina, pueden no decolorarse y parecer Gram +). Neisser -. Gránulos neisser +. S-test +. Debido a su longitud, habitualmente forman puentes interfloculares. A menudo pueden provocar problemas de bulking filamentoso. Factores favorables al crecimiento de Thiothrix I: Aguas influentes excesivamente sépticas Edades del fango bajas Déficit de n. 5. Acciones correctoras Si se conoce el tipo de problema y el microorganismo responsable, puede accederse directamente al apartado de acciones correctoras. Estas acciones se han dividido en espumas y clarificación. Figura 18. Estructura de roseta de una Thiothrix I a 1000 x. Contraste de fases. 5.1. Espumas Espumas de puesta en marcha y/o de detergentes: son fenómenos transitorios. Puede añadirse un antiespumante para reducir la cantidad de espuma (como derivados de silicona). Episodios de desnitrificación: existen varias acciones para evitar este fenómeno, como por ejemplo: Reducir el aporte de nitratos y nitritos al decantador instalando una zona anóxica o bien disminuir la edad del fango para inhibir el crecimiento de bacterias nitrificantes. Aumentar la recirculación para disminuir el tiempo de retención del fango en el decantador. 5.1.1. Las espumas biológicas estables Son más difíciles de combatir que las anteriores. En este caso, las acciones correctoras pueden dividirse en dos grupos, las acciones generales o inespecíficas y las específicas de cada microorganismo: 5.1.1.1. Acciones correctoras generales Instalación de selectores: algunos autores consideran que no son eficaces para determinados filamentos (M. parvicella por ejemplo). Adición de coagulantes inorgánicos como sales de hierro y de aluminio. Adición de antiespumantes: normalmente no son efectivos contra este tipo de espuma, si no van acompañadas de coagulantes inorgánicos. Se recomiendan para controles de la espuma, tras haber aplicado un tratamiento más efectivo. Cloración: es uno de los métodos más efectivos, sobretodo si puede aplicarse en forma de duchas encima de la superficie de espuma. Ha de controlarse cuidadosamente la dosis para que sea efectiva y al mismo tiempo, no destruya toda la biomasa del reactor. Es preciso apuntar que normalmente, este tipo de acciones generales no son una solución definitiva al problema, sino más bien un remedio temporal; una vez haya cesado el tratamiento, es muy probable que vuelvan a surgir las espumas. 5.1.1.2. Acciones correctoras específicas Este tipo de acciones intentan solucionar definitivamente el origen de la aparición de las espumas. Dependen de cada microorganismo filamentoso, pero de forma muy general, podrían señalarse las siguientes como las más eficaces: Controlar el aporte de aceites y grasas al reactor, instalando u optimizando el uso de un desgrasador. Evitar la acumulación de fangos y regular los tiempos de retención en los distintos equipos del proceso. Evitar la reintroducción de las espumas en el sistema. 5.2. Clarificación Ante un problema en la decantación del fango, las acciones correctoras que pueden tomarse pueden clasificarse, igual que en las espumas, en generales y específicas: 5.2.1. Acciones correctoras generales Adición de productos no tóxicos como pueden ser polímeros o coagulantes inorgánicos para solucionar problemas de crecimiento disperso, pinpoint floc y bulking. Adición de un tóxico (hipoclorito sódico por ejemplo) para controlar episodios de bulking filamentoso. Es muy importante ajustar la dosis para que ésta sea efectiva eliminando los filamentos y, al mismo, tiempo no destruya masivamente el resto de biomasa. La forma de ajustar dicha dosis es mediante observación microscópica. Es importante señalar que de la misma forma que existen filamentos