Irene Baroli y María Cecilia Rodríguez

Transcripción

1 INTRODUCCIÓN A LA BOTÁNICA Guía de Trabajos Prácticos 1er. cuatrimestre 2016 Selección y compilación: Irene Baroli y María Cecilia Rodríguez

2 1

3 DOCENTES del 1er. CUATRIMESTRE 2016 Profesora a cargo Dra. Irene Baroli Jefes de Trabajos Prácticos Dra. Alicia Burghardt Dr. Carlos Guillermo Vélez Dra. María del Carmen Zamaloa Ayudantes Primeros Dra. Liliana Navarro Dr. Agustín Sanguinetti Dra. Alicia Vinocur Ayudantes Segundos Julieta Antoni Gustavo Aponte Juan Pablo Basualdo Lic. José María Chain Guillermina García Facal Rodrigo Martín Laura María Olivero 2

4 3

5 PROGRAMA ANALÍTICO VIGENTE 1. Principales grupos de plantas. Biodiversidad. Principios evolutivos 2. La célula vegetal. Célula procariota. Aparición de la fotosíntesis. Aparición de las células eucariotas. 3. Célula eucariótica. Estructura. Pared celular, estructura y modelo de síntesis, membranas, vacuola, organelas, plasmodesmos. Relación entre estructura y función. Cloroplastos y fotosíntesis. Mitocondrias y respiración. Núcleo, control celular. 4. División Cyanophyta o Cyanobacteria. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Origen evolutivo. Relaciones filogenéticas. 5. Los procesos metabólicos en relación con la estructura y el ambiente. Fijación de la energía. Fotosíntesis. Plantas C3, C4 y CAM. Obtención de la energía. Respiración. Factores limitantes. Punto de compensación. Cociente respiratorio. 6. Reproducción sexual y asexual. Ciclos de vida. Alternancia de generaciones. Estructuras. 7. La célula eucariótica. Niveles de organización. Reino Protista: Protistas fotoautótrofos. División Chlorophyta. Distribución. Estructura. Cloroplastos y sustancias de reserva. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. 8. División Ochrophyta. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. 9. División Rhodophyta. Distribución. Estructura. Ciclos de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. 10. El ciclo de la materia. Metabolismo del nitrógeno. Ciclo del nitrógeno. Relaciones fotosíntesisrespiración-metabolismo del nitrógeno. 11. Reino Fungi. Clasificación. División Chytridiomycota. Características. División Zygomycota. Distribución. Diversidad morfológica. Ciclos de vida. División Ascomycota. Distribución. Diversidad morfológica. Ciclos de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. División Basidiomycota. Distribución. Estructuras. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Formas imperfectas. Diversidad. Simbiosis. Líquenes. Fisiología y bioquímica. Reproducción. 12. La evolución vegetativa. El paso del agua a la tierra. Cambios evolutivos. Formas terrestres. Adaptaciones. Reino Plantae. División Bryophyta. Clases Anthocerotopsida, Hepaticopsida, Bryopsida. Distribución. Morfología. Ciclo biológico. Diversidad. Relaciones filogenéticas. 13. Organización del vegetal superior. Tejidos. Sistemas de tejidos. Meristemas. Diferenciación. 14. La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. Raíz. Origen, estructura y función. Regiones de la raíz. Pelos 4

6 radiculares. Estructura primaria y secundaria. Adaptaciones. 15. Agua, solutos y membranas. Difusión y energía libre. Ósmosis. Magnitudes osmóticas. Determinación. 16. El suelo. Estructura y textura. Arcillas e intercambio iónico. Materia orgánica del suelo. Exudados de la raíz y rizosfera. Interacción con microorganismos del suelo. Agua del suelo. Nutrición mineral. Elementos esenciales. 17. La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. El vástago. Evolución de las estructuras internas. Estructura primaria y secundaria. Concepto de estela. Evolución de las estructuras externas. Hojas. Estructura. Morfología y función. Ontogenia. Adaptaciones. 18. Absorción de agua. Absorción de sales. Circulación del agua. Presión radicular. Teoría tenso-cohesotranspiratoria. Transpiración. Apertura y cierre de estomas. 19. Circulación por el floema. Características del transporte. Teoría del flujo de presión. 20. Crecimiento y desarrollo de las plantas. Regulación del crecimiento. Hormonas. Factores externos. 21. La evolución vegetativa. Aparición del sistema vascular. Plantas vasculares. Aparición de los microfilos. División Psilophyta. Distribución. Esporofito. Gametofito. Estructura y reproducción. Ciclo biológico. Relaciones filogenéticas. 22. La evolución vegetativa. Aparición de la raíz. División Lycophyta. Estructura. Isosporia. Heterosporia. Ciclo de vida. Distribución. División Sphenophyta. Distribución. Fósiles. Estructura. Ciclos de vida. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. 23. La evolución reproductiva. Aparición de la semilla. Gimnospermas. División Cycadophyta. División Ginkgophyta. Esporofito. Gametofito. Estructuras reproductivas. Adquisiciones evolutivas importantes. División Coniferophyta. División Gnetophyta. Importancia económica. Relaciones evolutivas. 24. La evolución reproductiva. División Anthophyta (Angiospermas). La flor. Morfología y estructura. Desarrollo del micro y megasporangio. Inflorescencias. Polinización. Fecundación. Singamia y triple fusión. Desarrollo del embrión y endosperma. Partenogénesis. 25. La semilla. Estructura. Frutos. Desarrollo del fruto. Mecanismos de dispersión. 26. Evolución de la flor. Caracteres primitivos y evolucionados. Importancia de la flor en la clasificación. Principios taxonómicos. Clase Dicotyledoneae. Clase Monocotyledoneae. Genes homeóticos. 27. Fotomorfogénesis. Percepción de la señal lumínica. Fitocromos. Floración. Germinación. Hormonas. Reloj biológico. 28. Biotecnología vegetal. Cultivo de tejidos. Transformación genética de plantas. 5

7 Bibliografía básica recomendada (disponible en la Biblioteca Central) Nabors MW, Introducción a la Botánica. Pearson Educación (también disponible online -alquileren: Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biology of plants. WH Freeman & Co. Valla JJ, Botánica: Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur Otros textos: Alexopoulos CJ et al Introductory Micology. Ed Wiley. Azcón-Bieto J y Talón M Fundamentos de Fisiología Vegetal. Mc Graw Hill Interamericana Bold, HC et al Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row. Bold, HC y Wynne MJ Introduction to the Algae. Structure and Reproduction. Prentice Hall, Inc. Clegg CJ y Cox G Anatomy and activities of plants: A guide to the study of flowering plants. Ed. John Murray. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) Evert RF Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. (Disponible en pdf; consultar con los docentes). Font Quer, P Diccionario de Botánica. Ed. Península. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) Graham LE, Graham J y Wilcox, LW Algae. (2nd Ed.). Benjamin Cummings (Pearson). Jones R et al The Molecular Life of Plants, Wiley-Blackwell. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) Judd WS et al Plant Systematics: A phylogenetic approach. Ed. Sinauer. Lee, RE Phycology (4th Ed.). Cambridge University Press. Rushforth SR et al. A Photographic Atlas for the Botany Laboratory. 6ta. Edición. Norton Publishing (Disponible en pdf, consultar con los docentes) Simpson MG Plant Systematics. Elsevier Academic Press. Taiz L y Zeiger E Plant Physiology. Ed. Sinauer Assoc. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) Webster J y Weber R Introduction to Fungi. Cambridge University Press. (Disponible en pdf; consultar con los docentes) 6

8 Sitios Web recomendados Cubre los temas morfológicos y anatómicos, muy completo, interactivo, con animaciones Buenas introducciones a los diferentes tópicos del programa Excelente sitio interactivo sobre anatomía vegetal botweb.uwsp.edu/anatomy/default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal Histología animal y vegetal, muy buenas micrografías con texto explicativo webs.uvigo.es/mmegias/inicio.html: Atlas de histología animal y vegetal. Sobre reproducción y ciclos de vida Excelente sitio interactivo sobre fotosíntesis (Enciclopedia Británica) Excelente sitio interactivo sobre taxonomía de Angiospermas 7

9 CONDICIONES PARA APROBAR LA MATERIA: Aprobar LABORATORIO/TRABAJOS PRÁCTICOS/FINAL (O PROMOCIÓN) Para aprobar los TRABAJOS PRÁCTICOS se requiere: 1) tener aprobado el LABORATORIO y 2) obtener al menos el 50% de la nota en cada uno de los dos parciales teóricos. El segundo parcial es integratorio respecto del primero. Habrá dos recuperatorios uno para cada parcial Para aprobar el LABORATORIO se requiere: 1) el 80 % de los trabajos prácticos aprobados como mínimo. La inasistencia a un trabajo práctico se considerará como TP no aprobado. 2) Aprobación de un trabajo especial. Para aprobar la MATERIA por promoción se requiere: 1) tener aprobado el LABORATORIO y 2) los dos parciales aprobados en primera instancia con 70% de la nota o más en cada uno. Los requisitos para acceder al examen final son: Tener aprobados los TRABAJOS PRÁCTICOS. Nota: quienes hayan promocionado no pierden el derecho de rendir final. ELEMENTOS NECESARIOS PARA LOS TRABAJOS PRÁCTICOS Guardapolvo y calzado cerrado Esta Guía de TPs Lápiz negro y goma blanda Carpeta con hojas lisas tamaño A4 Diez portaobjetos por lo menos Cincuenta cubreobjetos por lo menos Gamuza o papel de arroz para limpiar objetivos Bisturí u hojas de afeitar (PERSONAL) Una pinza de punta fina Dos agujas de disección (PERSONALES) Marcador de vidrio indeleble Tijera Repasador o papel absorbente Rollo de cinta adhesiva para rotular 8

10 CONFECCIÓN DE INFORMES (su presentación es obligatoria para la aprobación de los TPs): Cada alumno deberá presentar, para cada Trabajo Práctico (TP), un informe escrito individual que incluya: El nombre y apellido del alumno y el turno de TP al que asiste. Los esquemas o dibujos requeridos en esta Guía, en lápiz negro, correctamente rotulados, indicando, según sea apropiado, el nombre de la especie o género que se observó, el tipo de corte y el aumento de lupa o microscopio que se usó para la observación. Las respuestas a las preguntas y ejercicios formulados en esta Guía. Algunas de las preguntas pueden ser contestadas directamente en las hojas de la Guía y otras requerirán hojas adicionales. En el caso de TPs que involucran un trabajo experimental, el informe deberá contar con: Una breve introducción al tema, indicando además los objetivos Los resultados, presentados en un formato adecuado, por ejemplo una tabla y/o un gráfico cartesiano, con los ejes debidamente rotulados, con los nombres y las unidades de las variables medidas Una breve discusión de los resultados, en general comparando lo obtenido con lo esperado y en caso de haber discrepancias, explicando a qué pudieran deberse y/o cómo podrían solucionarse Las respuestas a las preguntas formuladas en esta Guía Los informes se entregarán para su corrección, sin excepción, a la semana de haber concurrido al TP correspondiente, caso contrario se contará el TP como ausente. En caso de haber realizado el TP en forma grupal, los alumnos consultarán con sus docentes para determinar si el informe se presentará de manera individual o grupal. 9

11 DESCRIPCIÓN Y FUNCIONAMIENTO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO Un microscopio óptico (Fig. 1) posee dos lentes; la lente objetivo, que se encuentra cerca del objeto que se observa, y la lente ocular, colocada cerca del ojo. El aumento primario del objeto se produce por la lente objetivo, y la imagen que así se origina se transmite a la lente ocular, donde ocurre el aumento final (Fig. 2). La amplificación total de un microscopio es el producto de las amplificaciones de sus lentes objetivo y ocular. Por ejemplo, con un objetivo 40 X y un ocular 10 X, el total de la amplificación es 400 X. Una propiedad importante de un microscopio es su poder de resolución, que es la capacidad para mostrar dos puntos como distintos y separados. La resolución de un microscopio depende de la longitud de onda de la luz empleada y de una propiedad óptica de las lentes objetivo conocida como apertura numérica. La fórmula para calcular el poder de resolución es: R=1/2 longitud de onda de la luz / apertura numérica del objetivo Dado que la longitud de onda de la luz empleada es en general constante, en la práctica la resolución de un objeto es función de la apertura numérica; a mayor apertura numérica será posible resolver objetos más pequeños. Existe una correspondencia preliminar entre la amplificación de un lente objetivo y su apertura numérica. Los lentes con una mayor amplificación por lo general poseen apertura numéricas mayores. Por otra parte, el medio por el cual se transmite la luz afecta también a la apertura numérica. Mientras el objetivo esté separado del objeto por aire, su apertura numérica nunca será mayor a 1. Para alcanzar aperturas numéricas mayores, el objetivo debe estar inmerso en un medio que posea un índice de refracción de la luz mayor que el del aire. Se emplean aceites de inmersión de varios tipos, cuyo índice de refracción es igual al del vidrio, y las lentes objetivos diseñadas para utilizarse con este tipo de aceites se denominan lentes de inmersión. La apertura numérica de una lente de este tipo de buena calidad oscila entre 1,2 y 1,4. Muchos microscopios utilizados en biología poseen oculares que amplifican cerca de 10 10

12 veces (10 X) y objetivos de 10 X, 40 X, y 90 ó 100 X (lente de inmersión). El objetivo de 10 X se utiliza para localizar y seleccionar los objetos de interés; el de 40 X y los restantes permiten la visualización de los detalles de los objetos. El sistema de iluminación de un microscopio es de considerable importancia, en especial cuando se emplean altas amplificaciones. La luz que entra en el sistema debe enfocarse sobre el objeto, y para esto se utiliza un sistema de lentes denominado condensador. Al bajar o subir el condensador se modifica el plano de foco de la luz, y de esta manera puede elegirse una posición que origine un foco preciso. El sistema condensador también posee un diafragma que controla el diámetro del haz de luz que sale de la lente condensadora. La finalidad de la utilización del diafragma no es la de controlar la intensidad de la luz que incide sobre el objeto, sino asegurar que la luz que sale del sistema condensador llene exactamente la lente objetivo. Si la apertura del diafragma es demasiado grande, parte de la luz no pasará al objetivo sino alrededor de él y originará brillos, por lo que reducirá la calidad de la imagen. Para regular la intensidad de la luz se utilizan filtros de densidad neutra o se disminuye el voltaje de la lámpara de iluminación, sin alterar la posición del condensador o del diafragma. Los objetos a observar varían en su grado de contraste, y la luz debe ajustarse con cuidado a cada objeto que se examina. Otros factores relacionados con el sistema de la lente objetivo utilizado son la profundidad del campo y el área del campo. La profundidad del campo es el espesor del objeto en foco en cualquier momento, y es más grande cuanto menor es el poder de resolución. En inmersión, la profundidad de campo es muy superficial, por lo general menor de 1 µm. El área de campo está representada por el diámetro del objeto que está a la vista. Esta es mayor a menor poder de resolución. Por lo tanto, los lentes objetivo de baja amplificación son útiles para recorrer el preparado. 11

13 Figura 1: Diagrama de un microscopio compuesto OJO LENTE OCULAR LENTE OCULAR LENTE OBJETIVO PLATINA DIAFRAGMA CONDENSADOR LENTE OBJETIVO ESPÉCIMEN LENTE CONDENSADOR MACROMÉTRICO Y MICROMÉTRICO LUZ BASE LUZ Figura 2: Esquema de las vías de luz en un microscopio compuesto de campo brillante. Unidades de longitud usadas en microscopía 1 centímetro (cm) = 1/100 metros 1 milímetro (mm) = 1/1.000 metros = 1/10 cm 1 micrómetro ( m) = 1/ metros = 1/ cm 1 nanómetro (nm) = 1/ metros = 1/ cm 1 angstrom (Å) = 1/ metros = 1/ cm ó 1 m = 10 2 cm = 10 3 mm = 10 6 m =10 9 nm= Å Exploración en la Web: con información general sobre todos los tipos de microscopía y numerosos enlaces a otros sitios especializados un sitio excelente con información de alta calidad, videos y tutoriales sobre todos los tipos de microscopía 12

14 CLASIFICACIÓN DE LOS ORGANISMOS INCLUIDOS EN EL CURSO El siguiente cuadro sinóptico comprende únicamente los grupos que se tratan en el curso, encuadrados en el esquema de dominios de Woese et al. El cuadro está construido siguiendo un criterio filogenético; la categoría taxonómica de cada grupo (es decir, si se trata de una División, Clase, etc.) varía de acuerdo a la bibliografía consultada. Bacteria Cyanobacteria Eukarya Opistocontos: Fungi Chytridiomycota Glomeromycota Zygomycota Ascomycota Basidiomycota Alveolados: Dinophyta (dinoflagelados) Heterocontos: Incoloros: Oomycota Fotosintéticos: Phaeophyceae (algas pardas) Bacillariophyceae (diatomeas) Chrysophyceae (crisofitas) Plantae (Archeplastidia): Rhodophyta (algas rojas) Viridiplantae (Chlorobionta) Chlorophyta (algas verdes) Streptophyta Charophyceae (también como parte de algas verdes) Embriophyta (plantas terrestres) Bryophyta Hepatophyta Anthocerophyta Musci (musgos) Tracheophyta (plantas vasculares) Lycopodiophyta Lycopodiales Selaginellales Isoetales 13

15 Euphyllophyta Monilophyta Psilotales Sphenophyta (Equisetophyta) Polypodiales Spermatophyta (plantas con semilla) Gymnospermae (plantas con semilla desnuda) Cycadophyta Coniferophyta Ginkgophyta Gnetophyta Angiospermae (Antophyta, plantas con flor y fruto) Angiospermas basales Magnolidae Eudicotiledoneae Monocotileoneae Bibliografía Adl SM et al The revised classification of eukaryotes. Journal of Eukaryotic Microbiology 59: Doyle JA Phylogeny of Vascular Plants. Annual Review of Ecology and Systematics 29: Judd WS et al Plant Systematics: A phylogenetic approach. Ed. Sinauer. Capítulo 7: An overview of Green Plant Phylogeny. Leliaert F et al Phylogeny and Molecular Evolution of the Green Algae. Critical Reviews in Plant Sciences 31: Simpson MG Plant Systematics. Elsevier Academic Press Woese CR et al Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea, Bacteria, and Eucarya. Proceedings of the National Academy of Sciences 87:

16 La clasificación moderna de los organismos eucariontes (Adl et al., 2012)

17 TRABAJO PRÁCTICO ESPECIAL: ESTUDIO Y DESCRIPCIÓN DE UNA ESPECIE VEGETAL (*) Objetivo: Aplicar los conocimientos morfológicos, anatómicos y fisiológicos adquiridos a lo largo del curso a un caso concreto. Organizar la información en forma clara utilizando el vocabulario botánico con precisión. Exponer el resultado del trabajo en forma ordenada y concisa tanto oral como escrita 1. Materiales Dentro del predio de Ciudad Universitaria crecen especies de plantas nativas e introducidas, tanto herbáceas como arbustivas y arbóreas, así como trepadoras y rastreras, terrestres y acuáticas; una de ellas será elegida para este trabajo, para que los estudiantes investiguen sobre sus características morfológicas, reproductivas, de desarrollo o fenología y cualquier otro aspecto que consideren pertinente para su descripción en el ámbito de la Botánica. Se utilizará bibliografía provista por los docentes y podrán realizarse búsquedas de información mediante la web. 2. Desarrollo El trabajo se realizará por grupos a lo largo de la segunda mitad del cuatrimestre, eligiendo al azar la especie a estudiar (varias especies por turno de TPs). Al final del cuatrimestre se hará una presentación oral de la información adquirida. Se realizará una primera observación de campo para ubicar el/los ejemplares y tomar datos, entre ellos: hábito de crecimiento, características vegetativas (tipo de tallo, porte, diámetro, características de la corteza, tipo de hojas, su permanencia en la planta, filotaxis, etc.), características reproductivas de flores, frutos y semillas (según la fenología de la especie en cada caso). Se tomaran muestras de los distintos órganos, se herborizarán y/o preservarán en alcohol 70% para su observación en el laboratorio. Se realizarán tomas fotográficas para registrar las características y ayudar a su descripción. El proyecto se completará con la descripción del/los ejemplares estudiados según el siguiente esquema orientativo: Título Integrantes del grupo Ubicación taxonómica del/los ejemplares Aspectos generales: aquí se incluirán datos tales como hábito de crecimiento, distribución geográfica, requerimientos ecológicos, etc. Descripción de las partes vegetativas Descripción de las partes reproductivas Información adicional: por ejemplo usos y aplicaciones, propiedades, datos curiosos o de interés surgidos de la bibliografía consultada. Bibliografía utilizada 16

18 3. Presentación La información se presentarán en un informe escrito de no más 2 páginas (excluyendo las fotografías o dibujos si los hubiera) y presentación oral en forma de poster o power point. Bibliografía (se sugiere además consultar con sus docentes) Lahitte, H. et al. Plantas de la Costa, Biota rioplatense I. Editorial L.O.L.A. Lahitte, H. et al. Árboles urbanos, Biota rioplatense IV. Editorial L.O.L.A. Lahitte, H. et al. Árboles urbanos 2, Biota rioplatense VI. Editorial L.O.L.A. Parodi, LR. Enciclopedia Argentina de Agricultura y Jardinería (editado por última vez en 1977, varias versiones anteriores) Algunas páginas web de interés: /Media/Html/Other/Home.html species=194&nombre_comun: Buscador de árboles urbanos C.A.B.A. (*) En colaboración con María del Carmen Zamaloa 17

19 TRABAJO PRÁCTICO Nº 1: MORFOLOGÍA DE LAS PLANTAS VASCULARES (*) Objetivo: Familiarizarse con aspectos generales de la morfología de los órganos vegetativos: la raíz, el tallo y las hojas. Observación de algunas de las modificaciones y adaptaciones de estos órganos a distintos ambientes y funciones 1. Introducción El ciclo de vida de una planta embriofita involucra la generación de un nuevo individuo, la cigota, en el momento de la fecundación, la formación de un embrión y su desarrollo en una planta adulta, hasta la producción de nuevas estructuras reproductivas que darán origen a la generación siguiente. En este proceso de desarrollo pueden distinguirse tres etapas: a) Embriogénesis: Es el proceso por el cual la cigota se transforma en una entidad multicelular, el embrión. El embrión exhibe en forma rudimentaria la organización típica de una planta, con un eje de crecimiento vertical y una marcada polaridad. Así, luego de la germinación el ápice caulinar del embrión dará origen al vástago o parte aérea de la planta y la radícula originará el sistema radical. b) Desarrollo vegetativo: Es la transición entre la plántula, resultado de la germinación, y la planta adulta, con la aparición de nuevos órganos vegetativos, generados a partir de ramificaciones del vástago y de la raíz. En general es la etapa más larga del ciclo vegetal. c) Desarrollo reproductivo: Implica la transición a un estadio reproductivo con la generación de estructuras relacionadas con la reproducción sexual, como por ejemplo, en el caso de las angiospermas, el desarrollo de yemas florales. En plantas de ciclo de vida anual (plantas anuales), estas tres etapas ocurren en una o varias estaciones a lo largo de un solo año. Las plantas perennes, en cambio, en general presentan alternancias estacionales entre periodos de desarrollo vegetativo y de reproducción sexual a lo largo de períodos plurianuales. Ejercicio 1: Rotule los siguientes esquemas observando el material vivo provisto en el laboratorio. a) Plántula 18

20 b) Planta adulta Figuras modificadas a partir de: Valla, JJ Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires. 2. La raíz Ejercicio 2: Observe las plántulas provistas y complete la siguiente tabla. Especie Origen de la raíz (embrionario/adventicio) Tipo de sistema radicular (homorrizo/alorrizo) 3. El vástago Dado su origen común, tallo, hojas y estructuras reproductivas (en el caso de las angiospermas, las flores) se consideran como formando parte de una unidad que constituye el vástago. El tallo es el eje que sostiene las hojas. Las hojas se insertan en los nudos y la porción del tallo comprendida entre dos nudos sucesivos recibe el nombre de entrenudo (Ejercicio 1). El tallo es el sostén de órganos de asimilación (hojas) y de los órganos reproductivos, transporta nutrientes y productos de la fotosíntesis entre las raíces con las hojas y puede almacenar sustancias de 19

21 reserva y agua. Además puede actuar como órgano asimilador en el caso de plantas sin hojas fotosintetizadoras (por ejemplo, los cactus). Ejercicio 3: Qué órganos son: la papa, la caña de azúcar, el jengibre? Por qué? Ramificación del tallo El tallo crece longitudinalmente a partir del desarrollo de un meristema apical que se encuentra en una yema apical, ubicada en una posición terminal del tallo. A medida que el tallo crece longitudinalmente la yema apical deja consecutivamente tras de sí nudos donde se insertan las hojas. Inmediatamente por encima del punto de inserción de la hoja al tallo se encuentra la yema axilar. El desarrollo de esta yema axilar dará lugar a una ramificación del tallo original, repitiendo el patrón de desarrollo (esa nueva rama tendrá una yema apical y yemas laterales). Ejercicio 4: Establezca una cronología del crecimiento de la rama provista por el docente y usando esa información rotule el siguiente dibujo. 20

22 Sistemas de ramificación del vástago 1. Ramificación dicotómica: No existen yemas axilares. El meristema apical se divide en dos nuevos meristemas que darán lugar a dos nuevos tallos. Muy poco frecuente en plantas con semilla. Ejemplos: musgos, Psilotum, Lycopodium y algunas cactáceas. 2. Ramificación lateral 2.a. Sistema monopodial: el ápice del eje principal permanece indefinidamente; los ejes laterales poseen un vigor menor que el eje principal y quedan subordinados a él. Ejemplos: coníferas, sorgo de Alepo 2.b. Sistema simpodial: Las ramas se desarrollan más que el eje principal. El eje principal puede incluso interrumpir por completo su crecimiento porque la yema apical entra en reposo, se transforma en una flor o muere. Entonces una o varias yemas axilares, generalmente las superiores, se encargan de continuar el crecimiento y de formar nuevos brotes laterales. Ejercicio 5: Indique el tipo de ramificación que presenta el material provisto por los docentes. Represente cada sistema de ramificación en forma de esquema, indicando el eje principal y las ramas laterales. Tipo de ramificación Esquema Especie La hoja La hoja consta de tres partes: base foliar, pecíolo y lámina, que pueden presentar muy variada morfología. Las láminas pueden ser simples o compuestas. Ejercicio 6. Rotule los siguientes esquemas 21

23 Filotaxis Las hojas se insertan en los nudos del tallo. El conjunto de hojas inserto en cada nudo constituye un verticilo foliar. La filotaxis es la disposición espacial de las hojas en el tallo. Existen dos tipos básicos de filotaxix: alterna y verticilada. 1. FILOTAXIS ALTERNA: en cada nudo se inserta una sola hoja, en dos maneras posibles dística: las hojas se insertan sobre el tallo a largo de dos líneas opuestas helicoidal: las hojas están esparcidas sobre el tallo, ordenadas regularmente sobre una espiral 2. FILOTAXIS VERTICILADA: dos o más hojas se insertan simultáneamente en cada nudo del tallo. De acuerdo al número de hojas por nudo la filotaxis se denomina: decusada u opuesta: dos hojas por nudo verticilada: tres hojas o más en cada nudo Algunas características utilizadas para describir la morfología de las hojas No es necesario memorizar todos estos términos, sino tener noción de que existe todo un lenguaje descriptivo que permite dar cuenta de la diversidad morfológica/funcional de las hojas. Duración: Efímeras, deciduas o caducifolias, perennes Tipo de lámina: Simple o, compuesta (pinnada, foliolada, palmada, digitada, etc.) Textura: Membranosa, papirácea, coriácea, carnosa, etc. Características de la base foliar: Ensanchada, envainadora, con/sin pulvínulo, con/sin estípulas. Las estípulas pueden ser: foliosas, escamosas, con zarcillos, espinescentes, glandulares Características del pecíolo: Pecioladas o sésiles. Pecíolo cilíndrico o plano. Inserción basal, peltada 22

24 Forma de la lámina: Ovada, lanceolada, triangular, cordada, lobada, acicular, circular, escamosa, etc Características del margen o borde foliar: Entero, ondulado, lobulado, aserrado, etc. Tipo de venación: Paralelinervada, retinervada Características del indumento: Glabra, pubescente, cerosa Ejercicio 7: Describa morfológicamente las hojas de las siguientes especies observando el material provisto: Especie Filotaxis Duración Tipo de lámina Textura Forma de la lámina Borde foliar Venación Indumento Base foliar Pecíolo Diferenciación adaxial/abaxial Bibliografía sugerida Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Education, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II. Valla, JJ Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires. Exploración en la Web La organización del cuerpo de las plantas Adaptaciones morfológicas a distintos ambientes. Descripciones de algunas adaptaciones (*) Con la colaboración de Agustín Sanguinetti 23

25 TRABAJO PRÁCTICO Nº 2: LA CÉLULA VEGETAL Objetivo: Reconocer los principales componentes de la célula vegetal, relacionando su estructura y su localización con su función 1. Introducción Las células de las plantas, a semejanza de las células animales y de las fúngicas, son eucarióticas, es decir, presentan organelas diferenciadas y un núcleo, el cual contiene el material genético y está delimitado por membranas, las que forman un continuo con el sistema celular de endomembranas y la membrana plasmática. Además de las organelas comunes a todos los eucariontes, como las mitocondrias, las células vegetales poseen vacuolas, peroxisomas y plástidos. Las vacuolas son de tamaño variable, dependiendo del tejido pueden alcanzar hasta un 90% del contenido celular. Las vacuolas están rodeadas de una membrana simple denominada tonoplasto y pueden contener agua y solutos, proteínas o lípidos. Sus funciones son el mantenimiento de la turgencia celular y la acumulación de sustancias de reserva, de defensa y pigmentos. Los peroxisomas son organelas esféricas rodeadas de una membrana simple, participan en el metabolismo de los lípidos y en la fotorrespiración. Los plástidos son estructuras membranosas que contienen su propio material genético (ADN), están especializados en la fotosíntesis (cloroplastos) o en la acumulación de sustancias de reserva (amiloplastos, proteinoplastos) o de pigmentos liposolubles (cromoplastos). Las células vegetales también se diferencian de las animales por poseer una pared celular semi-rígida, exterior a la membrana plasmática y compuesta principalmente por celulosa, además de otros polisacáridos y proteínas. Las características químicas y la disposición de las paredes celulares determinan la forma de las células vegetales y las propiedades de los tejidos que componen a las plantas. El citoplasma de las células vegetales está siempre en movimiento, las organelas y macromoléculas están acopladas al endoesqueleto, cuya acción resulta en un movimiento, denominado ciclosis, que favorece el transporte de materiales dentro de la célula. Al microscopio óptico la ciclosis se evidencia como el movimiento ordenado de los cloroplastos en una corriente citoplasmática. Cuando se estudian las células con el microscopio óptico, a menudo se utilizan colorantes, sustancias químicas que reaccionan con grupos de moléculas celulares específicas y permiten identificarlas, o simplemente facilitan la observación al aumentan el contraste en los preparados microscópicos, revelando detalles que no se apreciarían de otra manera. Por ejemplo, el reactivo lugol (I 2 y KI) reacciona específicamente con el almidón. Otros colorantes, como el carmín propiónico o la hematoxilina, al ser catiónicos o básicos tiñen estructuras ácidas como los núcleos celulares. 2. La célula vegetal vista al microscopio electrónico Ejercicio 1. Rotule la siguiente imagen de una célula del tejido fotosintético de una hoja de maíz (Zea mays) obtenida con un microscopio electrónico de transmisión. 24

26 3µm 3. Observación al microscopio óptico de materiales seleccionados Ejercicio 2: Para cada material indicado, monte entre porta y cubreobjetos, en una gota de agua, un trozo de muestra de tamaño y grosor adecuado. Según el caso, coloree con el colorante indicado y observe al microscopio utilizando un aumento que le permita visualizar correctamente las estructuras celulares. Informe sus observaciones mediante dibujos en lápiz negro, claros y correctamente rotulados. En cada dibujo indique el origen del material y el aumento del microscopio que utilizó para la observación. a. Célula vegetal vacuolada vista sin tinciones: Pelo estaminal de Tripogandra sp. o Tradescantia sp. Observe y dibuje células con pared celular primaria, vacuolas conteniendo pigmentos (antocianinas), núcleo (visible por contraste), hebras citoplasmáticas. Es posible que pueda observar también plasmodesmos (conexiones entre células). b. Célula vegetal con tinción para núcleos: Epidermis externa de la base foliar de Allium cepa (cebolla). Material fijado en etanol 70%. Coloree con Carmín propiónico. Observe y dibuje células con pared celular primaria, núcleo y nucléolos. c. Células con cloroplastos (tejido fotosintético): Hoja de la planta acuática Elodea sp. Observe y dibuje células con pared celular primaria y cloroplastos. Observe el número y distribución 25

27 intracelular de los cloroplastos y su movimiento Se mueven por propulsión propia? Indique en su dibujo con una línea de puntos el lugar que ocupa la vacuola. d. Células con amiloplastos (tejido de reserva): Usando un bisturí corte una lámina delgada de tejido parenquimático de tubérculo de Solanum tuberosum (papa) y monte en una gota de agua entre porta y cubreobjetos, aplaste para disgregar el material. Observe primero al microscopio sin colorear y luego coloree con Lugol. Dibuje células con pared celular primaria y amiloplastos. Dibuje un detalle de un amiloplasto. e. Células con pared secundaria engrosada: Monte en una gota de agua, entre porta y cubreobjetos, un trozo delgado de pulpa de pera (Pyrus communis). Observe y dibuje células con pared secundaria engrosada (esclereidas). Indique el lumen y las puntuaciones. En qué se diferencian estas células del resto de las células que las rodean? Contienen protoplasma? Al observar tipos celulares que son funcionales cuando han perdido sus componentes (lo que llamamos células muertas a la madurez ), recuerde que los diferentes tamaños y formas celulares y las características particulares de las paredes se deben a la actividad del protoplasto durante el desarrollo de esas células, es decir, cuando estaban vivas. Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web (The Illuminated Plant Cell): Excelentes imágenes y videos, actualización sobre diferentes tópicos de biología celular vegetal. Películas e ilustraciones animadas sobre los procesos celulares 26

28 27

29 TRABAJO PRÁCTICO Nº 3: CICLO CELULAR Y MITOSIS Objetivo: Observación de las distintas fases del ciclo celular en células de tejido meristemático del ápice de raíz de Allium cepa 1. Introducción El ciclo celular es un proceso continuo que lleva a la replicación de una célula madre somática en dos células idénticas, que contienen el mismo número de cromosomas que la célula que las originó. El ciclo celular puede ser dividido en cuatro fases, cada una caracterizada por diferentes eventos (Fig. 1). El contenido de ADN celular se duplica durante la fase S (llamada así por Síntesis) y el proceso de división ocurre en la fase M, que comprende la mitosis y la citocinesis. Las fases S y M están separadas por las fases de crecimiento G1 y G2 (llamadas así por Gap) durante las que se produce un incremento de las estructuras citoplasmáticas y del número de organelas. Las fases G1, S y G2 se agrupan en la llamada interfase, caracterizada por el estado descondensado del ADN, no se observan cromosomas y la membrana nuclear está presente. Figura 1: Fases del ciclo celular La mitosis es el proceso por el cual el ADN ya duplicado y condensado en cromosomas se separa en partes iguales, con activa participación del citoesqueleto. Aunque es un proceso continuo, puede separarse en varias etapas, caracterizadas por la estructura y disposición de los cromosomas y del citoesqueleto, a saber: Profase: Migración del núcleo al centro de la célula, formación de la banda profásica de microtúbulos en el ecuador celular, condensación de la cromatina en cromosomas bien definidos, cada uno consistiendo de dos cromátides hermanas (idénticas), unidas por el centrómero. Formación del huso cromático. Desintegración de la membrana nuclear. Metafase: Migración de los cromosomas al centro de la célula por acción de los microtúbulos del huso cromático. Anafase: Separación de las cromátides hermanas y migración a los polos opuestos del huso cromático Telofase: Formación de una nueva membrana nuclear alrededor de cada nuevo grupo de 28

30 cromosomas ya separados. Formación de la placa celular y el fragmoplasto. La mitosis es seguida por la citocinesis, que implica la separación de las dos células hijas por formación de nueva pared celular, en la zona delimitada por el fragmoplasto. En los organismos unicelulares, como algunas algas y las levaduras (un tipo de hongos), la mitosis es un mecanismo de reproducción asexual. En los organismos pluricelulares, la mitosis y la expansión celular dan como resultado el crecimiento. En las células vegetales, la mitosis y la citocinesis sólo ocurren en zonas específicas llamadas meristemas, el resto de las células vivas de la planta están arrestadas en las fases G1 o G2 del ciclo celular. 2. Observación al microscopio óptico de las fases de la mitosis Ejercicio 1: Se le proveerán extremos apicales de raíces de cebolla (Allium cepa) fijadas en etanol 70% y tratadas por 20 minutos en HCl 1%. Este procedimiento hidroliza la laminilla media que separa las células entre sí, permitiendo la disgregación de los tejidos y su mejor visualización. a) Coloque los fragmentos de raíz sobre un portaobjetos y corte los ápices blancos opacos (aproximadamente 2mm del extremo), desechando el resto. Aplaste con la hoja del bisturí para disgregar los tejidos y facilitar la penetración del colorante, y agregue rápidamente una gotita de Orceína. b) Deje actuar al colorante por 3-5 min. Evite que el material se seque. c) Coloque el cubreobjetos, cubra con un papel absorbente y aplaste con los dedos para disgregar aún más el tejido. d) Observe al microscopio. Identifique, esquematice y rotule células en interfase y en las distintas fases de la mitosis. Ejercicio 2: Duración de las fases del ciclo celular. Vaya al sitio web webs.uvigo.es/mmegias/7-microvirtual/flash/inicio-flash-raiz-cebolla.html. Allí verá un corte longitudinal de ápice de raíz de cebolla, teñido para visualizar cromatina. Dentro del área delimitada por líneas negras, delimite Ud. mismo un rectángulo que contenga aproximadamente 10 células de alto por 10 células de ancho y usando el amplificador zoom provisto en la página ( toolbar en el menú de la izquierda), cuente el número de células que ve en interfase y en cada etapa de la mitosis. Complete la siguiente tabla. Suponiendo que el ciclo celular tiene una duración total de 72 h, calcule el tiempo que dura cada fase como t = (porcentaje/100) x 72 h. interfase profase metafase anafase telofase etapa número de células porcentaje duración (t) total 100 % 72 h Responda: Qué puede hipotetizar sobre la duración relativa de cada una de las fases a partir de 29

31 sus datos de conteo? Cuánto dura la fase más larga del ciclo, de acuerdo con sus datos? Cuál cree que sería la razón por la que ésa es la fase más larga? Hay alguna fase que no encontró? En ese caso a qué puede deberse su ausencia en este preparado para microscopio? Qué debería hacer para observarla? Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web animaciones del ciclo celular, mitosis y meiosis video de las fases de la mitosis, la segunda parte muestra claramente las figuras mitóticas que se ven en el ápice de raíz de cebolla. 30

32 31

33 TRABAJO PRÁCTICO Nº 4: TEJIDOS VEGETALES Objetivo: Analizar las características morfológicas y funcionales de los principales tejidos vegetales 1. Introducción Los órganos de las plantas vasculares están compuestos por tres sistemas de tejidos originados en el embrión: los sistemas dérmico, fundamental y vascular, que tienen una disposición característica de cada órgano (Fig. 1). El sistema dérmico se compone de la epidermis, que rodea todo el vegetal y funciona como una capa protectora. Los tejidos del sistema fundamental son los mayoritarios, en el parénquima se llevan a cabo la mayoría de las funciones metabólicas de la planta mientras que el colénquima y el esclerénquima cumplen funciones de sostén. Los tejidos vasculares se especializan en el transporte a larga distancia de agua y minerales (xilema) y de los productos de la fotosíntesis, como sacarosa u otros azúcares y nutrientes orgánicos (floema). Según su composición, los tejidos vegetales pueden clasificarse en simples: formados por un único tipo de células (parénquima, colénquima, esclerénquima) y compuestos: formados dos o más tipos de células de diferente morfología y función (epidermis, xilema, floema). sistema tisular tejido tipos celulares dérmico epidermis células epidérmicas o de pavimento, células oclusivas, tricomas fundamental vascular parénquima colénquima esclerénquima xilema floema células parenquimáticas células colenquimáticas fibras, esclereidas células parenquimáticas, traqueidas, elementos de vaso, fibras células parenquimáticas, elementos de tubo criboso, células acompañantes Figura 1. Organización de los sistemas de tejidos en los órganos de una planta vascular 32

34 2. Observación de los tejidos vegetales al microscopio óptico Epidermis Ejercicio 1: Vista superficial de epidermis de hoja. Haga un pequeño corte con un bisturí en la cara abaxial de la hoja que le proveyó su docente. Usando una pinza, arranque suavemente un trozo de la epidermis a partir de la zona de corte y móntelo en una gota de agua entre porta y cubreobjetos. Observe al microscopio, identifique y dibuje los distintos tipos celulares que conforman la epidermis. Existen espacios entre las células? En qué células observa cloroplastos? Ejercicio 2: Epidermis de órgano aéreo en corte transversal. Observe al microscopio y dibuje la epidermis como aparece en corte transversal de hoja. Qué es la cutícula y qué función cumple? De la información obtenida en este ejercicio y el anterior, qué puede decir sobre la pared celular de las células oclusivas? Ejercicio 3: Epidermis de raíz. Rotule la siguiente fotografía de una sección de raíz en corte longitudinal. Qué diferencias observa con respecto a lo observado en el ejercicio anterior? Tejidos fundamentales Ejercicio 4: Parénquima, colénquima y esclerénquima en corte transversal de tallo primario. Observe, dibuje y rotule algunas células de cada uno de los tres tejidos, de manera que se distingan los diferentes tamaños de las células y grosor de su pared para cada tejido. Indique en qué caso las células presentan protoplasma y en cuál las células están muertas y vacías a la madurez. Ejercicio 5: Diferenciaciones del parénquima. Complete la tabla siguiente: Ubicación (órgano y topografía) Clorénquima Aerénquima Parénquima reservante Particularidades del tejido Función 33

35 Tejidos vasculares El xilema el tejido especializado en transporte de agua y minerales desde la raíz al resto de la planta, mientras que el floema cumple la función de transportar azúcares y nutrientes orgánicos desde los órganos asimiladores fotosintéticos que los producen (generalmente, las hojas) o desde los tejidos de reserva, al resto de la planta. Ejercicio 6: Xilema y floema en corte transversal de tallo primario. Observe, dibuje y rotule un haz vascular, diferenciando protoxilema, metaxilema y floema con elementos de tubo criboso y células acompañantes. Indique qué características le permiten distinguir proto- y metaxilema. Ejercicio 7: Tipos celulares que componen el xilema, vistos en macerados de leño. Observe, dibuje y rotule al menos una célula de cada uno de los tipos celulares que componen este tejido complejo, de manera que se distingan los diferentes tamaños de las células y el grosor de su pared celular. Indique en qué caso las células presentan protoplasma y en cuál las células están muertas y vacías a la madurez. Ejercicio 8: Identifique los tipos celulares que componen el xilema en la siguiente fotografía de un corte longitudinal de tallo: Ejercicio 9: Complete el siguiente cuadro comparativo entre los tipos celulares que componen el xilema Tipo de pared Tipo de puntuaciones Forma de las células Forma de los extremos Perforación de lo extremos Céls. funcionales vivas/muertas Fibras Traqueidas Elementos de vaso Células parenquimáticas 34

36 Ejercicio 10: Xilema y floema en corte longitudinal. En la siguiente fotografía de una sección longitudinal de tallo de Cucurbita (Bold et al. Morphology of Plants and Fungi, 1980), identifique y rotule un vaso, un elemento de vaso, una traqueida, un elemento de tubo criboso y una placa cribosa. Durante el desarrollo de la planta, el sentido de la maduración de los tejidos vasculares primarios (los derivados del procambium) no es igual en las raíces y los tallos. Mientras que en las raíces la maduración progresa en forma centrípeta, en los tallos lo hace en forma centrífuga. Es decir que en las raíces, el protoxilema está ubicado hacia afuera y el metaxilema hacia adentro y a la inversa en los tallos. En las raíces se dice que el protoxilema es exarco (ex=exterior y arco=antiguo) mientras que en los tallos es endarco. Bibliografía sugerida Evert RF Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Disponible en Nabors MW, Introducción a la Botánica. Pearson Educación (también disponible online Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II. Exploración en la Web botweb.uwsp.edu/anatomy/default.htm: Excelente atlas fotográfico de anatomía vegetal Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto explicativo webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales Muy completo, entrar en la sección Histología y seguir los enlaces. 35

37 TRABAJO PRÁCTICO Nº 5: ANATOMÍA VEGETAL PRIMARIA Objetivo: Analizar las características morfológicas y funcionales de los órganos vegetativos primarios de las plantas vasculares 1. Introducción Anatomía de la raíz primaria Las funciones básicas de la raíz son las de proveer anclaje al sustrato y absorber de nutrientes y transportarlos hacia la parte aérea de la planta. Todos los tejidos de la raíz primaria se originan en la zona meristemática, que está cubierta por un tejido protector llamado cofia o caliptra. En un corte transversal de la raíz primaria se observa una disposición característica de los tejidos vasculares y fundamentales. El xilema es un cilindro macizo central con bordes en forma de estrella entre cuyos brazos (de distinto número según la especie) se encuentra el floema. Esta disposición del cilindro vascular es un tipo de protostela que se denomina actinostela (Fig 4). El cilindro vascular está delimitado por una capa de células de tipo parenquimático denominada periciclo. El periciclo contiene células con capacidad meristemática, interviene en la formación de las raíces laterales y de los meristemas laterales responsables del crecimiento en grosor de la raíz: el cambium y el felógeno. Además el periciclo cumple un papel muy importante en el proceso de absorción de sales desde el suelo, ya que junto con el parénquima vascular concentran sales para mantener el flujo de agua continuo desde el suelo al tejido vascular. La capa siguiente hacia el exterior corresponde a la capa más interna de la corteza y se la denomina endodermis (Fig. 1). En esta capa, las células presentan engrosamientos en la pared, conocidos como bandas de Caspary, formados por deposición de un polímero hidrofóbico, la suberina. Muchas veces existe una deposición adicional o engrosamientos en U en muchas células de la endodermis, pero habitualmente se distinguen células de paso, sin los espesamientos en U, a la altura de los polos protoxilemáticos. La endodermis actúa como barrera de control que obliga a la solución acuosa del suelo a entrar en el continuo citoplasmático (simplasto) de la planta. A B C Figura 1. Detalles de la endodermis. A) Endodermis con engrosamientos en U, vista en corte transversal de raíz; la célula que no presenta engrosamientos en U se denomina célula de paso. B) Endodermis con banda de Caspary. C) Representación tridimensional de la banda de Caspary. 36

38 La corteza ocupa la mayor parte del volumen total de la raíz y en algunas especies el parénquima cortical actúa como tejido de reserva. En general presenta numerosos espacios aéreos, necesarios para la aireación de las raíces, en algunos casos se desarrolla un verdadero aerénquima. La capa más externa de la raíz es la epidermis, que no está cubierta por cutícula y no presenta estomas. En la zona de absorción de la raíz las células epidérmicas presentan prolongaciones llamadas pelos radicales que aumentan la superficie de absorción. Ejercicio 1: Morfología externa de la raíz de una plántula de leguminosa. Observe a la lupa el material provisto e identifique las partes de una raíz primaria: la cofia, la zona meristemática, la zona de absorción, la zona de ramificación y la zona de crecimiento primario. Ejercicio 2: Anatomía de la raíz primaria en corte longitudinal (ver Fig. 2 sobre tipos de corte). Observe al microscopio, esquematice y rotule la caliptra, la zona meristemática, la protodermis, el meristema fundamental y el procambium. Represente los distintos tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Ejercicio 3: Anatomía de la raíz primaria en corte transversal. Observe al microscopio, esquematice y rotule los distintos tejidos que componen la raíz primaria ya diferenciada. Observe epidermis, corteza y cilindro vascular. Identifique el periciclo y la endodermis. Represente los distintos tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Figura 2. Planos de corte utilizados en Anatomía Vegetal Figura 3. Simbología utilizada en Anatomía Vegetal 37

39 Ejercicio 4. Rotule los siguientes esquemas, correlacionando el corte longitudinal de la izquierda con el transversal correspondiente de la derecha e indicando la posición del metaxilema y el protoxilema en el corte transversal. Corte longitudinal Corte transversal Anatomía del tallo primario Las principales funciones del tallo primario son transportar agua y nutrientes y proveer apoyo para las hojas. El meristema del vástago es una estructura dinámica que además de agregar nuevas células al cuerpo de la planta genera nuevas hojas y yemas, siguiendo un patrón espacial definido (filotaxis). Esto resulta en una sucesión de unidades repetitivas llamadas fitómeros. A diferencia de las raíces, el meristema del vástago no está protegido por una caliptra, pero está rodeado y protegido por los primordios foliares que origina. En la mayoría de los tallos la epidermis es una capa simple de células, con cutícula y un número mucho menor de estomas que en las hojas. Los tallos de las plantas que producen semilla (gimnospermas y angiospermas) no presentan un cilindro vascular central único y macizo como las raíces sino que forman varios cordones discretos denominados haces vasculares, separados por tejido fundamental (parénquima). Estos haces vasculares se continúan en la nervadura central de las 38

40 hojas. En las plantas que producen semillas, existen dos patrones básicos de organización de los haces vasculares en el tallo: a) Eustela: los haces vasculares se disponen en un anillo ordenado cercano a la periferia del tallo, alrededor de una médula parenquimática central. Presente en las plantas dicotiledóneas y en las gimnospermas. La corteza en general es delgada e incluye los tejidos situados entre la epidermis y el sistema vascular, puede también presentar tejidos de sostén (colénquima y/o esclerénqima). b) Atactostela: consta de un gran número de haces vasculares repartidos irregularmente, en varios ciclos, desde la periferia casi hasta el centro del tallo; no es posible distinguir los límites entre corteza, cilindro vascular y médula. Presente en las plantas monocotiledóneas. Ejercicio 5: Observe al microscopio un corte longitudinal de ápice de tallo de dicotiledónea. Rotule el siguiente esquema de un corte longitudinal del tallo primario (A), y las secciones transversales B y C. Ejercicio 6: Observe al microscopio un corte transversal de tallo de dicotiledónea herbácea. Esquematice la anatomía observada, represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3): la epidermis, el clorénquima, el colénquima, el parénquima cortical y el parénquima medular y los tejidos vasculares. Indique el tipo de estela. 39

41 Ejercicio 7: Observe al microscopio un corte transversal de tallo de monocotiledónea. Esquematice la anatomía observada, represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3): la epidermis, el clorénquima, el colénquima, el parénquima cortical y el parénquima medular y los tejidos vasculares. Indique el tipo de estela Ejercicio 8: Complete el siguiente cuadro comparativo de la anatomía primaria de raíz y tallo posición del meristema apical cilindro vascular central o haces vasculares tipo de estela maduración de xilema y floema presencia de periciclo presencia de endodermis presencia de médula parenquimática origen de las ramificaciones raíz tallo Anatomía de la hoja En la hoja encontramos los mismos sistemas de tejidos que en la raíz y el tallo, es decir los sistemas dérmico, fundamental y vascular, dispuestos de la siguiente manera: Sistema dérmico: comprende la epidermis adaxial y abaxial de la hoja. Sistema fundamental: El tejido parenquimático de la hoja se denomina mesófilo. En la hoja típica de dicotiledónea, el mesófilo suele presentar cierta dorsiventralidad, distinguiéndose un mesófilo en empalizada hacia la cara adaxial y un mesófilo esponjoso hacia la cara abaxial. Esta dorsiventralidad en el mesófilo suele estar acompañada de diferencias en la epidermis abaxial y adaxial, respecto de la densidad de estomas por superficie, grosor de cutícula y abundancia de tricomas. Sistema vascular: El tejido vascular de la hoja se dispone en forma de nervaduras o nervios. El haz vascular, además de la función propia de conducción, contribuye a la resistencia mecánica de la hoja. Los haces vasculares suelen estar rodeados por tejido envolvente, que puede ser parénquima, colénquima o esclerénquima y que ayuda a evitar su colapso ante movimientos de la hoja. Ejercicio 9: Observe al microscopio, esquematice y rotule un corte transversal de hoja de dicotiledónea. Represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Indique cara abaxial y adaxial. Qué tipo de venación tiene esta hoja? Ejercicio 10: Responda: a) Qué tejido compone el mesófilo en empalizada y el esponjoso? Cuál es su función? Qué ventaja adaptativa puede conferir esta diferenciación anatómica? 40

42 b) Qué tipo de dorsiventralidad es frecuente respecto de la densidad de estomas, grosor de cutícula y abundancia de tricomas? Cómo inciden los factores ambientales en la anatomía foliar? Dé algunos ejemplos. c) Suponga que un histólogo vegetal descuidado realiza cortes transversales de una hoja y olvida orientarlos. Cómo podría determinar cuáles son la cara abaxial y adaxial si la hoja no presenta ningún tipo de dorsiventralidad respecto del mesófilo? Ejercicio 11: Observe al microscopio, esquematice y rotule un corte transversal de hoja de monocotiledónea. Represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Indique cara abaxial y adaxial. Qué tipo de venación tiene esta hoja? Qué función cumplen las células buliformes? Figura 4. Tipos de estela (disposición axial del tejido vascular). Bibliografía sugerida Evert RF Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, MW Introducción a la Botánica. Pearson Educación. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté, Tomo II. Valla, JJ Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur. 41

43 Exploración en la Web Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto explicativo Sitio interactivo con fotos y esquemas, sobre anatomía vegetal botweb.uwsp.edu/anatomy/default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales entrar en la sección Anatomía y seguir los enlaces. 42

44 43

45 TRABAJO PRÁCTICO Nº 6: ANATOMÍA VEGETAL SECUNDARIA Objetivo: Identificar los meristemas laterales y los tejidos generados por ellos en las plantas leñosas. Familiarizarse con la anatomía de las plantas leñosas y la estructura de la madera 1. Introducción La mayoría de las plantas vasculares sin semilla y las monocotiledóneas conservan la estructura primaria de tallo durante toda su vida. En cambio las gimnospermas y dicotiledóneas leñosas desarrollan estructura secundaria, es decir que se generan nuevos tejidos vasculares y protectores adicionales en el tallo y la raíz y en algunos casos en los pecíolos de las hojas. Este tipo de desarrollo se denomina crecimiento secundario, se define como el aumento en perímetro o grosor de estos órganos y se debe a la división celular que ocurre en los meristemas laterales. El crecimiento secundario se da en las partes de la planta en las que ya ha cesado la expansión celular, aunque es importante recordar que al mismo tiempo habrá partes de la planta que conserven la capacidad de crecimiento primario o apical. Los meristemas laterales presentan una estructura cilíndrica. En ellos, como producto de un patrón específico de divisiones celulares, se forman nuevas células hacia el centro (hacia la porción interna) y otras hacia la periferia (hacia el exterior) del órgano, que, como consecuencia, aumenta su diámetro. Se distinguen dos tipos de meristemas laterales: a) Cambium vascular: Es el tejido meristemático que dará origen a los tejidos vasculares (xilema y floema) secundarios. Se forma a partir de células procambiales que retienen su capacidad de división celular. En las raíces, las células procambiales están ubicadas entre el xilema y floema primarios y también, a la altura de los polos protoxilemáticos, en la capa denominada periciclo. Dada la anatomía primaria propia de la raíz, el cambium vascular inicialmente tiene una forma lobulada. En el tallo, el cambium vascular se forma dentro de los hacecillos vasculares a partir de células procambiales ubicadas entre xilema y floema primario y entre los hacecillos a partir de células del parénquima cortical interfascicular. En este caso, el cambium vascular adopta desde el comienzo una forma cilíndrica. Tanto en tallo como en raíz, las células del cambium generan xilema secundario hacia el interior y floema secundario hacia el exterior. b) Felógeno o cambium suberógeno: Es el tejido meristemático que dará origen al tejido de protección secundario o corteza secundaria que sustituye a la epidermis y corteza primaria. Ejercicio 1. Esquematice un árbol con tronco, raíces y ramas. En dicho esquema indique en qué partes espera encontrar crecimiento primario (apical) y en cuáles crecimiento secundario (en grosor). El cambium vascular Células iniciales: El cambium vascular está formado por dos tipos de células meristemáticas, que se diferencian por su morfología y los productos que originan (Fig. 1A): a) células iniciales fusiformes: son alargadas, en forma de huso. Se dividen en sentido periclinal y anticlinal, con lo que contribuyen a aumentar el grosor del órgano secundario. (Fig 1 B). Las divisiones en sentido anticlinal incrementan el diámetro del propio cambium vascular. Las células iniciales fusiformes forman, hacia adentro, elementos de vaso, traqueidas, fibras y parénquima 44

46 (todos elementos constitutivos del xilema), mientras que hacia afuera originan elementos de tubo criboso, fibras floemáticas y parénquima (elementos constitutivos del floema). Al dividirse, una de las células hijas siempre queda dentro de la banda del cambium como célula inicial meristemática (con capacidad de volver a dividirse) y la otra célula hija es la que se diferencia (Fig. 2). b) células iniciales radiales: son isodiamétricas y relativamente pequeñas. Originan las células parenquimáticas de los radios, que componen el sistema horizontal del xilema y el floema. Por lo tanto, las células parenquimáticas del xilema y floema secundarios se pueden originar tanto a partir de células iniciales fusiformes como de radiales. Sin embargo, se pueden distinguir ambos sistemas parenquimáticos por su disposición característica al hacer cortes transversales, longitudinales radiales y longitudinales tangenciales (ver Fig. 3 TP Anatomía primaria). Figura 1. Planos de división celular en el cambium vascular Figura 2: Las células fusiformes del cambium vascular (a) se dividen alternativamente para formar xilema secundario (b) hacia el interior y floema secundario (c) hacia el exterior del órgano con crecimiento secundario. La producción de xilema es más abundante que la de floema. El cambium vascular produce mucho más xilema que floema. A medida que el tallo o raíz aumentan de diámetro, tanto el xilema como el floema primario son desplazados, el primero hacia adentro y el segundo hacia fuera. El xilema secundario es lo que conocemos como madera o leño. El cambium genera hacia el interior nuevo tejido xilemático, el tallo aumenta de diámetro y el floema más viejo es empujado hacia la periferia, con lo que suele romperse, por ser un tejido de paredes delicadas. No ocurre lo mismo con el xilema, que constituye una columna central lignificada que da resistencia mecánica al tronco. Sin embargo, no todo el xilema es funcional. Los vasos más viejos (ubicados hacia el centro) no son funcionales y son los vasos periféricos los que intervienen en el 45

47 transporte de agua y sales. Los vasos más antiguos, no funcionales, constituyen el duramen mientras que los más jóvenes, periféricos y funcionales constituyen la albura (Fig. 3). Por otro lado, en árboles de climas templados, con estaciones marcadas, el cambium cesa su actividad en el invierno y la retoma en la primavera, formando nuevos vasos en primavera que tienen un diámetro mayor que los formados hacia finales del verano, dado que al inicio de la temporada de crecimiento los días son más largos y hay mayor demanda de agua que hacia el final. Al hacer un corte transversal de estos árboles se pueden observar claramente anillos de crecimiento, cada uno correspondiente a un año. Figura 3: Corteza interna y externa, duramen y albura en el tronco de un árbol El cambium suberoso o felógeno El felógeno forma súber, (sinónimos: corcho, felema) hacia fuera y felodermis hacia adentro. La aparición del felógeno coincide aproximadamente con la aparición del cambium vascular, pero a diferencia de éste último no crece diametralmente. Cada año, se forma un nuevo cambium suberoso dentro del antiguo, generando una nueva capa de peridermis por dentro de la capa anterior. En las raíces, el felógeno se origina a partir del periciclo; en los tallos de las células parenquimáticas más externas de la corteza primaria La corteza en un órgano secundario está formada por todos los tejidos que quedan hacia fuera del cambium vascular (Fig. 3). La corteza interna consiste en el floema secundario y la felodermis producida por el felógeno o cambium suberoso más reciente. La corteza externa está formada por el floema secundario muerto, la peridermis del cambium suberoso más temprano, ahora inactivo y súber o corcho producido por el cambium suberoso actual. 46

48 Ejercicio 2: Los esquemas siguientes corresponden a cortes transversales de raíz y de tallo de dicotiledónea. Identifique a qué órgano pertenece cada esquema. Complete los esquemas con los símbolos de Metcalfe y Chalk y rotule los distintos tejidos que los componen. Luego, mediante una línea de color rojo, indique la zona de formación del cambium vascular. Ejercicio 3: Raíz con crecimiento secundario en corte transversal. Observe al microscopio un corte transversal de raíz secundaria. Esquematice la anatomía que observa, indicando los distintos tejidos presentes. Reconozca peridermis, xilema y floema primario y secundario y marque la ubicación de los meristemas laterales. Qué ocurre con la corteza de la raíz durante el crecimiento secundario? Ejercicio 4: Tallo con crecimiento secundario en corte transversal. Observe al microscopio un corte transversal de tallo de una dicotiledónea leñosa. Esquematice la anatomía que observa, indicando los distintos tejidos presentes. Reconozca peridermis, xilema y floema primario y secundario y marque la ubicación de los meristemas laterales. Ejercicio 5: Con una línea verde, indique en los diagramas del Ejercicio 2 la ubicación del felógeno en la raíz y en el tallo. 47

49 Ejercicio 6: La siguiente es una representación tridimensional de un leño secundario. Indique qué cara corresponde al corte transversal, al longitudinal radial y al longitudinal transversal y rotule los distintos elementos del xilema: vasos, traqueidas, fibras, y radio medular (parénquima axial). Se trata de una gimnosperma o una angiosperma? Por qué? 48

50 Figura 4: Esquema de las relaciones de desarrollo entre los tejidos en el crecimiento secundario de las plantas vasculares. A) raíz secundaria y B) tallo leñoso. Nota: los meristemas secundarios se muestran en recuadros. Bibliografía sugerida Evert RF Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Education, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté, Tomo II. Valla, JJ Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires. Exploración en la Web entrar en la sección Anatomía y seguir los enlaces. Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto explicativo botweb.uwsp.edu/anatomy/default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales 49

51 TRABAJO PRÁCTICO Nº 7: FOTOSÍNTESIS TOTAL Y NETA - PUNTO DE COMPENSACIÓN LUMÍNICO Objetivo: Determinar el punto de compensación lumínico de hojas de Ricinus communis (ricino) en base al análisis del intercambio de gases producto de la fotosíntesis y la respiración, definiendo también la fotosíntesis total y la neta. 1. Introducción La fotosíntesis es el proceso por el cual la energía solar entra en la biósfera, al ser utilizada por las plantas, algas y cianobacterias para la transformación de dióxido de carbono y agua en hidratos de carbono, los cuales sirven como alimento y como unidades estructurales en la síntesis de lípidos, proteínas y ácidos nucleicos. Además, la fotosíntesis es la fuente de prácticamente todo el oxígeno presente en la atmósfera. En las plantas y las algas, la fotosíntesis tiene lugar en los cloroplastos. Aunque es un proceso de ocurre en varias etapas, la reacción química global de la fotosíntesis puede resumirse como: luz 6 CO H 2 O C 6 H 12 O O 2 (reacción 1: fotosíntesis) Al mismo tiempo que ocurre la fotosíntesis, con su concomitante consumo de CO 2, también ocurre el proceso de respiración, que libera CO 2 y consume oxígeno. La respiración es independiente de la luz pero requiere los productos de la fotosíntesis, hidratos de carbono y oxígeno, para generar energía química. La respiración también es un proceso de varias etapas y se lleva a cabo con la participación del citoplasma y las mitocondrias. La reacción global de la respiración es opuesta a la de la fotosíntesis: Fotosíntesis total y neta C 6 H 12 O O 2 6 CO H 2 O (reacción 2: respiración) En los tejidos de la hoja, en presencia de luz, la fotosíntesis y la respiración ocurren simultáneamente. Al tener en cuenta las dos reacciones vemos que el consumo neto de CO 2, que llamamos fotosíntesis neta, dependerá de las tasas relativas de fotosíntesis (proceso que consume CO 2 ) y de respiración (proceso que libera CO 2 ). Es decir, si en un sistema cerrado que contenga una hoja o una planta se mide en cualquier momento la concentración de CO 2 en el ambiente, ésta dependerá del balance entre la cantidad de CO 2 consumido por la fotosíntesis y la cantidad de CO 2 liberado por la respiración. Como la fotosíntesis depende de la luz, su velocidad es igual a cero en la oscuridad. Por eso, la tasa de respiración puede ser medida como la liberación CO 2 producida por la hoja en la oscuridad (en ausencia de fotosíntesis). En general esta tasa de respiración se mantiene constante a distintas intensidades de luz, esto permite determinar, a cualquier intensidad de luz, la tasa de fotosíntesis total (F t ), como la suma de la tasa de fotosíntesis neta (F n ) más la tasa de respiración (R, que tiene signo negativo). F t = F n + R (ecuación 1) 50

52 Punto de compensación lumínico En ecofisiología vegetal se llama punto de compensación al valor de una dada variable ambiental (intensidad de luz, concentración de CO 2, temperatura, etc.) en que las tasas de respiración y de fotosíntesis total se equilibran (el consumo neto de CO 2 es igual a cero). es decir, PC: CO 2 consumido por fotosíntesis = CO 2 liberado por respiración (ecuación 2) PC = F n = 0 F t = R (ecuación 2) Determinar el punto de compensación de un organismo fotosintético permite definir su estado fisiológico. Según sus características y el tipo de ambiente al que están adaptadas, las plantas presentan distintos puntos de compensación lumínicos. Por ejemplo, las plantas que crecen en sotobosque, donde la intensidad de luz es un factor limitante de la fotosíntesis, tienden a presentar una alta eficiencia en la captación de la luz, con puntos de compensación lumínicos más bajos que las plantas de pradera. Algunas especies de plantas y de algas son capaces de modificar notablemente el número de cloroplastos por célula o el número de moléculas de clorofila y de pigmentos accesorios que rodean a los fotosistemas para aclimatarse al ambiente lumínico en el que se desarrollan. Muchas plantas además modifican las características anatómicas y morfológicas de las hojas, como el tamaño de la lámina o el grosor del mesófilo, de manera de mantener una alta eficiencia fotosintética en respuesta al ambiente lumínico. 2. Determinación de las tasas de respiración, de las tasas de fotosíntesis total y neta y del punto de compensación lumínico En este trabajo práctico determinaremos la tasa de fotosíntesis y de respiración midiendo el consumo o la liberación de CO 2 de una manera indirecta. Usaremos indicadores colorimétricos de ph para determinar la cantidad de CO 2 presente en un medio líquido en equilibrio con segmentos de hoja. La intensidad de luz será la variable experimental ambiental y se mantendrá constante la temperatura. En las hojas en la naturaleza, el intercambio de CO 2 se produce en la forma gaseosa de este compuesto. En nuestro ensayo, la hoja estará en un sistema cerrado, en presencia de una solución indicadora para facilitar la detección del CO 2. Cuando el CO 2 gaseoso se disuelve en agua, se llega a una situación de equilibrio de concentraciones: CO 2 + H 2 O H 2 CO 3 HCO H + (reacción 3) Note que la reacción 3 es bi-direccional. El ph de la solución resultante dependerá de la cantidad de CO 2 que se disolvió en ella. A mayor cantidad de CO 2 disuelto, habrá una mayor acidificación del medio (ph más bajo). Si, en cambio, hay un consumo neto de CO 2, habrá un aumento del ph del medio, porque la reacción neta consume protones. 51

53 Los indicadores de ph Azul de Timol y Rojo Cresol, cuando están disueltos juntos, producen un color que es púrpura a phs alcalinos y vira al amarillo al acidificarse la solución. De esta manera, el color de la solución, una vez alcanzado el equilibrio, dará una indicación de la cantidad de CO 2 disuelto en ella (en valores relativos a un valor testigo) para cada intensidad de luz ensayada. La comparación de los colores permitirá deducir si hubo liberación neta o consumo neto de CO 2 y las velocidades relativas para cada intensidad de luz. Materiales Hojas de ricino 7 tubos de ensayo con tapones de goma y su gradilla Pipetas de 10 ml Solución de NaHCO 3 (ph = 8,1) con indicadores Rojo Cresol y Azul de Timol (a ph alcalino es púrpura y vira al amarillo al acidificarse) Tijera Hilo y aguja Fuente de luz Pecera con agua Procedimiento a) Rotule los tubos con las letras a hasta e, otro como oscuridad y el último como testigo. b) Coloque 3 ml de la solución indicadora por tubo, tapándolos inmediatamente. Por qué es importante no exponer la solución al ambiente? c) Prepare el tubo testigo. Cómo lo haría y qué importancia tiene? d) Corte cuidadosamente trozos de 1 x 7 cm de la lámina de hoja, tratando de evitar las nervaduras principales y de que los trozos sean lo más uniformes posible. e) Introduzca en los tubos los de hoja, sosteniéndolos con un hilo ajustado con el tapón como muestra la siguiente figura, y cuidando que no se doblen o toquen el líquido ( por qué?). f) Los cinco tubos rotulados como a-e serán expuestos a distintas intensidades de luz como muestra la siguiente figura, teniendo especial cuidado de que la cara adaxial de la hoja sea la expuesta a la luz incidente en todos los casos. Qué función cumple la pecera llena de agua? Mientras tanto mantenga el tubo rotulado como oscuridad en oscuridad completa. Con qué fin? 52

54 Fuente de luz a e Distancia desde la fuente lumínica (cm) Intensidad de luz ( mol fotones.m -2.s -1 ) g) Al cabo de 2 hs. retire los trozos de lámina y vuelva a tapar inmediatamente. Análisis de los resultados Observe los diferentes colores en los tubos. Ordene los tubos de acuerdo a su color en comparación con el testigo, al que le dará un valor igual a 0. Use valores relativos negativos (-1, -2, etc.) para los tubos que viraron al amarillo y positivos (1, 2, etc.) para los que viraron al púrpura. Qué proceso ocurrió en el tubo en condiciones de oscuridad? Y en los expuestos a la luz? Presente los valores en un gráfico cartesiano donde en el eje X estarán indicadas las intensidades lumínicas ensayadas. Identifique en el gráfico: el valor de la respiración, la fotosíntesis real y la fotosíntesis neta para la máxima intensidad lumínica que usó y el punto de compensación (respiración = fotosíntesis). A qué intensidad lumínica se encuentra el punto de compensación? Suponga que Ud. realiza el mismo experimento con una planta de ricino que estaba aclimatada a una intensidad lumínica dos veces menor A qué intensidad de luz esperaría encontrar el punto de compensación en este caso y por qué? Un amigo le regala una planta muy saludable que tenía en el balcón, expuesta al noroeste. Usted la ubica en una habitación donde solo entra luz de costado por la mañana y la planta deja de producir hojas nuevas Qué puede estar ocurriendo? Discuta la situación en términos de punto de compensación y productividad. Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, MW Introducción a la Botánica. Pearson Educación. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. 53

55 Exploración en la Web (sobre fotosíntesis en general): Ver enlace Generación de energía. Con animaciones muy claras sobre el proceso fotosintético. con texto y esquemas con numerosos enlaces con numerosos enlaces Excelente sitio interactivo sobre fotosíntesis (Enciclopedia Británica) 54

56 55

57 TRABAJO PRÁCTICO Nº 8: BACTERIAS FIJADORAS DE NITRÓGENO Objetivo: 1) Familiarizarse con técnicas de aislamiento de bacterias de suelo utilizando características de su metabolismo como método de selección. 2) Observar las características morfológicas de la bacteria simbionte Rhizobium cuando se encuentra colonizando una raíz de planta leguminosa y su efecto en la morfología de la raíz. 1. Introducción El nitrógeno es un elemento esencial para los seres vivos, ya que forma parte de ácidos nucleicos, proteínas, algunos azúcares y numerosas moléculas de señalización. Es también uno de los elementos más abundantes en la naturaleza: el 80% de la atmósfera está formado por N 2 (nitrógeno molecular). No obstante, el N 2, al ser casi inerte, no está disponible para ser incorporado a los organismos o a los suelos. En este sentido, la actividad de microorganismos capaces de convertir el N 2 en un compuesto asimilable es esencial para la vida en la tierra. Esta habilidad para tomar N 2 y reducirlo a nitrógeno orgánico se denomina fijación biológica de nitrógeno y es una reacción que requiere grandes cantidades de energía (en forma de ATP), así como una fuente de electrones: N 2 + 8H + + 8e + 16 ATP 2NH 3 + H ADP + 16 P i Esta reacción está catalizada por la enzima nitrogenasa. Tres grupos de microorganismos, todos ellos bacterias, contienen nitrogenasa y pueden llevar a cabo la fijación biológica de N 2 : a) Bacterias Gram-negativas de vida libre que habitan el suelo, como los géneros Azotobacter y Klebsiella. b) Bacterias simbiontes de algunas plantas, las que generalmente se desarrollan dentro de nódulos, localizados principalmente en las raíces. Por ejemplo, las plantas leguminosas establecen simbiosis específicas con bacterias del género Rhizobium, de manera que cada especie de leguminosa alberga una especie de bacteria. c) Cianobacterias de vida libre o simbionte. Las cianobacterias son bacterias fotosintéticas que generan oxigeno y tienen la capacidad de fijar N 2. Las cianobacterias de vida libre son muy abundantes en el plancton marino y son los principales fijadores de N 2 en el mar. Además hay casos de simbiosis de cianobacterias con plantas vasculares, como el de Anabaena en cavidades subestomáticas de helechos acuáticos, o con briofitas. 2. Aislamiento de bacterias fijadoras de nitrógeno presentes en suelo de jardín La comunidad bacteriana de un suelo puede ser muy variada en cuanto al número de especies. En general, los suelos fértiles contienen, además de muchos otros microorganismos, bacterias de vida libre fijadoras de nitrógeno. 56

58 Para su mejor estudio, es común aislar una especie o grupo particular de bacterias de una comunidad compleja, para lo que se utiliza en general alguna característica que la distinga. Las bacterias fijadoras de nitrógeno pueden ser asiladas del resto precisamente por su habilidad de usar N 2 como fuente de nitrógeno. El método se basa en que, al exponer una comunidad bacteriana a un medio de cultivo rico en nutrientes pero que carece de una forma asimilable del nitrógeno, solamente sobrevivirán y se multiplicarán aquellas especies que sean capaces de realizar la reducción del N 2 a amonio. Las bacterias se pueden separar en dos grandes grupos de acuerdo a la estructura de su pared celular. Las bacterias Gram-negativas presentan una pared celular delgada, mucho más fácilmente hidrolizable con agentes alcalinos que la de bacterias Gram-positivas. La lisis de la pared celular permite la liberación al medio circundante de los ácidos nucleicos, lo que se observa como una sustancia de consistencia mucosa que rodea la masa de células hidrolizadas. La formación de esta sustancia mucosa es una indicación de que la bacteria en cuestión es Gram-negativa. Materiales para el aislamiento: Tierra de jardín 1 erlenmeyer conteniendo 20 ml de medio Fred y Waksman (con sales minerales, azúcares y sin fuente de nitrógeno) líquido y estéril Espátula Ansa Mechero 1 caja de Petri con medio Fred y Waksman agarizado, estéril Materiales para la caracterización (Gram-positiva vs. Gram-negativa): Procedimiento: Portaobjetos. KOH 3%. Escarbadientes Enriquecimiento en bacterias fijadoras de N 2 : Inocule con tierra de jardín el erlenmeyer con medio Fred y Waksman líquido y estéril ( por qué estéril?). Para ello debe agregar, con la ayuda de una espátula, una muy pequeña cantidad de tierra. Mantenga siempre las reglas de esterilidad que se le indiquen. Incube a 28 C por lo menos dos días. Aislamiento de colonias de bacterias fijadoras de N 2 : Prepare medio de cultivo sólido fundiendo el medio Fred y Waksman agarizado en baño María y volcándolo en cajas de Petri. Deje enfriar. Usando un ansa previamente esterilizada ( por qué?) tome una muestra de su cultivo en medio líquido y realice estrías en las cajas de Petri que contienen medio agarizado. Incube a 28 C por lo menos dos días. Después de 2 días observe los cultivos en medio agarizado. Cuántos tipos de colonias observa? Cuáles son sus características de acuerdo a la forma, tamaño consistencia y color? Caracterización de bacterias fijadoras de N 2 : Realice el siguiente test para detectar si las bacterias obtenidas son Gram-positivas o Gram-negativas: Limpie profundamente un portaobjetos con agua y jabón y deje secar. Una vez seco, limpie con un algodón con acetona. Sobre el portaobjetos ubique una gota de KOH 3%. Tome con un escarbadientes previamente esterilizado una pequeña cantidad del cultivo bacteriano que aisló en el medio agarizado. Agite rápidamente 57

59 durante 5 a 10 segundos y luego con cuidado levante el escabadientes. Certifique la lisis de la pared a través de la observación de una consistencia mucosa en la suspensión celular. Análisis de los resultados: Responda Cuál fue el resultado de su aislamiento? Obtuvo el resultado esperado de acuerdo con el fundamento del método de aislamiento? El resultado obtenido con el test de KOH le permite identificar la especie fijadora como Azotobacter sp. inequívocamente? Cuál es el papel de bacterias como Azotobacter sp. en la naturaleza? 3. Observación de nódulos radicales producidos por bacterias simbiontes fijadoras de nitrógeno. Observación de bacteroides en el interior de los nódulos Algunas especies vegetales permiten la colonización de sus tejidos por bacterias beneficiosas. Tal es el caso de las plantas leguminosas con las bacterias fijadoras de nitrógeno. La planta proporciona a la bacteria un entorno protegido y compuestos de carbono como fuente de energía y a su vez la bacteria proporciona a la planta nitrógeno en una forma asimilable. Estas bacterias son fijadores obligados, es decir, aunque pueden reproducirse en vida libre, sólo son capaces de la reacción de fijación en situación de simbiosis. Las bacterias del género Rhizobium penetran a la raíz de plantas leguminosas por degradación de la pared celular de los pelos radicales, en la zona de la raíz en activo desarrollo. Una vez dentro de corteza de la raíz, el simbionte induce la proliferación de las células del parénquima cortical, formando nódulos radicales visibles a simple vista. Las células corticales de los nódulos activos adquieren un gran tamaño y contienen numerosos bacteroides (células bacterianas que carecen de pared celular). En los nódulos se producen compuestos nitrogenados como el aminoácido asparagina, que luego son transportados por el floema al resto de la planta. Ejercicio 1: Observe y dibuje una raíz de planta leguminosa con nódulos. Ejercicio 2: Elija un nódulo sano y vigoroso y sepárelo de la raíz. Dispóngalo sobre un portaobjetos con una gota de agua. Corte el nódulo por la mitad con el bisturí y frote la superficie de corte contra el portaobjetos para obtener una suspensión de bacteroides. Coloque un cubreobjetos y observe al microscopio. Dibuje y caracterice los bacteroides de acuerdo a su tamaño, color y forma. Ejercicio 3: Explique brevemente el proceso de simbiosis Rhizobium-leguminosa, acompañando su explicación de esquemas ilustrativos Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, MW Introducción a la Botánica. Pearson Educación. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. 58

60 59

61 TRABAJO PRÁCTICO Nº 9: POTENCIAL OSMÓTICO DE UN TEJIDO VEGETAL Objetivo: Determinación del potencial osmótico de tejido epidérmico de Allium cepa (cebolla). 1. Introducción Al analizar el movimiento del agua desde el medio circundante hacia el interior de una célula, a través de membranas con permeabilidad selectiva, tales como la membrana plasmática o el tonoplasto, vemos que en la dirección y la magnitud de ese movimiento influyen diferentes factores. Principalmente, el agua se mueve a través de membranas biológicas por simple difusión a favor del gradiente de su concentración, desde zonas donde está más concentrada, es decir soluciones con solutos más diluidos, a zonas donde está más diluida (donde los solutos están más concentrados). Además existen en las membranas biológicas proteínas, llamadas acuaporinas, que actúan como verdaderos poros para el pasaje de agua. Este pasaje de agua a través de una membrana semipermeable por difusión más por la acción de las acuaporinas es un proceso pasivo, que no requiere de energía externa, y se denomina ósmosis. Al ser la ósmosis un proceso espontáneo, su dirección y velocidad estarán dados por el gradiente de energía potencial entre los dos estados o soluciones. Esa energía potencial, que impulsa el movimiento de moléculas de agua de una región a otra, se denomina potencial agua o potencial hídrico (Ψa o Ψh, se abrevia con la letra griega psi), y tiene unidades de MPa (megapascales) en el Sistema Internacional de Medidas. El valor de referencia del Ψa es cero para el agua pura a presión atmosférica, con lo que el Ψa de tejidos, células y soluciones es siempre negativo. Dos factores fundamentales, con efecto aditivo, influyen en el valor del Ψa: el potencial osmótico (Ψo) y la presión hidrostática o potencial de presión (Ψp), tal que: Ψa = Ψo + Ψp El potencial osmótico de una solución depende directamente de la temperatura y la concentración de solutos, tal que: Ψo = -i. C. R. T (ecuación de Van t Hoff) Donde: i = constante de ionización (número de iones por molécula de soluto) C = concentración de soluto expresada en molalidad (mol soluto/kg solución) R = constante de los gases (0,00831 kg. MPa. mol -1. K -1 ) T = Temperatura absoluta (T (K) = T en grados C + 273). El signo negativo indica que el potencial hídrico de la solución disminuye de manera proporcional a la concentración de solutos. En una solución compleja, C es la suma de las molalidades de cada uno de los componentes. El potencial de presión puede influir en el valor del potencial agua de maneras diferentes. Si al sistema se le aplica una presión hidrostática, el agua tiende a moverse desde zonas de mayor a zonas de menor presión. Eso significa que una presión aplicada aumenta el gradiente de potencial hídrico. En las células con pared celular semi-rígida, ésta ofrece una presión en el sentido opuesto al de entrada de agua, que 60

62 frena el movimiento del agua hacia el interior celular. A esta presión la llamamos presión de turgencia (Ψp = Ψ T ). En las plantas existen también presiones negativas (tensión), que disminuyen el Ψa (lo hacen más negativo). Esta tensión es causada por la transpiración y es importante para impulsar el movimiento del agua en el xilema desde la raíz a las hojas. 2. Determinación del potencial osmótico de epidermis de cebolla Entonces, a una misma presión hidrostática ambiente y en ausencia de tensión, el potencial hídrico de una célula o tejido está relacionado con la concentración de solutos y con las características de las paredes celulares por la fórmula: Ψa = Ψo + Ψ T (notar que el potencial osmótico lleva signo negativo y la presión de turgencia signo positivo) Si una célula se expone a soluciones con mayor Ψa que el de su citoplasma el agua se moverá hacia el interior de la célula, produciendo una expansión del volumen celular, que podría llegar a la ruptura de la membrana plasmática. En las células con pared esto no ocurre debido al efecto contrarrestante de la presión de turgencia. Si la célula se expone a soluciones con menor Ψa que el de su citoplasma, el agua se moverá desde el interior de la célula hacia el medio circundante, con la consecuente disminución del volumen celular. En las células con una pared celular semi-rígida, esa pérdida de volumen celular se observa como una separación física entre el protoplasto y la pared, fenómeno que llamamos plasmólisis. Si la célula se expone a soluciones con igual Ψa que el de su citoplasma, no habrá movimiento neto de agua entre la célula y su medio circundante. Ésta es la condición de equilibrio osmótico (notar que se trata de un equilibrio dinámico). En este trabajo práctico estimaremos el valor del potencial osmótico de tejido epidérmico de catáfilas de cebolla. Expondremos trozos equivalentes de tejido a soluciones de sacarosa de distinta osmolaridad y los dejaremos llegar al equilibrio osmótico. El agua se moverá hacia adentro o hacia afuera de las células de acuerdo con el valor inicial de Ψa del tejido con respecto al Ψa de la solución externa (diferencia de Ψa). Cuando entre agua, aumentará la turgencia de las células; cuando salga agua, se contraerán la vacuola y el citoplasma y las células se plasmolizarán. El punto en que el 50% de las células se vean plasmolizadas se llama punto de plasmólisis incipiente. En ese punto la presión de turgencia es cero. Ψa tejido = Ψo + Ψ T y en plasmólisis incipiente Ψ T = 0 Entonces Ψa tejido = Ψo tejido Como el tejido está en equilibrio con la solución externa: Ψa solución = Ψ o solución = -C sol RT entonces Ψa tejido = Ψa solución Ψo tejido = -C sol RT (de la solución que lleva a la plasmólisis incipiente) 61

63 Materiales Procedimiento Trozos de epidermis adaxial de base foliar (catáfila) de cebolla Solución madre de sacarosa 0,5 M. Agua destilada Colorante (consulte con su docente) 6 tubos de ensayo Pipetas Bisturí y pinza de disección a) Prepare en cada tubo, correctamente rotulado, 5 ml de las siguientes soluciones por dilución de la solución madre: 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 y 0,1 M. Agregue primero el agua destilada correspondiente, para no contaminar las pipetas con solución de sacarosa. En el último tubo agregue solamente 5 ml de agua destilada (sacarosa 0 M). Agregue una gota de colorante en cada tubo y mezcle bien. b) Extraiga la epidermis interna de la tercera hoja del bulbo de cebolla y corte seis cuadraditos de 4-5 mm de lado. c) Introduzca un fragmento de epidermis en cada una de las soluciones de sacarosa, cuidando que queden bien cubiertos. Incube 1 hora a temperatura ambiente. d) Retire de cada tubo la muestra y haga un preparado para el microscopio, montando el material en la misma solución en la que fue incubado Por qué? e) Observe al microscopio y cuente las células plasmolizadas y las no plasmolizadas para cada una de las soluciones. Cuente al menos 20 células en total para cada solución. Análisis de los resultados Construya una tabla con el porcentaje de células plasmolizadas para cada concentración de sacarosa. Grafique el porcentaje de plasmólisis en función de la concentración de sacarosa. A partir del gráfico intrapole la concentración de sacarosa en la cual el 50% de las células estaría plasmolizada. Calcule el potencial osmótico del tejido epidérmico usando la concentración de la solución en la cual el 50% de las células está plasmolizada. Discuta sus resultados comparando los valores obtenidos con los esperados. Responda: 1. Qué concentración de cloruro de sodio (NaCl, que se disuelve en iones Na + y Cl - en partes iguales) cree que habría resultado en un 50% de plasmólisis en este experimento si hubiese mantenido todas las otras condiciones iguales? Por qué? 2. De acuerdo a lo observado en este TP por qué es aconsejable no agregar sal a la ensalada hasta el momento de servirla? Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, MW Introducción a la Botánica. Pearson Educación. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. 62

64 63

65 TRABAJO PRÁCTICO N 10: DESARROLLO TEMPRANO Y FOTOMORFOGÉNESIS Objetivo: Familiarizarse con el efecto de la luz en el desarrollo vegetal. Comparar los mecanismos de germinación y la morfología de las plántulas de mono y eudicotiledóneas 1. Modalidades de germinación Durante la germinación lo primero que emerge es la radícula, que se va extendiendo formando la raíz primaria, la que, en las eudicotiledóneas y gimnospermas, se ramifica formando raíces laterales. En las monocotiledóneas la raíz primaria degenera y es reemplazada por raíces adventicias. La manera en que el ápice del vástago emerge varía en los disitintos grupos de plantas (ver Figuras 1 y 2). En las eudicotiledóneas con germinación epígea, el hipocótile se elonga y lleva consigo, hacia la superficie, al ápice del vástago, protegido por los cotiledones y las primeras hojas verdaderas, que en conjunto forman el gancho apical, el cual se endereza al llegar a la superficie. Las reservas de los cotiledones se consumen en el proceso, hasta que la plántula está establecida. En muchos casos de germinación epígea los cotiledones son fotosintéticos, aunque tienen vida corta. En la germinación hipógea es el epicótile el que se alarga y lleva hacia arriba el gancho apical, con lo que los cotiledones quedan sumergidos bajo tierra. Figura 1: Modalidades de germinación en las plantas eudicotiledóneas En las monocotiledóneas con germinación epígea, la elongación del cotiledón lleva hacia arriba el gancho cotiledonal, junto con el endosperma y la cubierta seminal. La plántula recibe sus nutrientes del endosperma a través del cotiledón, que además puede ser fotosintético. Las gramíneas (el grupo de monocotiledóneas que incluye los pastos y los cereales), con germinación hipógea, presentan un embrión más complejo, envuelto en una especie de vaina, que en la zona basal protege a la radícula y se denomina coleorriza, mientras que la zona que protege al ápice del vástago se denomina coleoptile. El coleoptile, llevando la plúmula, emerge debido a la elongación del primer entrenudo 64

66 del tallo, llamado mesocótile. El coleoptile deja de elongarse al alcanzar la superficie, y se rompe por elongación y emergencia de la plúmula. Figura 2: Modalidades de germinación en las plantas monocotiledóneas El período entre la germinación y el establecimiento definitivo de la plántula es el más crucial en el ciclo de vida de las plantas, ya que la plántula es altamente vulnerable a la falta de nutrientes y las malas condiciones ambientales, así como al ataque de patógenos y herbívoros. 2. Fotomorfogénesis El papel de la luz en la morfogénesis de la planta es fundamental. La germinación ocurre en la oscuridad y en las angiospermas los pigmentos fotosintéticos no son sintetizados hasta que los tejidos no hayan sido expuestos a la luz, por lo que una plántula mantenida desde la germinación en la oscuridad no contendrá clorofila. Mientras la plántula se desarrolla bajo tierra, el tallo (epicótile, hipocótile o mesocótile, dependiendo de modo de germinación) va elongándose hacia la superficie. Mientras tanto no hay expansión de las hojas, que recién ocurre con exposición a la luz. Estas plántulas con tallos alargados, amarillentas por la falta de clorofila y con hojas no expandidas se denominan etioladas. Cuando la plántula emerge a la luz, el gancho apical se endereza, los entrenudos comienzan a elongarse más lentamente y las hojas comienzan a expandirse, mientras se acumulan los prigmentos fotosintéticos. Este proceso, denominado fotomorfogénesis (o deetiolación), está controlado por un fotoreceptor, llamado fitocromo, que absorbe luz en la zona roja del espectro. Se piensa que este mecanismo de etiolación en la oscuridad tiene valor adaptativo porque conserva las reservas de la semilla hasta que la plántula alcance la luz. 65

67 Ejercicio 1: Comparación del desarrollo de plántulas mantenidas en luz y en oscuridad Materiales semillas de poroto y maíz previamente esterilizadas con hipoclorito de sodio bandejas de telgopor algodón papel absorbente film plástico rociador Procedimiento: a) Prepare 4 bandejas con una capa de algodón previamente humedecido a saturación, cubierta por papel absorbente. Coloque en dos bandejas 5 semillas de poroto sobre cada una y en las otras 2 bandejas, semillas de maíz. b) Humedezca las semillas con el rociador. Cubra las bandejas con film plástico. c) Coloque, en posición vertical, una bandeja con porotos y una con maíz a la luz y las otras dos en oscuridad absoluta (dentro de un gabinete bajo la mesada). d) Riegue periódicamente, minimizando la exposición a la luz de las bandejas de oscuridad e) Después de dos semanas: Compare la morfología de las plántulas de poroto y de maíz que se mantuvieron a la luz. Dibuje y rotule las estructuras características de cada una y enumere las diferencias. A qué grupo taxonómico pertenece cada una? Para cada especie, compare las plántulas sometidas a oscuridad con las sometidas a la luz. Elabore un cuadro comparativo que describa las diferencias entre: gancho apical, hipocótile, epicótile, raíces, cotiledones, grado de expansión de las hojas, pigmentación. Ejercicio 2: Responda: Qué fotorreceptor está relacionado con la fotomorfogénesis? Qué longitud de onda lo activa? Qué ventaja representa para la plántula durante el proceso de germinación en la naturaleza este tipo de respuesta a la luz? Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté Exploración en la Web Creada por uno de los expertos en fotorreceptores, con enlaces a films cortos sobre varios temas de fotomorfogénesis y movimiento en plantas. Se recomienda ver los de Germinación y de Fotomorfogénesis 66

68 67

69 TRABAJO PRÁCTICO N 11: HORMONAS VEGETALES - AUXINAS Y DOMINANCIA APICAL Objetivo: Familiarizarse con el efecto de las auxinas en el desarrollo vegetal, en especial explorar su participación en el fenómeno de dominancia apical 1. Introducción En muchas plantas, mientras el meristema apical del tallo está activo, las yemas axilares (laterales) no se desarrollan, sino que se mantienen en estado latente. Este control del desarrollo de las ramificaciones del tallo por el meristema apical se denomina dominancia apical. Todas las plantas con semilla presentan cierto grado de dominancia apical, lo que determina la forma final de la planta. La dominancia apical se explica, en parte, por la producción de auxinas (cuya principal forma en la planta es el ácido indol acético, AIA) en el ápice del tallo y su transporte basípeto (hacia la base del tallo). La acción inhibitoria de las auxinas sobre el desarrollo de las yemas axilares no es directa; se cree que la salida de la latencia de las yemas axilares es un proceso coordinado en el que actúan también otras hormonas estimuladoras del desarrollo, como las citocininas. El resultado final estaría dado por el balance entre las formas activas de todas las hormonas involucradas. 2. Dominancia apical En este trabajo práctico se utilizarán plantas intactas de especies que presentan fuerte dominancia apical y se investigará en ellas el efecto de la remoción de la yema terminal sobre la salida de la dormición de las yemas axilares y la formación de ramificaciones. Para evaluar la participación del AIA en el fenómeno de dominancia apical, se aplicará una fuente artificial de AIA a una parte de las plantas decapitadas. Materiales: Plantas intactas de poroto (Phaseouls vulgaris) de 3 semanas de edad, en maceta Solución 1% (p/p) de ácido naftalenacético (ANA, auxina sintética) en lanolina Lanolina pura Tijera, bisturí u hoja de afeitar Escarbadientes para usar como aplicadores Regla pequeña Procedimiento: Se prepararán tres grupos de plantas, rotulando adecuadamente las macetas que las contienen: 1. Plantas intactas 2. Plantas decapitadas tratadas con lanolina pura 3. Plantas decapitadas tratadas con ANA disuelto en lanolina Para decapitar las plantas, corte el ápice del tallo principal muy cuidadosamente con una tijera pequeña (o un bisturí u hoja de afeitar, usando una planchuela de goma EVA como soporte). Descarte el ápice cortado. Lo más rápido posible, coloque sobre la superficie de corte de la planta la lanolina pura o la lanolina+ ANA. Lleve las plantas a un espacio de cultivo con luz adecuada para el crecimiento y determine a lo largo de dos semanas, para cada tratamiento, el número de 68

70 ramificaciones laterales y su longitud. Mida la longitud de las ramificaciones con una regla tratando de no dañar la planta. Puede hacerlo tomando una fotografía de la planta y de la regla en el mismo marco. Análisis de los resultados: Al cabo de dos semanas, vuelque los datos obtenidos en una tabla comparando los tres tratamientos. Discuta los resultados obtenidos y cómo se comparan con sus expectativas. Si observó algo inesperado, discuta las posibles causas de esa discrepancia. Responda: 1. Por qué una alta concentración de auxina en la yema terminal favorece su desarrollo y en las yemas laterales lo inhibe? 2. En sus resultados qué yemas axilares se desarrollaron primero, las más cercanas al ápice o las más cercanas a la base del tallo? A qué puede deberse este resultado? Bibliografía sugerida Azcón-Bieto J y Talón M Fundamentos de Fisiología Vegetal. Mc Graw Hill Interamericana. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté Exploración en la Web Sobre hormonas vegetales en general. 69

71 Ejercitación previa al estudio de la biodiversidad Los ciclos biológicos en las plantas, las algas y los hongos 1. Introducción En el TP Nro. 3 estudiamos las fases de la mitosis, el proceso de división celular por el cual una célula eucariota produce dos células hijas genéticamente idénticas a sí misma, con el mismo número de cromosomas. La mitosis es el proceso por el cual los organismos multicelulares crecen en tamaño y los organismos unicelulares se reproducen asexualmente. Como producto de la mitosis una célula madre diploide (con el número 2N de cromosomas) o haploide (con el número N de cromosomas) genera dos células genéticamente idénticas a sí misma. El ciclo vital de los eucariotas por lo general incluye un paso de reproducción sexual, con formación de gametas de sexo opuesto y su fusión durante la fecundación para generar un nuevo organismo, genéticamente diferente de cada uno de los progenitores. En los animales y algunas algas, con ciclo de vida diplonte, las gametas se producen mediante la meiosis, un tipo de división celular que asegura que cada una de ellas contenga la mitad del material genético de la célula madre. La meiosis incluye un paso de recombinación génica. Durante la primera fase de la meiosis se aparean cromosomas homólogos que intercambian material genético en un proceso conocido como crossing over. La posterior separación de los cromosomas homólogos y luego de las cromátides hermanas hace que los cuatro productos de la meiosis contengan la mitad del número de cromosomas de la célula madre y que además porten nuevas combinaciones de alelos, no presentes en los progenitores. Como producto de la meiosis una célula madre diploide (con el número 2N de cromosomas) genera cuatro células haploides (con el número N de cromosomas) genéticamente diferentes entre sí. Las plantas, así como muchas algas y hongos, también sufren meiosis, pero la meiosis y la formación de gametas están separadas en el tiempo por la presencia de una generación haploide, que en algunos casos puede tener vida independiente. Este tipo de ciclo de vida, con alternancia de una generación haploide y otra diploide, se denomina haplodiplonte. La generación diploide produce esporas haploides por meiosis. Las esporas germinan para producir individuos multicelulares haploides, que producirán las gametas haploides por mitosis. La fusión de las gametas, que origina una cigota, regenera un individuo diploide que porta una nueva combinación de genes. Para hacer las cosas más complicadas aún, algunas algas y hongos producen gametas por mitosis, y su momento de recombinación génica ocurre durante la primera división celular de la cigota, cuando ocurre la meiosis, que da lugar a cuatro células que son genéticamente diferentes de los progenitores y de la misma cigota. Este tipo de ciclo de vida se denomina haplonte. En un ciclo haplonte la única fase diploide es la cigota. 2. Comparación entre mitosis y meiosis Ejercicio 1. Mitosis y meiosis Revea lo estudiado en el TP Nro. 4 (Mitosis). Complete el siguiente cuadro comparativo entre mitosis y meiosis: 70

72 Complemento cromosómico de las células hijas (N, 2N, igual al de la célula madre) Número de núcleos hijos Apareamiento de cromosomas homólogos (sí/no) Entrecruzamiento frecuente (si/no) Separación de cromosomas homólogos (si/no y etapa) Separación de cromátides hermanas (si/no y etapa) mitosis meiosis Ejercicio 2. Ciclos biológicos Confeccione tres diagramas representando los ciclos haplonte, diplonte y haplodiplonte. En dichos diagramas, utilice cuadrados para representar a los individuos adultos, círculos para las gametas y esporas y círculos con doble línea para la cigota. Indique en cada ciclo el momento en que se producen la meiosis y la fecundación. Indique también el complemento cromosómico de todas las estructuras esquematizadas. Bibliografía sugerida Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, MW Introducción a la Botánica. Pearson Educación. Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web Animaciones sobre el ciclo celular, mitosis y meiosis. sobre meiosis comparación entre mitosis y meiosis 71

73 TRABAJO PRÁCTICO N 12: CIANOBACTERIAS Y ALGAS Objetivo: Familiarizarse con los diferentes hábitos de las cianobacterias y de los grupos más preponderantes de algas continentales, relacionando estructura con función adaptativa. Identificar características particulares de los grandes grupos de algas 1. Introducción Las algas y cianobacterias tienen en común las características de habitar ambientes acuáticos y ser capaces de fotosíntesis oxigénica (producen O 2 ), por eso en algunos textos se las agrupa, aunque es importante destacar que las cianobacterias son procariotas, carecen de de organelas y de reproducción sexual, y aunque pueden ser multicelulares, tienen poca diferenciación estructural. Por el contrario, las algas son organismos fotosintéticos eucariotas. Cianobacterias (Div. Cyanophyta) También se las llama algas verde-azules, debido a que los pigmentos fotosintéticos accesorios que las caracterizan les brindan un color azulado. Son muy importantes como productores primarios y se encuentran en prácticamente todos los ambientes, en el suelo y en todo tipo de cuerpos de agua, desde océanos a glaciares, estanques y aguas termales. Muchas forman láminas o masas gelatinosas. Algas Las algas son eucariotas fotosintéticos que no presentan vascularización ni forman embriones y se agrupan tradicionalmente dentro del Reino Protista. El cuerpo del alga se denomina talo y puede mostrar cierta diferenciación entre partes pero nunca raíces, tallos ni hojas. El tamaño de las algas puede abarcar desde lo microscópico a varias decenas de metros. La morfología del talo de las algas, lo que llamamos su hábito, puede ser unicelular (flagelada, cocoide o ameboide) o pluricelular y en este caso el hábito puede ser filamentoso, laminar o parenquimatoso. Las algas como un todo no forman un grupo natural, monofilético, sino un grupo polifilético. Se clasifican en diferentes Divisiones o Phyla de acuerdo a características morfológicas, bioquímicas y de su ciclo vital. En particular, cada División presenta un conjunto característico de pigmentos fotosintéticos accesorios (además de clorofila a, presente en todas las algas) y sustancias de reserva, así como una dada estructura y morfología del/los cloroplasto(s) y una dada composición de la pared celular. La mayoría de las algas viven en cuerpos de agua dulce o salada, ya sea permanentes o temporarios. Las algas unicelulares y las coloniales pequeñas pueden estar en suspensión, conformando el fitoplancton, que lleva a cabo la mitad de la fotosíntesis mundial y es la base de la cadena trófica de los oceános. Las algas uni- o pluricelulares que crecen sobre sustratos sumergidos forman parte del perifiton. Si crecen en el fondo de un cuerpo de agua, pertenecen al bentos. Algunas algas marinas, como las pertenecientes a la Div. Phaeophyta, forman verdaderos bosques subacuáticos y además de generar oxígeno y alimento, prestan refugio a numerosos animales marinos. 72

74 Las algas presentan adaptaciones que les permiten sobrevivir en el ambiente acuático. Una variable ambiental que determina la tasa de crecimiento algal es la intensidad de luz fotosintéticamente activa que penetra la masa de agua, que para mantener la productividad debe ser siempre superior al punto de compensación fotosintético. La variada composición de pigmentos accesorios de los distintos grupos de algas les permite adaptarse a los diferentes ambientes lumínicos dados por su posición en el cuerpo de agua. Además de las adaptaciones al ambiente lumínico, las algas presentan otras características relacionadas con la resistencia al oleaje y a movimientos turbulentos del agua, a los cambios bruscos de salinidad, a la desecación periódica del cuerpo de agua, a la herbivoría, etc., como así también características que permiten la flotabilidad y el aprovechamiento de nutrientes. Ejercicio 1: Observación de la morfología de representantes de los diferentes grupos de algas. Para cada muestra que reciba, observe al microscopio, lupa u ojo desnudo según se requiera. Dibuje el aspecto general de las algas que observa y rotule las estructuras principales. Para cada organismo indique: División de algas (o si es Div. Cyanophyta) a la que pertenece, nombre del género Origen de la muestra: lugar(marina, lago, etc.) y hábitat Nivel de organización del talo (hábito): unicelular cocoide o monadoide, filamento simple o ramificado, laminar, parenquimatoso (masivo), etc. Forma, color y disposición de los cloroplastos Tipo de sustancia de reserva y su localización celular Presencia de características particulares: vainas, aerocistos, ornamentaciones, etc. Observación de estructuras relacionadas con el movimiento: presencia o no de flagelos, estigmas, rafe en diatomeas. Estructuras reproductivas asexuales Estructuras reproductivas sexuales. Relacionarlas con el ciclo de vida. Reconoce alguna adaptación al hábitat particular en las algas observadas? Ejercicio 2: Responda: Según la teoría de la endosimbiosis cuál es el origen del cloroplasto en las algas verdes? Qué características tiene dicho cloroplasto? Cuáles son los pigmentos fotosintéticos? Cuál es la sustancia de reserva? Dónde se acumula? Ejercicio 3: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de la clorofita Ulva sp. rotule las siguientes estructuras: gametofito femenino, gametofito masculino, gametas femeninas, gametas masculinas, cigota, esporofito, meiosporas flageladas. Indique: Nombre y complemento cromosómico de cada etapa. Momento en que ocurren la meiosis y la fecundación. Tipo de ciclo de vida. Cómo haría para diferenciar el gametofito del gametofito en el laboratorio? 73

75 Ejercicio 4: Charales. Observe las estructuras vegetativas y reproductivas de Nitella sp. Rotule el siguiente ciclo de vida generalizado de las Charales, identificando: talo vegetativo con nudos, entrenudos y rizoides; estructuras reproductivas: núcula, oósfera, glóbulo, anterozoides. Note la capa de células estériles que recubre núcula y glóbulo. Indique en qué paso ocurre la meiosis. 74

76 Bibliografía sugerida Graham LE, Graham J y Wilcox, LW Algae. (2nd Ed.). Benjamin Cummings (Pearson). Lee, RE Phycology (4th Ed.). Cambridge University Press. Bold, HC y Wynne MJ Introduction to the Algae. Structure and Reproduction. Prentice Hall, Inc. Exploración en la web información general sobre ls grupos de algas algas marinas de la Patagonia contiene ciclos de vida de varios grupos de algas, con buenas fotografías Con enlaces a páginas sobre todos los grupos de protistas 75

77 TRABAJO PRÁCTICO N 13: BRYOPHYTA Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de distintos grupos de Briofitas. Relacionar filogenéticamente las Briofitas con el resto de las plantas terrestres y las algas verdes. 1. Introducción Origen de las plantas terrestres El avance de los estudios ultraestructurales y moleculares, particularmente en lo relacionado a la estructura del cloroplasto, ha permitido establecer que las plantas terrestres surgieron a partir de un ancestro relacionado a las Charophyceae, una clase dentro de las algas verdes (Chlorophyta). Las algas verdes, las algas rojas (Rhodophyta) y las plantas terrestres (briofitas y plantas vasculares), poseen cloroplastos originados mediante un evento de endosimbiosis primaria. Estos grupos, entonces, constituyen el clado de las Plantas (Plantae), dentro del cual las algas verdes, junto con las plantas terrestres, conforman el clado de las Plantas Verdes o Viridiplantae o Viridophyta. Las algas verdes y las plantas terrestres comparten la presencia de clorofila b y de almidón como sustancia de reserva (características ausentes en las algas rojas). La Figura 1 presenta en un cladograma estas relaciones filogenéticas. En los cladogramas, las ramas representan divergencias a partir de un ancestro común, que está representado por un nodo o punto de ramificación. Las barras laterales que cortan las ramas indican la aparición de novedades evolutivas, compartidas por todos los miembros del clado. Figura 1. Relaciones filogenéticas entre las plantas verdes y el resto de los organismos. La flecha horizontal representa el evento endosimbiótico primario que dio origen a los cloroplastos. 2. Morfología y diversidad de briofitas 76

78 Las plantas terrestres presentan la característica de desarrollar un embrión (planta rudimentaria) luego de la formación de la cigota, por lo que se las agrupa en un clado denominado Embriophyta. Las plantas que llamamos comúnmente Briofitas incluyen tres linajes diferenciados, cuyas relaciones filogenéticas están aún debate, y que probablemente no formen un grupo monofilético. Por practicidad estos linajes pueden ser considerados con el rango taxonómico de División, a saber: Div. Hepatophyta (hepáticas) Div. Anthocerophyta Div. Bryophyta (musgos, también llamada Div. Musci) Figura 2. El clado de las briofitas y su relación filogenética con las plantas vasculares (Polysporangiophyta). Traducido de Raven Biology of Plants, El ciclo de vida de las briofitas, al igual que en todas las otras plantas terrestres (embriofitas), es haplodiplonte. La diferencia fundamental con el resto de las plantas terrestres radica en que en las briofitas la generación dominante es el gametofito (n), mientras que el esporofito (2n) es dependiente del gametofito para su nutrición y anclaje. Los gametofitos presentan gamentangios multicelulares (arquegonios femeninos y anteridios masculinos) donde las gametas están cubiertas por una capa de células estériles de protección. Como ocurre en todas las plantas terrestres la cigota de las briofitas se desarrolla en un embrión retenido en la planta madre (siempre en la generación gametofítica). Los gametofitos de las Briofitas pueden ser talosos (láminas más o menos planas, con simetría dorsiventral, como en muchas Hepatophyta y en Anthocerophyta) o foliosos (con hojuelas denominadas filidios, como en algunas hepáticas y en los musgos). Los gametofitos presentan rizoides que les sirven principalmente de anclaje al sustrato, ya que la absorción de agua la realizan a través de todas las células de la planta. Los esporofitos son efímeros y viven unidos al gametofito femenino, dependiendo de él para su nutrición. Son morfológicamente sencillos y tienen crecimiento limitado. Contienen un esporangio donde se producen las esporas por meiosis. El esporangio puede presentar mecanismos para favorecer la dispersión de las esporas. 77

79 Las Briofitas se diferencian de todas las otras plantas terrestres en que carecen de vasculatura desarrollada (son no vasculares o atraqueofitas), aunque algunos musgos presentan tejidos de conducción rudimentarios. Ejercicio 1: Provea una definición para los siguientes términos: Gametofito Gametangio Arquegonio Anteridio Ovocélula u oósfera Anterozoide Esporofito Esporangio Espora 3. Div. Hepatophyta Sus gametofitos pueden ser talosos con apariencia de láminas o foliosos con hileras de filidios planos. Carecen de estomas, aunque en algunos casos pueden presentar poros epidérmicos. Un ejemplo típico es el género Marchantia, que presenta un gametofito taloso, con rizoides unicelulares, con anteridios y arquegonios portados en estructuras denominadas anteridóforos y arquegonióforos. La cigota, que se desarrolla en el arquegonio, forma un embrión que origina un esporofito pequeño, no fotosintético, que permanece unido al gametofito femenino, en la cara ventral del arquegonióforo. El esporofito consiste en un pie, una seda corta y un esporangio terminal que se abre por cuatro valvas al momento de liberar las esporas. Además de su ciclo sexual, las hepáticas se reproducen asexualmente por fragmentación o por formación de propágulos, agrupados en conceptáculos. Ejercicio 2: Observe, dibuje y rotule el aspecto general, en vista dorsal y ventral, del gametofito de una hepática, indicando las estructuras de reproducción sexual y asexual observadas. Ejercicio 3: Observe al microscopio, dibuje y rotule el corte transversal de gametofito de Marchantia. Observa alguna diferenciación tisular? Explique. Ejercicio 4: El siguiente esquema representa el ciclo de vida de la hepática Marchantia. Rotule las estructuras indicadas en los recuadros con flechas e indique el complemento cromosómico correspondiente. Identifique el momento en que ocurren la fecundación y la meiosis. Indique el tipo de ciclo de vida. Cuál es la generación dominante? 78

80 4. Div. Anthocerophyta Sus gametofitos son talosos, con rizoides unicelulares. Los esporofitos son cilíndricos, crecen desde la base gracias a un meristema ubicado encima del pie, y si bien dependen del gametofito para la absorción de nutrientes y el anclaje, son fotosintéticos. Al igual que el esporofito de los musgos, el de las Anthocerophyta posee cutícula y estomas con células oclusivas, que están ausentes en Hepatophyta. Las esporas se producen en toda la longitud del esporofito y para su liberación el esporangio se separa longitudinalmente en dos valvas. La dispersión de las esporas es asistida por pseudoelaterios, células alargadas que se expanden y retraen según el contenido de agua debido a la presencia de engrosamientos higroscópicos de la pared celular. Ejercicio 5: Observe, dibuje y rotule el aspecto general, en vista dorsal y ventral, del gametofito de Anthoceros, y el esporofito asociado al gametofito. Ejercicio 6: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de Anthoceros indique: De qué tipo de ciclo se trata. Nombre y complemento cromosómico de cada etapa. Tipo de división celular que da origen a cada etapa. 79

81 5. Div. Bryophyta (Musgos) Los musgos son las briofitas que nos resultan más familiares y comprenden un grupo muy diverso, con más de especies. En los musgos, las esporas germinan formando un protonema filamentoso, del que se van originando varios gametofitos foliosos, erectos o rastreros, con caulidios, filidios y rizoides pluricelulares. El gametofito produce ovocélulas y anterozoides en sus arquegonios y anteridios. Luego de la fecundación, la cigota origina un embrión dentro del arquegonio, el cual finalmente originará un esporofito que permanecerá unido al gametofito. El esporofito consta de un pie, una seda y un esporangio terminal, llamado cápsula. Es común que el esporangio posea mecanismos para favorecer la dispersión de las esporas, que son liberadas por caída de un opérculo ubicado en el extremo del esporangio (esta caída responde al desecamiento de un anillo de células de la base del opérculo). Al caer el opérculo, quedan expuestos los dientes del peristoma, que se abren o cierran en respuesta a la humedad, ayudando a dispersar las esporas. Ejercicio 7: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del gametofito y esporofito de un musgo. Haga un preparado aplastando entre porta y cubreobjetos un esporofito maduro en una gota de agua, observe el peristoma y las esporas al microscopio, dibuje y rotule Ejercicio 8: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de un musgo rotule las estructuras señaladas e indique: De qué tipo de ciclo se trata. Nombre y complemento cromosómico de cada etapa. En qué momento ocurren la fecundación y la meiosis. 80

82 Ejercicio 9: Confeccione un cuadro que le permita comparar similitudes y diferencias entre los gametofitos y entre los esporofitos de los diferentes grupos de briofitas. Bibliografía sugerida Bold, HC et al Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web El cladograma de las Embriofitas, con enlaces Muy buena información con fotos sobre briofitas en general Filogenia de briofitas El sitio oficial de la American Bryological and Lichenological Society Información sobre musgos con enlaces a fichas de numerosos géneros Información general sobre Anthoceros 81

83 TRABAJO PRÁCTICO N 14: PLANTAS VASCULARES SIN SEMILLA. I RHYNIOPHYTA Y LYCOPHYTA Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos de plantas vasculares más primitivas. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres y las algas verdes. 1. Introducción: Origen de las plantas vasculares La conquista del ambiente terrestre por parte de las plantas impuso desafíos que llevaron a la selección de una mayor complejidad estructural y reproductiva con respecto a las formas ancestrales. Entre los cambios anatómico-estructurales que se perpetúan en los distintos linajes evolutivamente exitosos que van surgiendo aparecen caracteres relacionados con la economía hídrica: una cutícula impermeable recubriendo todos los órganos aéreos y estomas para regular la pérdida de agua y el intercambio gaseoso. Al mismo tiempo, las funciones de absorción de agua y nutrientes y la de asimilación fotosintética se separan en órganos especializados como raíces y tallos/hojas. La ganancia en altura de las plantas y el mantenimiento de una postura erecta es posible gracias al desarrollo de tejido de sostén lignificado y un sistema conductor de agua eficiente. Por otro lado, la eficiencia de captación de radiación solar aumenta conforme los órganos fotosintéticos se elevan del sustrato. A nivel reproductivo el ambiente terrestre impuso la necesidad de mecanismos de reproducción sexual cada vez más independientes del agua para la fecundación y para la dispersión de las nuevas generaciones. En la evolución de las plantas terrestres, se pueden señalar tres saltos evolutivos cruciales: a) la aparición del embrión en la transición a la tierra, que distingue a las Embryophyta b) la aparición del tejido vascular lignificado, que distingue a las Tracheophyta (plantas vasculares) y c) la aparición de las semillas, que segrega a las plantas con semilla o Spermatophyta dentro de las plantas vasculares. En los estadíos tempranos de la conquista del ambiente terrestre aparecen las Protracheophyta, embriofitas sencillas con vascularización primitiva, que presentaban células de conducción morfológicamente similares a las traqueidas, pero sin lignificación. Estas plantas, extintas en la actualidad, alcanzaban como máximo los 15 cm de altura. Se cree que tenían un ciclo de vida haplodiplonte, y que el esporofito y el gametofito eran similares en cuanto a morfología y nutrición. En las Tracheophyta la generación dominante es el esporofito, que está bien adaptado a la vida terrestre y se caracteriza por la presencia de un sistema vascular desarrollado y de epidermis con cutícula y estomas. Las Tracheophyta se dividen en dos clados principales, de acuerdo con la anatomía y morfología de los apéndices fotosintéticos: a) Las Lycopodiophyta, que presentan microfilos b) Las Euphyllophyta, que presentan hojas verdaderas o megafilos. Este taxón agrupa a las Monilophyta (helechos y afines) que son Euphyllophyta con gametofitos de vida independiente del esporofito y que no producen semillas, y a las Lignophyta, que son Euphyllophytas con gametofito dependiente del esporofito y que producen semillas. Ejercicio 1: Represente el siguiente relato filogenético en forma de: a) un diagrama de conjuntos y b) en un árbol filogenético usando como taxones los términos subrayados. 82

84 Según la teoría de la endosimbiosis, tanto en las algas verdes (Chlorophyta) como en las algas rojas (Rhodophyta) y en las plantas terrestres, los cloroplastos se habrían originado por un único evento de endosimbiosis primaria. Estos grupos constituyen el clado Plantae o Archaeplastida, dentro del cual las algas verdes junto con las plantas terrestres conforman el clado de las plantas verdes o Viridiplantae (la nomenclatura y rango taxonómico varía según los autores). Caracteres como la adquisición de flavonoides y esporopolenina, citocinesis por fragmoplasto, plasmodesmos y retención de la cigota sobre la planta madre segregan a las Streptophyta dentro de las Viridiplantae. Dentro de las Streptophyta, la aparición del embrión separa a las Embriophyta. Todas las Embriophyta presentan ciclo de vida haplodiplonte, pero mientras que en las Briophyta la generación haploide (gametofito) es la de vida independiente, en el resto de las plantas terrestres la generación diploide (esporofito) va ganando predominancia. La aparición del tejido vascular con traqueidas marcará el origen de las Tracheophyta. 2. Protracheophyta: Rhyniophyta En 1917, durante un reconocimiento geológico al NE de Escocia, William Mackie descubrió un yacimiento cercano al pueblo de Rhynie, que reveló numerosos fósiles de plantas vasculares primitivas en un estado de preservación sin precedentes, donde se pueden ver hasta células individuales. Estas primeras plantas vasculares, cuyos representantes se distinguen en géneros como Cooksonia, Aglaophyton y Horneophyton (Fig. 1), crecían en zonas pantanosas o de humedales en los márgenes de surgentes de agua termal rica en sílice (de allí su excelente preservación). Estas plantas, ahora extintas, fueron dominantes entre el Devónico medio y el Silúrico medio (hace ma). Formaban un tapiz ralo, de pocos centímetros de altura. Su morfología era simple: constaban de un eje con ramificación dicotómica, en parte rastrero (como un rizoma) y en parte erecto, fotosintético, cubierto por epidermis con cutícula y estomas, con vasculatura rudimentaria, dispuesta en una protostela, en la parte rastrera sin verdaderas raíces, sólo rizoides, y en la parte erecta sin hojas verdaderas, en algunos grupos con microfilos. En los fósiles se pueden distinguir esporangios terminales, que podían estar agrupados en estróbilos y producían esporas de un único tipo (isosporas). Figura 1: Reconstrucción de las primeras plantas vasculares. Imagen de Nabors (2006) Ejercicio 2: Observe el material fósil de Rhynia provisto. Esquematice el tipo de estela, rotulando los tejidos correspondientes. 83

85 3. Lycophyta Las Lycophyta aparecieron en el Devónico (hace 400 ma) y llegaron a ser dominantes durante el Carbonífero, dando origen a los depósitos de carbón. Muchas de las Lycophyta fósiles eran leñosas (es decir, presentaban crecimiento secundario) y algunas (como Lepidodendron) alcanzaron alturas de hasta 35m. Presentaban tallos con ramificación dicotómica, cubiertos por largos microfilos con filotaxis espiralada. Las Lycophyta arbóreas se extinguieron al final de la era Paleozoica (hace 250 ma). En la actualidad, las Lycophyta son todas plantas herbáceas de porte pequeño, aunque las del género Isoetes presentan algo de crecimiento secundario. Los esporofitos de las Lycophyta presentan un cilindro vascular central dispuesto en protostela tanto en el tallo como en la raíz. Los esporangios son laterales, situados en la axila o en la cara adaxial de microfilos especializados llamados esporofilos. En las Lycophyta se da tanto la isosporía, con gametofitos talosos fotosintéticos o micorrícicos, como la heterosporía, con producción de gametofitos endospóricos. Microfilos y protostelas Los microfilos son apéndices fotosintéticos que aparecen en las plantas vasculares primitivas. Pueden presentar una nervadura o rastro foliar, cuya unión con el cilindro vascular del tallo no produce ninguna interrupción, con lo que, anatómicamente, el cilindro vascular permanece macizo, característica distintiva de las protostelas. Las hojas verdaderas o megafilos, tienen venación ramificada y en la zona de unión de la nervadura principal del megafilo con la vasculatura del tallo se produce una interrupción en el tejido vascular del tallo denominada laguna foliar (ver Figura 3). Figura 3: Comparación entre microfilos y megafilos Ejercicio 4: Usted vio anteriormente un ejemplo de protostela en un órgano vegetal, cuál? Qué tipo de protostela? El origen de los microfilos Dos teorías contrastantes proveen sendas explicaciones sobre el origen de los microfilos: 1. Teoría de la enación: los microfilos se habrían originado a partir de proyecciones de células epidérmicas de los tallos. Estas proyecciones permitieron el incremento de la superficie para el intercambio gaseoso y la captación de luz para la fotosíntesis. Como respuesta a ello, el tejido vascular se habría extendido dentro de las enaciones para conectar estas áreas de asimilación con el resto del vástago formando la traza foliar dentro de microfilo (Figura 7) 84

86 Figura 4: Una enación a partir de células epidérmicas y de la corteza origina el microfilo. La conexión vascular al cilindro central es posterior a la formación de la enación. 2. Teoría del teloma: Los microfilos se habrían originado por pérdida (reducción) de ramas (telomas) pre-existentes. La conexión vascular al cilindro central existía antes de la formación del microfilo. El rastro foliar correspondería al cilindro vascular de los ejes caulinares reducidos (Figura 5). Figura 5: El acortamiento y reducción de los ejes laterales lleva a la formación de los microfilos. La vascularización del microfilo proviene del cilindro vascular del eje caulinar reducido. Diversidad de las Lycopodiophyta Existen tres órdenes de Lycopodiophyta extantes: Lycopodiales, Selaginellales e Isoetales. En los Trabajos Prácticos estudiaremos en detalle los géneros Lycopodium y Selaginella. Lycopodium sp. Esporofito de hábitat terrestre o epífito, con tallo con ramificación dicotómica cubierto totalmente por microfilos con filotaxis espiralada. Plectostela en tallo y raíz. Esporofilos agrupados en estróbilos. Homosporía. Gametofito monoico (hermafrodita), taloso, no fotosintético (micorrícico). Ejercicio 5. Observación de esporofito de Lycopodium sp.: Observe el material provisto y rotule el siguiente diagrama del ciclo de vida de Lycopodium. Indique cuáles son las fases haploides y diploides y cuándo ocurren la meiosis y la fecundación. 85

87 Selaginella sp. Esporofito de hábitat terrestre o epífito, con tallo con ramificación dicotómica cubierto totalmente por microfilos con filotaxis espiralada. Plectostela en tallo y raíz. Esporofilos agrupados en estróbilos. Heterosporía (formación de micro- y megasporas). Gametofitos endospóricos (se generan dentro de la pared celular de la espora) no fotosintéticos. Ejercicio 6: Observación de esporofito de Selaginella sp. Observe, dibuje y rotule el aspecto general y los estróbilos con microsporas y megasporas. Ejercicio 7: Rotule el diagrama del ciclo de vida de Selaginella. Indique cuáles son las fases haploides y diploides y cuándo ocurren la meiosis y la fecundación. Dónde se forman los arquegonios en Selaginella? Dónde los anteridios? 86

88 Bibliografía sugerida Bold, HC et al Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web Con excelente información sobre los hallazgos del yacimiento de Rhynie en Escocia Más sobre la flora del yacimiento de Rhynie, muy buen sitio. (Virtual Paleobotany Lab): Sobre evolución de las plantas, relaciona información del registro fósil con datos de plantas actuales. 87

89 TRABAJO PRÁCTICO N 15: PLANTAS VASCULARES SIN SEMILLA. II MONILOPHYTA (EUPHYLLOPHYTA) Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos que comprenden las Monilophyta. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres y las algas verdes. 1. Introducción Las Monilophyta se originaron hace 360 ma y junto con las Lycopodiophyta contribuyeron a la formación de los depósitos de carbón del Carbonífero. Tradicionalmente las plantas vasculares que no forman semilla, sino que presentan gametofitos de vida libre, eran agrupadas en la División Pteridophyta, un grupo que actualmente es considerado polifilético. En la actualidad, en base a características tanto morfológicas como moleculares, las plantas vasculares con megafilos y sin semillas se agrupan en el clado Monilophyta, que comprende a los comúnmente llamados helechos (Ophioglossaceae, Marattiales y Polypodiales), los equisetos (Equisetophyta o Sphenophyta) y las Psilotales (Fig. 1). Éstas últimas, con esporofito con ramificación dicotómica y carente de raíces, eran consideradas como más primitivas que las Lycopodiophyta; sin embargo, las filogenias propuestas en base a datos recientes las ubican firmemente entre las Monilophyta. De todas maneras la posición filogenética de algunas ramas dentro del clado aún está en discusión. Figura 1: Árbol filogenético de las Tracheophyta, incluyendo la nomenclatura tradicional de Pteridophyta. El círculo indica los diferentes grupos incluidos dentro de los helechos. 2. Un evento clave: la aparición del megafilo u hoja verdadera 88

90 La aparición del megafilo ocurrió hacia finales del Devónico (360 millones de años) y alteró profundamente la evolución de la vida vegetal Y animal. Los ciclos biogeoquímicos de la materia fueron profundamente modificados, en especial el del carbono. La entrada de energía solar al ecosistema se tornó mucho más eficiente y permitió sustentar una cadena de consumidores primarios de mayor masa y diversidad. Según la teoría del teloma del paleobotánico alemán Walter Zimmermann, la transformación de un sistema de ramificación lateral o de telomas a la formación de la lámina de un megafilo ocurrió siguiendo tres etapas: la culminación, la planación y la concrescencia (Fig.2). Figura 2: El origen de los megafilos según la teoría del teloma (De Beerling y Fleming, 2007) En las primeras Rhyniophyta los ejes caulinares (telomas) tenían ramificación dicotómica. Una de las ramas o telomas de estas dicotomías habría crecido más que la otra (culminación) llevando a una diferenciación entre ejes principales y ejes laterales. Posteriormente, las ramas laterales habrían tendido a disponerse en un solo plano (planación). Finalmente, los espacios entre los telomas laterales se habrían completado por proliferación de tejidos (concrescencia). Así como la presencia de microfilos está ligada a estelas del tipo protostela, la de los megafilos está relacionada a estelas del tipo sifonostela (Fig. 3). Es decir, estelas con médula parenquimática. Recuerde que las lagunas foliares son áreas de tejido parenquimático. 89

91 Figura 3: Distintos tipos de sifonostelas. Nótese en todos la presencia de médula (M), lagunas foliares (L) y rastros foliares (R). En representación tridimensional observamos cómo en la eustela el sistema vascular consiste de haces discretos alrededor de una médula parenquimática, mientras que en las sifonostelas, las interrupciones del haz dependen del número de lagunas foliares por nudo (Figura 4). Dichas interrupciones no existen en las protostelas, donde hay microfilos o enaciones. Figura 4: Representación tridimensional de los diferentes tipos de estela. El tono más oscuro indica los tejidos vasculares (xilema y floema) y el blanco indica tejido parenquimático. 3. Diversidad de las Monilophyta Psilotales Las Psilotales, tradicionalmente consideradas descendientes de las Rhyniophyta, han sido agrupadas con las Monilophyta en base a datos moleculares y a la ultraestructura de las gametas masculinas. Este Orden incluye dos géneros extantes, Psilotum y Tmesipteris. Los esporofitos de Psilotum sp. Son terrestres o epífitos, presentan un tallo erecto, con ramificación dicotómica, cubierto por pequeñas enaciones no vascularizasas y rizomas sin raíces verdaderas, con rizoides. Los tejidos vasculares del tallo y rizoma se disponen en una actinostela (protostela). Los esporangios son laterales, fusionados de a 2 ó 3 en sinangios, producen isosporas. Los gametofitos son talosos y subterráneos (no fotosintéticos). 90

92 Ejercicio 1: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del esporofito de Psilotum sp. Equisetophyta (Sphenophyta) Las Equisetophyta son un grupo monofilético que divergió tempranamente en la evolución de las plantas vasculares. Algunas formas abundantes en el Carbonífero alcanzaron porte arbóreo. En la actualidad existe un solo género, Equisetum. Los esporofitos de las Equisetophyta presentan una morfología característica, con tallos erectos, carenados, con nudos macizos y entrenudos huecos, con ramificaciones y filotaxis verticiladas y megafilos reducidos y soldados formando una vaina. La parte subterránea está constituida por rizomas Los esporangios están portados por esporangióforos peltados, agrupados en estróbilos terminales. Las Equisetophyta son isosporadas. El gametofito es taloso y fotosintético. Ejercicio 2: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del esporofito de Equisetum sp. Observe a la lupa, dibuje y rotule el estróbilo esporangiado en corte transversal, dibujando en detalle un esporangióforo peltado. Haga un preparado de un trozo de esporangio en una gota de agua entre porta y cubreobjetos, observe al microscopio y dibuje las esporas con elaterios. Ejercicio 3: Rotule el siguiente esquema del ciclo de vida de Equisetum sp. Indique en qué momento ocurren la fecundación y la meiosis. 91

93 Helechos leptosporangiados (Polypodiales) Las Polypodiales son el grupo más diverso de Monilophyta, con más de especies, mayormente terrestres, algunas epífitas y acuáticas. Los esporofitos en general consisten de un rizoma generalmente subterráneo o arborescente. Megafilos (frondes) simples o compuestos, con prefoliación circinada. Producen leptosporangios, que generalmente se agrupan en soros en la superficie abaxial de los megafilos. Los soros pueden estar o no cubiertos por un indusio, dependiendo de la especie. Las Polypodiales son isosporadas. El gametofito es de vida libre, pequeño, constituido por una lámina de células fotosintéticas, y rizoides. Ejercicio 3. Observe y dibuje el aspecto general de un esporofito de helecho. Note las características del fronde y la agrupación de esporangios. Haga un preparado de esporangios en una gota de agua entre porta y cubreobjetos, observe al microscopio y dibuje el esporangio con pie, anillo y esporas. Ejercicio 4: Las láminas de las frondes de los helechos tienen morfología variada y suelen estar muy divididas. Observe, esquematice y rotule el material provisto por los docentes. Ejercicio 5: Rotule el siguiente ciclo de vida generalizado de un helecho leptosporangiado. Indique en qué momento ocurren la meiosis y la fecundación. 92

94 Bibliografía sugerida Bold, HC et al Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row. Evert, RF y SE Eichhorn Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, Biología de las Plantas. Reverté. Exploración en la Web Sobre Equisetum y géneros fósiles afines : Un buen resumen de todas las plantas vasculares sin semilla, con muy buenas fotos Resumen de monilofitas Información general sobre Psilotales Algo de información general de helechos, con énfasis en los del estado de Wisconsin, EE. UU. 93

95 Ejercitación de estudio e integración Plantas vasculares sin semilla A través de estudios de registros fósiles y de representantes actuales, se ha podido trazar la posible evolución de las estructuras vegetativas y reproductivas en las plantas vasculares. Rasgos vegetativos en los que se observa mayor diversificación: Tipo de ramificación (dicotómica, monopódica, pseudominopódica, simpódica) Sistema vascular con modificaciones en: Las células del xilema (traqueidas, vasos) y del floema (células cribosas, tubos cribosos) En la disposición del sistema vascular en el tallo (tipos de estelas: protostelas, sifonostelas, eustelas) Tipo de hojas: microfilos o megafilos Rasgos reproductivos en los que se observa mayor diversificación: Esporangios Tipo: Eusporangios (desarrollo a partir de varias células iniciales superficiales del esporofilo u hoja portadora de esporangios), leptospotrangios (desarrollo a partir de una única célula inicial del esporofilo) Posición: terminal, lateral, adaxial, abaxial Agrupación: libres, agrupados en soros, soldados en sinangios, en estróbilos o conos Producción de esporas: Iguales o diferenciados en megasporangios (producen megasporas) y microsporangios (producen microsporas) Esporas Función: homospora (un solo tipo), heterospora (megasporas que originan gametofito femenino y microsporas que originan gametofito masculino) Desarrollo del gametofito: endospórico (en el interior de la pared de la espora), exospórico (en el exterior de la pared de la espora Principales caracteres que diferencian los distintos grupos de plantas vasculares sin semillas: Ramificación del tallo Tipo de estelas Tipo de hojas Origen, tipo y posición de los esporangios Tipo y forma de las esporas Desarrollo y diferenciación sexual de los gametofitos Cuáles son los rasgos característicos de las plantas vasculares sin semillas que las relaciona y/o diferencia de las Briofitas (no vasculares) y de Gimnospermas o Angiospermas (vasculares con semilla)? Ciclo de vida (tener en cuenta generaciones dominantes y dependientes, tipo de esporas y desarrollo y diferenciación sexual de gametofitos). 94

96 Caracteres del esporofito (tener en cuenta tipo de ramificación, estelas, tipo de hojas). Caracteres del gametofito. Tipo de fecundación Las primeras plantas vasculares se diversificaron y separaron en dos línea evolutivas: Cuáles? Qué caracteres se utilizan para establecer dicha diferencia? Qué diferencia hay entre un microfilo y un megafilo? Cómo podría reconocerlos mediante cortes transversales? Complete el siguiente cuadro comparativo: Género Órgano fotosintético Tipo de espora Tipo de estela Rhynia Lycopodium Selaginella Psilotum Equisetum Nephrolepis ( helecho serrucho ) 95

97 TRABAJO PRÁCTICO N 16: GIMNOSPERMAE - LAS PLANTAS CON SEMILLA DESNUDA Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos que comprenden las Gimnospermas. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres y las algas verdes. 1. Introducción El origen de las plantas con semilla Hacia fines del Devónico (hace 365 ma) surge el más complejo y exitoso método de reproducción sexual y dispersión en las plantas vasculares: la semilla. Las plantas con semilla (Spermatophyta) comprenden dos grandes grupos: las Gimnospermae o gimnospermas, plantas con semilla desnuda (no encerrada en un fruto), con unas 800 especies actuales, y las Angiospermae o angiospermas, el grupo de plantas más diverso, con unas especies actuales. Las Gimnospermas fueron dominantes en el Cretácico y el Jurásico, la era de los dinousaurios. Las Spermatophyta presentan varias características cruciales para su exitosa adaptación al ambiente terrestre: a) retención de las megasporas dentro de los megasporangios, de manera que los gametofitos femeninos (endospóricos y muy reducidos en tamaño) permanecen protegidos dentro del megaesporangio de la planta madre hasta después de la fecundación b) la fecundación se vuelve independiente de la presencia de una película de agua externa a la planta: el gametofito masculino, el grano de polen, es llevado hasta la cercanía de la gameta femenina por medio del viento u otros agentes polinizadores c) aparece un nuevo agente de dispersión, la semilla, que contiene al embrión de la nueva generación, con una cubierta protectora y tejido nutritivo para la fase inicial del desarrollo de la nueva planta Todas las Spermatophyta son heterosporadas, es decir, producen megasporas y microsporas en esporangios separados. La heterosporía existe también en algunas plantas sin semilla y se cree que es una característica que apareció varias veces de manera independiente durante la evolución. El registro fósil permitió establecer que la heterosporia y la producción de leño secundario (cambium) antecedió a la aparición de la semilla. El clado de plantas con leño secundario que contiene a las plantas con semilla y a Progimnospermae que no formaban semilla recibe el nombre de Lygnophyta. Las plantas que agrupamos como gimnospermas no constituyen un grupo monofilético, sino que en realidad pertenecen a cuatro linajes independientes, que se diversificaron a partir de protogimnospermas ancestrales hacia fines de la era Paleozoica (Fig. 1). Estos cuatro linajes aparecen con diferente rango taxonómico según diferentes autores, en este curso los consideraremos como Divisiones: Cycadophyta Ginkgophyta Coniferophyta Gnetophyta 96

98 Figura 1: Filogenia de las plantas con semilla (Spermatophyta). Modificado a partir de Linkies et al. (2010). Las estrellas indican los linajes de Gimnospermas con representantes actuales. El origen del óvulo y la semilla Podemos definir al óvulo como el megasporangio rodeado de tegumentos. La Figura 2 resume los pasos hipotéticos que condujeron a la aparición del óvulo, estructura que luego de la fecundación se transforma en la semilla. A partir de un ancestro homospórico, se diferencian descendientes heterospóricos, es decir existe diferenciación entre un esporangio que produce numerosas microsporas (microsporangio) y otro que produce menor número de megasporas (megasporangio). Se reduce el número de megasporas a una única megaspora funcional. La división mitótica de dicha megaspora produce el desarrollo del megagametofito, dentro de las paredes del esporangio (condición endospórica). Al mismo tiempo, el megasporangio o nucelo es envuelto por tejidos estériles del esporofito que se sueldan a sus paredes dando origen al tegumento. Dicha soldadura deja un extremo libre o abierto (la micrópila). 97

99 Figura 2: Pasos evolutivos hipotéticos que condujeron a la aparición del óvulo (De Judd et al. 2002). Ejercicio 1: Complete las siguientes frases: En las plantas con semilla, el megasporangio (tejido materno diploide) recibe el nombre de La estructura denominada óvulo consiste de. rodeado por un.. en gimnospermas y por dos.. n angiospermas. Luego de la fecundación el óvulo se desarrolla en la.. Dentro del megasporangio o se diferencian las luego de una división.. La posterior división.. de la megaspora origina el. Ejercicio 2: Rotule la figura siguiente e indique en cada diagrama de qué tipo de óvulo se trata. Según el número de tegumentos representados A qué grupo de plantas pertenecerían los óvulos esquematizados? Biodiversidad actual de las plantas vasculares con semilla desnuda. División Cycadophyta ( Cicas ), principales características: Plantas de regiones tropicales o subtropicales. Hojas semejantes a las palmeras Con crecimiento secundario por cambium Xilema con traqueidas 98