Facultad de Ciencias Veterinarias -UNCPBA- Falla en el uso del tratamiento antiparasitario en rodeos de recría. Marzo, 2017.

Transcripción

1 Facultad de Ciencias Veterinarias -UNCPBA- Falla en el uso del tratamiento antiparasitario en rodeos de recría Saluzzo, Melisa Anahí; Seguí, Ricardo; Fiel, César Marzo, 2017 Tandil

2 Falla en el uso del tratamiento antiparasitario en rodeos de recría Tesina de la Orientación en Sanidad Animal presentada como parte de los requisitos para optar al grado de Veterinario del estudiante: Saluzzo, Melisa Anahí Tutor: Med. Vet. Seguí, Ricardo Director: Med. Vet. Fiel, César Evaluador: Vet. Virkel, Guillermo

3 Agradecimientos: - Familia, amigos, compañeros y profesores. - Ricardo, Matías y Guillermo. - Marta y Ana.

4 Dedicatoria: A Dios, por acompañarme y guiarme

5 Resumen: Entre los años 1960 y 1980 se ubica el descubrimiento de tres principios químicos: Benzimidazoles (BZD), Imidazothiazoles y Lactonas Macrocíclicas (LM). Debido a la facilidad de aplicación y alta eficacia, se utilizaron como única alternativa de control. Esto dio como consecuencia el desarrollo de resistencia de los parásitos internos (BZD, Imidazotiazoles y LM) y externos (LM), afectando la sustentabilidad de las producciones ganaderas. En el presente trabajo, a partir del destete en marzo, se realizaron sucesivos controles posttratamientos a un lote de recría de 500 machos en un establecimiento del partido de Ayacucho. Se realizó el tratamiento con ivermectina, dando como resultado la sospecha de resistencia del género Cooperia spp., debido a los elevados conteos de huevos por gramo (h.p.g) realizados luego de la administración del antihelmíntico. A los 38 días del primer control se administró ricobendazole y nuevamente se observaron elevados conteos de h.p.g. Se planteó la posibilidad de una falla en la aplicación o de resistencia a ambos antihelmínticos. Se decidió armar dos grupos de 15 animales para realizar un Test de Reducción del Conteo de Huevos (T.R.C.H). Al primer grupo se le administró ricobendazole al 15% (Axilur 5cc) 3.75 mg/kg por vía subcutánea; al segundo fenbendazole al 10% (Cyverm 10cc) 5 mg/kg por vía oral. Se tomaron muestras de materia fecal a los dos grupos el día 0 y a los15 días post-ratamientos. En el coprocultivo del día 0 se hallaron en las siguientes proporciones los géneros Cooperia spp. 70% y Haemonchus spp. 30%. Al día 15, el género Cooperia spp. representó el 100% de los parásitos presentes en ambos tratamientos. Las eficacias clínicas de ricobendazole y fenbendazole resultaron por debajo del 90%. Por lo tanto, se diagnosticó resistencia del género Cooperia spp. a BZDs. Asimismo, se sospechó resistencia a IVM debido a los elevados conteos de h.p.g. hallados al post-control al destete. Debido a la ausencia de géneros de importancia como Ostertagia spp. y Trichostrongylus spp., se recomendó realizar un T.R.C.H adicional, utilizando fármacos de los tres grupos químicos (BZD, LM e Imidazothiazoles) y un grupo control, en animales con al menos 2-3 meses post-ratamiento de manera de asegurar que haya una buena distribución de géneros parasitarios. Palabras claves: Antiparasitarios, Resistencia, Recría, Cooperia.

6 Contenido Introducción:... 1 Epidemiologia de los parásitos:... 2 Contaminación e infectividad de las pasturas:... 4 Categoría relevante y efectos en la producción:... 5 Diagnóstico de las parasitosis:... 5 Durante el desarrollo de esta Tesina se emplearon las siguientes técnicas parasitológicas:... 6 Recuento de huevos por gramo de materia fecal (h.p.g):... 6 Cultivo y recuperación de larvas infectivas... 7 Identificación de larvas infectivas de nematodos intestinales:... 7 Control de los parásitos intestinales:... 7 Grupos de antihelmínticos:... 8 Tratamientos antihelmínticos basados en la epidemiología... 9 Tratamientos antihelmínticos basados en el diagnóstico... 9 Programa integrado de control parasitario Resistencia en endoparásitos: Factores que influyen en el desarrollo de la resistencia: Métodos de diagnóstico para la detección de resistencia: Descripción del caso: Discusión: Conclusiones: Bibliografía:... 26

7 Introducción: El pastoreo intensivo, durante todo el año, da ventaja a la contaminación de las pasturas y obliga al control intensivo de los nematodos para asegurar la salud y maximizar la productividad de los rumiantes (Anziani y Guglielmone, 2007). Entre los años 1960 y 1980 se ubica el descubrimiento de tres principios químicos: Benzimidazoles, Imidazothiazoles, Lactonas Macrocíclica (Steffan et.al, 2012). Debido a la facilidad de aplicación y alta eficacia, se utilizaron como única alternativa de control. El uso simple y excesivo de estos compuestos químicos, dio como consecuencia el desarrollo de resistencia a los parásitos internos, afectando la sustentabilidad de la producción de rumiantes (Anziani y Guglielmone, 2007). 1

8 Epidemiologia de los parásitos: El ciclo de vida de las parasitosis gastrointestinales, es de tipo directo, esto quiere decir que no involucra hospedadores intermedios. Consta de dos fases, una fase se desarrolla sobre el hospedador (animal de producción) y la otra fase es de vida libre, encontrándose fuera del mismo (medio ambiente). El ciclo de vida de los parásitos gastrointestinales se esquematiza en la figura 1. Figura 1: Ciclo biológico de los nemátodes gastrointestinales. Adaptado de Fiel, 2005). Los animales adquieren la parasitosis ingiriendo forraje con estadio de larva 3 (L3). Una vez ingeridas por el animal, las L3 desprenden su envoltura externa en el rumen (en el caso de que sean parásitos abomasales) o en abomaso (en caso de parásitos intestinales). Luego de este proceso, realizan una faz histotropa, en la cual aumentan su tamaño. La fase externa, comienza cuando se encuentran en la materia fecal los huevos que ha puesto la hembra, encontrándose en el suelo. En condiciones de aireación, humedad y temperatura comienzan la evolución pasando por los 2

9 distintos estadios, entre ellos son: mórula, gástrula, larva pre-eclosionada antes de dar origen a la larva 1 (L1). La L1 abandona el huevo, y luego de un período de actividad en el cual se alimenta de bacterias y hongos presentes en las heces, muda a larva 2 (L2), cambiando la cutícula que la recubre. Ambas, tienen hábitos alimenticios iguales, almacenando energía en las células intestinales en forma de gránulos de glucógeno. Son de escasa movilidad y son los estadios vulnerables a las condiciones desfavorables. Posteriormente a un período de reposo, adquieren el estado de larva 3 (L3) infectante, mantienen la cutícula de la L2 y por fuera de la misma desarrolla una envoltura, que les impide alimentarse, pero la hace más resistente a las condiciones ambientales. El tiempo que requiere la larva para alcanzar el estado de L3 infectivo depende de la temperatura y humedad que le provee las heces, comenzando desde 2.5 días hasta varias semanas. La fase de eclosión de los huevos y el desarrollo de larvas aumenta en forma lineal dentro del rango de 5 a 35º, fuera de los mismos da lugar, a una alta mortalidad. Las temperaturas elevadas, repercuten en la materia fecal, formando una costra en la superficie impidiendo la salida de las L3 infectantes. De esta manera, las heces actuarían como reservorios de larvas hasta el otoño próximo, contribuyendo a la infestación desde un ciclo de producción al siguiente. Esta situación se revierte con la acción de las lluvias en la materia fecal, permitiendo el reblandecimiento de la misma y de esta manera se pueden liberar las L3. Migran desde la materia fecal hasta la planta, solo si hay suficiente humedad, siendo capaces de trepar por el tallo de la planta a una altura entre 20 25cm. Esto es favorecido por el microclima que se forma entre el suelo y el extremo de la planta, permaneciendo en la planta hasta que sean ingeridas por los animales o mueren. Esta fase de vida libre es común para todos los géneros parasitarios, excepto Nematodirus, alcanzando el estado de L3 en el huevo y que luego eclosiona espontáneamente o ante ciertos estímulos. La relación ambiente parásito depende de dos factores: el clima y las pasturas. El clima está estrechamente relacionado a las especies que se 3

10 encuentran en el país. La humedad es un factor limitante, por debajo de 50mm mensuales de lluvia se dificulta la infestación de las pasturas. Las temperaturas bajas dan lugar a un retraso en la evolución de huevo a L3 y las heladas dan alta mortandad de larvas en las pasturas, principalmente aquellas adaptadas a climas cálidos. En la Pampa Húmeda, el desarrollo de huevo a L3 infectante, puede abarcar entre 1 y 2 semanas en el verano y hasta 3 y 6 semanas en invierno. La desecación es la limitante de la supervivencia para los distintos géneros parasitarios. La pastura es el punto clave en la transmisión y el resguardo de las condiciones climáticas desfavorables para los parásitos. Las L3 infectantes se encuentran en mayor concentración entre el suelo y los 10cm de altura de la planta. Dentro de las pasturas encontramos dos grandes grupos, las gramíneas y leguminosas. Las primeras forman mantos los cuales van a sombrear el suelo, protegiendo a las L3 de la acción solar directa y contribuyendo a la supervivencia. Las segundas permiten la acción solar directa de los rayos hasta el suelo, generando alta mortandad de L3. Contaminación e infectividad de las pasturas: Las L3 infectivas, que sobrevivieron al verano en la materia fecal, son las iniciadoras de la infección en los terneros destetados a comienzos del otoño. Estas se desarrollan a adultos en los animales y a las 3 semanas posteriores comienzan con la deposición de huevos, contaminado la pastura, posteriormente dando lugar a las L3 infectantes. Las categorías más susceptibles son los animales jóvenes, dado que presentan los mayores niveles de excreción de huevos, con picos en los meses de julio agosto, luego decrece desde el comienzo de la primavera, en donde se mantienen en valores bajos. La condición de autoinfección, hace que se encadenen sucesivas generaciones parasitarias, dando un aporte de huevos a las pasturas y de esta manera condiciona un alto nivel de infectividad en el período otoño invernal. Este período coincide con una escasa disponibilidad y calidad de pasturas, los 4

11 animales están obligados a comer más cerca del suelo y de las deposiciones fecales, lugares de mayor infectividad. En el comienzo de la primavera, ocurre una disminución del aporte de huevos debido a la inmunidad adquirida por los animales (12-15 meses de edad aproximadamente). Además, el crecimiento del pasto hace efecto dilución sobre la carga de L3, sumando también la acción directa del sol que condiciona la sobrevivencia de larvas en el pasto (Nari y Fiel, 1994). Categoría relevante y efectos en la producción: La recría es la categoría afectada por las parasitosis internas. Una vez realizado el destete en marzo, los terneros se trasladan desde el sistema de cría a pasturas. Presentan alta susceptibilidad debido al limitado contacto con los nematodos al pie de la madre y con la incapacidad de limitar la contaminación de la pastura con los huevos, debido a la ausencia de desarrollo de inmunidad (Nari y Fiel, 1994). El nivel nutricional de ésta categoría se ve afectada durante el invierno, observándose mermas en la producción (Steffan, et.al 2012). Cuando la parasitosis se expresa en forma subclínica, la pérdida de peso es de kg/animal y llega a kg/animal en casos clínicos (Nari y Fiel, 1994, Steffan, et.al 2012). Un signo en los animales es la disminución del apetito, dando como consecuencia la disminución del peso. Al momento de la faena se observa disminución en relación a la masa muscular como bajo rendimiento de la relación peso vivo/ peso faenado, atribuyéndose a una hiperplasia/hipertrofia del tracto digestivo. En la época de primavera se encuentra alta disponibilidad y calidad forrajera, observándose una ausencia de recuperación del peso perdido en la estación anterior (Nari y Fiel, 1994 Steffan, et.al 2012), por lo que deben permanecer más tiempo para llegar al peso de faena (Steffan, et.al 2012). Diagnóstico de las parasitosis: Para la realización de un diagnóstico certero, hay que tener en cuenta factores que facilitan la interpretación de los resultados, entre ellos se destacan: 5

12 La edad del hospedador La exposición previa a las parasitosis (inmunidad) Período del año Estado fisiológico (parto, servicio) Localización geográfica Uso previo de antihelmínticos Antecedentes de parasitosis clínicas Hay que tener en cuenta que una recolección adecuada de muestras y el traslado en condiciones óptimas al laboratorio redundará en una mejor y certera calidad en el diagnóstico (Fiel et.al 2011). Durante el desarrollo de esta Tesina se emplearon las siguientes técnicas parasitológicas: Recuento de huevos por gramo de materia fecal (h.p.g): La toma muestra debe ser en forma individual y directamente del recto. También son aptas aquellas heces frescas recogidas del suelo cuando se observe al animal defecando. Los animales deben ser identificados, observando en aquellos casos donde hay signos de desmejoramiento evidente en la tropa. Se deben muestrear un número de estos individuos con signos y otro igual de aquellos en mejores condiciones o representativos de todo el lote. El tamaño de la muestra debe ser de un mínimo de 10 para un grupo menor a 50 animales, de 15 cuando va de 50 a 100 cabezas y un muestreo no menor de 20 cuando el lote supera los 100 animales (Suárez, 2005; Fiel et.al 2011). Se realiza la extracción del aire, la muestra (40-60 g son más que suficientes) puede ser remitida en bolsitas de polietileno o en frascos de boca ancha. Deben ser identificadas (lápiz o con fibra no alterable con la humedad) y remitirlas de manera refrigeradas (nunca congelado) para evitar que los huevos eclosionen. Evitar la exposición directa a los rayos solares (Suárez, 2005; Fiel, et.al 2011). La técnica utilizada para el recuento de huevos, es la de Mc Master modificada por Robert y O Sullivan, Se debe tener en cuenta que la presencia de gran cantidad de huevos en heces confirma un diagnóstico, pero un conteo 6

13 escaso o la ausencia de los mismos no siempre da lugar a pensar que los animales no estén parasitados. Los conteos de h.p.g se correlacionan del 70 al 75% con la población de parásitos adultos en el período que comprende desde el destete hasta el año de vida. Pasado el año, dependiendo del nivel nutricional y de exposición, sumado al desarrollo de inmunidad, los conteos son menores, por ende está afectada la ovoposición y los conteos, perdiendo confiabilidad y correlación, disminuyendo al 40%. Aunque pueden encontrarse altos conteos, indicando que el animal está afectado por parásitos, dando como consecuencia pérdidas productivas (Fiel, et.al 2011). Cultivo y recuperación de larvas infectivas: La técnica descripta anteriormente, junto al cultivo de las heces que presentan mayor recuento de huevos, permite determinar los géneros actuantes en la infección. A la observación en el microscopio, los huevos de nematodos presentan características similares en cuanto a tamaño y morfología, dando lugar a una difícil diferenciación de género. A partir de lo descripto, el coprocultivo se basa en promover la maduración y eclosión de los huevos, con la evolución de larvas hasta el estadio tres (L3). La técnica que se utiliza para la realización del coprocultivo es la técnica de Henriksen y Korshlom (1983). Mediante el empleo de esta técnica pueden observarse las características morfológicas individuales, pudiendo diferenciar por género y especie (Fiel, et.al 2011). Identificación de larvas infectivas de nematodos intestinales: El complemento entre recuento de huevos en materia fecal y el coprocultivo adquirieron un valor de mayor importancia a partir de los casos que se han encontrado de resistencia. Es imprescindible saber cuál/es géneros parasitarios son resistentes a un fármaco antihelmíntico a efectos de establecer la gravedad del caso, el pronóstico y las medidas de manejo a proseguir. Control de los parásitos intestinales: El conocimiento de la epidemiología de las parasitosis gastrointestinales resulta básico en el desarrollo de programas de control eficiente y racional, basados en 7

14 el comportamiento de los parásitos en animales y la pastura de un área geográfica determinada. Para mantener un equilibrio entre los parásitos y las pérdidas mínimas en el sistema de producción, es de suma importancia comenzar desde el destete. Para el mismo, se utilizan antihelmínticos de alta eficacia contra nematodos y se debe tener en cuenta: un correcto diagnóstico y caracterización del problema en el sistema, espectro que se requiere de eficacia antiparasitaria, efecto ovicida y persistencia de la actividad del antihelmíntico, vía de administración del producto, calidad y precio del mismo. En general, productores y veterinarios, ponen mayor énfasis en las cualidades terapéuticas -y precios- descuidando el realizar una programación en el control de las parasitosis, siendo éste, el punto que genera mayor pérdida en la producción. El uso irracional (frecuente) de antihelmínticos, se reconoce como la principal causa de resistencia. Su utilización racional, especialmente en sistemas intensivos, se contrapone al concepto tradicional y simplista que ocurre en la práctica (Fiel, et.al 2011). Grupos de antihelmínticos: Los fármacos antihelmínticos utilizados en esta Tesina pertenecen a los grupos químicos BZDs (ricobendazole y fenbendazole), Imidazothiazoles (levamisole) y LM (ivermectina). Lactonas Macrocíclicas: Forman parte de este grupo diferentes fármacos derivados de las avermectinas (abamectina, ivermectina y doramectina) y milbemicinas (moxidectina). El mecanismo de acción lo realizan por la estimulación y apertura permanente de los canales de cloro asociados al glutamato en las membranas de las células nerviosas, dando como resultado la inhibición del sistema de control de la actividad muscular de la faringe del parásito, de la estructura muscular en el cuerpo y del útero de los nemátodes. En consecuencia, producen una parálisis flácida del parásito, eliminándolo del hospedador. 8

15 Benzimidazoles: Los BZD se unen en forma reversible al sitio de unión de la colchicina en la subunidad de la tubulina (Lacey, 1988; Lacey, 1989). Los dímeros de tubulina unidos a la molécula del fármaco BZD no pueden polimerizarse para formar los microtúbulos, quebrándose de esta forma el equilibrio entre la tubulina libre y la formación de los microtúbulos. Existe un gran número de funciones celulares que son dependientes de la integridad de los microtúbulos. Entre ellas, las más importantes en cuanto a la supervivencia celular son: formación del uso mitótico durante el proceso de división celular, mantenimiento de la forma y estructura celular, motilidad, secreción celular, absorción de nutrientes y transporte intracelular. La disrupción del equilibrio tubulina libre-formación de microtúbulos puede originar una reacción en cascada que concluye en la pérdida de la homeostasis celular (Lacey, 1988). Si estas condiciones son mantenidas en el tiempo, puede resultar letal para la célula afectada. Tienen una afinidad muy alta a la tubilina de los invertebrados, esto indica la seguridad que posee este antihelmíntico hacia los animales. Imidazothiazoles: Son agonistas de los receptores nicotínicos del parásito e inducen la apertura de canales de Na + asociados a dicho receptor. También poseen posee acción sobre los receptores nicotínicos y muscarínicos del hospedador. Esta característica es la causa del bajo índice terapéutico de estos fármacos en comparación con los BZDs y las LM (Fiel, et.al 2011). Tratamientos antihelmínticos basados en la epidemiología Estratégicos o preventivos: Se trata de un programa de control tendiente a bajar el nivel de infección de las pasturas. Se basa en la aplicación de tratamiento antihelmíntico a partir del destete, abarcando otoño e invierno, con una frecuencia necesaria que impida la postura de huevos por parte de las hembras. Tratamientos antihelmínticos basados en el diagnóstico Tácticos o curativos: 9

16 Su principal objetivo es minimizar las pérdidas de producción causadas por el pastoreo sobre praderas con alta infectividad de la pastura o revertir el cuadro clínico de la enfermedad. Para la realización de un tratamiento a los animales, se tiene en cuenta los siguientes análisis: Conteo de huevos (h.p.g) es una herramienta sencilla y económica, utilizándose, para la detección temprana del efecto parasitario subclínico de las gastroenteritis parasitarias. El conteo de larvas infectantes en el pasto contribuye a estimar el riesgo al que estarán expuestos los animales, considerándose que conteos por encima de las 500 larvas/kg de pasto seco son suficientes como para que se afecte la ganancia de peso vivo. Diferencia en la ganancia de peso es de utilidad en la detección temprana de las pérdidas subclínicas. Programa integrado de control parasitario Combina la aplicación de tratamientos antihelmínticos, tácticos o estratégicos, con medidas de manejo que permitan brindar a los animales pasturas poco contaminadas. Para lograr un buen control parasitario es necesario ordenar los distintos tipos de forrajes o pasturas según el nivel de riesgo parasitario, clasificándolas como: Pasturas de alto riesgo Pasturas de medio riesgo Pasturas de bajo riesgo Para conseguir la disminución de la infectividad de las pasturas hay varios mecanismos, algunos de los cuales son: El descanso de las pasturas. El pastoreo alternado con distintas especies. 10

17 El pastoreo alternado con animales de la misma especie pero de diferente edad. (Fiel et.al, 2011). Resistencia en endoparásitos: La resistencia a antihelmínticos se define como un estado de no susceptibilidad o susceptibilidad disminuida al efecto letal de una concentración determinada de un fármaco, que en condiciones normales causa la muerte de la mayoría de los individuos de la misma especie del parásito. La resistencia de los endoparásitos a los antihelmínticos se puede detectar mediante un ensayo de sensibilidad (Torres Vasquez et.al, 2007; Caracostantogolo, et.al 2013). La resistencia puede ser intrínseca o adquirida. La primera, hace referencia a la falta de respuesta innata de la población parasitaria a un determinado antihelmíntico independientemente de la exposición previa, es decir que es naturalmente insensible (tolerante) a una droga. Esto se debe a la ausencia de receptores o a la imposibilidad del fármaco para entrar a la célula. La segunda, se presenta en aquellos parásitos que desde un inicio son susceptibles a la acción de un antihelmíntico y luego dejan de serlo debido a las sucesivas modificaciones genéticas heredables de generación en generación (Torres Vasquez et.al, 2007). Los parásitos adultos dentro del hospedador seleccionan sus genes de resistencia en tanto tengan contacto con el antiparasitario, siendo este proceso hereditario e irreversible. Una contínua selección y reproducción de parásitos resistentes, da lugar al aumento de la frecuencia de genes resistentes en la población tratada. Como consecuencia, los nematodos resistentes sobreviven hasta producir el fracaso del tratamiento antihelmíntico. La combinación resultante de poblaciones con genes de resistencia y sensibles retardan la aparición de poblaciones de parásitos resistentes (Torres Vásquez et.al., 2007). Los mecanismos de resistencia que se descubrieron, en los diferentes principios activos, se llevaron a cabo en nemátodos de pequeños rumiantes. El mecanismo que se da en los benzimidazoles, se asocia a mutaciones en los genes que codifican para β-tubulina, dando como consecuencia la pérdida del receptor de alta afinidad y disminuyendo la unión de β-tubulina-bzd (Lubega y 11

18 Prichard, 1991). En el caso de las lactonas macrocíclicas, el sitio de mutación se encuentra en los canales de cloro ligados a glutamato (Njue et.al, 2004). El grupo de los imidazotiazoles (levamisol), se desconoce el mecanismo por el cual se genera la resistencia. Según los hallazgos, se ha dilucidado que la posible modificación genética se atribuye a las subunidades de los receptores nicotínicos (Williamson et al., 2011). Los productores usualmente usan un solo producto químico por tiempo prolongado, o varios productos con intervalos de tiempo muy cortos para el control de endoparásitos gastrointestinales, estrategia que puede ser ineficiente ya que carece de un criterio técnico, y concede al parásito la ventaja de no ser atacado en manera eficiente y puede exponerse a dosis muy bajas que no lo matan, permitiendo desarrollar resistencia al producto (Torres Vásquez et.al., 2007). La subdosificación es otra causa de resistencia a fármacos antihelmínticos. Durante mucho tiempo, la resistencia parasitaria se consideró como un fenómeno de presentación esporádica. Sin embargo, está emergiendo con fuerza en los países de Oceanía, América del Sur y, en menor medida, de Europa. Nueva Zelanda, Brasil y Argentina, son los que presentan mayor número de casos reportados hasta el presente. En estos países los casos de resistencia, involucran al género Cooperia y al grupo químico de las LM (Anziani y Guglielmone, 2007). Factores que influyen en el desarrollo de la resistencia: La mayor incidencia de resistencia de los endoparásitos se observa en los nematodos que parasitan a los rumiantes en condiciones pastoriles. En el hemisferio sur, la condición de pastoreo intensivo, durante todo el año, da ventaja a la contaminación de las pasturas y obliga al control intensivo de los nematodos para asegurar la salud y maximizar la productividad de los rumiantes. Ante lo expuesto, existe una exagerada dependencia al uso de compuestos químicos, debido a la facilidad de aplicación y alta eficacia, se utilizan como única alternativa de control. El uso simple y excesivo de estos compuestos químicos, con el consecuente desarrollo de resistencia de estos 12

19 compuestos, afecta la sustentabilidad de la producción de rumiantes (Anziani y Guglielmone, 2007). Aquellos factores que contribuyen a la resistencia, se destacan los tratamientos masivos, tratamientos frecuentes, el uso del mismo grupo químico por largo tiempo (Anziani y Guglielmone, 2007) y el uso de drogas de efecto prolongado (Torres Vásquez et.al., 2007). Debido a la practicidad y eficacia, se ha observado en este último tiempo, un uso masivo de lactonas macrocíclicas y en segundo lugar los benzimidazoles. La aparición de nuevas presentaciones comerciales dentro de estos grupos químicos, contribuyó a disminuir el precio y aumentar su aplicación de manera innecesaria, generando mayor presión de selección sobre las poblaciones parasitarias. En relación a lo dicho anteriormente, para mantener la eficacia y vida útil de los principios activos, es necesario, su utilización racional. También, tener en cuenta, alternativas no químicas de manejo de las parasitosis, tendiendo a un control integrado y al balance entre productividad y sustentabilidad (Anziani y Guglielmone, 2007). Aquellos parásitos que no son alcanzados con el tratamiento, se los llama población en refugio, constituyendo el factor de mayor importancia en el desarrollo de la resistencia a los antihelmínticos (Anziani y Guglielmone, 2007; Torres Vásquez et.al., 2007). Dentro de las poblaciones en refugio de parásitos gastrointestinales se encuentran larvas resistentes en pastos, parásitos de animales no tratados, larvas hipobióticas (Torres Vásquez et.al, 2007), estadios de vida libre, constituyendo los huevos y larvas en la materia fecal y pasturas. Por último y en menor proporción, parásitos adultos de los animales que no han recibido tratamiento (Caracostantogolo et.al., 2013). Cuanto mayor es la proporción de la población que se encuentra en las pasturas, menor es la selección por resistencia. En caso de un tratamiento, establecido cuando las poblaciones refugio son reducidas, se realiza una mayor presión de selección, a diferencia de lo que ocurre cuando esta población es abundante. Con lo cual, se puede considerar que una vez ocurrida la resistencia, el camino inverso a obtener una población susceptible, ocurre de manera lenta (Anziani y Guglielmone, 2007). En síntesis, el logro de la 13

20 conservación de la población refugio, siendo el factor de mayor importancia, se puede reducir la presión de selección y el posterior desarrollo de resistencia. Por lo cual, en nuestro país, se afirma que la frecuencia de los tratamientos, sumado a un mal manejo de la población refugio, son los factores predisponentes de mayor importancia en el desarrollo de resistencia. Otro de los factores que predisponen a la resistencia, es a la implementación de tratamientos sin intervención del profesional, cuando los productores aplican fechas fijas, sin considerar el comportamiento epidemiológico de la enfermedad. En contraste, se encuentran aquellos que aplican tratamientos estratégicos al inicio de la recría y luego la programación de tratamientos tácticos, haciendo hincapié en la condición corporal, ganancia de peso o H.p.g. Así, se contribuye a reducir el riesgo de resistencia, usando menos dosis de antihelmínticos, demostrando importancia en el diagnóstico y asesoramiento del profesional veterinario. Métodos de diagnóstico para la detección de resistencia: El método que se ha desarrollado para la detección de resistencia antihelmíntica es el Test de Reducción del Conteo de Huevos (T.R.C.H) (Fiel, et.al 2011). El T.R.C.H. fue empleado para el diagnóstico de resistencia en el presente trabajo. Se trata de una prueba in vivo, simple y efectiva, económica y práctica. Tiene la capacidad de dar una estimación de la eficacia antihelmíntica ante infecciones naturales a través del h.p.g en materia fecal antes y después del tratamiento (Anziani y Guglielmone, 2007; Fiel, et.al 2011). Se recomienda realizar este test en animales jóvenes, menores a un año de vida, dado que la respuesta inmune de los animales mayores a un año disminuye la oviposición. Los animales seleccionados para realizar este test deben tener conteos de al menos 100 h.p.g, para formar grupos en referencia a los conteos, obteniendo una distribución homogénea para cada grupo. Para la realización de esto se utiliza la técnica Mc Master Modificada. Realizar el pasaje de los animales por la manga e identificarlos con caravanas numeradas. Realizar la toma de muestra de materia fecal, al doble de los 14

21 animales que se necesitan para obtener 10 animales por grupo, aunque 20 por grupo sería lo ideal. Una vez realizados los conteos, se ordenan de menor a mayor y se confeccionan los grupos de a modo de obtener un promedio de h.p.g homogéneo. Luego de obtener los grupos, se debe colocar una segunda caravana numerada, en lo posible de diferente color para cada grupo. De esta manera quedan doblemente numerados ante la eventual pérdida de una caravana. Posteriormente, se procede a realizar los tratamientos antihelmínticos. Se debe contar con al menos dos grupos: uno control no tratado y otro tratado con el fármaco bajo estudio. Lo ideal es trabajar con el grupo control y con 3 grupos tratados con un principio activo perteneciente a los grupos químicos BZDs, LM e Imidazotiazoles. De esta manera, se determina cual o cuales son aquellas drogas implicadas en la resistencia y cuales las efectivas. Los conteos de h.p.g se realizan el día en el que se aplica el tratamiento correspondiente al día 0 y el siguiente se realiza a los días post-tratamiento. Para la realización del cálculo del porcentaje de reducción del conteo de huevos, se realiza en primer lugar el promedio de cada grupo de las muestras obtenidas en el segundo muestreo. En el caso de que no se pueda obtener un grupo control sin tratamiento la reducción se calcula sobre el conteo inicial, de esta manera reemplaza al grupo control. R.C.H (%) = H.p.g día 15 - H.p.g día 0 x 100 H.p.g día 0 Si el valor que se obtiene se encuentra por debajo del 90% se interpreta como resistencia. El resultado debe considerarse como una estimación de la eficacia clínica de un principio activo, dado que la postura de huevos no suele tener correlación con la carga de parásitos. El T.R.C.H. muestra mayor eficiencia en géneros con alto potencial biótico y con correlación entre el número de huevos y nemátodes, debido a la patogenicidad y la oviposición. Por último, presenta una limitante, ya que detecta resistencia al principio activo cuando el 25% de los genes resistentes se expresan en los parásitos. Por último, se deben realizar coprocultivos en grupos de 4 a 5 muestras, tanto el día 0 como a los días post tratamiento para obtener información de posibles géneros 15

22 resistentes. Posteriormente se deben (Fiel, et.al 2011). identificar las larvas infectantes (L3) Descripción del caso: El trabajo se desarrolló en un establecimiento ubicado en el partido de Ayacucho, provincia de Buenos Aires (Figura 2). El mismo posee 1600 hectáreas de las cuales 700 se destinan a la agricultura, el resto se destina a cría y recría de las razas Aberdeen Angus, Hereford y cruzas de las mismas. El servicio es de otoño y primavera, con 800 vientres en servicio natural. En el 2014, se realizó recambio del personal. No se dispone de antecedentes en el establecimiento de los tratamientos previos con antiparasitarios. Al destete (12/3/2016) se administró antiparasitario a 500 terneros. A partir de los cuales se realizó un control post-tratamiento. En base a los resultados obtenidos se decidió el uso de antihelmínticos. Figura 2: Localización del establecimiento donde se atendió el caso. La secuencia de tratamientos y controles por h.p.g. se describe a continuación y se presentan en la Figura 3: 16

23 Al destete, el día 12/03/16 se administró el endectocida Ivermectina al 1% (Ivomec ), 1mg/50 kg de peso vivo, vía inyectable subcutánea. A los 16 días posteriores al tratamiento (28/03/16), se realizó un control tomando 9 muestras de materia fecal (Figura 3). Las mismas se realizaron al azar en el potrero donde se encontraban los animales. Los resultados del h.p.g se presentan en la Tabla 1. Se realizó la identificación del género Cooperia spp en el coprocultivo. Tabla 1: Resultados del h.p.g post-tratamiento a los 17 días de la administración de ivermectina al 1% (Ivomec ), 1mg/50 kg de peso vivo, vía inyectable subcutánea. Nº de animal h.p.g Promedio 87 17

24 En este caso no se decidió repetir el tratamiento antiparasitario, debido a que los animales se encontraban en buen estado y los conteos no eran alarmantes (a excepción de uno de ellos). A los 38 días del primer control (6/05/16), habiendo transcurrido 55 días a partir de la primera administración del antiparasitario, se realizó nuevamente un h.p.g. Los resultados de este nuevo control parasitológico se presentan en la Tabla 2. En esta oportunidad se detectó un recuento elevado de huevos y se decidió administrar un nuevo tratamiento antiparasitario con ricobendazole al 15% (Axilur 5cc) 3.75 mg/kg vía subcutánea. Tabla 2: Resultados del h.p.g a los 38 días del primer control. Nº de animal h.p.g Promedio

25 A los 20 días se realizó un nuevo control post administración de ricobendazole obteniendo los conteos, expresados en la Tabla 3. Al igual que los muestreos anteriores siguieron recolectándose de animales al azar. No se realizó coprocultivo. Tabla 3: Control de H.p.g pos ricobendazole a los 20 días de la administración. Nº de animal h.p.g Promedio

26 Día 0 Día 16 Día 55 Destete + tratamiento Control 1 h.p.g Control 2 h.p.g Tratam. RBZ T.R.C.H 75 días 2 grupos RBZ Control 3 h.p.g FBZ Figura 3: Esquema de tratamientos y controles antiparasitarios en el lote de recría del establecimiento bajo estudio. A partir de estos conteos del último control, superiores a 100 huevos/animal, se procedió a la realización de T.R.C.H con la conformación de dos (2) grupos de 15 animales cada uno. Al primer grupo se le administró ricobendazole al 15% (Axilur 5cc) 3.75 mg/kg vía subcutánea, al segundo grupo se le aplicó fenbendazole al 10% (Cyverm 10cc) 5 mg/kg vía oral. Al resto del rodeo se le administró Levamisol (Fosfamisol ) 22 mg/kg vía subcutánea. Al día 0 se realizó la toma de muestras de materia fecal y la administración de los antihelmínticos. Al día 15 solamente se procedió a la toma de muestras de materia fecal. Los valores de h.p.g. de todos los animales del ensayo se presentan en la Tabla 4. 20

27 Tabla 4: Resultados de los recuentos de huevos por gramo de los animales tratados con ricobendazol y fenbendazol. Resultados del coprocultivo al día 0 y a los 15 días post-tratamiento. Ricobendazole 15% Axilur Fenbendazole 10% Cyverm Nº de Día 0 Día 15 Nº de orden Día 0 Día 15 orden A partir de las muestras que tuvieron valores de h.p.g superiores a 100 se calculó el promedio de h.p.g y el % de eficacia clínica mediante el T.R.C.H. Asimismo, se realizó el coprocultivo de estas muestras para determinar el/los géneros parasitarios predominantes. Los resultados se presentan en la Tabla 5. 21

28 Tabla 5: Valores de h.p.g promedio, % de eficacia clínica y resultados del coprocultivo al día 0 y a los 15 días post-administración de ricobendazole 3.75 mg/kg vía SC y fenbendazole (5 mg/kg) vía oral. Ricobendazole Fenbendazole Día del tratamiento Promedio h.p.g % eficacia clínica 33, Coprocultivo 70% Cooperia spp. 30% Haemonchus spp. 100% Cooperia spp. 70% Cooperia spp. 30% Haemonchus spp. 100% Cooperia spp. Tras la administración de levamisole se obtuvo un 100 % de eficacia clínica. 22

29 Discusión: La observación de conteos de h.p.g. superiores a 100 luego de la administración de ricobendazole fue indicativa de una falla en el tratamiento. Esto podría haber sido consecuencia de una administración incorrecta por parte del personal del establecimiento o de resistencia de uno o varios géneros parasitarios a los diferentes antihelmínticos empleados. Los conteos negativos luego de la administración de levamisole podrían servir para descartar la hipótesis de una administración incorrecta. No se ha observado resistencia antihelmíntica a este fármaco en bovinos en nuestro país (RIEP, 2016 en prensa). La segunda hipótesis es confirmada debido al hallazgo del género Cooperia spp. luego de los tratamientos con los BZDs bajo estudio. Los resultados del T.R.C.H. señalan que tanto el ricobendazole (inyectable) como fenbendazole (oral) tuvieron una eficacia clínica menor al 90%, presentando un 33,8% y 56,1% respectivamente. Tales resultados están por debajo de los obtenidos por Mejía et. al, (2003) en Córdoba con un rango de 65 a 89% en el caso de fenbendazole y por encima de los obtenidos por Anziani et.al, (2004) en Santa Fé con menos del 15% de eficacia clínica para ricobendazol inyectable. Las observaciones realizadas en el presente trabajo estarían confirmando la presencia de resistencia a BZDs en el establecimiento bajo estudio. Luego de la administración oral, la mayor disponibilidad de los antihelmínticos a nivel intestinal explicaría la mayor eficacia frente a parásitos GI resistentes. Es decir, los parásitos se encuentran expuestos a mayores niveles de los fármacos administrados por vía enteral. Así, una mayor eficacia clínica frente a parásitos GI resistentes se observó luego de la administración de LM por vía oral en comparación con la administración SC (Lloberas et al., 2013). Los resultados del presente trabajo de Tesina guardan relación con estas observaciones previas. Tras la administración de fenbendazole por vía oral se obtuvo aproximadamente el doble de eficacia en comparación con el tratamiento SC con ricobendazole. La aparición de elevados conteos post-destete (primer control) podría indicar el desarrollo inicial de resistencia a la ivermectina. En el presente trabajo no se 23

30 pudo confirmar debido a que no se utilizó tal principio activo en el T.R.C.H. Sin embargo, esta presunción sería coincidente con lo observado en las dos primeras descripciones de resistencia antihelmíntica a la IVM en las provincias de Santa Fé y Buenos Aires (Anziani et.al, 2001; Fiel et.al 2001). En ambas, los antiparasitarios utilizados pertenecían a la familia de las avermectinas (ivermectina y doramectina). Posteriormente, en el sur de la provincia de Córdoba (Mejía et.al, 2003), a la necropsia de terneros tratados con ivermectina, se describió el género Cooperia oncophora. Tales resultados parecen indicar que esta especie de parásitos es la primera que aparece como resistente a las avermectinas en cría de bovinos. Para esclarecer definitivamente la situación de la resistencia en el establecimiento se debería recomendar un T.R.C.H., utilizando LM, BZDs y levamisole. Asimismo, este test se debería realizar en una época del año donde haya una distribución normal de géneros parasitarios. De manera tal, que la información obtenida para Cooperia spp. y Haemonchus spp. abarque también al resto de los géneros parasitarios, en especial Ostertagia spp. y Trichostrongylus spp. 24

31 Conclusiones: Los porcentajes de Eficacia Clínica, tanto del ricobendazole como del fenbendazole, fueron menores al 90% lo cual indica la ausencia de eficacia clínica sobre los parásitos intestinales. Se detectó resistencia del género Cooperia spp. a los Benzimidazoles (ricobendazole y fenbendazole). Ambos fármacos antihelmínticos resultaron eficaces frente a Haemonchus spp. 25

32 Bibliografía: 1. Anziani, O. y Guglielmone, A. (2007). Resistencia a los antiparasitarios. In: Larrea, M; Boggio, J. C (eds). Antimicrobianos y antiparasitarios en medicina veterinaria. Argentina, Buenos Aires, Anziani, O.S.; Guglielmone, A.A.; Zimmermann, G.; Vázquez, R. y Suarez, V.R. (2001). Avermectin resistance to Cooperia pectinata in cattle in Argentina. Vet. Rec. 149: Caracostantogolo, J; Anziani, O; Romero, J; Suárez, V; Fiel, C. (2013). Resistencia a los antihelmínticos en Argentina. In: Fiel, C; Nari, A (eds). Enfermedades parasitarias de importancia clínica y productiva en rumiantes. Fundamentos epidemiológicos para su prevención y control. Argentina, Buenos Aires, Fiel, C.A. (2005). Manual técnico: Antiparasitarios internos y endectocidas de bovinos y ovinos. 5. Fiel, C.A; Steffan, P.E; Ferreyra, D.A. (2011). Diagnóstico de las parasitosis más frecuentes en rumiantes: Técnicas de diagnóstico e interpretación de resultados. 6. Lloberas, M; Alvarez, Luis; Entrocasso,C; Virkel, G; Ballent, M; Mate, L; Lanusse, C; Lifschitz, A. (2013). Comparative tissue pharmacokinetics 26

33 and efficacy of moxidectin, abamectin and ivermectin in lambs infected with resistant nematodes: Impact of drug treatments on parasite P- glycoprotein expression. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance 3: Mejía, M. E., Fernández Igartúa, B.M., Schmidt, E.E. & Cabaret, J. (2003). Multispecies and multiple anthelmintic resistance on cattle nematodes in a farm in Argentina: the begining of high resistance?. Vet. Res. 34: Nari, A. y Fiel, C. (1994). Enfermedades Parasitarias de Importancia Económica en Bovinos. Ed.Hemisferio Sur.Argentina. 9. Steffan, P.E; Fiel, C.A; Ferreyra, D.A. (2012). Endoparásitos más frecuentes en los rumiantes en los sistemas pastoriles de producción. Aspectos básicos de consulta rápida. 10. Suárez, Víctor Humberto. (2005). Parásitos internos en la invernada bovina. Disponible en: / Torres Vásquez, P; Prada Sanmiguel, G. A; Márquez Lara, D. (2007). Resistencia antihelmíntica en los Nematodos Gastrointestinales del bovino. Revista de Medicina Veterinaria Nº 13:

34 12. Williamson, S; Storey, B.; Howell, S; Harper,K.; Kaplan, R. y Wolstenholme, A. (2011). Candidate anthelmintic resistanceassociated gene expression and sequence polymorphisms in a tripleresistant field isolate of Haemonchus contortus.mol. Biochem. Parasitol. 180: Lubega, y Prichard, R Beta-tubulin and benzimidazole resistance in the sheep nematode Haemonchus contortus. Mol: Bioch. Parasitol. 47(1): Njué, A; Hayashi, J; Kinne, L; Peng Feng, X y Prichard, R mutations in the extracelular domains of glutamate-gated chloride cannel a3 and b subunits from ivermectin-resistant Cooperia oncophora affect agonist sensitivity. J. of Neurochemistry, 89: