2,013. Manual de prácticas de Microbiología II. Elaboración Licda. Eyda Mendía de Campollo Licda. Ana Ester Barrientos

Transcripción

1 2,013 Manual de prácticas de Microbiología II Elaboración Licda. Eyda Mendía de Campollo Licda. Ana Ester Barrientos Revisión Licda. Ana Margarita Paz Morales de Ramírez (QB, MA) Licda. Isabel Cristina Gaitán Fernández (QB, MA) 1

2 REGLAMENTO GENERAL DE LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA II 1. El alumno deberá ingresar al laboratorio con equipo de seguridad: Bata blanca hasta la rodilla y de manga larga (con su respectivo nombre y el logo de la universidad bordado). Gafas de seguridad. 2. Para tener derecho a ingresar al laboratorio, el alumno debe entregar al inicio de cada práctica: - Cuaderno completo de laboratorio con los aspectos solicitados para la práctica. - Reporte de la práctica anterior. El laboratorio inicia puntualmente, no se permitirá el ingreso tarde bajo ninguna excusa. NO SE REPONDRÁ LABORATORIO POR NINGÚN MOTIVO 3. El alumno no podrá ingresar al laboratorio si: - Si tiene el cuaderno incompleto o hay evidencia de copia entre dos o más compañeros de laboratorio, de lo contrario tendrá inasistencia aunque haya firmado la lista de asistencia. 4. En el laboratorio está prohibido el ingreso de: - Celulares, localizadores, reproductores de música o cualquier otro artefacto (ipod, ipad, Laptops, tablets etc.) que pueda interferir con la atención del estudiante. - Comida y bebidas. - Gorras, suéteres o chumpas que no sean del uniforme. - Mochilas, bolsos, u otro accesorio que no sea requerido por el docente. Todas las pertenencias deberá dejarlas en el los casilleros de la entrada del área de laboratorio. 5. En las prácticas no se puede ingresar al laboratorio con uñas acrílicas, joyería. 6. Las personas con cabello largo deben recogerlo con una cola o gancho (no fleco). 7. El alumno es responsable del material que recibe, manteniéndolo limpio y en perfecto estado a lo largo de cada práctica. Deberá realizar una requisición del material antes de iniciar la práctica y al finalizar será revisado por las licenciadas a cargo. 2

3 8. En caso de que el estudiante dañe parcial o totalmente un material, deberá firmar un vale con su nombre, número de puesto, descripción del material dañado, fecha y firma, comprometiéndose a reponer el material durante las dos prácticas siguientes, de no hacerlo perderá el derecho a ingresar al laboratorio. NOTA: El estudiante deberá estar solvente al momento de realizar los exámenes parciales y el final de laboratorio. 9. Los alumnos serán responsables de dejar los reactivos cerrados y sin contaminar por otros, las mesas limpias y en orden, lo mismo que el equipo que sea utilizado durante la práctica. 10. Es necesario que cualquier persona que se encuentre dentro de las instalaciones del laboratorio se comporte de forma adecuada, cumpliendo con el reglamento y las normas de seguridad requeridas (Práctica No. 1). 3

4 ASPECTOS A EVALUAR 1. PLANIFICACION Generalidades para presentar el cuaderno El cuaderno debe ser: - De pasta dura, tamaño media carta de 80 hojas con líneas (no espiral). - Forrado con plástico sin color en particular. - Identificado en la primera hoja El cuaderno de laboratorio contiene las siguientes secciones: Sección Contenido Valor (pts) Indicar claramente el número, título y la fecha en que se Encabezado llevará a cabo la práctica de laboratorio. --- Objetivos Deberá de escribir los objetivos de cada práctica, para familiarizarse con el contenido que se espera aprender en 5 cada una de ellas. Diagrama de flujo Realizar una representación gráfica del procedimiento que se llevará a cabo en el laboratorio en forma clara y 10 resumida. Toxicidades/ Para todos los reactivos utilizados en la práctica deberá indicar en una tabla: Toxicidad por contacto en piel Toxicidad por contacto en ojos: Toxicidad por inhalación: Valores normales/ Toxicidad por ingestión: 5 Es de vital importancia incluir los efectos de exposición, forma de aplicar primeros auxilios y la forma adecuada de desecho. Si existen reactivos que se repitan en diferentes prácticas, deberá escribir esta información cada vez que éste se repita. Principio de la prueba Se describirá el principio inmunológico en el que se basa la reacción realizada durante la prueba de laboratorio Tablas de resultados y dibujo de observaciones Se realizarán las tablas que contengan la información generada durante la práctica, así como los dibujos que se consideren necesarios. Estos resultados servirán para realizar el informe de laboratorio. Para poderse retirar el alumno deberá presentarlos, y serán sellados por el instructor Se calificará el orden, legibilidad de la escritura, limpieza y Presentación que el cuaderno esté al día. Nota total del cuaderno de laboratorio pts NOTA: No puede usarse el mismo cuaderno de laboratorio para dos cursos simultáneos. 4

5 Debe escribir con lapicero azul o negro y con letra legible, los dibujos deben de pintarse y describirse según se indique en cada práctica. El cuaderno se calificará al iniciar cada práctica de laboratorio. 2. DESARROLLO DE LA PRÁCTICA DE LABORATORIO Antes de poder realizar cualquier trabajo dentro del laboratorio, el estudiante deberá demostrar fehacientemente que tiene el conocimiento necesario para poder llevar a cabo la práctica. Para ello se realizará un examen corto al inicio de cada práctica. Durante el desarrollo de la práctica el docente evaluará los siguientes aspectos: atención, orden, limpieza y capacidad y disposición para seguir instrucciones. Las faltas graves, especialmente las que puedan poner en riesgo la salud y seguridad de los demás, puede ameritar el retiro temporal o definitivo de un estudiante, teniendo cero en la práctica completa. Toda expulsión del laboratorio es contada como inasistencia, aunque el estudiante ya haya firmado la lista de asistencia. El examen corto será sobre el contenido de la práctica y tendrá un valor de 30 puntos. 3. REPORTE DE LABORATORIO La principal forma de evaluación del trabajo hecho durante el laboratorio, así como la comprensión obtenida después de realizada la práctica, es el reporte de laboratorio. En él se evidencia el nivel de comprensión y la calidad de trabajo realizado por el estudiante. Es necesario que muestre tanto una buena redacción como una buena ortografía. Como futuros profesionales de las ciencias médicas, es importante que los estudiantes ejerciten y mejoren su habilidad de redacción de informes, ya que es parte de la formación de todo profesional. Generalidades para presentar el Reporte: Hojas tamaño carta impresas en dúplex Letra tipo Arial, tamaño 11 a espacio cerrado (1,0) 5

6 El reporte de laboratorio incluye las siguientes secciones: Sección Contenido Valor (pts) Debe mostrar toda la información de identificación del estudiante y de la práctica. Encabezado Resumen Marco Teórico Resultados Discusión de Resultados Conclusiones REPORTE No. X Fecha de entrega NOMBRE DE LA PRÁCTICA Nombre y Apellido, carné, sección y número de puesto. Debe expresar en forma clara y breve los objetivos, así como los resultados y conclusiones más importantes de la práctica, deberá redactarse en tiempo pasado e impersonal. Máximo 10 líneas. Se deberá buscar información relacionada al tema de la práctica, el cual servirá también para reforzar el conocimiento adquirido durante la misma. Deberá de tener por lo menos dos páginas y no exceder de 3 Se solicita que esta sección se presente en cuadros tabulados de fácil lectura, a manera que la interpretación sea de fácil entendimiento para cualquier otra persona que no haya estado en el desarrollo de la práctica. Cada cuadro debe tener número, título que lo describa y fuente de donde se obtuvo la información. NO se aceptan datos, cálculos y resultados escritos a mano. De presentarlos así, se calificará con un cero esa sección. En el caso de realizar dibujos estos deben de estar descritos, pintados y señalados en caso de que en cada uno hayan distintas estructuras Es un análisis e interpretación de los resultados obtenidos, contrastando con lo descrito en la teoría. El estudiante puede poner en práctica el aprendizaje que haya obtenido. Debe explicar su experimento en base al principio químico estudiado, utilizando un lenguaje técnico-científico y redacción adecuada. Además, debe discutir sobre las posibles fuentes de error involucradas en la práctica y posibles formas de mejorar la ejecución y rendimiento de la misma. Responden a los objetivos y se derivan de los resultados obtenidos, no deben ser muy extensas. Como regla, no se puede concluir teoría ni aspectos que no hayan sido incluidos en la discusión. Deberán colocar por lo menos 3 conclusiones

7 Responder las interrogantes planteadas al final de Cuestionario cada práctica en el manual de laboratorio. 5 Referencias Presentar según los lineamientos del curso de Metodología de la Investigación. 5 Nota total del reporte de laboratorio 50 NOTA: Algunas secciones no tienen valor asignado, ya que su presencia no agrega puntos, sin embargo su ausencia sí resta puntos de la nota del reporte de laboratorio. Los estudiantes que no lleguen al día de la lectura de los cultivos, NO podrán entregar reporte, aunque hayan elaborado otras partes de la práctica. OBSERVACIONES IMPORTANTES El reporte de laboratorio debe ser entregado en el periodo de laboratorio de la siguiente práctica. No se calificarán reportes sin nombre. No se recibirán reportes parcial o totalmente escritos A MANO. No se recibirán reportes tardíos ni en formatos electrónicos (correo electrónico o traslado por USB). El reporte debe entregarse engrapado (no clips). Toda aquella persona que se haya ausentado o haya sido retirada por cualquier motivo de una práctica, NO TIENE DERECHO a entregar el informe respectivo, sin importar si la falta haya sido justificada. Sin embargo, esto no quiere decir que el alumno se libere de la evaluación del tema de la práctica durante las pruebas parciales y final del laboratorio. Los reportes se corregirán y devolverán en la semana siguiente a la entrega del mismo. Si algún alumno tiene cualquier duda o reclamo sobre la forma en que se ha calificado su reporte, debe hablar con su instructor DENTRO DE LA PRIMERA SEMANA después de haberlo recibido corregido NO AL FINAL DEL SEMESTRE. No se aceptarán reclamos posteriores. IMPORTANTE: Se tomará como falta grave (nota 0) cualquier indicio de plagio: - Reproducción no autorizada de una publicación, palabra por palabra, incluyendo internet), - Copia total o parcial del contenido del reporte por parte de dos o más alumnos (la sanción aplica a todos los estudiantes involucrados). Todo caso quedará documentado, y una reincidencia puede significar el retiro definitivo del laboratorio. 7

8 DISTRIBUCIÓN DE LA ZONA DE LABORATORIO Rubro a evaluar Punteo Prácticas de laboratorio y hojas de trabajo 15 Examen final de laboratorio (incluye todo el contenido estudiado en el laboratorio) 5 Trabajo en grupo sobre inmunopatología y diagnóstico de enfermedades inmunes 5 Total nota de Laboratorio 25 - Rubro a evaluar por práctica Punteo neto Porcentaje Examen - Corto % Cuaderno % Reporte % - Total Práctica Individual % 8

9 CALENDARIZACIÓN DE PRÁCTICAS No. Nombre Fecha Información general 3 de julio Normas del laboratorio 1. Bioseguridad. 10 de julio Uso del microscopio y estereoscopio 2. Microfilarias y Nemátodos tisulares. 17 de julio Identificación de Nemátodos adultos 3. Nemátodos Intestinales. Examen de heces en fresco 24 de julio 4. Protozoos intestinales, flagelados y del grupo 31 de julio Apicomplexa. Tinciones especiales para quistes de amebas 5. Protozoos sanguíneos y tisulares. 7 de agosto Tinción de Giemsa para protozoos sanguíneos y tisulares. Primeros exámenes parciales de agosto 6. Análisis de casos clínicos 21 de agosto 7. Artrópodos. Extracción e identificación de ácaros en polvo doméstico 28 de agosto 8. Micotoxinas, Micotoxicosis, Micosis superficiales, 4 de septiembre Micosis cutáneas y subcutáneas Identificación de Hongos de polvo doméstico 9. Micosis Sistémicas y Oportunistas. 11 de septiembre Observación y cultivo de hongos levaduriformes 10. Micosis 18 de septiembre Hongos causales de micosis 11. Cultivo de virus en tejido 25 de septiembre 12. Hepatitis viral 2 de octubre Virus hepatotóxicos Segundos exámenes parciales 7-11 de octubre 13. Virus de Hepatitis A, B, C, D, E y G. 16 de octubre Diagnóstico rápido in Vitro para Detección cualitativa de anticuerpos IgM contra El virus de hepatitis A 14. Análisis de casos clínicos 23 de octubre Repaso 30 de octubre 15. Examen final de laboratorio 8 de noviembre 9

10 INDICE Página Práctica 1. Bioseguridad. Uso del microscopio y estereoscopio Práctica 2. Microfilarias y Nemátodos tisulares. Identificación de Nemátodos adultos Práctica 3. Nemátodos Intestinales. Examen de heces en fresco Práctica 4. Protozoos intestinales, flagelados y del grupo Apicomplexa. Tinciones especiales para quistes de amebas Práctica 5. Protozoos sanguíneos y tisulares. Tinción de Giemsa para protozoos sanguíneos y tisulares Práctica 6. Análisis de casos clínicos 35 Práctica 7. Artrópodos. Extracción e identificación de ácaros en polvo doméstico 39 Práctica 8. Micotoxinas, Micotoxicosis, Micosis cutáneas y subcutáneas Identificación de Hongos de polvo doméstico Micosis superficiales, 43 Práctica 9. Micosis Sistémicas y Oportunistas. Observación y cultivo de hongos levaduriformes Práctica 10. Micosis Hongos causales de micosis Práctica 11. Cultivo de virus en tejido 58 Práctica 12. Hepatitis viral Virus hepatotóxicos Práctica 13. Virus de Hepatitis A, B, C, D, E y G. Diagnóstico rápido in Vitro para Detección cualitativa de anticuerpos IgM contra El virus de hepatitis A Práctica 14. Análisis de casos clínicos 68 10

11 NORMAS DE BIOSEGURIDAD Y BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO USO ADECUADO DE EQUIPO OPTICO Practica 1 1. Introducción Bioseguridad Es el conjunto de medidas preventivas destinadas a reducir o eliminar los riesgos por agentes biológicos, físicos o químicos a que se expone el personal así como a proteger la comunidad y al medio ambiente. Buenas Prácticas de Laboratorio o GPL (Good laboratory practices) Son una buena herramienta de apoyo para la ejecución del trabajo rutinario en el laboratorio. El Microscopio Es un instrumento hecho a base de lentes que ha permitido a los hombres poder llevar a cabo estudios en aquellos individuos y células que no pueden verse a simple vista. La microscopia data del siglo XVI, aunque antes de esa fecha se sospechaba de la existencia de criaturas que no podían ser observadas a simple vista. Es imprescindible además familiarizarse con los equipos e insumos de trabajo, para el cumplimiento de las Normas de bioseguridad y para la implementación de las buenas normas de trabajo. 2. Objetivos Que el estudiante: Conozca las normas de bioseguridad y sus implicaciones en el desempeño del trabajo del laboratorio. Se familiarice con el desarrollo y cumplimiento de las normas de bioseguridad, y asi garantizar y la de sus compañeros. Aprenda a trabajar en forma disciplinada, ordenada y con mucha limpieza dentro del laboratorio. Se familiarice con el uso de microscopio y estereoscopio. 11

12 3. Alcance Universidad Mariano Gálvez En esta práctica el estudiante aprenderá los conceptos fundamentales del sistema de bioseguridad y la importancia que tiene dentro del trabajo del laboratorio además de su aplicación en el que hacer del trabajo profesional. El estudiante se familiarizara con la ejecución y cumplimiento de buenas prácticas de laboratorio y aprenda con propiedad la ejecución de buenas prácticas, especialmente en el área de microbiología. En esta práctica el estudiante aprenderá el uso adecuado del microscopio y estereoscopio su importancia dentro del campo de la investigación. 4. Antecedentes Los laboratorios de Microbiología constituyen un medio ambiente de trabajo especial, generalmente unico, que puede presentar riesgo de enfermedades infecciosas identificables para las personas que se encuentran en o cerca de ellos. Durante todo el transcurso de la historia de la Microbiología, las infecciones se han contraído en el laboratorio. Las GPL surgieron con el objetivo de disminuir los accidentes e incidentes en el laboratorio y de mejorar el manejo de los datos generados en el área de trabajo. Hooke y Malpigui, emplearon lentes simples en el estudio de características estructurales de ciertos microobjetos. En 1664, Hooke describió las estructuras de los mohos. Pero la persona que vio con cierto detalle los microorganismos fue un holandés aficionado de nombre Antón Van Leeuwenthoek, quien utilizo los microscopios simples, realizados por el mismo. Entre 1673 y 1716 Leeuwenthoek, fabrico lentes compuestos y a partir del siglo XIX, el microscopio fue perfeccionando, haciéndolo cada vez más sofisticado, hasta llegar a la actualidad, con el microscopio electrónico. 5. Materiales y equipo Bolsas plásticas rojas y blancas Computadoras Estereoscopio Microscopio Pizetas con Alcohol al 70% Pizetas con cloro al 5% Torundas de algodón 6. Procedimiento PARTE A Normas de Bioseguridad Escuche con atención la presentación de normas de bioseguridad, dentro del laboratorio de Microbiología. Anote la información que crea necesario 12

13 NORMAS GENERALES Las siguientes normas serán observadas dentro de los laboratorios de enseñanza o investigación según apliquen: No se permite: Fumar, comer o ingerir bebidas, manipular lentes de contacto y aplicarse cosméticos. Uso de beepers, celulares y walkman. Presencia de personas ajenas al laboratorio. Juegos de mano ni el uso de vocabulario indebido. Salir del laboratorio sin autorización una vez haya comenzado el trabajo. Presencia de bolsones o mochilas. REGLAS DE SEGURIDAD EN LOS LABORATORIOS Las siguientes reglas de seguridad se observan en todos los laboratorios: Es obligatorio el uso de una bata de laboratorio para prevenir contaminación y para protegerlo de algún tipo de accidente como: salpicaduras de tintes o reactivos químicos. Mantenerla abotonada. Ningún estudiante con bata será admitido en el laboratorio. Se usaran gafas de seguridad y guantes cuando serán requeridos. Por razones de seguridad se prohíbe el uso de pantalones cortos y/o faldas cortas. Tampoco se permitirá el uso de camisitas o blusas de manguillos o blusas que muestren en abdomen. Los zapatos se usaran cerrados, no se permiten sandalias. El pelo largo debe mantenerlo recogido siempre. No se permite el uso de gorras. En aquellos laboratorios donde se utilizan bacterias, hongos o virus deben observarse las siguientes reglas: Todos los cultivos serán manejados como patógenos potenciales, entiéndase organismos causantes de enfermedades. Los cultivos deben cargarse y mantenerse en gradillas. Si se derrama algún cultivo en la mesa, piso o encima de su ropa, deberá notificarlo inmediatamente a su instructor, profesor o técnico de laboratorio. Nunca deberá pipetear con la boca. Deberán conocer la ubicación y uso de los equipos de seguridad tales como: manta, extinguidores, botiquín de primeros auxilios, etc. De igual forma, deberán conocer la ubicación de las salidas de emergencia y escaleras. 13

14 Deberá rotular e identificar debidamente todos los materiales o cultivos que utilice en los laboratorios. No deberá manipular ninguna cristalería mojada, excepto cuando se está ayudando a lavar la misma. Si tuviese que colocar algún tapón, ya sea de goma, corcho o cristal en un envase de cristal, se recomienda lubricarlo previamente. Al colocar pipetas en los pipeteadores, recuerde no forzarlas para evitar que se rompan. No se debe abrir las llaves de gas, vacío o de agua si no las va a utilizar. Será responsabilidad del estudiante, el leer con anterioridad los laboratorios para que se informe sobre el manejo del equipo, substancias y procedimientos que se utilizara. Una vez comenzado el laboratorio, mantenerse atento a los procedimientos y seguir instrucciones. Tome todas las precauciones necesarias para evitar accidentes. En caso de que estos ocurran, infórmelo inmediatamente al instructor. De surgir alguna emergencia (fuego, escape de gas, etc.) deberá abandonar el laboratorio a la mayor brevedad posible en estricto orden. Todo desperdicio sólido o líquido (materiales insolubles, trozos de vidrio, etc.), deberán desecharse en los envases apropiados. El instructor le indicara que se considera material biohazard y como se desechara. Mantener despejadas las mesas de trabajo y pasillos entre las mesas. El laboratorio tendrá un área designada para dejar los bultos o mochilas. Al terminar el laboratorio deberá limpiar su área de trabajo (con desinfectante si ha trabajado con algún microorganismo). Deben lavarse las manos con agua y jabón antes de comenzar el laboratorio y después de terminar el mismo. si posee alguna condición de salud, impedimento y/o embarazo, favor notificarlo al profesor o instructor desde el primer día. Los instructores no deben abandonar el laboratorio mientras permanezcan estudiantes de su sección en el mismo. Se prohíbe la manipulación de equipo (autoclave, gabinetes bacteriológicos, etc.) sin la debida autorización. No se permite la permanencia de ningún estudiante trabajando sin la supervisión en el laboratorio y fuera de horas laborales. Si tuviese que hacerlo, asegúrese de que un instructor, profesor o personal técnico lo acompañe. Todos los laboratorios deberán tener en un lugar visible y accesible las hojas de seguridad (Material Safety Data Sheet) 14

15 PARTE B. Buenas prácticas de laboratorio Practique la ejecución de buenas prácticas de laboratorio, con los materiales proporcionados para el efecto. Anote en su cuaderno detalladamente cada una de las buenas prácticas. BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO Acceso al laboratorio limitado Manejo seguro de objetos punzo cortantes. Procedimiento realizado con precaución, para minimizar la creación de salpicaduras o aerosoles. La superficie de trabajo se descontamina como mínimo dos veces. (al inicio y al final de la jornada de trabajo). Todos los cultivos, muestras, y otros materiales ya utilizados, que se consideren como desecho, deben ser descontaminados antes de ser desechados fuera del laboratorio. USO DEL MICROSCOPIO PARTE B Para transportar el microscopio de un lugar a otro, utilice ambas manos, sujételo por el soporte con una mano y sostenga la base con la palma de la otra mano, llevándolo siempre en posición vertical. Verifique que el microscopio este en el lugar correcto. Asegúrese que el objetivo de menor aumento, este en posición para observar sobre la platina. Si no está haga girar el revólver, haga descender la platina hasta el máximo y mueva el tornillo micrométrico, para bajar el tubo del microscopio hacia la platina lentamente. Conecte la fuente de luz, observe a través del ocular, hasta observar el circulo de luz sin sobra (abra y cierre el diafragma si es necesario) Anote las partes del microscopio y su función (en el cuaderno de trabajo ayudado con un dibujo). PARTE C Con sus compañeros de mesa, prepare una presentación de máximo 5 diapositivas donde describa según el tema que se le asigne. Tendrá 45 minutos para realizar el trabajo y 5 minutos para presentarlo. 15

16 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Procure dejar el microscopio en el mismo sitio. Economice la vida de la lámpara, asegurándose de ejecutar la iluminación correcta. No permita que ácidos, líquidos o aceites ensucien el microscopio. Nunca utilice lentes de mayor aumento, sin cubrir la preparación con un cubre objeto. Nunca deje el objetivo de inmersión lleno de aceite. Use papel limpia lentes, con movimientos suaves y circulares para limpiarlos luego de usarlo. 8. Formato de presentación de resultados Realice la presentación en Power point de los tipos de laboratorio y las especificaciones de cada uno 9. Cuestionario: a. Qué procedimiento de eliminación debe de llevar el material infectocontagioso después de haber sido colocado en las bolsas rojas? b. Mencione por lo menos tres materiales que se descartan en: c. Defina: Bolsas rojas Bolsas blancas Bolsas negras Descartados de punzocortantes Laboratorio de Bioseguridad 1 Laboratorio de Bioseguridad 2 Laboratorio de Bioseguridad 3 Laboratorio de Bioseguridad 4 d. Explique, Qué hacer en caso de contacto de la piel, mucosas y ojos con material infeccioso? 10. Bibliografía de referencia Jonathan Y, Richmond. Seguridad en el laboratorio de Microbiología y Biomédica. 1ra Edición en español. CDC Atlanta Georgia. Pág.: 1-4 y

17 Lobos R y J García M. Procedimientos y Técnicas de Laboratorio. Volumen 1. Microbiología general. Editorial Universitaria. San Francisco. Santiago de Chile

18 IDENTIFICACION DE HELMINTOS ADULTOS Practica 2 1. Introducción Los helmintos comúnmente llamados gusanos o lombrices, son seres multicelulares o metazoarios, ampliamente distribuidos en la naturaleza. Muchos de ellos viven libremente y otros se han adaptado a llevar vida parasitaria en vegetales, animales o en el hombre. Existe similitud aparente entre los gusanos de vida libre y los parásitos, pero realmente hay grandes diferencias entre ellos, adquiridas a través de los siglos. 2. Objetivos Que el estudiante: Aprenda de forma práctica, la clasificación correcta de los parásitos. Que aprenda a reconocer la morfología de los helmintos adultos. Que aprenda la diferencia que existe entre cada uno de los géneros o especies de un mismo Phylum. 3. Alcance En esta práctica el estudiante obtendrá una formación completa sobre la clasificación de los parásitos, especialmente sobre los Helmintos, su conocimiento del ciclo de vida y su diferenciación con los diferentes hospederos. 4. Antecedentes El parasitismo, se estableció de manera progresiva, cuando diferentes helmintos encontraban huéspedes apropiados en los que podían alimentarse y alojarse. Esta adaptación fue dando origen a cambios en los agentes invasores, hasta llegar a constituir especies diferentes, morfológicas y fisiológicamente distintas de sus predecesores. Los Helmintos parásitos, tienen tal grado de especialización que algunos no pueden vivir sino en ciertos huéspedes y en ellos presentan localizaciones determinadas. Otros no son tan específicos en la selección de sus huéspedes y el hombre puede adquirirlos de los animales. 18

19 5. Materiales y equipo Estereoscopio Computadora Sistema de Internet Hojas de trabajo Papel limpia lentes Alcohol al 70% (5 ml/a) Cloro al 5% (25 ml/muestra desconocida) Papel mayordomo Torundas de algodón (1/A) Bolsas para descarte de basura (dos / practica) 6. Procedimiento PARTE I. Observación directa de los adultos Para este punto trabaje con la Ficha Técnica de parasicología: Vea detenidamente los gusanos y anote la descripción completa del mismo, en el espacio creado para el efecto, en su ficha técnica de parasicología. Tome en cuenta los siguientes aspectos para sus observación o o o o Forma, cuerpo, cola y cabeza. Color Grosor Longitud Trabaje especialmente con los siguientes adultos: o o o o o o o Ascaris lumbricoides Trichuris trichiura Enterobius vermiculares Hymenolepsis nana Taenia saginata o Taenia solium Ancylostoma duodenale Necator americanus PARTE II. Complemento de la Ficha Técnica Para complementar toda la información que se solicita en la Ficha Técnica: Atienda las instrucciones de su catedrático Trabaje con ayuda de internet. Llene las casillas solicitadas. Y haga los esquemas correspondientes. 19

20 Debe de llevar CINCO (5) fichas técnicas para trabajar en el laboratorio 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad No destape los frascos que contiene los gusanos. Después de la observación y análisis de los adultos, LAVESE muy bien las manos antes de realizar otro tipo de procedimiento en el laboratorio. Descarte todo material contaminado que no sea residuo anatómico en las bolsas rojas. No dejar por ningún motivo material contaminado en lugares que no correspondan al área de trabajo. NINGUN EQUIPO DE PROTECCION SUSTITUYE EL CUIDADO, ORDEN Y PRECAUCION QUE DEBE TENER AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Formato de presentación de resultados Trabaje ton la Ficha Técnica de Parasitología (Anexo) 9. Bibliografía de Referencia Macalupù s Procedimientos de laboratorio. Editorial impresora Amarilys e.i.r.l Lima Perú. Kaminisky, R Manual de Parasitología 2da. Edición. Editorial Rossany Auceda Tegucigalpa Honduras. 20

21 PARASITOLOGIA FICHA TECNICA Nombre: Carné: Philum Clase: Orden: Género o especie: Nombre vulgar: Hospederos definitivos Ubicación preferente en el hospedero Hospedero intermedios Imagen del huevo Distribución geográfica Descripción del adulto: Ciclo biológico (descripción) Ciclo biológico (Imagen) Cuadro clínico Diagnóstico Tratamiento Prevención y control 21

22 EXAMEN EN FRESCO DE HECES Y PRESENCIA DE HUEVOS Practica 3 1. Introducción Examen macroscópico Es importante determinar la consistencia de las heces fecales y clasificarlas en líquidas, blandas o duras, así como el color puede tener un significado patológico (Ejemplo: negro en melena). Debe observarse la presencia de moco, sangre, restos alimenticios o parásitos adultos. Para la identificación de estos últimos, puede ser necesario utilizar coloraciones o reactivos especiales. Examen microscópico En este tipo de examen, se trata especialmente de identificar ciertas estructuras: Leucocitos Eritrocitos Cristales de Charcot-Leyden Restos alimenticios de origen vegetal y de origen animal Levaduras Bacterias Huevos de helmintos 2. Objetivos Que el estudiante: Comprenda las ventajas que aporta un adecuado examen de heces y su aporte para la confirmación diagnóstica del paciente. Desarrolle habilidad en la identificación de los diferentes huevos de helmintos. Complete la información teórica con la práctica con el apoyo del laboratorio. 3. Alcance En esta práctica el estudiante obtendrá una idea completa de la morfología de los diferentes huevos de helmintos, para su correcta identificación. 22

23 4. Antecedentes Universidad Mariano Gálvez Las enfermedades parasitarias contribuyen en forma importante a los problemas médicos, económicos y sociales en el ámbito mundial. Su transmisión está condicionada con frecuencia por las condiciones sanitarias, socio-culturales, entre otros. Factores ambientales (altitud, clima, ríos, etc.), al igual que el suministro de agua segura, desempeñan un rol importante en la transmisión de parásitos, convirtiendo esto en un problema de salud pública. En el examen de heces, es muy valioso determinar la presencia de estructuras para la identificación correcta de la patología: Leucocitos: estas células en materia fecal generalmente se encuentran asociadas a moco y se encuentran en diferentes enfermedades intestinales. Predominan en infecciones bacterianas (shigelosis, salmonelosis, excepto Fiebre tifoidea y colitis invasiva por E. coli. Estas células pueden ser identificadas con la coloración de azul de metileno. Eritrocitos: se observan cuando hay hemorragias de colon, hemorroides y fisuras sangrantes. Cristales de Charcot-Leyden: se originan de productos de la degradación de los eosinófilos y se asocian a procesos como parasitosis de tipo helmíntico. Restos alimenticios de origen vegetal: los almidones son frecuentes y se observan como gránulos de forma y tamaño irregular. Son fácilmente identificables, porque en las preparaciones de lugol toman color rojo, azul violeta, según el grado de digestión que hayan sufrido. Restos alimenticios de origen animal: son principalmente fibras y grasas musculares. Las primeras se observan como rectángulos amarillos con estrías transversales y las segundas en forma de gota de diferentes tamaños, transparentes o amarillentas. Células de descamación y cristales: Se pueden observar en el examen coprológico pero no tienen significado especial. Técnica de Kato kat En 1954, Kato y Miura introdujeron el frote grueso para examen de heces. Fue mejorado, evaluado y adoptado en programas de control de parásitos intestinales en Japón. Es un método el cual fue dado a conocer en 1963 por la Organización Mundial de la Salud en reunión de expertos para el control de geohelmintiasis. El método se basa en aclarar con una solución de glicerina un frote grueso de heces sin diluir. Los huevos de algunos helmintos se aclaran más lentamente, por lo que se destacan fácilmente en las heces aclaradas. Ventajas del método: Las heces no están diluídas. 23

24 Desventajas Universidad Mariano Gálvez Con la cantidad de heces conocida, las cuentas de huevos son estandarizadas y comparables. Facilita la observación de grandes cantidades de muestra Facilita su transporte Permite una fácil observación. No se pueden utilizar heces líquidas No permite observar larvas No permite observar protozoos 5. Materiales y equipo Alcohol al 70% Aplicadores de madera Beakers con cloro para descarte Bolsas para descarte de basura Cloro al 5% Cubreobjetos limpios Frascos con muestra desconocida Guantes Lentes de protección Marcador indeleble para vidrio Microscopio compuesto Papel limpia lentes Papel mayordomo Papel tornasol Pipetas pasteur estériles Portaobjetos limpios y desgrasados Solución de lugol Solución salina al 0.85% Torundas de algodón Tubos con tapa de rosca con solución salina estéril (2 ml) Solución de Kato: (Glicerina 500 ml, H20 destilada 450 ml, verde de malaquita 3% 6 ml de H20 destilada) Papel celofán 6. Procedimiento PARTE I. Observación directa de la muestra Tome nota de las siguientes características de las heces: Forma (formada, semi formada, pastosa, líquida) Color (café, marrón, amarilla, verde, pardo, etc.) Presencia de restos alimenticios, moco o sangre 24

25 PARTE II. Determinación de ph Universidad Mariano Gálvez Rotule una lámina o portaobjetos limpio, con el número correspondiente a la muestra. Tome un trozo de papel tornasol (ph), y colóquelo sobre el portaobjetos. Extraiga una pequeña porción de muestra con un aplicador de madera y deposítela sobre un trozo de papel ph, espere unos 20 segundos y observe el cambio de color en la superficie del papel. Anote el ph dependiendo de la lectura en la escala de colores. Reporte: ph ácido rango de ph neutro.7.0 (EXACTO) ph alcalino rango de PARTE III. Preparación de frotis Prepare otra lámina portaobjetos con la numeración que corresponde, respecto a su muestra de trabajo. Prepare una cámara húmeda (caja de petri, con algodón humedecido con agua destilada). Deposite una gota del solución salina en la parte central de la lámina ya numerada. Destape con precaución el recipiente que contiene la muestra. Extraiga una pequeñísima parte o porción de la muestra con la ayuda de un aplicador de madera y deposítela sobre la gota solución salina que contiene la lámina, previamente preparada. Posteriormente, haga unos círculos sobre la lámina, con la ayuda del aplicador que contiene la muestra. Coloque con cuidado el cubre objetos, procurando no dejar burbujas de aire. Coloque la preparación dentro de la cámara húmeda. Prepare una segunda lámina desde el punto 1 al 7, utilizando colorante de lugol. PARTE IV. Conteo de huevos (Técnica de Kato Kat) Se corta el papel celofán en pequeños rectángulos de 25X40mm. En un frasco ámbar se coloca la solución de Kato, se introducen los cortes de celofán. Se depositan por un tiempo mínimo de 24 horas antes de ser usados. Colocar en porta-objeto mg de heces (±grano de arroz) o se utiliza el molde que mide aproximadamente esta cantidad. 25

26 Tomar un trozo de papel celofán humedecido en solución de Kato y se escurre en papel absorbente para quitar el exceso. Invertir la preparación sobre la superficie plana y hacerle presión con el dedo, hasta que la muestra se extienda hasta mm que no salga de los bordes del papel. Secar y clarificar a temperatura ambiente minutos ó con una lámpara de 50W a una distancia de cm por 15 minutos. Examinar y reportar sus resultados. PARTE V. Observación al microscopio Coloque la lámina preparada con solución salina en la platina del microscopio, observe en seco débil (10x) y luego en seco fuerte (40x) buscando huevos de los parásitos. Esquematice las observaciones. Con la segunda lámina, proceda de la misma forma que con la anterior. Vea al microscopio y esquematice. Reporte otras estructuras cuando estén presentes. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. Todo el material empleado en las prácticas microbiológicas se descarta en las bolsas rojas. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. NINGÚN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDADO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIANTE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Cuestionario a. A qué Reino, sub reino y Phylum pertenecen los huevos de los parásitos observados? b. Qué diferencia encuentra entre la preparación con solución salina y la preparación con lugol? c. Cuál es la utilidad de la técnica de Kato Kat? 26

27 d. Investigue las características de los huevos observados en el siguiente cuadro Nombre del parásito Tamaño Forma Envoltura Contenido Fotografía del huevo Ascaris lumbricoides Ancylostoma duodenale Enterobius vermicularis Hymenolepis nana Trichuris trichura Taenia solium o Taenia saginata 9. Formato de presentación de resultados Esquematice las observaciones realizadas de cada una de las láminas Conteste el cuestionario y realice la investigación. 10. Bibliografía de referencia Macalupu S Procedimientos de Laboratorio Edición Unica. Editorial Impresora Amarilys e.i.r.l. Lima, Perú. Kaminsky R Manual de Parasitología. 2 Edición. Editorial Rossany Auceda Tegucigalpa, Honduras. Kaminsky R. Método de Kato y modificación Katz Komiya Y & Kobayashi A. Evaluation of Kato s thick smear technic with a cellophane cover for helminth eggs in feces. Jap J Parasitol 1966; 19: Martin LK & Beaver PC. Evaluation of Kato thick smear technique for quantitative diagnosis of helminth infections. Am J Trop Med Hyg 1968; 17:

28 TINCIONES ESPECIALES PARA QUIESTES DE AMEBAS Practica 4 1. Introducción Los protozoos son organismo unicelulares del reino animal, unos son de vida libre y otros son parásitos de animales y plantas. Son microscópicos y se localizan en diferentes tejidos. Algunos son inofensivos, otros producen daños importantes que trastornan las funciones vitales causando enfermedad y en ciertos casos la muerte del huésped. 2. Objetivos Que el estudiante: Comprenda la importancia de la realización de un adecuado diagnóstico. Desarrolle habilidad en la identificación de los quistes de diferentes amebas. Obtenga una información integral del tema de los protozoos. 3. Alcance En esta práctica el estudiante obtendrá una idea completa de la morfología de los quistes de las diferentes amebas humanas y su correcta identificación. 4. Antecedentes La amebiasis es una infección producida por Entamoeba histolytica, especie parasitaria del hombre, que puede vivir como comensal en el intestino grueso, invadir la mucosa intestinal produciendo ulceraciones y tener localización extraintestinales. Esta afección, se conoce desde hace más de cien años. Lambel en 1859, descubrió en un niño de Praga, quien murió con un cuadro diarreico, la presencia de un protozoo con seudópodos y no se le dio importancia. No fue hasta en 1875, cuando Losch en San Petersburgo, descubrió, que la diarrea de un campesino era a causa de un microorganismo móvil, que poseía ecto y endoplasma y contenía glóbulos rojos y le llamo Amoeba coli y así, con el paso del tiempo, se ha llegado a 1,924 cuando se logró cultivar con éxito E. histolytica en un medio artificial a base de huevo. 5. Materiales y equipo Alcohol al 70% (5.0 ml/a) Alcohol-acido Aplicadores de madera Azul de metileno 28

29 Beackers con cloro (1 por mesa con 20 ml de cloro) Bolsas para descarte de basura Caja de petri de vidrio Carbol fucsina Colorantes: Lugol y MIF Cubreobjetos limpios Formalina (Fijador) Frascos con muestra desconocida Goteros Guantes de látex Lentes de protección Marcador indeleble para vidrio Mechero de alcohol Microscopio compuesto Muestra de agua desconocida Papel limpia lentes Papel mayordomo Perilla pequeña, de goma Pipetas pasteur estériles Portaobjetos limpios y desgrasados (4 / A) Torundas de algodón Varillas de vidrio para colocación 6. Procedimiento PARTE I. Preparación de Frotis de Muestra De Agua Limpie una lámina porta objetos y rotúlela como muestra. Tomo un 1ml de agua y trasládela a un tubo ependorf. Centrifugue por dos minutos Descarte el sobrenadante Con ayuda de una pipeta Pasteur, tome una gota del sedimento y deposítelo en la lámina ya rotulada. Tape la muestra con un cubre objetos Llévela al microscopio y observe tanto en 10 X como en 40 X Vea al microscopio y esquematice Reporte las estructuras PARTE II. Preparación del Frotis Directo Limpie y desgrase 3 láminas portaobjetos y rotúlelos con el número de la muestra, así: 1a, 1b y 1c. Prepare una cámara húmeda (Caja de petri, con algodón, humedecido con agua destilada). Agite suavemente uno de los tubos que contienen muestras ya fijadas y destape con precaución. 29

30 Extraiga una gota de la muestra, con ayuda de una pipeta Pasteur y deposítela sobre la lámina ya numerada. descarte la pipeta Pasteur, en el Beacker que contiene cloro (pero no la perilla de goma) Coloque un cubre objetos sobre la preparación. PARTE III. Preparación de Frotis coloreado con MIF Tome la segunda lamina (1b) ya numerada en la Parte I de este trabajo. En el centro de la lámina, coloque una gota del colorante MIF. Agite suavemente uno de los tubos que contienen muestras ya fijadas y destape con precaución. Extraiga una gota de la muestra, con ayuda de una pipeta Pasteur y deposítela sobre la gota del colorante. Descarte la pipeta de Pasteur, en el Beacker que contiene cloro (pero no en la perilla de goma). Coloque un cubre objetos sobre la preparación y déjela en la cámara húmeda, por término de dos minutos. PARTE IV. Tinción de Ziehl Neelsen. Con las láminas ya preparadas, realice la coloración para BAAR (bacilos alcohol acido resistente). Cubra el frotis con Fascina Fenicada y caliente suavemente por debajo de la lámina, con la llama de un mechero (de alcohol) hasta que se produzca emisión de vapores blanquecinos visibles. Espere 5 minutos y luego llave con agua de chorro, para eliminar el exceso de colorante Cubra el extendido con Alcohol Acido al 3 %, esperar 30 segundos o hasta que la coloración del extendido alcance un rosado pálido. Lave con agua de chorro, para eliminar el Alcohol Acido. Cubra el extendido con el colorante Azul de metileno y espere 30 segundos. Lave con agua corriente, escurra y deje secar el extendido al aire, NO frotar. PARTE V. Observación al Microscopio Llévela al microscopio y observe tanto en 10 X como en 40 X. Vea al microscopio y esquematice. Reporte las estructuras. 30

31 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. Todo el material empleado en las prácticas microbiológicas se descarta en las bolsas rojas. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDDO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Cuestionario a. Qué diferencia hay entre las preparaciones? b. Cuál considera que es la más apropiada y por qué? c. Cuál recomendaría más útil y rentable para hacer el diagnóstico y por qué? d. Investigue sobre enfermedades producidas por las amebas de vida libre y su patología. 9. Formato de presentación de resultados Esquematice las observaciones realizadas de cada una de las láminas Conteste el cuestionario y realice la investigación. 10. Bibliografía de referencia Macalupù S Procedimientos de Laboratorio Edición Única. Editorial Impresora Amarilys e.i.r.l. Lima, Perú. Kaminsky R Manual de Parasitología. 2 Edición. Editorial Rossany Auceda Tegucigalpa, Honduras. Botero D Parasitosis Humana 2da Edición. Carvajal S.A Impreso en Medellín Colombia. 31

32 TINCION DE GIEMSA PARA PROTOZOOS SANGUINEOS Y TISULARES Practica 5 1. Introducción Los protozoos sanguíneos y titulares, están íntimamente relacionados con los parásitos intestinales, en prácticamente todos los aspectos, excepto en lo que se refiere a la localización de la infección. Con respecto a la identificación de los parásitos de mayor trascendencia a nivel del país (Plasmodium sp. y/o Leishmania sp.), pueden ser identificados por varios métodos. La microscopia es un método sensible, específico para la identificaron de especies y estadios de los protozoos sanguíneos y titulares, puede además proporcionar información sobre la viabilidad de los parásitos y esto sumado al conteo de parasitemia, es útil para evaluar la respuesta al tratamiento. 2. Objetivos Que el estudiante: Aprenda a realizar una correcta toma de muestra, especialmente para aquellos pacientes sospechoso de paludismo. Desarrolle la habilidad en la identificación de los protozoos sanguínea y tisular en sus diferentes estadios. 3. Alcance Conocer la morfología de los diferentes protozoos en los diferentes estadios además de los elementos que conforman la sangre, que se observa en los diferentes tipos de muestras (leucocitos polimorfos nucleares, linfocitos, monolitos, plaquetas y eritrocitos normales) 4. Antecedentes Para el diagnostico de Plasmodium sp, la sangre circulante de los pacientes infectados, enfermos portadores, es la muestra de elección, para la realización de un diagnóstico de laboratorio oportuno, rápido y confiable. Para el diagnostico de Malaria, existen dos tipos de preparaciones una de ellas es la Gota Gruesa y la otra Frotis o extendido de sangre completa, debe hacerse en el momento que se presenta la fiebre y antes de la administración de medicamentos. Para la identificación de Leishmania sp, donde el diagnostico de certeza es evidenciar la presencia directa o indirecta del parásito, puede realizarse por diferentes tipos de material humano, según la localización de la enfermedad: aspirado de medula 32

33 ósea, para Leishmaniasis visceral, raspado de ulcera para leishmaniasis cutánea y se puede utilizar varios métodos como: frotis, cultivo y biopsia. El método del Frotis, es rápido de bajo costo, alta sensibilidad y especifico, es el método de elección para el diagnóstico confirmatorio de la Leishmaniasis cutánea, por la facilidad de la toma de muestra (raspado de lesión cutánea), la coloración y su análisis en la observación microscópica. 5. Materiales y equipo Microscopio compuesto Portaobjetos limpios y desgrasados (4 / A) Marcador indeleble para vidrio Cubreobjetos limpios Beacker con metanol Colorantes: Giemsa y solución amortiguadora Papel limpia lentes Lentes de protección Pizeta de alcohol al 70% (5.0 ml/a) Pizeta de cloro al 5% (5ml/A) Guantes de látex Papel mayordomo Torundas de algodón (1/A) Beackers con cloro ( 1 por mesa con 20 ml de cloro) Lanceta Bolsas para descarte de basura Pipetas Pasteur estériles Goteros Perilla pequeña, de goma Laminas ya preparadas y coloreadas Aceite de inmersión 6. Procedimiento PARTE I. Preparación de frotis o extendido sanguíneo Tenga a la mano todos los materiales necesarios para la toma de la muestra. Frote enérgicamente con un algodón humedecido con alcohol al 70%. La yema del dedo de su compañero de trabajo (paciente) de preferencia el tercer dedo de la mano izquierda. Detenga la mitad de la lanceta estéril que va a utilizar con el paciente. Detenga firmemente el dedo del paciente, con ayuda de su mano izquierda. Pinche de forma rápida, la parte lateral de la yema del dedo de elección. Limpie la primera gota de sangre, con un algodón seco. Con la mano derecha, tome el portaobjeto, extienda la sangre a manera de formar un rectángulo de grosor uniforme (forme una banderita), de la siguiente forma: coloque delante de la gota de sangre, el borde angosto del segundo portaobjeto, sobre el primero, formando un ángulo de 30 grados, dejando la gota a 33

34 su lado derecho. Mueva hacia atrás el segundo portaobjeto hasta que toque la gota de sangre, y entonces se desliza hacia delante, para que la sangre que esta atrás se extienda. La gota debe ser pequeña, de tal manera que sea totalmente extendida antes de llegar al final del portaobjeto, ese extremo del extendido debe tener el grosor de una sola capa de eritrocitos. PARTE II. Preparación de la Gota Gruesa Con la mano derecha, tome el portaobjeto, sosteniéndolo por los bordes. Con la mano izquierda oprima levemente el dedo para extraer la tercera gota, la cual deberá caer en el centro del portaobjeto sostenido con la derecha. Extendida la sangre con la esquina de otro portaobjeto, hasta lograr un circulo de aproximadamente 1 cm. de diámetro y haga que el espesor de la capa sea uniforme. Deje secar a temperatura ambiente. PARTE III. Coloración para identificación de Protozoos Cubra el extendido seco, con 2 o 3 gotas de alcohol metílico, por 2 minutos, escurra y deje secar a temperatura ambiente. Agregue 3 o 4 gotas de Colorante Giemsa, hasta cubrir la preparación, por término de 5 a 7 minutos. Escurra el colorante Lave la lámina con solución amortiguadora o agua de chorro. Escurra y deje secar al aire. Nota: Tanto el Frotis o extendido, como la Gota Gruesa, para Malaria y los frotis o extendidos para Leishmania, se colorean de la misma forma. PARTE IV. Observación al Microscopio Lleve al microscopio láminas ya preparadas y coloreadas. Agregue una gota de aceite de inmersión y observe en 100X. Esquematice Reporte las estructuras 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. 34

35 NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDDO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Cuestionario Resuelva las siguientes preguntas a. Qué diferencia encontró entre la preparación del extendido y la Gota Gruesa, para el diagnóstico de malaria? b. Cuál considera que es la más apropiada y por qué? c. Qué diferencia encuentra entre las muestras para malaria y las de Leishmaniasis? d. Cuál recomendaría más útil y rentable para hacer el diagnóstico y por qué? e. Por qué se utilizan diferentes tipos de muestra, en el caso de Leishmaniasis cutánea, muco cutánea y visceral. 9. Formato de presentación de resultados Esquematice las observaciones realizadas de cada una de las láminas Conteste el cuestionario y realice la investigación. 10. Informe final Elabore su informe final con los resultados obtenidos de la práctica. 11. Bibliografía de referencia Macalupù S Procedimientos de Laboratorio Edición Única. Editorial Impresora Amarilys e.i.r.l. Lima, Perú. Kaminsky R Manual de Parasitología. 2 Edición. Editorial Rossany Auceda Tegucigalpa, Honduras. Botero D Parasitosis Humana 2 Edición. Carvajal S.A Impreso en Medellín Colombia. 35

36 CORRELACION DE CASOS CLINICOS CON RESULTADOS DE LABORATORIO DE MICROBIOLOGIA Practica 6 1. Introducción El medico se vale del laboratorio de microbiología como una valiosa herramienta que le permite confirmar la presencia de determinado agente etiológico cuando la clínica le ha hecho considerar su presencia. Es por ello indispensable que desde el inicio de la enfermedad, el medico considere la realización de ciertas pruebas básicas de laboratorio, para correlacionar los datos clínicos, teniendo siempre especial importancia la historia del paciente. 2. Objetivos Que el estudiante: Correlacione la historia clínica y los resultados de laboratorio para lograr un adecuado diagnóstico. Aprenda a elegir muestra ideal, para la realización de las pruebas de laboratorio. Haga uso adecuado de la información disponible en Internet para la colaboración del diagnóstico final. 3. Alcance En esta práctica, estudiante utilizara todos los criterios diagnósticos, para llegar a una definición del caso, identificando al final el agente causal de la patología y darle nombre a la afección patológica. 4. Antecedentes Las parasitosis intestinales son afecciones producidas por organismos cuyo hábitat es el aparato digestivo del hombre. Algunos de ellos pueden observarse en heces aun estando alojados fuera de la luz intestinal, por ejemplo en el hígado (Fasciola hepática) o en el pulmón (Paragonimus spp.) Pertenecen a este grupo de enfermedades algunas de las más prevalentes a nivel mundial. Contrariamente a lo que podemos pensar, todos los protozoos intestinales patógenos tienen una distribución mundial, al igual que la mayoría de los helmintos, aunque por las diferentes condiciones higiénico-sanitarias se han asociado siempre a países tropicales o en vías de desarrollo. De allí que una buena parte del diagnóstico se lograra analizando detalladamente la historia clínica; en particular la procedencia y aspectos socioculturales del paciente. 36

37 5. Materiales y equipo Sistema de Internet Libros de texto Computadoras Alcohol al 70% Guantes de látex Cloro al 5% Torundas de algodón 6. Procedimiento PARTE I. Lectura del caso clínico Lea detenidamente el caso Consulte con los protocolos de las practicas anteriores Consulte su libro de texto o internet. Tome los dibujos que sean necesarios para ilustrar sus casos clínicos. Escriba la bibliografía como corresponde de acuerdo con las instrucciones del Manual de Laboratorio. PARTE III. Resolución del cuestionario Responda todas las preguntas de cada uno de los casos clínicos. CASOS CLINICOS Caso 1 Niña de 8 años de edad, consulta a centro de salud, por retortijones abdominales, nausea y diarrea leve de aproximadamente 2 semanas de evolución. El día de antes de acudir al centro, la niña comento a sus padres, que había visto un gusano muy grande en la deposición, lamentablemente los padres no pudieron verlo. El medico al examinarla no encontró hallazgos significativos: no tenía fiebre, tos o exantema, tampoco se quejaba de prurito anal. Además carecía de antecedentes de viajes epidemiológicamente importantes. El examen de heces permitió llevar a cabo el diagnóstico. Preguntas: a. Qué nematodo es probable encontrar en este caso? b. Qué formas diagnosticas de este nematodo se pueden encontrar en las heces? c. Cuál es el mecanismo de contagio más frecuente de este parásito? d. Experimenta el paciente riesgos de infección? e. Puede este parásito causar síntomas extra intestinales?, Explique f. Agregue una imagen del agente causal en fase de diagnóstico. 37

38 CASO 2 Universidad Mariano Gálvez Se trata de un hombre de 50 años, sometido a un trasplante de corazón hace un año. Acude al médico por presentar cefalea, nausea y vómitos. No presenta lesiones cutáneas, la Tomografía computarizada craneal, mostró lesiones con captación de anillo. Se realizó biopsia de una de estas lesiones. Todos los cultivos para bacterias, hongos y virus fueron negativos. Las tinciones especiales de tejido revelaron múltiples estructuras quísticas de tamaño variable. Preguntas a. Qué diagnóstico diferencial se plantea en esta paciente? b. Cuál es el agente etiológico más probable? c. Qué otras pruebas pediría para completar el diagnostico d. Qué aspectos de la historia médica sugieren riesgo de infección por ese agente? e. Cuántas son las opciones terapéuticas y que probabilidad hay de que el tratamiento tenga éxito? f. Agregue una imagen del agente causal en fase de diagnóstico. CASO 3 Hombre de 35 años de edad, egipcio, que es enviado para evaluación de un cuadro de hematuria y poliaquiuria, con dos meses de evolución. El paciente había vivido en el Oriente Medio, pero durante el último año, residió en Estados Unidos. Negó problemas renales o urológicos previos. Una muestra de la porción media de la micción mostró hematuria macroscópica. Preguntas: a. Cuál es el agente etiológico del proceso urológico del paciente? b. Cuáles son los factores de riesgo para esta infección? c. Cuáles son las principales complicaciones de esta infección? d. Cómo se trata esta enfermedad? e. Cuáles son las complicaciones severas, por este caso de afección? f. Agregue una imagen del agente causal en fase de diagnóstico. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. 38

39 Descarte los materiales descartables en los contenedores para el efecto. NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDADO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Formato de presentación de resultados Resolución de casos clínicos 9. Bibliografía de referencia Macalupù S Procedimientos de Laboratorio Edición Única. Editorial Impresora Amarilys e.i.r.l. Lima, Perú. Kaminsky R Manual de Parasitología. 2 Edición. Editorial Rossany Auceda Tegucigalpa, Honduras. 39

40 EXTRACCION E IDENTIFICACION DE ACAROS EN POLVO DOMESTICO Practica 7 1. Introducción Los ácaros forman parte del grupo más antiguo, diverso y numeroso de animales que han existido desde que apareció la vida en el planeta. Conviene por lo mismo señalar algunas de las más importantes características de estos animales, antes de entrar al tema concreto de los ácaros. Los ácaros son pequeños arácnidos no visibles a simple vista ( micras) que viven habitualmente en nuestro hogar, concentrándose en gran número en los lugares donde encuentran las condiciones óptimas de alimentación, calor y humedad. Se encuentran principalmente en alfombras y moquetas, tapicerías, colchones, almohadas y sillones o sofás. También pueden encontrarse en productos alimenticios almacenados en el interior de la vivienda. Las hembras producen de 25 a 50 huevos y una nueva generación de adultos aparece cada tres semanas. En los colchones y almohadas es donde se encuentran en mayor número. En estos sitios tienen el grado de calor y humedad necesarios, al igual que su alimento principal: las escamas dérmicas humanas que se desprenden mientras dormimos. Esto puede explicar porque muchos pacientes presentan sintomatología alérgica más acusada o agudas. 2. Objetivos Que el estudiante: Aprenda a realizar técnicas básicas, para el aislamiento e identificación de ácaros. Desarrolle la habilidad en la realización de pruebas in vitro. 3. Alcance Conocer y comprender la utilidad que tienen los diagnósticos in vitro. 4. Antecedentes Como son los ácaros: se trata de animales sumamente pequeños, muchos de ellos microscópicos; algunas larvas miden menos de 100 micrones; las formas más grandes son las garrapatas que, cuando están repletas por la sangre ingerida, llegan a alcanzar hasta 3 cm de longitud. Una de las especies de mayores dimensiones en el mundo es 40

41 Amblyomma longirostre koch, que en México es parásita del puercoespín. La mayor parte de los ácaros adultos miden entre medio y dos milímetros. Del 5 al 10% de la población padece algún tipo de alergia, ya sea al polvo casero, diversos tipos de polen, alimentos y medicamentos principalmente, este tipo de alérgeno está indicado en el asma ocupacional puede ser considerado como el agente etiológico causante de la afección, por lo que es importante, su aislamiento e identificación. La forma de combatirla es a través de vacunas que se preparan con las sustancias a las que el enfermo es alérgico. El paciente alérgico responde de manera exagerada a sustancias que son inofensivas para los demás, pues nace con una predisposición genética para desarrollar estas enfermedades. Desde muy temprana edad se enfrenta al medio ambiente, donde están los elementos que van a producirle una alergia principalmente de tipo respiratorio. La alergia en la nariz es la más frecuente, ocupa solo o acompañada de asma un 91 % de todas las alergias. En estos casos los pacientes presentan, muy frecuentemente cuadros parecidos a gripas con estornudos, moco muy fluido, nariz congestionada con comezón, ojos llorosos, infecciones frecuentes en los oídos que los pueden llevar a sordera total cuando son muy repetidas. El doctor Aguilar hace hincapié en que la alergia nasal cuando es atendida a tiempo evita que se desarrolle asma y lo más grave, es que se ha encontrado niños de hasta ocho meses de edad. El Doctor Aguilar Ángeles señala que para que una persona desarrolle alergia, además de tener una predisposición genética requiere estar constantemente y durante un tiempo prolongado en contacto con las sustancias alergénicas que flotan en el ambiente y no se identifican a simple vista. Para sobrevivir, los ácaros necesitan calor, humedad y que haya cambios bruscos de temperatura. Se alimentan de células de la piel humana que todos los días se desechan llamadas keratinocitos, que son sustituidas por nuevas. Normalmente los ácaros son insectos microscópicos inofensivos a las personas no alérgicas. De esta forma, cuando una persona es alérgica requiere tomar medidas preventivas, como evitar el hacinamiento, los juguetes de peluche, alfombras y cortinas pesadas, ya que en ellas se adhiere el polvo y son como una incubadora que favorece el desarrollo de los ácaros. Dado que no es posible erradicar a los ácaros por se elementos del medio ambiente, hay que recurrir a vacunas para inmunizar a los pacientes alérgicos. El 80% de los tratamientos para las alergias son aplicados con base en vacunas. Para indicar la vacuna, se realizan pruebas en la piel del enfermo donde se identifican las sustancias causantes de la alergia y se prepara una específica para cada enfermo. 5. Materiales y equipo Beacker con solución salina saturada Beacker de alcohol al 70% (5.0 ml/a) Bolsas para descarte de basura Caja de petri con solución aclarante 41

42 Caja de Petri de vidrio Cubre objetos limpios Estereoscopio Guantes de látex Laminas preparadas con muestras de ácaros lentes de protección Microscopio óptico Muestras desconocidas Papel mayordomo Perilla de goma Pipetas Pasteur Pizeta con alcohol al 70% Pizeta de cloro al 5% (5mL/A) Porta objetos limpios Torundas de algodón (1/A) Trozo de gasa Vaso cónico de papel encerado 6. Procedimiento Muestra Polvo recogido mediante la técnica de aspirado, con un aspirador convencional, utilizando una bolsa nueva, aspirando durante 2 minutos por cada metro cuadrado. PARTE I. Preparación de la muestra: Remueva las partículas grandes que pudiera contener la muestra. Resuspenda la muestra en un beacker que contenga 150 ml de etanol al 70 por término de 10 minutos. Posteriormente, extraiga el alcohol por decantación, evitando remover mucho el sedimento. A continuación añada la solución salina saturada (150mL) y deje reposar por otros 10 minutos. Decante la solución en varias cajas de Petri, pasando la solución a través de una capa de gasa colada dentro del vaso de cartón. Por último, con ayuda del estereoscopio, observe cuidadosamente, la solución salina depositada en las cajas de Petri y extraiga los ácaros que flotan en la superficie de la solución, con ayuda de una pipeta Pasteur. PARTE II. Aclaración de las estructuras de los ácaros Los ácaros extraídos, se colocan en una caja de Petri, que contenga solución aclarante (solución de lactofenol) por termino de media a 24 horas. Después procesa a montar los ácaros entre un porta y cubre objetos. 42

43 PARTE III. Identificación de ácaros Universidad Mariano Gálvez Proceda a su identificación, utilizando para ello un microscopio óptico. Dibuje y esquematice. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDADO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Formato de presentación de resultados Haga un dibujo representativo de los resultados obtenidos, utilice crayones para el efecto. 9. Cuestionario a. Investigue sobre los diferentes tipos de muestras que pueden causar alergia o ser considerados como alérgenos. 10. Bibliografía de referencia Manual I de Enfermedad Prioritarias en América Latina. OPS/OMS, Tegucigalpa Honduras,

44 EXAMEN DIRECTO, TINCIONES Y CULTIVO PARA HONGOS Practica 8 1. Introducción Los hongos que son los organismos del reino Fungi, incluyen mohos y levaduras. El ambiente está cargado de esporas de diversos hongos y, por lo general, estas flotan en el aire. Entre la amplia variedad de esporas que caen sobre la piel o son inhaladas hacia los pulmones solo algunos producen infecciones menores, y solo rara vez se extienden hacia otras partes del organismo. Algunos pocos tipos de hongos, como las variedades de Candida, pueden vivir normalmente sobre la superficie del cuerpo o dentro del intestino. Estos habitantes habituales del organismo solo ocasionalmente pueden causar infecciones locales de la piel, la vagina o la boca, pero muy rara vez producen más daño. En ciertos casos, no obstante determinadas variedades de hongos pueden producir infecciones graves de los pulmones, el hígado y el resto del cuerpo. 2. Objetivos Que el estudiante Aprenda a realizar las técnicas básicas, para la identificación de hongos. Desarrolle la habilidad en la realización de pruebas in Vitro. 3. Alcance Conocer y comprender la utilidad que tienen los diagnósticos in Vitro. 4. Antecedentes Los hongos tienen una tendencia especial a causar infecciones en individuos con un sistema inmunológico deficiente. Por ejemplo los pacientes enfermos de SIDA o que reciben tratamiento contra el cáncer tienen más probabilidades de desarrollar infecciones micóticas graves. En algunos casos, las personas con inmunidad deficiente desarrollan infecciones causadas por tipos de hongos que, muy rara vez, por no decir nunca, causan daño a los individuos cuyos sistemas de inmunidad funcionan normalmente. Entre estas infecciones se encuentran las mucormicosis y la aspergilosis. Algunas infecciones fúngicas son más frecuentes en ciertas áreas geográficas. Por ejemplo, la blastomicosis se produce solo en Norteamérica y África. Debido a que muchas infecciones fúngicas se desarrollan lentamente, pueden pasar meses o años antes de que una persona se dé cuenta de que necesita atención médica. Estas infecciones pueden ser difíciles de tratar y el tratamiento suele efectuarse durante mucho tiempo. En la actualidad existen varios fármacos antimicóticos. Las infecciones invasoras causadas por hongos son cuadros difíciles de reconocer, ya que tanto los síntomas como los signos clínicos son, a menudo inespecíficos. 44

45 Recientemente la NIAID (Nacional Institute of Allergy an Infectious Diseases) han considerado tres pilares para el diagnóstico de las infecciones fúngicas invasoras en pacientes con cáncer y trasplante de precursores hematopoyéticos: Factores predisponentes en el hospedero. Elementos clínico-radiológicos Hallazgos de laboratorio FACTORES DE RIESGO PARA DESARROLLAR INFECCIONES MICÓTICAS Terapia que suprime el sistema inmunológico Fármacos anticancerosos Corticoesteroides y otros fármacos inmunodepresores Enfermedades y situaciones SIDA Insuficiencia renal Diabetes Enfermedad pulmonar, por ejemplo enfisema Enfermedad de Hodgkin y otros linfomas Leucemia Quemaduras extensas Microscopia: La observación microscópica puede dar información preliminar sobre la presencia o ausencia de hongos en la muestra y también orientar sobre la especie causante de la infección debido a la observación de elementos micóticos característicos. Algunos elementos que podremos observar al microscopio son levaduras, hiemaciones, hifas septadas o aseptadas, pseudohifas. Examen directo: el examen al fresco entre lámina y laminilla es un método de bajo costo, rápido y que no requiere equipamiento especial; sin embargo, deber ser realizado por personal entrenado. Su sensibilidad depende del tipo y cantidad de muestra y del número de microorganismos presentes en ella. Cuando la muestra tiene detritus celulares se utiliza hidróxido de potasio al 10%, el cual clarifica de material orgánico y deja intactas las estructuras fúngicas. Tinción de Gram: también es una técnica barata y rápida, que nos permita observar levaduras gemantes o formando pseudohifas con mayor claridad que el examen directo, sin embargo; debe tenerse presente que los hongos filamentosos no se tiñen o lo hacen muy débilmente con tinción de Gram, por lo que si se sospecha la presencia de un hongo filamentoso, no debe utilizarse. Cultivos: La siembra microbiológica es necesaria para lograr la identificación de especie de los diversos hongos comprometidos en infecciones fúngicas y permite además realizar estudio de susceptibilidad en caso de ser necesario. En general, si no 45

46 hay suficiente material para realizar el examen directo y el cultivo, este último tiene prioridad por su mayor sensibilidad. Cultivos en medio sólido: se pueden utilizar medios no inhibitorios como agar Sabouraud o agar cerebro-corazón para muestras provenientes de sitios estériles y medios inhibitorios que por contener antimicrobiamos, evitan un crecimiento bacteriano excesivo para muestras provenientes de sitios no estériles. En estas muestras en que el cultivo es mixto, está demostrando que la siembra en medios corrientes deja de recuperar hasta el 50% de los cultivos positivos para hongos 14. Tabla 1. Condiciones de recolección y transporte para muestras frecuentes recibidas en el laboratorio de micología. Tipo de muestra Sangre Recolección Transporte Observaciones Limpie la piel con alcohol 70%. Luego desinfecte con providota yodada, aplicando concéntricamente hacia fuera. Deje secar y realice la punción venosa. Tome el máximo de sangre recomendada para la botella que se está utilizando. < 2 horas a temperatura ambiente. Idealmente obtenga dos botellas separadas al menos por 30 minutos de sitios de punción diferentes. Líquido cefalorraquídeo Procedimiento medico Obtengo 1-2 ml en tubo estéril. Envíe de inmediato al laboratorio (ideal <15 minutos) a temperatura ambiente. Líquidos de cavidades estériles (ascético, pleural, pericárdico y articular) Procedimiento médico, ya sea por aspiración percutáneo o cirugía. Envíe la mayor cantidad de muestra posible. Envíe de inmediato al laboratorio (ideal <15 minutos) a temperatura ambiente. Muestras respiratorias En caso de expectoración, debe preferirse la primera de la mañana, 2-3 ml en frasco estéril. Lavado bronco alveolar de resorte medico < 2 horas a temperatura ambiente Se prefiere lavado bronco alveolar o biopsia s existe sospecha de infección pulmonar invasora. 46

47 Orina Recolecte entre ml de orina matinal en frasco estéril. < 2 hrs. a temperatura ambiente Tejidos Procedimiento medico < 2 hrs. a temperatura ambiente Heridas, abscesos Se prefiere aspirado o biopsia. Cuando sea posible tome trozo de la pared del absceso. Si no es posible, use rotulado de la zona. < 2 hrs. A temperatura ambiente No se recomienda recolección de 24 horas. Glosario Micología: estudio de los hongos y su biología. Hongos: Reino constituido por organismos eucariontes heterótrofos absortitos que poseen quitina en su pared y carecen de clorofila. Pueden ser unicelulares o multicelulares, macro o microscópicos. Por sus características de crecimiento, en el laboratorio se dividen en lavaduras y hongos filamentosos. Levaduras: son hongos unicelulares ovoideos, que pueden estar aislados o formando cadenas, con colonias similares a las de bacterias y que se dividen por gemación. Filamentosos: son hongos multinucleados, con colonias algodonosas o vellosas. Forman estructuras filamentosas o hifas, las cuales pueden ser septadas o aseptadas y que crecen por elongación de los extremos. Hifa: estructura filamentosa de los hongos, y que en conjunto forma el micelio. Pueden tener tabique o septo (hifa septada) o carecer de él (hifa aseptada o sifonda). Pseudohifa: cadena de células, formada por levaduras gemantes y que semejan una hifa, pero que presentan constricciones a nivel del septo y que en el sitio de ramificación parten con un tabique. Gemación: proceso de reproducción asexual característico de las levaduras, en el cual una nueva célula se genera a partir de una elongación de la célula madre. 5. Materiales y Equipo: Aplicadores de madera Beacker con alcohol al 70% Bolsas para descarte de basura Caja de petri Cubre objetos (2/A) Estereoscopio Goteros con solución de KOH al 10% 47

48 Goteros con solución de Lactofenol Guantes de látex Laminas porta objetos (2/A) Lentes de protección Microscopio óptico Muestra desconocida Papel filtro Papel mayordomo Perilla de goma Pipetas Pasteur Pizeta con alcohol al 70% Pizeta con cloro al 5% Pizetas con agua destilada Torundas de algodón (1/A) 6. Procedimiento Muestra Muestra de hongos saprofitos, provenientes de frutas y verduras del ambiente y del área de trabajo. PARTE I. Inoculación o siembra de la muestra: Muestra representativa del ambiente. Rotule la caja indicando el tipo de muestra y la fecha. Quite la tapa superior de la caja y déjela expuesta al aire del laboratorio durante 15 minutos. Cúbrala de nuevo e incúbela a temperatura ambiente por término de 8 días. Muestra de superficies Rotule la caja indicando el tipo de muestra y la fecha. Remueva el forro de un hispo estéril y frote la superficie de la mesa de trabajo. Con la mano izquierda, tome la parte inferior de la caja que contiene el medio de cultivo. Con la mano derecha, tome el hisopo e inocule la muestra. (siga las instrucciones del catedrático). Tape la caja e incúbela a temperatura ambiente por termino de 8 días. PARTE II. Observación de cultivos - Utilice dos de las cajas con cultivo de hongos para la observación en el estereoscopio. Describa forma, color, apariencia tanto del micelio como del revés de la caja. Dibuje y haga su descripción 48

49 PARTE III. Frotis con azul de lactofenol Universidad Mariano Gálvez Coloque las láminas preparadas y teñidas con azul de lactofenol que se les proporcionan. Enfoque en objetivo de seco débil, con cuidado de no romper la lámina y observe. Traslade a objetivo de 40X. Anote a continuación los resultados obtenidos, acompañado de ilustraciones esquemáticas. PARTE V. Resultados Se realizara la lectura e cajas, después de una semana de la siembra. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDDO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Formato de presentación de resultados Haga un dibujo representativo de los resultados obtenidos, utilice crayones para el efecto. 9. Informe final Investigue sobre: De las láminas que observó ya preparadas, complete el siguiente cuadro: Nombre del Hongo Nombre de la afección Lugar que afecta en el cuerpo humano Tipo de muestra (para el diagnóstico) 49

50 10. Bibliografía de referencia Universidad Mariano Gálvez Ostrosky-Zeichner L, Rex J, Bennet J, Kullberg B J. Deeply invasive candidiasis. Infect Dis Clin North Am 2002; 16: (medline) Marr K, Patterson T, Denninh D. Aspergillosis: pathogeniesis, clinical manifestations an therapy. Infect Dis Clin North Am 2002; 16: (medline) Walsh TJ, Groll A H. Emerging fungal pathogens: envolving challenges to inmunocompromised patients for the twenty-first century. Transpl Infect Dis 1999, 1: Donnely JP. Symptoms and diagnosis of nosocomial fungal infections- State of the Art. Eur J Med Res 2002, 7: (medlline). 50

51 OBSERVACION Y CULTIVO DE HONGOS LEVADURIFORMES Practica 9 1. Introducción Los hongos constituyen un conjunto de seres vivos que incluye desde organismos unicelulares hasta organismo pluricelulares macroscópicos. Están formados por células eucariotas con una pared rígida, y se caracterizan por ser inmóviles, presentar nutrición heterótrofa por absorción y reproducción sexual y asexual. Los hongos unicelulares son microscópicos, poseen forma redondeada y se denominan levaduras. La mayoría de los hongos poseen un papel importante en la naturaleza, en la que se hallan ampliamente distribuidos, degradando y reciclando materia orgánica muerta. Algunos hongos microscópicos pueden causar diversas enfermedades denominadas micosis; sin embargo, son escasas las especies adaptadas estrictamente al hombre y la mayoría de las que producen enfermedad tienen su reservorio natural en el medio ambiente. En general las células micóticas se observan bien por microscopia convencional, aunque pueden requerir tinciones especiales para facilitar su visualización. Crecen fácilmente en los medios de cultivo convencionales dando lugar a colonias visibles macrocópicamente, con morfología bien diferenciada según estén formadas por levaduras y hongos filamentosos. Candida albicans es la levadura más frecuente en Guatemala y se caracteriza porque crece en agar sangre y agar nutritivo de forma similar a bacterias pero también en agar Sabouraud. 2. Objetivos Que el estudiante: Explique la importancia de la realización de un adecuado diagnóstico. Diferencie levaduras de bacterias, en medios de cultivo utilizados en análisis de rutina. Identifique la especie Candida albicans. 3. Alcance En esta práctica el estudiante diferenciara macroscóica y microscópicamente bacterias y hongos levaduriformes e identificar a Candida albicans. 4. Antecedentes Entre los hongos levaduriformes los géneros más importantes en patología son Candida albicans y Cryptococcus, ambos de distribución universal. Las infecciones por Candida son, junto con las causadas por dermatofitos, las infecciones fúngicas más 51

52 frecuentes en nuestro medio y prácticamente las únicas que se producen en personas sanas. El género Candida está formado por diversas especies (C. albicans, C. tropicales, C. krusei, C. parapsilosis, C. guillermondi y otras) que se hayan ampliamente distribuidas como saprofitas en la naturaleza, y como comensales en la piel, tubo digestivo y vagina. Presentan una forma ligeramente ovalada y un tamaño de 5 a 7 micrómetros, claramente observables con tinción de gram. Las especies de Candida crecen bien en medios bacteriológicos usuales y en el medio de Sabouraud. Entre las horas dan lugar a colonias macroscópicamente visibles. La especie C. albicans se identifica por su capacidad para producir tubos germinales en poco tiempo al inocularla en suero sanguíneo. Las diversas especies de Candida pueden producir infecciones por un factor predisponerte o general, por lo que puede considerarse a Candida como un género oportunista. Los procesos localizados afectan a las mucosas oral y vaginal, piel en las zonas húmedas y de roce, vía urinaria en pacientes con sondas y tratados con antibacterianos. Es muy característica la candidiasis esofágica en los enfermos con síndrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA). Durante muchos años, la especie más frecuente ha sido C. albicans, sin embargo debido al creciente número de pacientes inmunodeprimidos, se ha identificado muchas especies más como agentes etiológicos de diversas infecciones. 5. Materiales y equipo Microscopio óptico Porta objetos limpio y desgrasado Cubre objetos limpios Marcador indeleble para vidrio Varillas de vidrio para coloración Colorantes para gram Cajas de Staphylococcus sp. y Candida sp. identificados únicamente con números. Cajas de agar sangre, agar nutritivo y agar sabouraud. Tubos con 1.0 ml de suero sanguíneo Papel limpia lentes Lentes de protección Pizeta con alcohol al 70% Pizeta con cloro al 5% Pizeta con agua destilada Gotero con solución de cristal violeta Gotero con solución de lugol Gotero con solución de alcoholacetona Gotero con solución de safranina Gotero con aceite de inmersión Guantes de latex Papel mayordomo Torundas de algodón (1/A) Beackers con cloro Asas en argolla Bolsas para descarte de basura 52

53 6. Procedimiento Universidad Mariano Gálvez Identificar las láminas portaobjetos a utilizar. Con un marcador trazar una línea dividiendo en dos partes iguales cada una de las cajas de medios de cultivo e identificarlas. PARTE I. Prueba de tubos germinales Trabajar frente al mechero. Escoger una colonia bien aislada de la caja de aislamiento sospechosa de Candida. Rozar la colonia por arriba con un asa en argolla e inocular en un tubo de rosca con 1 ml de suero sanguíneo. Incubar el suero a 37 C durante dos horas. PARTE II. Inoculación de medios de cultivo En cada mesa encontrara cajas con dos tipos diferentes de microorganismos (bacterias y levaduras). Elija una colonia, muy bien aislada d la caja de un tipo de microorganismo. Destape con cuidado la caja de petri, roce la colonia elegida con la punta del asa en argolla estéril e inocule en la mitad correspondiente del agar nutritivo. Estriando como se indica en el dibujo. Elija una colonia, muy bien aislada de la caja del otro tipo de microorganismo. Repita el procedimiento anterior, inoculando en la otra mitad del agar nutritivo. Repetir los incisos b y c en el agar sangre. Repetir los incisos b y c en el agar sabouraud. PARTE III. Preparación del frotis y tinción de Gram Colocar una gota de agua en un portaobjetos previamente identificado. Elegir una colonia de una de las cajas con crecimiento y rozarla suavemente. Preparar con mucha precaución un frotis. Elegir una colonia de la otro caja con crecimiento y rozarla suavemente y agregar el frotis del paso anterior, procurando dejarlo homogéneo y finalmente extendido. Dejarlo secar a temperatura ambiente. Fijar a la llama del mechero. Cubrir los frotis con solución de Cristal Violeta y dejar por un minuto. Lavar con agua d chorro y escurrir. 53

54 Cubrir con solución de Lugol durante un minuto. Lavar suavemente con agua de chorro y escurrir. Gotear alcohol acetona sobre la preparación hasta que deje de soltar color violeta. Cubrir la lámina con solución de Safranina, durante un minuto. Escurrir el colorante y lavar suavemente la lámina con agua de chorro. Colocar una hoja de papel mayordomo doblada en dos sobre la mesa de trabajo y colocar allí las láminas, ligeramente inclinadas para que terminen de escurrir y sequen a temperatura ambiente. PARTE IV. Preparación de tubos germinales Limpie y desgrase 1 lámina portaobjetos. Prepare una cámara húmeda (caja de Petri, con algodón, humedecido con agua destilada) Agite suavemente el tubo que contiene el suero inoculado con Candida sp. Extraiga una gota de la muestra, con ayuda de una pipeta Pasteur y deposítela sobre la lámina ya numerada. Descarte la pipeta Pasteur, en el Beacker que contiene cloro (pero no la perilla de goma). Coloque un cubre objetos sobre la preparación. PARTE V. Observación al Microscopio Lleve al microscopio las preparaciones y observe. (tubos germinales con objetivo de 10X y 40X, Gram con objetivo de 100X). Fotografíe o dibuje. Reporte las estructuras observadas PARTE VI. Lectura de cajas. Leer las cajas 48 horas después de inoculadas. Observar y describir la morfología, superficie, bordes, color y apariencia de las colonias en cada tipo de medio de cultivo. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. 54

55 No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. Todo material empleado en las prácticas microbiológicas, se descarta en las bolsas de color rojo. NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDDO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER CADA ESTUDIATE AL REALIZAR SU TRABAJO 8. Formato de presentación de resultados Incluya las fotografías realizadas de cada una de las láminas de acuerdo con formato de laboratorio. Conteste el cuestionario. 9. Cuestionario a. Qué diferencias y que similitudes encontró entre las levaduras y las bacterias? b. Qué medio de cultivo considera mejor para Candida sp. y porque? c. Qué importancia tiene la diferencia entre Candida sp. y bacterias? 10. Bibliografía de referencia Campollo E. Prácticas de Microbiología I. Universidad Mariano Gálvez. Facultad de Ciencias Médicas Torres M Manual práctico de Bacteriología Medica. 2da Edición. Editorial Serviprensa C.A Guatemala, Guatemala. Bernard, John Todd- Sandford-Davidsohn Diagnóstico y Tratamiento Clínicos por el Laboratorio. 8ª Edición. Editorial Salvat. Barcelona España. Koneman y Col Diagnostico Microbiologico. 3ª Edición. Editorial Médica Panamericana. Buenos Aires, Argentina. 55

56 HONGOS CAUSALES DE MICOSIS Práctica Instrucciones Desarrolle la siguiente guía de estudio, como máximo UNA PÁGINA por cada micosis. 2. Contenido a desarrollar Agente etiológico Descripción macro y microscópica Epidemiología y factores de riesgo Tipos (si los hay) Cuadro clínico Diagnóstico Tratamiento Esquema (foto) del hongo macroscopico (colonia), microscópico (hifas, conidias, esporas, etc.) y la lesión que producen (piel, ojos, mucosas, etc.) Micosis a investigar: Micosis superficiales 1. Ptiriasis versicolor 2. Tinea negra 3. Piedra blanca Micosis cutáneas 4. Dermatomicosis 5. Candidiasis cutánea (piel, mucosa y uñas) Micosis subcutáneas 6. Esporotricosis 7. Cromoblastomicosis 8. Micetomas (Eumicetoma y Actinomicetoma) Micosis profundas 9. Histoplasmosis 10. Coccidiodomicosis 11. Blastomicosis 56

57 12. Paracoccidiomicosis Micosis oportunistas 13. Criptococosis 14. Aspergilosis 15. Mucormicosis Universidad Mariano Gálvez 57

58 MICOLOGÍA FICHA TECNICA Nombre: Philum: Clase: Orden: Género y especie: Imagen (colonia) Imagen (hongo microscópico) Distribución geográfica Tipo de micosis Epidemiología Cuadro clínico Diagnóstico: - Examen en fresco y tinción - Cultivo - Otros Tratamiento 58

59 CULTIVO, AISLAMIENTO E IDENTIFICACION DE VIRUS Practica Introducción Los virus son entidades biológicas formadas básicamente por una cápside de proteínas que envuelve al ácido nucleico (ADN o ARN) y necesita de una célula huésped para replicarse. Pueden infectar células eucariotas (plantas, animales, hongos o protistas) o células procariotas (bacterias). Las infecciones virales en humanos y animales producen enfermedades como, gripe, varicela, sarampión, hepatitis B, fiebre amarilla, rabia, SIDA, etc., desencadenando una respuesta inmune en el organismo. Muchos virus pueden crecer en cultivos celulares o en huevos fertilizados (que contienen embrión viable) en condiciones estrictamente controladas. El laboratorio de diagnóstico intenta recuperar los virus a partir de muestras clínicas para establecer la etiología de las enfermedades. Los laboratorios de investigación cultivan virus como base para los análisis detallados de expresión y multiplicación viral. 2. Objetivos Que el estudiante: Reconozca las diferentes técnicas microbiológicas para el cultivo, aislamiento e identificación de virus. Haga uso adecuado de la información disponible en Internet para completar la información sobre el cultivo de virus. 3. Alcance En esta práctica, estudiante realizará una investigación sobre los métodos utilizados para el aislamiento y cultivo de virus en muestras de pacientes. Con el fin de conocer los métodos que actualmente se utilizan en distintos procedimientos de identificación viral. 4. Antecedentes Los virus son los agentes infecciosos más pequeños que existen ( nm de diámetro) y contienen solo un tipo de ácido nucléico como genoma (ADN o ARN). Son parásitos intracelulares obligados (necesitan un huésped, ya que en vida libre no sobreviven), utilizando las enzimas y estructura de la célula huésped. El ciclo de reproducción dentro de la célula incluye las fases de adsorción, penetración, desnudamiento, multiplicación, ensamblaje y liberación. 59

60 Para la visualización de las estructuras virales se utilizan microscopios electrónicos para visualizar las partículas de virus combinándolos con tintes de alto contraste a los electrones. GLOSARIO Adsorción: unión entre la cápside viral de proteínas y los receptores específicos en la superficie celular del huésped. Cápside: cubierta proteínica o envoltura que encierra el genoma de ácido nucleico. Desnudamiento: proceso en el cual el ácido nucleico del virus es liberado dentro de la célula. Ensamblaje: etapa de formación de la cápside viral y se asociación con el genoma viral. Envoltura: membrana que contienen los lípidos y rodea algunas partículas virales. Liberación. Los virus salen de la célula huésped por lisis o por gemación. Multiplicación. Es la biosíntesis de los elementos necesarios para la formación de nuevos virus. Nucelocápside: complejo proteína-ácido nucleico que representa la forma empacada del genoma viral. Penetración: La forma en la que el virus entra en la célula huésped varía dependiendo de la especie. Subunidad: cada polímero viral con un solo plegamiento. Unidades estructurales: proteína de los elementos que constituyen la cubierta. También se conocen como protómeros. Virón: partícula viral completa 5. Materiales y equipo Sistema de Internet Libros de texto Computadoras Alcohol al 70% Guantes de látex Cloro al 5% Torundas de algodón 60

61 Cultivo Aislamiento Universidad Mariano Gálvez 6. Procedimiento PARTE I. Apoyo de Internet Consulte en Internet para realizar una investigación de las técnicas de cultivo, aislamiento e identificación de virus. Realice un breve resumen de los antecedentes y los métodos actuales utilizados. Tome los dibujos que sean necesarios para ilustrar su revisión bibliográfica. Realice un cuadro comparativo Escriba la bibliografía como corresponde de acuerdo con las instrucciones del Manual de Laboratorio. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. 8. Formato de presentación de resultados Realice un breve resumen donde explique de forma clara lo siguiente: Cuadro en el que se incluya por lo menos tres diferentes técnicas para el cultivo, tres para el aislamiento y tres para la identificación viral. Debe incluir la descripción de la prueba (principio), ventajas y desventajas Complete el reporte con sumario, marco teórico, discusión, conclusiones y referencias. TÉCNICAS DE CULTIVO, AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN VIRAL Nombre de la prueba Descripción de la prueba Ventajas Desventaja Ilustración 61

62 identificación Universidad Mariano Gálvez 9. Bibliografía de referencia Brooks G. Butel J. Morse S. Microbiología médica de Jawetx, Melnick y Adelberg. Editorial El Manual Moderno 17 Ed. México p. 62

63 VIRUS HEPATOTÓXICOS Practica 12 HOJA DE TRABAJO Complete el siguiente cuadro de forma resumida pero concreta, colocando cada una de las especificaciones para los distintos tipos de Hepatitis que Hepatitis Genoma (ADN o ARN) Simetría viral y envoltura +/- Forma de transmisión Periodo de incubación Síntomas Pruebas de diagnóstico de laboratorio* Complicaciones Tratamiento Prevención A B C D E F G * En las pruebas de laboratorios especificar sobretodo en la serología si se trata de antígeno de superficie, antígeno del núcleo o core, anticuerpos IgG o IgM 63

64 DIAGNOSTICO RAPIDO IN VITRO PARA LA DETECCION CUALITATIVA DE ANTICUERPOS IgM CONTR VIRUS Practica Introducción La hepatitis es una enfermedad frecuente en la población humana, causada por gran diversidad de virus. Un gran porcentaje de los casos de hepatitis son causados por el virus de la hepatitis A (HAV). Luego de un periodo de incubación de 14 a 40 días, la infección de HAV se manifiesta comúnmente por la ictericia, debido a una inflamación aguda del hígado y del subsiguiente incremento de la concentración de bilirrubina en la sangre. La hepatitis A es endémica en todas las partes del mundo. Su epidemiología esta marcadamente influenciada por el nivel local de sanidad e higiene. La trasmisión se produce por vía fecal-oral. Una alta cantidad de virus son excretados en las heces, unos cuantos días antes de que aparezcan los síntomas clínicos o la ictericia. La diseminación del virus se realiza a través del contacto directo o el consumo de alimentos o de aguas contaminadas. Los anticuerpos de IgM al HAV son producidos en la etapa temprana de la infección, y persisten durante la fase aguda de la enfermedad (IgM anti HAV). 2. Objetivos Que el estudiante: Aprenda a realizar pruebas de ensayo inmunoenzimático de fase sólida. desarrolle habilidad en la realización de pruebas rápidas en el diagnostico in vitro. 3. Alcance Conocer y comprender la utilidad que tienen los diagnósticos in vitro, como pruebas de tamizaje. 4. Antecedentes El comienzo de la enfermedad en adultos en zonas no endémicas por lo general es repentino. En casi todos los países en vías de desarrollo, la infección se produce en la niñez de manera asintomática y leve, la enfermedad varía desde la forma leve, que dura de una a dos semanas, hasta una forma grave e incapacitante de varios meses de duración. En términos generales la gravedad de la enfermedad aumenta con la edad y se considera que tiene una tasa de letalidad baja. 64

65 El diagnostico se confirma por la demostración de anticuerpos de IgM contra el virus de la hepatitis A (IgM anti HAV), en el suero de los pacientes con la forma aguda o que en fecha reciente estuvieron enfermos. Estos anticuerpos logran ser detectados de 5 a diez días después de la exposición al virus. Principio de la prueba Es un ensayo inmunoenzimático de fase sólida basado en el principio de la inmunocaptura. La fase sólida es un peine el cual esta sensibilizado en dos áreas activas: Punto superior: Anticuerpo monoclonal contra el virus de hepatitis A (control interno). Punto inferior: anticuerpo de conejo anti IgM humano. La bandeja de desarrollo contiene: Fila A: diluyente de la muestra Fila B: solución de lavado Fila C: antígeno HAV Fila D: anticuerpo anti HAV monoclonal marcado con fosfatasa alcalina. Fila E: solución de lavado Fila F: solución de sustrato cromogénico, conteniendo 5 bromo 4 cloro 3 indolil fosfato (BCIP) y nitro azul tetrazolio (NBT) Control positivo: plasma humano inactivado con calor, conteniendo anticuerpos IgM anti HAV. Control negativo: plasma humano inactivado con calor, negativo para anticuerpos anti HAV diluyente de la muestra: diluyente. 5. Materiales y Equipo Bolsas para descarte de basura Controles positivo y negativo Cronometro Guantes de látex Incubadora a 37 C Lentes de protección Marcador indeleble para vidrio Muestras desconocidas Papel mayordomo Pipetas automáticas Pizeta con cloro al 5% Pizeta de alcohol al 70% Puntas desechables Reactivos del Kit: bandeja y peine Tijeras Torundas de algodón Tubos ependrof 65

66 6. Procedimiento Muestra: Muestra puede ser suero o plasma humano. PARTE I. Preparación de la prueba: Ponga todos los reactivos y las muestras a temperatura ambiente. Realice las pruebas a temperatura ambiente. PARTE II. Preparación de la bandeja de desarrollo: Incube la bandeja en una incubadora a 37 C, por 45 minutos. Mezcle los reactivos, sacudiendo la bandeja de desarrollo. PARTE III. Preparación del peine Abra el empaque de aluminio, por el borde perforado. Retire el peine. Es posible utilizar todo el peine y la bandeja o una parte. Determine el número de dientes que va a utilizar. Corte los que va a utilizar. Devuelva la porción no utilizada al forro de papel aluminio y cierre bien. PARTE IV. Predilución de la muestra y controles. Para cada muestra y control, vierta 490 µl de diluyente de la muestra en un tubo ependorf. A cada ependorf agregue 10 µl de diluyente de la muestra o control. Mezcle el contenido de los tubos ependorf. PARTE V. Realización de la prueba. Perfore la cubierta de aluminio, de un pocillo de la fila A. Pipetee 2 µl de la muestra prediluida. Vacíe la muestra en el fondo del pocillo. Mezcle la solución rellenando y vaciando el pocillo. Deseche la punta de la pipeta. Repita los pasos anteriores con cada muestra y control. 66

67 Inserte el peine (con el lado impreso hacia usted) en os pocillos de la fila A. Mezcle, retirando e insertando el peine varias veces dentro de los pocillos. Deje el peine en la fila A e incube por dos horas a 37 C. Programe el cronometro. Al finalizar las dos horas, perfore la cubierta de la fila B, únicamente los pozos necesarios. Saque el peine de la fila A. Absorba el líquido adherido a las puntas de los dientes, apoyándolo sobre un papel absorbente limpio. NOTA: no toque la superficie frontal del diente. Primer lavado: inserte el peine en los pocillos de la fila B. Agite: retire e inserte vigorosamente el peine en los pocillos por lo menos 10 segundos. Repita el lavado varias veces, agitando, hasta transcurrir 2 minutos. Perfore el papel aluminio de la fila C. Después de los dos minutos, retire el peine y absorba el líquido, como en el punto 13. Reacción anfígeno-anticuerpo Fila C: Inserte el peine en los pocillos de la fila C. Mezcle como en el paso 8. Incube la bandeja como a 30 minutos a 37 C. Programe el cronometro. Perfore el papel aluminio de la fila D. Después de los 30 minutos retire el peine y absorba el líquido, como en el punto 13. Unión del conjugado, Fila D. Inserte el peine en la fila D. Mezcle como en el paso 8. Incube la bandeja 20 minutos a 37 C. Programe el cronometro. Perfore el papel aluminio de la fila E. Después de los 20 minutos retire el peine y absorba el líquido, Segundo lavado fila E Inserte el peine en la fila E. 67

68 Mezcle por dos minutos como en el paso 8. Incube la bandeja por 2 minutos a 37 C. Programe el cronometro. Perfore el papel aluminio de la fila F. Después de los 2 minutos retire el peine y absorba el líquido, como en el punto Reacción de color Fila F. Inserte el peine en la fila F. Mezcle por 10 minutos como en el paso 8. Incube la bandeja por 10 minutos a 37 C. Programe el cronometro. Retire el peine. Detención de la reacción Fila E. Inserte el peine de nuevo en la fila E. Después de 1 minuto, retire el peine y déjelo secar al aire. PARTE VI. Lectura de Resultados El control positivo debe producir dos puntos en el diente del peine. El control negativo debe producir un punto superior (control interno). El punto inferior puede no aparecer o aparecer tenuemente, sin afectar la interpretación de los resultados. Cada muestra analizada debe producir un punto superior (control interno). Si cualquiera de las condiciones no se cumplen, los resultados no son válidos y las muestras y controles deben ser examinados. Un punto con intensidad mayor que o igual a la del control positivo indica la presencia de anticuerpos IgM anti HAV. La ausencia del punto o su presencia con mayor intensidad que la del control positivo deber ser considerada como un resultado negativo. 7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad Lávese las manos después de realizar cualquier tarea dentro de laboratorio de microbiología. No dejar por ningún motivo cajas, tubos o cualquier otro material contaminado, en lugares que no corresponda al área de trabajo. 68

69 - NINGUN EQUIPO DE PROTECCIÓN SUSTITUYE EL CUIDDO, ORDEN Y PRECAUCIÓN QUE DEBE TENER AL REALIZAR SU TRABAJO 7. Formato de presentación de resultados Haga un dibujo representativo de los resultados obtenidos, describa e interprete 8. Cuestionario a. Investigue que son los anticuerpos monoclonales y su utilización en Kits diagnósticos. 9. Bibliografía de referencia Manual I de Enfermedad Prioritarias en América Latina. OPS/OMS, Tegucigalpa, Honduras, Blaine H Hepatitis A In: Viral Hepatits Editorial Raven Press, New Cork pp Diestag JL, et al Comparación de test serológicos para diagnóstico de hepatitis A Infecciones Humanas. 14:

70 REPASO Practica Al laboratorio de parasitología llega una muestra de heces proveniente de un paciente de la consulta externa, y se observa en 40x la siguiente estructura. Responda: a. Género y especie del parásito b. Estadío del parásito c. Colorante utilizado para observar muestras de heces d. Que estructuras se pueden observan examen microscópico e. Describa la fase adulta del parásito 2. Usted realiza una gota gruesa para la evaluación de parásitos sanguíneos. Responda a. Que tinción utiliza para la observación b. En qué objetivo del microscopio observa la muestra? y Cuál es el aumento final? c. Mencione 3 géneros de parásitos sanguíneos de importancia médica d. Al analizar la muestra se observan amastigotes intracelulares, a que género pertenece el parásito e. Coloque una figura del agente causal observado f. Cuál es el vector de la enfermedad? g. Qué diferencia hay entre la observación de una muestra preparada como gota gruesa y una como frotis sanguíneo? A su criterio, Cual es mejor? 3. Se realiza una práctica para observar arácnidos en polvo casero, usted prepara la muestra y logra observar estructuras microscópicas correspondiente a estos organismos a. Cuál es el cuadro clínico que pueden producir en un paciente? b. Cuál es la complicación clínica más grave? c. Cómo se llaman a las células de las cuales se alimentan estos arácnidos? d. Mencione cuatro características de los ácaros 4. Al realizar una preparación para la observación de una muestra de hongos, se evidencia la siguiente figura a. Descripción de la fase observada al microscopio b. Género y especie c. Tinción utilizada para la observación d. Localización topográfica de la tinea que produce e. Agar utilizado para su aislamiento y condiciones de temperatura y tiempo para el cultivo 70