Contacto:

Transcripción

1 DIRECCION DE INVESTIGACIONES EN ACUICULTURA, GESTION COSTERA Y AGUAS CONTINENTALES UNIDAD DE INVESTIGACIONES EN ACUICULTURA INFORME TÉCNICO ANUAL CULTIVO DE MOLUSCOS Blgo. Jorge Bautista Correa 2007 Contacto: vyepez@imarpe.gob.pe

2 CONTENIDO 1. INTRODUCCIÓN 2. GENERALIDADES 3. MATERIAL Y MÉTODOS 3.1 Acondicionamiento 3.2 Desove y fertilización 3.3 Desarrollo larvario 4. RESULTADOS 4.1 Acondicionamiento 3.2 Desarrollo larvario 5. DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES 6. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS 7. TABLAS y FIGURAS

3 CULTIVO DE MOLUSCOS EN AMBIENTE CONTROLADO 1. INTRODUCCIÓN Las exportaciones mundiales de almejas y similares crecieron notablemente durante los últimos 25 años: de TM por valor de U$S 23,2 millones en 1976, pasaron a TM por valor de U$S 372 millones en En el 2000, sin embargo, cayeron levemente (168 mil TM y U$S 363 millones). El 87% de las exportaciones (en términos de volumen) se dieron en forma viva o refrigerada, mientras que el 8% fue en forma de enlatados (Lovatelli, 2003) El cultivo de una especie acuícola generalmente comienza a transformarse en una realidad en la medida que disminuyen las poblaciones naturales, en conjunto muchas veces a requerimientos especiales del mercado, que no pueden ser satisfechos mediante la sola explotación de estas poblaciones. Este es el caso de las almejas en el mundo, en que la tendencia es de disminución de las capturas y a la vez importantes consumidores como son los europeos, norteamericanos y asiáticos. Las almejas son moluscos de importancia comercial, cuyo cultivo se encuentra en desarrollo en Europa y Norteamérica, principalmente en países como España, Francia, Italia y EE.UU (Bustos y Olavaria, 2000). La almeja es uno de los moluscos mas cotizados en estos países, por lo que desarrollar las técnicas de acondicionamiento de reproductores, desove, fertilización de huevos, cultivos larvarios, fijación, metamorfosis de larvas, cultivos post larvarios masivos, engorde en nursery hasta presemillas y siembra de semilla en el medio natural contribuiría al desarrollo de la maricultura en nuestro país. La investigación que se está llevando a cabo en el IMARPE en moluscos bivalvos, busca mejorar los conocimientos sobre el ciclo reproductivo y las condiciones para lograr el crecimiento y de asegurar altos índices de supervivencia larval de la almeja Semele solida en condiciones de laboratorio.

4 2. GENERALIDADES: Las almejas son bivalvos que viven normalmente enterrados en la arena poco pedregosa de la zona intermareal. Cavan por medio de un pie musculoso en forma de hacha. Su concha está formada por dos valvas iguales, unidas por un ligamento que posibilita su apertura y cierre. La almeja es un organismo que se alimenta por filtración, proceso llevado a cabo en las branquias. El agua entra a través del sifón inhalante, recorre la superficie de las branquias donde son retenidas las partículas alimenticias de un tamaño determinado y sale por el sifón exhalante. El alimento procede de tres fuentes distintas: una de ellas la constituye el alimento vivo, es decir, fitoplancton y bacterias; una segunda fuente de alimentación es la materia orgánica disuelta; y en tercer lugar, los detritos. La cantidad de alimento ingerido depende de la cantidad de agua que pasa por las branquias y de la concentración de alimento en la misma. Los sexos en las almejas suelen estar separados y su fecundación es externa. El crecimiento está en función de la temperatura, salinidad y abundancia de alimento, soportando rangos de temperaturas entre los 5º a 28º C. El agotamiento de las poblaciones naturales, debido a la extracción de los bancos naturales europeos, asiáticos y norteamericanos, ha permitido el desarrollo de los cultivos intensivos de varias especies de almejas en diversos países, con el objetivo de satisfacer la demanda de un mercado creciente. En nuestro país tenemos varias especies de las denominadas almejas entre ellas, las especies Gari solida (GRAY 1828), Semele solida (GRAY 1828) y Protothaca thaca (MOLINA 1782), las que son explotadas comercialmente por la pesquería artesanal y son consideradas de importancia para el consumo local, constituye el quinto recurso en volúmenes de extracción del litoral peruano. Sin embargo a pesar de ello, poco se conoce acerca de su biología y ecología, siendo escasa la información disponible. Desde 1986 el Instituto del Mar del Perú (IMARPE) viene desarrollando estudios en ambientes controlados a nivel experimental de especies de

5 moluscos nativos e introducidos. El desarrollo de estos estudios comprende la obtención de planteles de reproductores silvestres, aclimatándolos a la vida en cautiverio; así como, la adaptación de técnicas para la fecundación y obtención de puestas de manera inducida y desarrollo de técnicas de cultivo larvario. Los estudios a nivel experimental servirán como base para generar procedimientos en la obtención de semillas en sistemas controlados y posteriormente crear tecnologías de producción intensiva de moluscos. El presente informe de trabajo, se realizó con la almeja Semele solida, la cual presenta una distribución geográfica desde Callao (Perú) hasta el Archipielago de Chonos (Chile). 3. MATERIALES Y METODOS 3.1. Acondicionamiento reproductivo de la almeja Semele solida El acondicionamiento de los reproductores es fundamental si queremos contar con larvas para el cultivo. Se trata de un procedimiento a través del cual los criaderos pueden ampliar su ciclo productivo sin tener que depender del período, relativamente corto, durante el cual los adultos de la especie de interés portan gametos maduros cuando se encuentran en el mar. Los reproductores de la almeja Semele solida, fueron obtenidos de la isla San Lorenzo, mediante buceo. Al llegar al laboratorio fueron acondicionados en tanques de fibra de vidrio de 300 litros de capacidad con agua de mar filtrada y aireación constante utilizando piedras difusoras. No se les suministró alimento durante 2 días. Para la aclimatación y acondicionamiento de las almejas en laboratorio se diseño un recirculador, el cual consta de dos tanques circulares, uno de 300 L y otro de 100 L de capacidad, en la parte media del tanque de 300 L se colocó una malla rodeada de un tubo, la cual sirve de soporte a las almejas y de esta forma sus heces van al fondo del tanque, dicho sistema se denomina upwelling. El tanque de cultivo se completa con agua de mar filtrada a 60 µm hasta el pequeño tubo que mantiene en la parte superior a modo de reboce orientado al tanque de 100 L en donde se coloca el alimento (microalgas) y una

6 pequeña bomba centrifuga con una manguera dirigida hacia el tanque de 300 L, de esta manera circula el agua de mar mezclada con el alimento (Fig. 1 a y b). El procedimiento de aclimatación y acondicionamiento reproductivo de los progenitores en los tanque consistió en suministrar una dieta alimenticia con las microalgas Isochrysis galbana y Chaetoceros gracilis a una proporción de 2:1 y a una concentración de 5 x 10 6 células/ml. Este periodo se extendió por 55 días, durante el cual se renovó cada 5 días el agua del tanque, con el fin de mantener limpio el deposito, una vez al mes os reproductores eran lavados con agua de mar filtrada, a fin de eliminar restos de microalgas y materia orgánica adheridas a sus conchas. 3.2 Desove y fertilización Después del periodo de acondicionamiento, se seleccionan ejemplares que lograron incrementar su peso, con los cuales se llevaron a cabo los ensayos de inducción al desove, utilizando la técnica de estrés por sobrealimentación (Fig. 2). Se escoge a los ejemplares de mayor peso, cuales están aptos para el desove, luego son colocados individualmente a recipientes de vidrio de 2 L con aireación y se le induce al desove sobrealimentándolas con Isochrysis galbana a una concentración aproximada de 4 x 10 6 células/ml. Obtenidos los productos sexuales, la fertilización de los ovocitos se realizó agregando espermios en una relación 7:1 (espermios:ovocitos). Luego de comprobada la fecundación en el microscopio, mediante la aparición del primer corpúsculo polar, los huevos fueron estabulados en un tanque de 300 L con agua de mar filtrada a 1 µm y esterilizada con luz UV sin aireación, hasta la aparición del primer estadio larvario.

7 3.3 Desarrollo larvario La alimentación de las larvas se inicia a las 48 horas después del sembrado de los óvulos fecundados, cuando son larvas D ; la dieta esta conformada por las microalgas Isochrysis galbana var. Tahitiana y Chaetoceros gracilis en una relación de 1:1 y a una concentración aproximada por larva de 2 x 10 4 células. Con la aparición del primer estadio de desarrollo, las larvas se tamizan y lavan a fin de eliminar cualquier impureza. Los tamices utilizados, están hechos con tubos de PVC de 4 pulgadas de diámetro, con un fondo de malla Nytex de diferentes aberturas de malla; se comienza con un tamiz de 23 µm., luego para retener partículas más grandes que pudieran haber caído a los tanques se utiliza un tamiz de 300 µm y seguidamente se procede al lavado de las larvas con agua filtrada UV para eliminar a las larvas deformes y a las muertas. A medida que van creciendo las larvas, se utiliza tamices con abertura de malla más grande. Para el recambio se utilizan mangueras de 1 pulgadas de diámetro y de 3 m de longitud. Luego de la limpieza de las larvas, éstas son estabuladas en los tanques de cultivo previamente lavados con agua dulce y detergente; los cuales son completados con agua de mar filtrada con mangas de 1 µm y esterilizada con luz Ultravioleta (UV), de igual manera se instala aireación moderada en los tanques para no maltratar las larvas. A partir de la presencia de larvas D, se inicia la rutina del tamizado y recambio de agua cada 3 días. Luego del resembrado de las larvas y después de un lapso de 30, se procede a determinar la densidad larval del tanque de cultivo, para lo cual se utiliza una pipeta y lunas de reloj y se procede de la siguiente manera, se toma un mililitro de muestra de la parte media del tanque y se coloca en una luna de reloj, y se realiza el conteo en el microscopio estereoscopio. Esta operación se repite al menos 5 veces, tomando muestras de varias partes del tanque, obteniéndose de esta manera la densidad larval promedio.

8 Las mediciones de crecimiento larval se realizan en el microscopio, usando como criterio las variaciones de la longitud que corresponden a la mayor amplitud de la concha en un eje paralelo a la línea de la charnela. Se tomaron microfotografias del desarrollo larvario, a 100x y 400x, en un microscopio LEICA. 4. RESULTADOS 4.1 Acondicionamiento reproductivo de Semele solida. Los 150 ejemplares colectados presentaron una talla (dorso-ventral) promedio de 75 mm (d.s. 0,6) y un peso promedio de 132,65 g (d.s. 21,5). Con respecto a la dieta proporcionada durante el periodo de acondicionamiento, los individuos fueron alimentados con una mezcla de las microalgas Isochrysis galbana (T-iso) y Chaetoceros gracilis, en una proporción de 2:1; a una concentración que varió entre 4 a 5 x 10 6 células/ml, la temperatura registró valores entre 17.8 y 20.3 C. En la Fig. 3 se muestra la evolución del peso promedio de los reproductores acondicionados, las almejas se estabularon al inicio con un peso promedio de 132,65 g, con este sistema de acondicionamiento (up-welling) se logró un incremento de peso de los individuos. Al cabo de 222 días de mantenimiento en laboratorio, la supervivencia de los reproductores de almejas fue del 70%. Lograda esta etapa en la que se registró un incremento relativo en el peso, a pesar de los inconvenientes durante el año anterior (reinstalación de equipos en el modulo temporal, puesta en funcionamiento de los mismos, mareas blancas con aguas sulfurosas), no imposibilitó que pudiera llevarse a cabo ensayos de inducción al desove con aquellos ejemplares que presentaron mayor incremento de peso, para lo cual se utilizó el método de inducción por sobrealimentación con la microalga Isochrysis galbana (T-iso) a una densidad aproximada de 4 x 10 6 células/ml.

9 Una vez verificado el buen estado de los gametos hembra y macho, se procedió a la fertilización en un recipiente conteniendo 2 litros de agua con 5 049,000 millones de óvulos. Se agregó ½ litro de agua conteniendo ,000 millones de esperma, la relación utilizada fue de 1:7, ovulo/esperma. Se movió suavemente con la mano previamente desinfectada y se dejó en reposo durante 20 minutos al cabo de los cuales se observó la formación de la membrana vitelina, y se procedió a tamizar los huevos para eliminar restos de microalgas. Una vez limpios se dejaron en reposo en un recipiente de 20 litros, la cantidad de óvulos fertilizados fue de aproximadamente 2 892,857 millones. Durante el año se lograron 4 desoves, del total de reproductores inducidos se logró desovar el 45%, de los cuales 65% fueron machos y 35% hembras (Tabla 1). 4.2 Desarrollo Larvario A las 48 horas de realizada la fertilización se observó la aparición de la larva veliger de charnela recta o larva D con un tamaño promedio de µm (Fig. 4), se tamizan y se seleccionan las larvas a utilizar en el cultivo, luego de darles un baño suave con agua filtrada a 1 micra se colocan en tanques de 500 litros y a partir de esta etapa se comienza a dar alimento que consiste en Isocrhrysis galvana (Tiso). El cuarto día, se observó que las larvas se encontraban en estado de pre umbonadas y median 120 micras (Fig 5). El día 8 las larvas se encontraron en estado umbonadas 170 micras (Fig 6) y el día 20 las larvas pediveligeras 230 micras presentaban un velo reducido y un pie mas largo (Fig 7), el día 22 las larvas pediveligeras 240 micras presentaban un velo muy reducido (Fig. 8) en el dia 25 las larvas pediveligeras 250 micras, no presentaban velo. Durante el cultivo la temperatura varió desde 15ºC hasta 19ºC y la mortalidad calculada fue del 3.5% diario.

10 La temperatura registrada estuvo entre los 16,5 ºC y 18 ºC, se les alimentó con I. galbana a una densidad de 1.2x10 4 cel/ml. La densidad larval inicial fue de 21 larvas /ml la cual fue disminuyendo hasta los 19 días. 5.- DISCUSIÓN y CONCLUSIONES El acondicionamiento de las almejas para la obtención de gametos fuera de la época natural de desove, es uno de los cuellos de botella para el desarrollo de su cultivo integral. Factores como la temperatura, cantidad y calidad del alimento, circulación de agua y otros, hace que sea necesario que los gametos provengan de individuos sexualmente maduros, lo cual se logra mediante los lípidos que suelen ser utilizados como fuente energética disponible en caso de estrés nutricional y/o durante la gametogénesis de los bivalvos (Walne, 1974; Beukema y de Bruin, 1977; Holland, 1978), y constituyen la principal reserva nutricional de huevos y larvas, condicionando la viabilidad de ambos (Helm et al., 1973). En consecuencia, la gestión de reservas lipídicas a lo largo de la maduración sexual debería verse afectada por la disponibilidad de alimento en el medio. Asimismo, el progreso del desarrollo gonadal implica la aparición de diferencias tanto en el contenido como en la composición lipídica de machos y hembras de bivalvos. El contenido lipídico total, y de gran parte de clases lipídicas, se incrementa en paralelo con el desarrollo sexual, y en función de la ración de alimento ofertado. Los fosfolípidos constituyen la clase lipídica mayoritaria de las almejas, seguida de triglicéridos. Así mismo, las hembras acumulan mayor cantidad de lípidos que los machos conforme se desarrolla la gónada, siendo fosfolípidos, triglicéridos y ésteres de esterol y ceras, los que determinan, en mayor medida esta diferenciación sexual. En este experimento se utilizaron I. galbana y C. gracilis, dos microalgas que son ricas en ácidos grasos poliinsaturados de 20 y 22 átomos de C, particularmente EPA y DHA, además de contener entre 20 a 24% de lípidos totales respectivamente (FAO, 2006). Por otro lado, tanto la salinidad como la temperatura deberán ser las apropiadas para las especies que se estén acondicionando. Los bivalvos que

11 se cultivan habitualmente siguen un desarrollo reproductor y los gametos maduran a salinidades superiores a 25 PSU (unidades prácticas de salinidad, equivalentes a partes por mil) y a temperaturas que oscilan entre los 16 y 24 C. Sin embargo, cada especie tiene sus valores óptimos para estos parámetros. En el caso de este experimento, los valores de salinidad se mantuvieron constantes a 35 PSU y la temperatura se mantuvo en promedio 19,0ºC. Con estos parámetros se logró que el 45% de los reproductores desovaran. Se debe tener en cuenta que lo mas conveniente es reproductores recolectados del ambiente natural los cuales deben ser aclimatados lentamente dentro del sistema de acondicionamiento, evitando en lo posible el estrés que provoca el traslado, cuando la variación entre la temperatura del medio ambiente y las condiciones de laboratorio es grande, en nuestra experiencia la variación fue de 0,8 C. Utilizamos el sistema de Up-welling para el acondicionamiento de los reproductores de almeja porque presenta ciertas ventajas como: La supervivencia de los reproductores fue mayor que utilizando el sistema de agua estática mediante goteo. El sistema permitió una mejor distribución de microalgas, creando un flujo permanente que mejoró el consumo alimenticio. Mantuvo la temperatura constante. Se manipuló menos a los reproductores evitando el estrés. El período de acondicionamiento reproductivo en almejas varía según la especie, la estación del año y el tipo de alimentación; en nuestro caso este periodo duró aproximadamente 13 semanas. Para determinar la condición gonadal de los reproductores, es necesario examinar el tejido gonadal para lo cual se debe sacrificar algunos ejemplares y realizar un examen al microscopio que confirme la presencia de ovocitos hidratados y de espermios móviles.

12 El desove es un proceso por el cual reproductores maduros liberan sus gametos en respuesta a un estimulo aplicado; varios son los estímulos que pueden ser aplicados para inducir el desove, los más exitosos son aquellos que son naturales y minimizan el estrés de los animales (Jones et al., 1993). Durante el experimento se realizaron ensayos de inducción mediante sobrealimentación con la microalga I. galbana, debido a que nos proporciona mejores resultados que la inducción por shock térmico, método con el cual algunos ejemplares morían. Del total de reproductores sometidos al estímulo de sobrealimentación, aproximadamente el 45 % expulsó gametos. El proceso de desove duró alrededor de 1 hora y 30 minutos, en otras especies como la almeja Ruditapes philippinarum) el periodo de desove dura frecuentemente de 30 minutos a 2 horas (Jones et al., 1993). El tamaño de las larvas D registradas en este experimento muestran una media de µm, lo que es relativamente mayor a la de otras especies de almejas como T. philippinarum con un rango de talla entre 90 y 100 µm, al igual que M. mercenaria (FAO, 2002). La densidad larval es un factor importante en el éxito del cultivo ya que una alta densidad causa estrés, que junto con otros factores puede provocar altas mortalidades, en este caso se trabajó con una densidad inicial de 21 larvas/ml, lo cual está dentro de los rangos apropiados para iniciar un cultivo larval. Los requerimientos alimenticios para las larvas varían con el aumento del tamaño y con las condiciones del agua. En general, para la alimentación en cultivo controlado son mejores las dietas variadas, en las que debe incluirse un alga enriquecida en DHA como T-Iso u otras prasinofíneceas y un alga enriquecida en EPA como Chaetoceros gracilis u otra diatomea. Las larvas son sensibles a la calidad del agua, temperatura y densidad larval, demuestran esta sensibilidad a través del consumo de alimento. Las larvas que no clarifican el agua de cultivo (que no se alimentan) es uno de los primeros

13 indicadores de un problema dentro del tanque de larvas. Según Utting, (1991) para las almejas el primer alimento puede consistir en una mezcla de pequeños flagelados: Nannochloropsis oculata, Isochrysis galbana (T-iso) y Chaetoceros calcitrans. Otras diatomeas como Chaetoceros gracilis son adicionadas como alimento, cuando la larva ha alcanzado 150 micras. En nuestros cultivos se utilizó T-iso durante el periodo larval. La mortalidad masiva observada a los 19 días de cultivo, pudo deberse a la presencia de algunas especies de bacterias del genero Vibrio, debido al incremento de la temperatura y la mala calidad del agua. Así mismo, estos malos crecimientos de las larvas y las altas mortalidades registradas en nuestros cultivos pudieran estar asociados a antecedentes publicados para P. maximus y O. edulis, sobre los bajos valores del índice lipídico de los huevos (Gallager et. al., 1986; Salaun et al., 1991), lo cual es determinante para la supervivencia de las larvas, al constituir la principal fuente de nutrición durante la fase endotrófica de la organogénesis. El 2007, se implementó la adquisición e instalación de los equipos de la nueva infraestructura que albergara los cultivo, debido a esta circunstancia los trabajos programados sufrieron retrasos causados por la instalación y acondicionamiento de los equipos, además de los eventos de contaminación del mar frente a nuestra toma de agua que ocurrieron frecuentemente, ocasionó que las condiciones para el cultivo larvario dentro del laboratorio no sean las adecuadas. Estos factores interrumpieron en varias ocasiones las labores de acondicionamiento y cultivo larvario.

14 6. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS Gallager S.M., R. Mann & G.C. Sasaki Lipidic as an index of growth and viability in three species of bivalve larvae. Aquaculture 56: Jones, G.G., Sanford, C.L.& Jones B.L., Manila Clam: Hatchery and Nursery Methods. Innovative Aquaculture Products Ltd. OLAVARRIA, E., A. FARÍAS & I. URIARTE, Morfometría y tasas de crecimiento larvario y post-larvario de los bivalvos Venus antiqua y Gari solida cultivados en laboratorio. Rev. Biol. Mar., Valparaiso, 31 (2): Salaun M., Boucher J. & M. Le Pennec Prodissoconch shell characteristics as indicators of larvae growth and viability in Pecten maximus (Linnaeus 1758) Jorunal of shellfish Research 10: URBAN, H. J. & B. Campos Population Dynamics of the bivalves Gari solida, Semele solida and Protothaca thaca from a small bay in Chile at 36º S. Mar. Ecol. Prog. Ser. Vol. 115: Utting,S.D. & Spencer, B.E The hatchery culture of bivalve mollusc larvae and juveniles, Laboratory Leaflet, Number 68. FAO, Cultivo de bivalvos en criadero. Un manual práctico. Documento técnico de pesca Nº 471. Walne, P.R Culture of Bivalve Molluscs. Fishing News (Books) Ltd, Surrey,England: 189 pp.

15 7. TABLAS Y FIGURAS Reproductores Agua filtrada Alimento T =17.8 y 20.3 C 350 l 100 l Fig.1 a. Esquema del sistema de recirculación ( Upwelling ), utilizado para el acondicionamiento de ejemplares adultos de S. Solida. Fig. 1 b. Tanques de acondicionamiento de reproductores de S. solida

16 Fig.2. Sistema de inducción al desove para reproductores de almeja, mediante estrés por sobrealimentación gr muestreo Fig. 3. Incremento de peso promedio de los reproductores de S. solida registrado durante la etapa de acondicionamiento utilizando el sistema Upwelling.

17 Tabla 1. Determinación de sexos en Semele solida utilizadas para el desove. Sexo Numero % Machos Hembras No desovados Total Tabla 2. Desarrollo larvario de S. solida en laboratorio a una temperatura de 18 a 20 C. Días de Talla Estadio cultivo (micras) larva "D" larva D l. umbonada l. umbonada l. pediveliger l. pediveliger Tabla 3. Densidad promedio y porcentaje de supervivencia observada en el cultivo de larvas de S. solida. Tiempo (días) Larvas/L Supervivencia (%) 3 21, , ,

18 Fig. 4. Estadio larval D con un tamaño promedio de µm Fig. 5. Larva veliger umbonada de 12 días de cultivo, 205 µm de tamaño

19 Fig. 6. Larva umbonada de Semele solida, 200 micras. Fig. 7. Tercer día de larva pediveliger de Semele solida, 230 micras

20 Fig. 8. Octavo día de larva pediveliger de Semele solida, 250 micras.