Prof. Clara Larocca, DMV, MSC Prof. Alvaro Fernández Area Biotecnología de la Reproducción Animal Facultad de Veterinaria Universidad de la República

Transcripción

1 CAPÍTULO III TRANFERENCIA DE EMBRIONES EN BOVINOS Autores: Prof. Clara Larocca, DMV, MSC Prof. Alvaro Fernández Area Biotecnología de la Reproducción Animal Facultad de Veterinaria Universidad de la República San Alberto Embriones Uruguay

2 55 TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN BOVINOS TRANSFERENCIA DE EMBRIONES INTRODUCION La Transferencia de Embriones (TE), permite difundir los genes de una hembra valiosa en mayor medida que la reproducción fisiológica, esto hace de la Técnica un instrumento de selección tanto para la creación de líneas genéticas como para la difusión del progreso genético. Por ejemplo de una vaca se obtienen un promedio de 5 terneros en su vida reproductiva. Si superovulamos y realizamos la transferencia de embriones se puede aumentar como mínimo 5 veces lo que es muy importante sobre todo en madres de toros. En ganado de carne, permite producir gemelos y con ello aumentar el índice de procreo. La TE combinada con la Punción Folicular guiada por ultrasonografía y aplicando la FIV disminuye los costos de los embriones y aumenta significativamente su número. Por otra parte la TE es una herramienta para salvaguardar genotipos en extinción, de especies silvestres, de especies de interés zootécnico, así como la introducción de nuevas razas. 1-Avance genético: 1.1.Aumento de la presión de selección. Debido a que se produce un aumento en el número de descendientes por hembra, se reduce el número de madres seleccionadas de una generación para dar lugar la generación siguiente de reproductores que renovarán el rebaño. 1.2.Reducción del Intervalo Intergeneracional. Al aumentar en forma rápida las hembras jóvenes, se reduce el intervalo entre las generaciones, se difunden los reproductores de alto valor genético y por tanto se acelera el progreso genético. 1.3.Difusión de la mejora genética. Aumentando la descendencia de hembras de alto valor genético el TE es un medio eficaz para la difusión del potencial genético por vía materna. 1.4.Protección de especies productivas y silvestres en extinción. El mantenimiento de los genotipos en extinción de interés zootécnico, así como de especies en extinción permite mantener y conservar la biodiversidad. 1.5.Seguridad sanitaria. Numerosos estudios han demostrado que mediante el TE logramos impedir la transmisión de enfermedades víricas o bacterianas siguiendo las normas del manual de la IETS (1998). La zona pelúcida es una barrera natural (Singh, 1989; Stringfellow y col.1991). Desde el punto de vista comercial esto es fundamental en el comercio de embriones congelados.

3 Ganancia genética. Para los índices de ganancia genética, en producción de leche, medidos en porcentaje / año, es posible evaluar el impacto de ésta tecnología.con los test de progenie, a través de un sistema eficiente, la ganancia genética varía de 1.5 a 2,0% al año. Con un esquema de Transplante de Embriones(TE) con hembras seleccionadas, este índice varía entre 1,8 a 2,4%.Si se utilizan vaquillonas seleccionadas por el pedigree, el índice sube de 2,6 a3,5%.cuando se utiliza la bipartición de esos embriones el índice sube hasta un 4%.con el clonado cuando se pueda aplicar a escala de la producción el índice puede llegar hasta un 25%. 2.BASES FISIOLÓGICAS DEL FUNCIONAMIENTO OVÁRICO: La regulación neurohormonal del funcionamiento ovárico en la vaca ocurre en diferentes niveles interrelacionados (Dócke,1981). Las neuronas de la porción craneal del hipotálamo producen una neurohormona, la gonadoliberina o Gonadotropin-releasing-Hormon (GnRH), la cual vía axónica llega a la eminencia media dónde es almacenada o liberada. Cuando se libera va a la Adenohipófisis vía porta-hipofisiario (Döcke,1984). La Adenohipófisis secreta FSH/LH en respuesta a la GnRH. La FSH es responsable del reclutamiento folicular que se produce durante cada onda folicular (Adams, 1994). La liberación de la FSH y la LH en la sangre periférica es el producto de la interacción entre hipotálamo, hipófisis y ovarios a través de mecanismos de Feed-back positivos/negativos y el sistema vegetativo. El total de los folículos que maduran en la vida de una vaca están predeterminados desde el nacimiento, son los folículos primarios. En la etapa de la pre-pubertad comienzan a crecer, las células planas pasan a cúbicas (células de la granulosa), induciendo la formación de la zona pelúcida(zp), se forma la teca externa y se forman los folículos secundarios que ya poseen receptores para la FSH (Dócke,1984), las células de la granulosa se multiplican y se comienza a formar el antro folicular(folículo de Graaf). Muchos folículos se desarrollan durante el ciclo estral en la vaca. Las diversas ondas de crecimiento folicular se han podido estudiar, en los últimos años por medio de la Ultrasonografía. El crecimiento folicular ocurre en ondas de folículos antelares (4-5 mm) seguido por la selección de un folículo dominante y la regresión de los otros subordinados. Cuando no se produce la regresión del Cuerpo Lúteo(CL),el folículo dominante puede ir a la ateríais y comienza una nueva onda folicular(mapletoft y Pierson,1995).Un seguimiento ultrasonográfico seriado ha demostrado que la mayoría de las vacas presentan dos o tres ondas foliculares durante el ciclo estral. La primera se inicia casi enseguida de la ovulación (en un corto período posterior),la segunda se inicia entre los 8 a 10 días, la tercera cuyo folículo dominante está destinado a ovular se inicia aproximadamente en el día 18.(Ginter y col.,1989).

4 57 En varios laboratorios, utilizando la ultrasonografía, han llegado a la conclusión de que aproximadamente el 80% tienen tres y hasta 4 ondas, sin embargo en estudios de Ginter(1995),se demostró la predominancia de dos ondas de crecimiento folicular en la vaca. En el proceso de maduración de los folículos hasta la ovulación intervienen los estrógenos y se forman receptores para la LH en las células de la granulosa. La alta concentración de estrógenos en la sangre periférica bloquea la liberación de FSH por parte de la adenohipófisis. La producción de estrógenos preovulatoria induce un pico de LH que induce la ovulación del folículo maduro. Después de la ovulación las células de la granulosa se luteinizan. Después del pico de LH el ovocito necesita estar entre 6-8 h. en el folículo para su total maduración.(thibault,1977). La LH es la responsable de la de la formación y mantención de CL. Las células luteínicas poseen receptores para la Prostaglandina F2 alfa (PG) la cual se forma en el útero y es transportada hacia el ovario por contracorriente a través de la vena uterovárica/arteria ovárica, teniendo la propiedad de lisar el CL. Si se produce la luteólisis la secreción de progesterona por el CL cesa.(hafez,1988). 3.SUPEROVULACION DE LAS DONANTES DE EMBRIONES: La vaca es un animal uníparo que generalmente ovula un solo óvulo en un ciclo estral. A veces dos. Una aplicación efectiva de la técnica de transferencia de embriones se realiza con el objetivo de inducir una ovulación múltiple, recuperar y transferir varios embriones, uno por receptora en ganado para leche y dos en ganado comercial para carne para obtener muchos terneros. Para ingresar a un programa de TE, las donantes seleccionadas deben cumplir los siguientes requisitos: - Tener un período post parto no menor a 60 días, habiendo registrado un ciclo previo de duración normal. - Haber transcurrido más de 50 días de un tratamiento superovulatorio anterior. - Es conveniente que al efectuar el tratamiento la donante no se encuentre con cría al pie. Nos referimos anteriormente a que la mayor limitante en la respuesta a los tratamientos de superovulación se debe a la variabilidad individual además de los otros factores que afectan la respuesta. Varios investigadores(hasler y col.),reportaron que el rango de embriones transferibles por donante es de 5 a 7.

5 58 Se han utilizado para la superovulación diferentes tipos de gonadotropinas con diferentes presentaciones y dosis comerciales(casida y col,1940,1943;koole y Onuma,1970;Gordon,1975;Betteridge,1977),las más utilizadas son tres: a)gonadotropinas extraídas de la hipófisis del suino(p-fsh).contiene una relación de FSH/LH,depende de la pureza del preparado que contenga la menor cantidad posible de LH,ya que la responsable de la superovulación (crecimiento de numerosos folículos hasta estado preovulatorio es la FSH. Se ha estimado que la FSH tiene una vida media en sangre en la vaca como máximo de 5 h (Lerner y col., 1986), debido a esto la dosis total (máximo 50 Unidades ARMOUR), se debe fraccionar e inyectar i.m. dos veces al día (4-5 días),en dosis decrecientes. A las 72 h. de iniciado el tratamiento se inyecta 500 microgramos de (PG) en la mañana y 250 en la tarde. Se insemina a celo visto con dos servicios con 12 horas de intervalo. La colección de embriones se realiza en los días 7-8 al estado de blastocisto y blastocisto expandido implantándose en vaquillonas sincronizadas respecto al celo de la donante ( 12/0/+12 h.). El tratamiento de superovulación se inicia preferentemente entre los días 9-10 del ciclo. Se puede partir contando desde un celo natural o sincronizando con PG o con métodos que combinan la progesterona o progestágenos con estrógenos y permiten iniciar la sincronización de las donantes en cualquier día del estro (ver el capítulo de sincronización del estro). b) Gonadotropina de yegua preñada (PMSG, actualmente ecg). En la vaca no tenía gran difusión debido a que tiene una vida media de 40 h y persiste durante 10 días en la sangre periférica, esto causa problemas porque persiste la estimulación ovárica, resultando una escasa colección de embriones transferibles y muchos folículos que no ovulan. En los últimos años se administra en combinación con un anticuerpo monoclonal (ANTI-PMSG), que resuelve éstos problemas (Crister y col.,1980; Mapletoft y col.,1990). Se administran 3000UI i.m. (vaca para leche) o (vaquillonas), preferentemente en los días 9-10 después del celo. A las 48 h se inyecta a las donantes con PG, 500 microgramos en la mañana y 250 en la tarde. El celo se presenta a las 48 h., y las vacas se inseminan 12 y 24 h después de detectado y se da una inyección i.v. de un equivalente en unidades internacionales de anti-pmsg con la primera inseminación. Entre los días 7-8 se realiza la colecta de embriones y se transfieren a receptoras sincronizadas, o se congelan. Foto1: Respuesta de ovario de vaca a la superovulación

6 59 Los rangos son similares a los obtenidos con tratamientos con FSH, con la ventaja de que es un tratamiento más práctico en condiciones de campo(larocca y col., 1996; Larocca y col, 1998). c) La gonadotropina de la menopausia humana (hmg). Su uso a nivel de la producción no está difundido por lo elevado de su costo. 4. RECOLECCIÓN DE EMBRIONES Actualmente, la recolección transcervical, no quirúrgica es la técnica utilizada. La recolección de embriones a través de una laparotomía medioventral se recomienda para casos especiales, como el caso de un bloqueo del oviducto, el que podría ser corregido quirúrgicamente. La incisión a través del flanco debe ser realizada bajo anestesia local y puede ser exitosa bajo ciertas condiciones, sin embargo, no es recomendable por el hecho de la dificultad para exponer el tracto reproductivo. Esta técnica conduce a mayor agotamiento del animal, menor porcentaje de recuperación de embriones y una alta incidencia de adherencias. 4.1 RECOLECCIÓN NO QUIRÚRGICA Para fines comerciales, se recobran los embriones entre los días 6-8 después del estro y la 1º inseminación artificial. Antes de éste tiempo, muchos embriones estarán en el oviducto y no podrán ser recolectados por medio no quirúrgicos. Las vacas donantes deben ser manejadas de forma de evitarles cualquier factor de estrés.

7 60 Foto 2 y 3: Sujeción de donantes en el cepo Se las coloca en un cepo en el que se realizará la operación. La base de la cola es rasurada, lavada con jabón antiséptico y enjuagada con alcohol al 70%; luego, se administra una inyección epidural de 5ml de lidocaína al 2%. Se comprueba la buena administración de la inyección, observando la flacidez de la cola. El área alrededor de la vulva es lavada y esterilizada y el técnico, mediante palpación rectal, detecta el número de cuerpos lúteos que tiene cada ovario. El paso siguiente es apartar los labios vulvares y, si es necesario, introducir un dilatador, a través de la vagina y colocarlo en el lúmen del cérvix. Ejerciendo poca presión, el dilatador se pasa a través del cérvix, con sumo cuidado, para facilitar más tarde, el paso de la sonda. Una sonda con balón inflable de calibre francés 18 ó 24 (dependiendo del tamaño del útero), con una varilla de acero inoxidable en su interior, se introduce por la vagina y se pasa a través del lúmen del cérvix dilatado. La sonda, luego, es manipulada en el cuerno uterino seleccionando el lugar adecuado y así el balón inflable es situado lo más craneal posible. El balón es inflado con unos 10 ó 15 ml de aire, dependiendo de la sonda utilizada. Foto4: Sonda de colección de embriones con las vías de lavado

8 61 El balón deberá estar ajustado a la pared del cuerno uterino, para evitar cualquier escape del medio que se va a inyectar. Sin embargo, si el balón está muy ajustado, el endometrio, fácilmente, es dañado y dificultará la búsqueda de los embriones. Generalmente,10 a 15 ml. De aire son necesarios para vaquillonas y 18 a 22 ml para vacas. Para el lavado uterino se utiliza un litros de medio PBS (fosfato buffer salino) o solución Ringer lactato. Se calienta a 37 C y se acondiciona en un transfusor de suero y se le adapta a un tubo de drenaje. Este tubo se conecta con el tubo de entrada de la sonda y un adaptador en forma de Y. Una parte del tubo de goma de 0.5 mts de largo se conecta al tubo de salida del balón catéter a través del adaptador en Y, y se conecta a un dispositivo con filtro Em Com dónde se realiza la colección de embriones tal como se observa en las fotos siguientes. La entrada y salida del medio utilizado para la colecta se regula mediante el uso de pinzas de Mohr, o similares (hemostáticas, etc). Foto5: Colecta No Quirúrgica de embriones mediante lavado uterino Mediante la palpación rectal se hace un masaje en la unión utero tubarica con los dedos índice y pulgar y se controla el ingreso y salida de medio, lo que se repite de 6 a 10 veces utilizando entre 500 a 800 ml por cada cuerno uterino. Después que se lava un cuerno uterino, se retira el balón catéter, se limpia y se cambia al cuerno opuesto repitiendo el mismo procedimiento realizado en el primer cuerno.

9 62 8. AISLAMIENTO Y EVALUACION DE EMBRIONES Para localizar, identificar, aislar, manipular y clasificar ovocitos infértiles y embriones se requiere considerable experiencia. Los embriones fácilmente pueden pasar desapercibidos así que cada caja de petri debe ser examinada por una misma persona dos veces y chequeada por otro técnico para rectificar o ratificar el número de embriones encontrados. Foto6: Retención de los Embriones en un filtro EmCom. Foto7:Aislamiento de Embriones Las cajas de Petri de fondo plano y cuadriculadas son muy eficientes en la búsqueda de embriones utilizando lupas estereoscópicas. La mayoría de los embriones colectados deberán estar en un mismo estado de desarrollo, en el dia 5 y 6 se encuentran en un estado de mórula y aquellos recolectados el dia 7 o más tarde los encontraremos en estado de blastocisto. Debido al hecho de que los folículos de un ovario sometido a un tratamiento hormonal ovulan en un determinado tiempo, un considerable rango de desarrollo se encuentra normalmente. La morfología embrionaria esta correlacionada con las tasas de prenez, por lo tanto embriones que estan retardados en su desarrollo por dos o más días no deberían ser transferidos. Los embriones se evalúan y así las receptoras apropiadas deberán ser seleccionadas. En general los mejores embriones deben ser transferidos a buenas receptoras., en adiccion la edad del embrion puede hacerse coincidir hasta cierto punto con el ambiente uterino de la receptora. El embrión debe ser esférico, compacto, con blastómeros del mismo tamaño con color, textura y citoplasma uniforme ; el espacio perivitelino debe estar vacío y de diámetro regular y la zona pelúcida simétrica y sin arrugas o pliegues, no debe existir ningún tipo de detrito celular. Algunas caracteristicas que pueden ser evaluadas incluyen: compactación de las células, regularidad de la forma del embrión, variación en el tamaño de las células, color y textura

10 63 de citoplasma, presencia de grandes vesículas, presencia de celulas extruídas, diámetro y regularidad de la zona pelúcida, presencia de detritus celulares. 5. IMPLANTE DE EMBRIONES El desarrollo de la Transferencia de Embriones fue paralelo al de recolección. Hasta los años 60 el implante se hacía por vía quirúrgica; Los embriones fueron recolectados 5 7 días después del estro por medio de cirugía y bajo anestesia general, y las receptoras eran preparadas para la transferencia bajo las mismas condiciones que las donantes. Para eliminar los problemas asociados a la anestesia general, sin alterar la eficacia de la recolección quirúrgica, algunos grupos cambiaron hacia el uso de la anestesia local. Describiremos brevemente las dos técnicas de transferencia de embriones: 5.1 Transferencia Quirúrgica Foto 8: Implante de Embriones Vía Quirúrgica La primera transferencia quirúrgica con éxito fue lograda por Willet y col. en Los autores practicaron la cirugía bajo anestesia general, con el animal en decúbito dorsal y por la línea media. El cuerno ipsilateral al ovario con cuerpo lúteo era presentado al exterior para ser punzado con una pipeta conteniendo el embrión. Avery y col. (1962) simplificaron la técnica quirúrgica transfiriendo los embriones a las receptoras en pie y por el flanco. A fin de determinar a priori que cuerno era el ipsilateral a la ovulación, se procedió a palpar previamente a las receptoras. La elección del flanco a incidir lo determina el ovario ovulado. El embrión puede ser transferido con pipeta Pasteur o pajuela plástica ( ml). La preñez con esta técnica varía entre un 70 y un 80%, con embriones frescos (Baker y col., 1984; Takeda y col.,1986) y aproximadamente 10% menos con embriones congelados Transferencia no quirúrgica Es la técnica de elección en la actualidad. La primera transferencia no quirúrgica con éxito en bovinos fue lograda por Mutter y col. en 1964, atravesando el cervix con una pipeta de inseminación. Al comienzo de la década del 80 se estableció como lugar óptimo para la transferencia quirúrgica del embrión el tercio anterior del cuerno uterino (Newcomb y Rowson, 1980), basado en que los embriones del día 7 y 8 se localizan en el útero a 5 6 cm de la unión útero tubárica (Strabberger, 1982). Esto no es `posible en la transferencia no quirúrgica con un catéter rígido, como consecuencia de la curvatura uterina (Newcomb,

11 ). Trabajos posteriores no encontraron diferencias en el éxito de la transferencia comparando el tercio anterior con el medio y estimaron que el intento de transferir los embriones por delante del tercio medio con un catéter rígido podía conducir a traumatismos de la mucosa uterina con muerte embrionaria (Sreenan y Diskin, 1987). El lugar de elección para obtener resultados aceptables es por delante del ligamento intercornual, a la altura de la curvatura del cuerno. (Mitchell, West y Donaldson, 1984). El procedimiento de transferencia no quirúrgica tiene la desventaja de requerir destreza, experiencia y particularmente mucho cuidado en la manipulación del catéter en el cuerno y el cuerpo del útero. El trauma provocado provoca liberación de prostaglandinas, respuesta inflamatoria, descenso de los niveles de progesterona, que finalmente intervienen en la sobrevida del embrión. Esto provoca que la receptora retorne al celo entre los 24 y 39 días post transferencia. Para evitar el efecto traumático de la manipulación sobre el endometrio se pusieron a prueba drogas para inducir la relajación de la musculatura lisa del útero (relajantes uterinos) y/o anestésicos locales (anestesia epidural); sobre los primeros hay opiniones contradictorias acerca de su efectividad Procedimiento Foto 9: Transferencia de Embriones No Quirúrgica El embrión se carga en la pajuela de 0.25 ml. La pajuela es cargada en primer lugar con medio de cultivo (aprox. 3.5 cm de su longitud), se deja un espacio con aire (1 cm) y luego se carga el embrión contenido en el medio. Posteriormente una nueva columna de aire y otra con medio. La columna con medio de cultivo (PBS) ubicada en el extremo abierto de la pajuela, limpia a esta en el momento de la descarga. La presencia de las columnas con aire impiden el desplazamiento de la columna central que contiene el embrión. La última garantiza la descarga del embrión por efecto de arrastre. La pajuela es colocada en el catéter de transferencia estéril, que será cubierto posteriormente por una camisa sanitaria o vaina protectora plástica. Esto representa una ventaja ya que permite mantener el catéter libre del contacto con secreciones que puedan contaminarlo cuando lo introducimos hasta la porción cervical del útero.

12 65 Hasta la transferencia el catéter puede ser conservado a temperatura ambiente (20ºC ). El traslado al lugar de transferencia debe hacerse evitando cambios de temperatura y en posición horizontal. Antes de la transferencia deberá ser evaluada la presencia del cuerpo lúteo y su calidad. Una vez realizada la palpación genital y el vaciado del recto, un asistente deberá lavar y secar la vulva y la zona perineal. Para los animales indóciles se recomienda la administración de anestesia epidural (Lidocaína 2%, 4 7 ml), para impedir las contracciones rectales y poder manipular el útero eficazmente. Para introducir el catéter en la vagina se deben separar los labios de la vulva a fin de colocar éste directamente en el vestíbulo. Cuando la punta del catéter está frente al cervix es importante que el asistente tome los bordes de la camisa sanitaria y tire hacia atrás para liberar el catéter. Si se emplea vaina protectora plástica, el procedimiento puede realizarlo el mismo operador. E catéter es introducido en el cervix, su penetración debe hacerse manipulando el órgano siempre por delante del instrumento. Los movimientos son similares a los de IA, de dorsal a ventral y viceversa y a ambos lados mientras se empuja, simultáneamente, el catéter. La presión debe ser suave y sobre todo controlable, ya que sino corremos el riesgo de perforar el cuerpo del útero. Con los cuernos en posición adecuada, el operador podrá atravesar el último anillo cervical e ingresar al cuerno uterino ipsilateral a la ovulación. Para ello se deberá tomar suavemente el cuerno y presentarlo frente a la punta del instrumento, algo más levantado que el cervix. Luego fijamos el cuerno uterino y estirando y empujando ligeramente el catéter avanzamos hacia craneal La operación debe repetirse introduciendo el catéter en el cuerno lo necesario para superar la línea transversal que establece el ligamento ancho y tan profundamente como sea posible sin resistencia alguna. Por último depositamos el embrión y retiramos el catéter. 6. TASA PREÑEZ Actualmente la tasa de preñez con esta técnica varía entre 60 y 70% con embriones frescos y de buena calidad (Schneider y col., 1980; Mc Evoy y Sreenan, 1990), 50 60% con embriones producidos in vitro (Liebrich, 1991) y obtenidos in vivo congelados/ descongelados. La diferencia de preñez del 10 20% entre esta técnica y la quirúrgica, podría ser explicada por las infecciones provocadas al introducir el catéter de transferencia, via vagina, en el útero, particularmente susceptible de infecciones entre el día 6 8 del ciclo (Wright, 1981). El grado de sincronización que se establece entre la donante y las receptoras se suman a la lista de factores que condicionan el éxito de una transferencia. La probabilidad de gestación

13 66 depende también del estadio en que se encuentra el embrión en el momento de la recolección. La transferencia de mórulas tempranas, por ejemplo, alcanzó una tasa de preñez significativamente inferior (p< 0,05) frente a otros estadios más desarrollados (Schneider y col., 1980). La transferencia de un solo embrión se lleva a cabo en el cuerno ipsilateral de acuerdo a la relación establecida entre el cuerpo lúteo y el cuerno uterino adyacente. La transferencia de más de un embrión es posible llevarla a cabo en forma bilateral. Esto significa que un embrión debe ser colocado siempre en el cuerno ipsilateral a la ovulación. La transferencia de un solo embrión en el cuerno contralateral provoca una alta mortalidad embrionaria dado que las señales luteotróficas y antiluteolíticas del embrión fallan en alcanzar el CL del lado opuesto a la transferencia (Sreenan y Diskin, 1987). El empleo reiterado de receptoras abre el interrogante sobre cuántas veces puede repetirse la transferencia a una misma receptora. La transferencia de los embriones obtenidos o producidos constituye el último paso de la técnica, su éxito dependerá del grado de idoneidad y experiencia requeridos también para el resto de las actividades. La tasa de preñez obtenida no será solo el producto de la transferencia por sí sino de la suma de las actividades realizadas hasta el momento y de los factores dependientes de la donante, el semen, el embrión, la receptora. La competencia profesional en ejecutar con éxito cada uno de los diferentes pasos permitirá alcanzar resultados óptimos y repetibles. 7. Morfología y evaluación embrionaria. Fotos del Laboratorio de Trasplante de Embriones y Biotecnología de la Facultad de Veterinaria. Uruguay. Foto I: Blastocisto muy bueno Foto II: Blastocisto Expandido muy bueno y Blastocisto regular.

14 67 Ovocito 16 Células 2 Célula Mórula Compacta Foto II Blastocisto muy bueno 4 Célula Blastocisto Temprano 8 Célula Blastocisto Foto III. Diferentes Estados de Desarrollo

15 68 Foto IV: Blastocistos Expandidos y uno Eclosionando. Foto V: Mórulas Compactas.

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