Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis Sharon L. Reed, Charles E. Davis

Transcripción

1 El elemento básico para diagnosticar las parasitosis es el interrogatorio minucioso de las características de la enfermedad en el paciente. Son especialmente importantes los aspectos epidemiológicos de la misma, porque el peligro de parasitación guarda relación íntima con la ocupación, recreo o viaje a zonas muy endémicas. Si no se tienen conocimientos básicos acerca de los aspectos epidemiológicos y el ciclo vital de los principales parásitos será muy difícil hacer un enfoque sistémico del diagnóstico. Sobre tal base, la clasificae16 Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis Sharon L. Reed, Charles E. Davis ción médica de los parásitos importantes para el ser humano destacará en el presente capítulo su distribución geográfica, su transmisión y las ubicaciones anató micas y fases de su ciclo vital en los seres. El texto y los cuadros tienen como objetivo servir de guía respecto a los métodos diagnósticos precisos de las parasitosis más importantes y orientar al lector para que revise otros capítulos que contienen datos más integrales sobre cada infección. Los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3 resumen la distribución geográfica, la localización anatómica y los métodos usados para el diagnóstico de las infecciones por vermes planos, vermes redondos y protozoos. El médico, además de escoger los métodos diagnósticos más apropiados, debe orientar a sus enfermos sobre la forma correcta de obtención de las muestras y para que lleguen sin dilación al laboratorio. Por ejemplo, probablemente no se confirme en el laboratorio el diagnóstico de filariosis de Bancroft, salvo que la sangre se extraiga cerca de la medianoche, en que hay actividad de las microfilarias nocturnas. Es importante avisar anticipadamente al personal e113 CUADRO e16-1 INFECCIONES POR PLATELMINTOS Vermes planos (cestodos) Platelmintos intestinales Taenia saginata (tenia del ganado vacuno) Hymenolepsis nana (tenia enana) Diphyllobothrium latum (tenia de los peces) T. solium b (tenia porcina) Platelmintos somáticos Echinococcus granulosus (hidatidosis) E. multilocularis (hidatidosis) T. solium b (tenia porcina) Duelas (trematodos) Trematodos intestinales Fasciolopsis buski Heterophyes heterophyes Metagonimus yokogawai Trematodos hepáticos Clonorchis sinensis Fasciola hepatica Trematodos hemáticos Schistosoma mansoni S. haematobium S. japonicum Distribución geográfica Zonas de cría de ganado ovino y de caza Zonas subárticas China, India Lejano Oriente, India Lejano Oriente, Balcanes, norte de África China, sureste asiático Zonas de cría de ganado ovino Oriente, África, Sudamérica África, América Central y del Sur, Indias Occidentales África Lejano Oriente Hospedadores del ciclo vital Intermedios (transmisión) Ganado vacuno Escarabajo del grano Copépodos-peces c Cerdos Ovejas, camellos, seres, otros Roedores, seres Cerdos, seres Caracoles-castañas de agua Caracoles-peces Caracoles-peces Caracoles-peces Caracoles-berros Trematodos pulmonares Especies de Paragonimus Caracoles-cangrejos/langostinos Caracoles Caracoles Caracoles Definitivos, ratones a, otros mamíferos Perros Zorros, perros, gatos, ovejas, otros mamíferos Fase del parásito, segmentos, segmentos, segmentos Hidátides Hidátides Cisticerco Adultos, huevos,,, Tejido o corporal Pulmón, hígado Hígado Músculos, SNC, bilis, d bilis Pulmón, esputo, heces Orina Diagnóstico Pruebas serológicas,,, Otros Segmentos móviles Anemia megalocítica en el 1% de los casos Especialmente en México, América Central y del Sur, África Radiografía de tórax, CT, MRI Puede parecerse a carcinoma colangiocelular CT, MRI, radiografía Colangitis bacteriana recurrente Cirrosis, hipertensión portal Radiografía de tórax, CT, MRI Biopsia rectal endoscópica, biopsia hepática Hígado, orina o biopsia vesical Biopsia hepática CAPÍTULO e16 Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis a Las larvas también pueden madurar en las vellosidades intestinales de seres y ratones. b T. solium puede producir infecciones intestinales o cisticercosis. Sus huevos son idénticos a los de T. saginata; los escólices y los segmentos de las dos especies son diferentes. c Cuando hay dos hospedadores intermedios, el primero está separado del segundo por un guión. Los hospedadores definitivos son infectados por el segundo hospedador intermedio. d Los huevos alcanzan raramente las heces durante la fase aguda de la enfermedad. Nota:, western blot; SNC, sistema nervioso central;, enzimoinmunoanálisis. Las pruebas serológicas incluidas en los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3 se encuentran disponibles en el comercio o en los Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, GA. Harr-e_16.indd 113 5/30/08 6:01:42 PM

2 e114 PARTE 7 Enfermedades infecciosas CUADRO e16-2 INFECCIONES POR VERMES REDONDOS Distribución geográfica Vermes redondos intestinales Enterobius vermicularis (oxiuro) Trichuris trichiura (tricocéfalos) Ascaris lumbricoides (vermes redondos del ser humano) Ancylostoma duodenale (anquilostoma del Viejo Mundo) Necator americanus (anquilostoma del Nuevo Mundo) Strongyloides stercoralis (estrongiloidosis) Capillaria philippinensis Nematodos tisulares Trichinella spiralis (triquinosis) Wuchereria bancrofti (filariosis) Brugia malayi (filariosis) Loa loa (gusano ocular de África) Onchocerca volvulus (ceguera de los ríos) Dracunculus medinensis (gusano de Guinea) Angiostrongylus cantonensis Síndromes de larva migrans Ancylostoma braziliense (erupción larva migratoria) Toxocara canis y T. cati (larva migratoria visceral) Zonas templadas y tropicales Zonas templadas y tropicales Zonas templadas y tropicales Eurasia, África, Pacífico Estados Unidos, África, mundial Trópicos y subtrópicos húmedos Sureste asiático, Taiwán, Egipto Zonas costeras tropicales y subtropicales Asia, subcontinente indio África central y occidental África, México, América Central y del Sur África Sureste asiático, Pacífico, Caribe Zonas tropicales y templadas Zonas tropicales y templadas Hospedadores del ciclo vital Intermedios (transmisión) Tierra, fecal-oral Tierra, fecal-oral Pescado crudo Cerdos/seres Mosquitos Mosquitos Moscas del mango (Chrysops) Moscas negras Cyclops Caracoles/babosas, gambas/ peces Tierra, fecal-oral Definitivos Aves Cerdos/seres Ratas Perros/gatos, seres Perros/gatos, seres Fase del parásito /larvas /larvas, larvas, Microfilarias Microfilarias Microfilarias Adultos/larvas Adultos/larvas Tejido o corporal Piel perianal, esputo, duodenal Músculo, ganglios linfáticos Piel/ojos Piel LCR (raramente) Diagnóstico Pruebas serológicas, RAPID, RAPID Otros Prueba de la cinta adhesiva transparente Prolapso rectal Sx de migración pulmonar Sx de migración pulmonar, anemia Sx de migración pulmonar, anemia Diseminación en inmunodeficiencia Malabsorción/autoinfección, biopsia Biopsia muscular Periodicidad nocturna a Nocturna Puede ser visible en el ojo, diurna Analizar ganglios o biopsias cutáneas Puede ser visible en la lesión Meningitis eosinofílica Piel Anquilostoma canino y felino Vísceras, SNC, ojos b También causada por vermes redondos de otras especies a La sangre debe ser extraída a medianoche, excepto en el caso de infecciones contraídas en el Pacífico sur. b La presencia de hemaglutininas es un dato útil. Nota: Sx, signos y síntomas;, enzimoinmunoanálisis; SNC, sistema nervioso central; LCR, cefalorraquídeo; RAPID, prueba inmunográfica rápida [disponible en los National Institutes of Health ( )]. del laboratorio y al patólogo quirúrgico cuando se sospecha una parasitosis. La interacción continua con ese personal y con los patólogos mejora la posibilidad de explorar con gran cuidado los parásitos en s corporales o fragmentos para biopsia, tarea que deberán realizar las personas más capaces. PARÁSITOS INTESTINALES Casi todos los helmintos y protozoos abandonan el cuerpo con las heces. Habrá que pedir a la persona que guarde sus heces en un recipiente limpio de cartón, registre la hora en que los recogió en el recipiente. Es importante no contaminar la muestra con agua (que puede contener protozoos vivos) ni orina. Las muestras de excremento deben recogerse antes de ingerir bario u otros materiales de contraste para métodos radiológicos y antes de consumir antidiarreicos y antiácidos, porque estos últimos cambian la consistencia de las heces e interfieren en la detección microscópica de los parásitos. Muchos parásitos cíclicamente abandonan el cuerpo por medio de las heces, razón por la cual habrá que estudiar, como mínimo, tres muestras obtenidas en días alternos. El estudio de una sola muestra puede ser hasta 50% menos sensible. Cuando son inevitables retrasos en el transporte al laboratorio, las muestras fecales se deben mantener en alcohol polivinílico o en otro fijador para la conservación de los trofozoítos protozoos. Los nuevos equipos de recolección con instrucciones para que el paciente transfiera partes de la muestra directamente al fijador y al medio de transporte bacteriano, pueden aumentar la obtención de trofozoítos. La refrigeración también conserva los trofozoítos durante unas horas y los quistes de protozoos y los huevos de helmintos durante varios días. El análisis de las muestras de excremento incluye su estudio macroscópico y microscópico. Hay mayor probabilidad de que las heces acuosas o laxas (diarreicas) contengan trofozoítos de protozoos, pero los quistes de ellos y los helmintos en todas las etapas se detectan en las heces formadas. Si se identifican vermes o segmentos de gusanos planos (platelmintos) habrá que transportarlos inmediatamente al laboratorio o se les lavará y conservará en un medio fijador para estudio ulterior. El único platelminto con segmentos móviles es Taenia saginata, que es la tenia de los vacunos, y a veces el paciente lleva tales fragmentos al médico. Su movilidad constituye una característica importante y definitoria, porque los huevecillos de T. saginata y Taenia solium (la causa de la cisticercosis) son de morfología prácticamente idéntica. El estudio microscópico de los excrementos es completo sólo después de valorar y evaluar los preparados húmedos en forma directa y practicar técnicas de concentración, en las que se usarán muestras para tinción permanente. Harr-e_16.indd 114 5/30/08 6:01:45 PM

3 CUADRO e16-3 INFECCIONES POR PROTOZOOS e115 Protozoos intestinales Entamoeba histolytica (amebosis) Giardia lamblia (giardiosis) Isospora belli Cryptosporidium Cyclospora cayetanensis Microsporidium (Enterocytozoon bieneusi, especies de Encephalitozoon) (microsporidiosis) Amebas de vida libre Naegleria Acanthamoeba Protozoos hemáticos y tisulares Especies de Plasmodium (paludismo) Babesia microti (babesiosis) Trypanosoma rhodesiense (enfermedad del sueño africana) T. gambiense (enfermedad del sueño africana) T. cruzi (enfermedad de Chagas) Leishmania tropica, etc. L. braziliensis (mucocutánea) L. donovani (kala-azar) Toxoplasma gondii (toxoplasmosis) Distribución geográfica, especialmente trópicos? Hospedadores del ciclo vital Intermedios (transmisión) Definitivos, otros animales, otros animales??? Animales, seres Subtrópicos y trópicos Estados Unidos, especialmente Nueva Inglaterra África Oriental subsahariana África occidental subsahariana México Sudamérica Muy difundida en trópicos y subtrópicos México Sudamérica Muy difundida en trópicos y subtrópicos Agua tibia Tierra, agua Mosquitos Garrapatas Moscas tsé-tsé Moscas tsé-tsé Redúvidos (triatomos) Mosquitos (Phlebotomus) Mosquitos (Lutzomyia) Mosquitos (Phlebotomus), otros mamíferos Roedores, seres, herbívoros, cerdos, perros, animales salvajes, perros, roedores, perros, roedores, perros, animales salvajes a La acidorresistencia se demuestra mejor por fluorescencia con auramina o con tinción acidorresistente modificada. b Ponerse en contacto con los CDC en el c La Organización de la Salud proporciona tarjetas de aglutinación a los países endémicos. d Especificidad limitada; más sensible para L. donovani. Fase del parásito Ooquiste Ooquiste Ooquiste Tejido o corporal, hígado Diagnóstico Pruebas serológicas, detección de antígenos Detección de antígenos Detección de antígenos Otros Ecografía, CT hepáticos, Prueba del hilo, DFA, Acidorresistencia a Acidorresistencia, a DFA, biopsia, Acidorresistencia, a safranina modificada, autofluorescencia, biopsia, Espora Tricromo modificado, acidorresistencia, a biopsia, Asexual Asexual Trip Trip Amastigoto, trip Amastigoto Amastigoto Amastigoto SNC, fosas nasales SNC, piel, córnea, LCR, LCR Múltiples órganos/ sangre Piel Piel, mucosas Sistema RE Gatos Quiste, trof SNC, ojos, músculos, otros DFA DFA Uso limitado IIF IIF b Aglutinación en tarjeta, IIF b,c IIF, IFA, d IFA, b IFA, b, IIF Biopsia, exudado nasal, cultivo Biopsia, raspados, cultivo Especies animales, en asplenia, También chancro, ganglios linfáticos También chancro, ganglios linfáticos Reactivación en inmunosupresión Biopsia, raspados, cultivo Biopsia, raspados, cultivo Biopsia, cultivo, Nota: trof, trofozoíto; trip, forma tripomastigota; IIF, inmunofluorescencia indirecta (indirect immunofluorescence); RE, reticuloendotelial;, reacción en cadena de la polimerasa;, enzimoinmunoanálisis; SNC, sistema nervioso central; IFA, anticuerpo fluorescente indirecto (indirect fluorescent antibody); LCR, cefalorraquídeo; DFA, anticuerpo fluorescente directo (direct fluorescent antibody). CAPÍTULO e16 Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis Antes de aceptar un señalamiento de que no se identificaron huevos y parásitos como declaración final, el médico insistirá en que el laboratorio lleve a cabo cada uno de los métodos en cuestión. Algunos parásitos intestinales se detectan con mayor facilidad en material diferente de los excrementos. Por ejemplo, a veces se necesita utilizar la prueba de la cuerda para obtener muestras del contenido duodenal y así identificar Giardia lamblia, Cryptosporidium y larvas de Strongyloides. Con la técnica de la cinta adhesiva transparente se detectan huevos de oxiuros en la piel perianal y sirve también para obtener huevos de T. saginata depositados en la misma zona cuando se desintegran los segmentos desprendibles (cuadro e16-4). Se utilizan dos soluciones habituales para hacer los preparados húmedos e identificar las diversas fases de helmintos y protozoos: solución salina fisiológica en el caso de trofozoítos, quistes, huevos y larvas y solución de yodo diluida para quistes y huevos de protozoos. Nunca se utilizará la solución yodada para estudiar muestras en busca de trofozoítos, porque destruirá a los parásitos y así eliminará su movilidad característica. Los dos métodos de concentración más practicados para detectar números pequeños de quistes y huevos son la sedimentación en formol-éter y la flotación en sulfato de cinc. Es preferible la técnica de formol-éter, porque todos los parásitos sedimentan, pero no todos flotan. Es importante preparar antes de la concentración extensiones que se teñirán permanentemente con colorantes, para identificar trofozoítos. A partir del concentrado se podrán hacer más extensiones, que se teñirán en busca de quistes y huevos. En muchos casos, particularmente en los esfuerzos por diferenciar Entamoeba histolytica de otras amebas, hay que considerar como provisional la identificación de parásitos en preparados húmedos o concentrados. Las exten- Harr-e_16.indd 115 5/30/08 6:01:46 PM

4 e116 PARTE 7 Enfermedades infecciosas CUADRO e16-4 OTROS PROCEDIMIENTOS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO DE PARÁSITOS QUE ESTÁN EN LOS EXCREMENTOS a s y fases en excrementos Otros métodos diagnósticos Vermes planos (cestodos) y segmentos de Taenia saginata Método de la aplicación perianal de cinta adhesiva transparente en busca de huevecillos y segmentos de T. solium Métodos serológicos; fragmento de biopsia de encéfalo en busca de neurocisticercosis Duelas (trematodos) de Clonorchis (Opisthorchis) sinensis de Fasciola hepatica de especies de Paragonimus de Schistosoma Vermes redondos y de Enterobius vermicularis de Trichuris trichiura y de Ascaris lumbricoides y larvas ocasionales de uncinarias de Strongyloides Protozoos Trofozoítos y quistes de Entamoeba histolytica Trofozoítos y quistes de Giardia lamblia Ooquistes de Isospora belli Ooquistes de Cryptosporidium Esporas de Microsporidium siones teñidas permanentemente permitirán estudiar los detalles celulares necesarios para la identificación definitiva. Para los estudios básicos es excelente la tinción con hematoxilina férrica, pero la tinción tricrómica, que se puede completar en 1 h, es una alternativa satisfactoria y con ella también se detectan los parásitos en muestras conservadas en alcohol polivinílico como fijador. La tinción acidorresistente modificada y la microscopia fluorescente con auramina son auxiliares útiles para la detección y la identificación de varios protozoos intestinales, como Cryptosporidium y Cyclospora (cuadro e16-3). PARÁSITOS EN SANGRE Y TEJIDOS La invasión de los tejidos por protozoos y helmintos dificulta mucho la selección de técnicas diagnósticas. Por ejemplo, los médicos deben saber que la aspiración de un absceso amebiano del hígado rara vez permite identificar E. histolytica, porque los trofozoítos están situados ante todo en las paredes del absceso. Tampoco deben olvidar que el sedimento de orina constituye el medio más apropiado para detectar Schistosoma haematobium en el inmigrante etíope joven o en el estadounidense viajero que vuelve de África y muestra hematuria. Los cuadros e16-1, e16-2 y e16-3, donde se hace una revisión rápida de la distribución geográfica y ubicaciones anatómicas de los principales parásitos de tejidos, serán útiles para que el médico seleccione el corporal o el sitio para obtener el material de biopsia más apropiado, que serán sometidos a Estudio de la bilis en busca de huevos y formas adultas en la colangitis estudio microscópico. Los cuadros e16-5 y e16-6 aportan información adicional sobre la identificación de parásitos en muestras obtenidas de localizaciones anatómicas específicas. Las técnicas de laboratorio para detectar parásitos en otros s corporales son similares a las usadas en el estudio de los excrementos. En lo que toca a todos los s corporales, el médico debe insistir en que se realicen preparados húmedos, técnicas de concentración y tinciones permanentes. Las tinciones tricrómica o de hematoxilina férrica son satisfactorias en el caso de todos los helmintos hísticos presentes en s corporales distintos de la sangre, pero será posible observar más fácilmente las microfilarias y los protozoos hemáticos si son teñidos con la técnica de Giemsa o Wright. Los parásitos que más suelen ser detectados en extensiones de sangre teñidas con Giemsa son los plasmodios, las microfilarias y los tripanosomas africanos (cuadro e16-5). Casi todas las personas con enfermedad de Chagas acuden al médico cuando se encuentran en la fase crónica, en que no se detecta microscópicamente Trypanosoma cruzi en las extensiones de sangre. Los preparados húmedos a veces son más sensibles que las extensiones teñidas para detectar microfilarias y tripanosomas africanos, porque estos parásitos activos provocan un movimiento apreciable de los eritrocitos en el campo microscópico. La filtración de la sangre por medio de nucleoporos facilita la detección de las microfilarias. Las formas de amastigoto intracelular de especies de Leishmania y T. cruzi a veces se observan en las extensiones teñidas, hechas de sangre periférica, pero son fuentes mejores el material aspirado Estudio de la bilis en busca de huevos y formas adultas en la colangitis Estudios serológicos; esputo, biopsia de pulmón o encéfalo en busca de larvas Estudios serológicos en todos los casos; fragmentos pequeños de tejido rectal (en particular S. mansoni), orina (S. haematobium) biopsia y ecografía de hígado Prueba de aplicación perianal de cinta adhesiva transparente en busca de huevecillos y Estudio del esputo en busca de larvas en neumopatías Estudio del esputo en busca de larvas en neumopatías Material de aspiración duodenal o biopsia de yeyuno; estudios serológicos; biopsia de esputo o pulmón en busca de larvas filariformes en la enfermedad diseminada Estudios serológicos, biopsia de hígado en busca de trofozoítos a En el texto se señalan las técnicas de coloración y concentración. b El método comercial con la cuerda es satisfactorio; Isospora y Cryptosporidium son acidorresistentes. CUADRO e16-5 IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS EN SANGRE Y OTROS LÍQUIDOS CORPORALES Líquido corporal, parásito Enriquecimiento/tinción Técnica de cultivo Especies de Plasmodium Especies de Leishmania Tripanosomas africanos a Trypanosoma cruzi c Toxoplasma gondii Microfilaria d Orina Schistosoma haematobium Microfilarias (en quiluria) Extensiones de gota gruesa y fina/giemsa o Wright Capa de leucocitos/giemsa Capa de leucocitos (columna aniónica/preparado húmedo y Giemsa) Igual que en las especies africanas Capa de leucocitos/giemsa Filtración por Nucleopore/preparado húmedo y Giemsa Centrifugación/preparado húmedo Igual que en el caso de la sangre Líquido cefalorraquídeo Tripanosomas africanos Centrifugación, columna aniónica, preparado húmedo y Giemsa Naegleria fowleri Centrifugación, preparado húmedo y Giemsa o colorante tricrómico No es útil en el diagnóstico Se pueden obtener medios de cultivo de los CDC Inoculación en ratón o rata b Igual que en el párrafo anterior y xenodiagnóstico Líneas celulares de fibroblastos Igual que en el caso de la sangre Agar no nutritivo superpuesto a Escherichia coli a Trypanosoma rhodesiense y T. gambiense. b Los ratones a quienes se inyectaron por vía intraperitoneal 0.2 ml de sangre heparinizada completa (0.5 ml en ratas). Después de cinco días, hay que revisar todos los días la sangre de la cola en busca de tripanosomas, como se describió en párrafos anteriores. Puede solicitarse información para diagnóstico y tratamiento a los CDC ( ). c Detectable en la sangre por técnicas convencionales sólo durante la fase aguda de la enfermedad. Se obtienen buenos resultados con el xenodiagnóstico en 50%, aproximadamente, de personas con enfermedad de Chagas crónica. d Hay que extraer sangre en el día (a las 10:00 a 14:00 horas) y en la noche (22:00 a 02:00 horas) para llevar al máximo la posibilidad de detectar Wuchereria, excepto en las cepas del Pacífico, Brugia (nocturna) y Loa loa (diurna). Harr-e_16.indd 116 5/30/08 6:01:47 PM

5 CUADRO e16-6 MÉTODOS MENORES PARA EL DIAGNÓSTICO DE PARASITOSIS s y etapa Técnica Microfilarias de Onchocerca volvulus y Mansonella streptocerca Adultos de Loa loa y y microfilarias de O. volvulus de Trichinella spiralis (y tal vez cisticercos de Taenia solium) de todas las especies de Schistosoma, pero en particular S. mansoni Tripomastigotos de Tripanosoma gambiense y T. rhodesiense Trofozoítos y quistes de especies de Acanthamoeba Especies cutáneas y mucococutáneas de Leishmania Fragmentos pequeños de piel: elevar la piel con una aguja y extraer un promedio de 1 mg hasta una profundidad de 0.5 mm, de varios sitios. Pesar cada muestra, colocarla en 0.5 ml de solución salina durante 4 h y hacer preparados húmedos para estudio y tinción con Giemsa de la solución salina, en forma directa después de filtración. Hacer un recuento de las microfilarias a Fragmentos de biopsia de nódulos subcutáneos: teñir los cortes habituales con técnicas histopatológicas, y las extensiones por impresión, con Giemsa Fragmentos de biopsia de músculos: extraer en promedio 1.0 g del deltoides o de los gemelos y comprimir el fragmento entre dos laminillas para estudio microscópico directo Fragmentos pequeños de tejido rectal: tomar fragmentos de 2 mg de cuatro zonas de la mucosa; extenderlos en una laminilla y aplanarlos con otra más antes de su estudio directo con microscopio 10x; los preparados pueden fijarse en alcohol o teñirse Material de aspiración de un chancro o un ganglio linfático: b aspirar el centro con una aguja de calibre 18; colocar una gota en una laminilla y buscar en ella formas móviles. Si el material tiene un volumen insuficiente se puede teñir con técnica de Giemsa Raspaduras de córnea: el oftalmólogo será el encargado de extraer la muestra, para teñirla inmediatamente con Giemsa y hacer cultivo en agar nutritivo, con capa superior de Escherichia coli Material obtenido con aplicador, aspiración o fragmentos en sacabocado de lesiones cutáneas: extraer la muestra del borde de la lesión en caso de tinción con Giemsa de extensiones por impresión y corte y cultivo en medios especiales obtenidos de los CDC a Si el número rebasa 100 mg, conlleva un riesgo importante de complicaciones. b La aspiración de ganglios linfáticos está contraindicada en algunas infecciones y debe utilizarse con gran cautela. de médula ósea, hígado y bazo para la detección microscópica y el cultivo de Leishmania en el kala-azar y de T. cruzi en la enfermedad de Chagas crónica. El diagnóstico de paludismo y la diferenciación crítica entre las especies de Plasmodium se hacen por el estudio microscópico de extensiones de gota gruesa y fina teñidas (cap. 203). Casi todos los parásitos de los tejidos se tiñen con el método tradicional de hematoxilina y eosina, pero también habrá que teñir los fragmentos quirúrgicos para biopsia con colorantes especiales y apropiados. El patólogo quirúrgico, acostumbrado a usar tinciones argénticas para identificar Pneumocystis en esputo inducido y material de biopsia transbronquial, quizá no deba olvidar el estudio de preparados húmedos y preparados teñidos con hematoxilina férrica de muestras de pulmón, en busca de huevos de helmintos y E. histolytica. El clínico también podrá recomendar al cirujano y al patólogo algunas técnicas óptimas para identificar parásitos en muestras obtenidas con ciertos procedimientos menores especializados (cuadro e16-6). Por ejemplo, algunas técnicas sencillas son la ablación de fragmentos de piel para el diagnóstico de oncocercosis, la obtención de fragmentos pequeños de recto para el de esquistosomosis y la técnica en sacabocado de lesiones cutáneas para la identificación y el cultivo de especies cutáneas y mucocutáneas de Leishmania, pero a veces no se confirma el diagnóstico en caso de que las muestras hayan sido reunidas y preparadas deficientemente. MÉTODOS INESPECÍFICOS La eosinofilia (>500/μl) suele acompañar a las infecciones por muchos de los helmintos hísticos; en la triquinosis y las fases migratorias de la filariosis aumentan las cifras absolutas de eosinófilos (cuadro e16-7). Los helmintos intestinales desencadenan eosinofilia sólo durante la migración de las larvas por los pulmones. La eosinofilia no es una manifestación de las infecciones por protozoos, con las excepciones posibles de las causadas por Isospora y Dientamoeba fragilis. A semejanza de la anemia microcítica hipocrómica de la anquilostomosis o uncinariosis intensas, otras anormalidades inespecíficas de los estudios de laboratorio pueden sugerir parasitosis en personas con la exposición apropiada de tipo geográfico, ambiental o de ambos tipos. Las pruebas bioquímicas de cirrosis o de alteraciones del sedimento urinario en un migrante africano plantea sin duda la posibilidad de esquistosomosis, y entre los signos definitorios del paludismo están la anemia y la trombocitopenia en un viajero o migrante con fiebre. La tomografía computadorizada (computed tomography, CT) y las imágenes por resonancia magnética (magnetic resonance imaging, MRI) también contribuyen al diagnóstico de infecciones por muchos parásitos hísticos y se han tornado en complementos utilísimos para el diagnóstico de la neurocisticercosis y la toxoplasmosis cerebral. DETECCIÓN DE ANTICUERPOS Y ANTÍGENOS Se cuenta con innumerables técnicas de valoración de anticuerpos en el caso de la invasión de parásitos hísticos importantes; muchas de ellas se incluyen en el cuadro e16-8 y se puede obtener información en los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) en Atlanta. Hay que interpretar con cautela los resultados de métodos serológicos no incluidos en tales cuadros. La utilidad de las valoraciones de anticuerpos disminuye con algunos factores. Por ejemplo, las técnicas más indicadas para diagnosticar el paludismo en sujetos individuales siguen siendo las extensiones de gotas gruesas y finas (de sangre), porque los títulos diagnósticos de anticuerpos contra los plasmodios surgen lentamente y no permiten diferenciar entre especies, lo cual constituye un paso crítico en el tratamiento. Los antígenos de filarias muestran reacción cruzada con los de otros nematodos; como sucede en los estudios de cuantificación de anticuerpos contra muchos parásitos, la presencia del anticuerpo en el análisis específico de filarias no permite diferenciar entre las infecciones pasadas y las actuales. A pesar de estas limitaciones específicas, la distribución geográfica circunscrita de muchos parásitos en el trópico mejora la utilidad diagnóstica de la presencia o la ausencia de anticuerpos en personas que han viajado desde países industrializados. En cambio, una gran proporción de la población mundial ha sido expuesta a Toxoplasma gondii y la presencia de anticuerpo IgG contra dicho microorganismo no constituye una prueba de que exista enfermedad activa. CUADRO e16-7 PARÁSITOS QUE A MENUDO ORIGINAN EOSINOFILIA a Comentario Vermes planos (cestodos) Echinococcus granulosus Cuando se fuga el contenido del quiste hidatídico Taenia solium Durante el enquistamiento en músculos y en LCR en caso de neurocisticercosis Duelas (trematodos) Especies de Paragonimus Fasciola hepatica Clonorchis (Opisthorchis) sinensis Schistosoma mansoni S. haematobium S. japonicum Vermes redondos Ascaris lumbricoides Especies de Ancylostoma Strongyloides stercoralis Trichinella spiralis Especies de filarias b Especies de Toxocara Ancylostoma braziliense Gnathostoma spinigerum Angiostrongylus cantonensis A. costaricensis Uniformemente grande en la etapa aguda Puede ser grande en la etapa aguda Variable 50% de los viajeros infectados 25% de viajeros infectados Incluso células/μl en la infección aguda Durante la migración de las larvas Durante la migración de las larvas Profunda en la migración y en los primeros años de la infección Incluso células/μl Varía, pero puede llegar a a células/μl Más de 3 000/μl En la erupción cutánea extensa En la larva migratoria visceral y la meningitis eosinofílica En la meningitis eosinofílica En la migración larvaria en vasos mesentéricos a Prácticamente todas las helmintosis conllevan eosinofilia. El cuadro incluye parásitos comunes y poco comunes que suelen desencadenar tal signo durante su infección. b Wuchereria bancrofti, especies de Brugia, Loa loa y Onchocerca volvulus. e117 CAPÍTULO e16 Diagnóstico de laboratorio de las parasitosis Harr-e_16.indd 117 5/30/08 6:01:48 PM

6 e118 CUADRO e16-8 PRUEBAS SEROLÓGICAS Y MOLECULARES EN LAS PARASITOSIS a, infección Anticuerpos Antígeno o DNA/RNA método de anticuerpos fluorescentes de diversos protozoos parásitos (cuadro e16-8). PARTE 7 Enfermedades infecciosas Vermes planos Equinococosis Cisticercosis Duelas Paragonimosis Esquistosomosis Fasciolosis Vermes redondos Estrongiloidosis Triquinelosis Toxocarosis Filariosis Protozoos Amebosis Giardiosis Criptosporidiosis Paludismo (todas las especies) Babesiosis Enfermedad de Chagas Leishmaniosis Toxoplasmosis Micorosporidiosis Ciclosporosis Acantamebosis Naegleriosis Balmutiosis,, b, b c IIF d IIF IIF, IIF, IIF, (IgM) e RAPID c, b RAPID, b, b RAPID, b DFA,, b DFA, RAPID, b b b DFA, DFA, DFA a A menos que se indique de otra forma, todas las pruebas están disponibles en los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) de Estados Unidos. b Sólo en laboratorios comerciales o de investigación. c Disponible en los NIH ( )y comercialmente. d De uso limitado en el tratamiento de la enfermedad aguda. e La determinación de la infección en los últimos tres meses puede requerir pruebas adicionales en un laboratorio de investigación. Nota:, enzimoinmunoanálisis;, western blot; IIF, inmunofluorescencia indirecta; DFA, anticuerpo fluorescente directo;, reacción en cadena de la polimerasa; RAPID, prueba inmunográfica rápida. La mayor parte de los estuches de detección de anticuerpos y antígenos de parásitos están disponibles comercialmente. La mayor parte de las enumeradas están actualmente disponibles en los CDC y en laboratorios, comerciales o de investigación. Contacto con el Dr. Alexandre da Silva en los CDC ( ). Se cuenta con menos métodos de valoración de anticuerpos para el diagnóstico de infecciones por parásitos intestinales. E. histolytica sería la excepción importante. En el diagnóstico de amebosis resultan sobremanera de utilidad los métodos serológicos específicos y sensibles. En la actualidad se cuenta con estuches comerciales para identificar el antígeno mediante una técnica de inmunosorbencia enzimática o el microorganismo completo mediante el TÉCNICAS MOLECULARES Actualmente, la hibridación de DNA con sondas que se repiten muchas veces en el genoma de un parásito específico y la amplificación de un fragmento de DNA específico por la reacción en cadena de la polimerasa (polymerase chain reaction, ) se han impuesto como técnicas útiles para el diagnóstico de varias infecciones por protozoos (cuadro e16-8). Aunque la es muy sensible, es un complemento de las técnicas convencionales para la detección de parásitos y debe solicitarse sólo cuando los procedimientos microscópicos e inmunodiagnósticos no puedan establecer el diagnóstico probable. Por ejemplo, sólo está justificada la realización de la para el diagnóstico o el tratamiento adecuado del paludismo ante múltiples frotis de sangre negativos o si no se puede identificar la especie infectante. Además de la de sangre anticoagulada, el CDC (contactar con el Dr. Alexandre da Silva, , para los detalles) y varios laboratorios comerciales realizan ahora para la detección de algunos parásitos específicos en muestras de heces, biopsias y de lavado broncoalveolar (cuadro e16-8). Aunque en la actualidad se usa la principalmente para la detección de protozoos, es probable que los activos esfuerzos de investigación establezcan su factibilidad para la detección de varios helmintos. LECTURAS ADICIONALES Fleck SL, Moody AH: Diagnostic Techniques in Medical Parasitology. London, Wright, 1988 Freedman DO et al: Spectrum of disease and relation to place of exposure among ill returned travelers. N Engl J Med 354:119, 2006 Garcia LS: Laboratory identification of the microsporidia. J Clin Microbiol 40:1892, 2002 et al: Algorithms for detection and identification of parasites, in Manual of Clinical Microbiology, 9th ed, vol 2, PR Murray et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2007, pp Herwaldt BL: Cyclospora cayetanensis: A review, focusing on the outbreaks of cyclosporiasis in the 1990s. Clin Infect Dis 31:1040, 2000 Seybolt LM et al: Diagnostic evaluation of newly arrived asymptomatic refugees with eosinophilia. Clin Infect Dis 42:363, 2006 Tanyuksel M et al: Laboratory diagnosis of amebiasis. Clin Microbiol Rev 16:713, 2003 Walker M et al: Parasitic central nervous system infections in immunocompromised hosts: Malaria, microsporidiosis, leishmaniasis, and African trypanosomiasis. Clin Infect Dis 42:115, 2006 Wilson M et al: Toxoplasma, in Manual of Clinical Microbiology, 9th ed, vol 2, PR Murray et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2007, pp et al: Molecular immunological approaches to the diagnosis of parasitic infection, in Manual of Molecular and Clinical Laboratory Immunology, 7th ed, B Detrick et al (eds). Washington, DC, ASM Press, 2006, pp Harr-e_16.indd 118 5/30/08 6:01:49 PM