CONSIDERACIONES DE MANEJO SOBRE SIEMBRA DE POST-LARVAS DE LABORATORIO

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1 EDITORIAL Ante la escasez temporal y aguda de post-larva silvestre de Penaeus vannamei, muchos empresarios de la región y país vecino del norte, están dirigiéndose hacia los laboratorios como fuente de semilla. Las experiencias de cultivo de P. vannamei procedente de laboratorio han permitido obtener su-pervivencias promedio de hasta 43% en algunas empresas. Pero ante la escasez de nauplios de esta especie para la obtención de PL, se presenta como alternativa la siembra de P. stylirostris, de la cual se tiene poca experiencia de cultivo, pero con algunos resultados halagadores en cuanto a rendimiento y supervivencia. Teniendo en consideración esta especie alternativa, es una necesidad mejorar el manejo y aumentar los rendimientos. Por estas razones, en esta oportunidad presentamos algunas recomendaciones para el manejo exitoso de larvas procedentes de laboratorio. Esperamos que estas recomendaciones sean de gran utilidad para lograr mejores beneficios tanto productivos (mayor supervivencia de PL de laboratorio), como económicos (mas rentabilidad). Editores Edición Tumpis Víctor Talavera vtalavera@alicorp.com.pe Luis Miguel Zapata lzapatav@alicopr.com.pe Dagoberto Sánchez dsanchezc@alicorp.com.pe CONSIDERACIONES DE MANEJO SOBRE SIEMBRA DE POST-LARVAS DE LABORATORIO En toda actividad de cultivo el objetivo es producir en forma sostenida y con el mayor margen de ganancia; por ello el manejo de la larva y el alimento en la producción de langostinos, son aspectos muy importantes. Las post-larvas de laboratorio sembradas entre 22 a 25/m2, representan entre el 25 a 30 % de los costos de operación, mientras que el alimento está entre 15 a 20%. Para el cultivo de post-larvas (PL) de laboratorio ya sea P. vannamei o P. stylirostris, debemos tener en cuenta lo siguiente: a) Preparación del fondo del estanque: Involucra actividades tales como secado del fondo del estanque, eliminación de depredadores y competidores (usando barbasco o rotenona), realizar análisis de nutrientes (N, P, C orgánico o materia orgánica disponible, que es diferente al valor de materia orgánica total, Si) y parámetros químicos de suelo (ph, aniones y cationes disponibles, etc.); lo que significa que debemos tomar muestras y enviarlos a analizar; para posteriormente corregir y agregar lo que se encuentra en cantidades deficientes, (i.e. agregar fertilizantes orgánicos e inorgánicos tales como guano de la isla, guano de aves, soya y/o urea, nitrato de sodio, fosfatos, etc.). Además, encalado del suelo después de haber hallado el ph, utilizando carbonato de calcio en las cantidades recomen-dadas para tal fin y que se hallan en tablas correspondientes; básicamente para corregir problemas de acidez a nivel de la capa de interrelación suelo-agua y en menor grado tratar de eliminar ciertos patógenos; gradeo del suelo para facilitar la mineralización de compuestos orgánicos e inorgánicos y aireación de los fondos anaeróbicos. b) Llenado del estanque y preparación del agua de cultivo: El llenado del estanque debería iniciarse ocho a diez días antes de la siembra, para facilitar el desarrollo de la cadena de producción primaria (fitoplancton, zooplancton, poliquetos, etc.), que es alimento básico para las larvas sembradas; tratando de simular y sobrepasar las cantidades a las que han estado acostumbradas a tener disponibles en los tanques de cultivo de laboratorio (mínimo de 50,000 células/ml y 5 nauplios de Artemia/ml.). En el estanque deberíamos tener niveles por encima de las 150,000 células de diatomeas (conteo en cámara de Neubahuer) y alrededor de zooplánctones/ml (rotíferos, nauplios y/o copépodos). La fertilización debería continuarse durante todo el periodo de cultivo ya sea en forma interdiaria o en intervalos espaciados (7-14 días) según los valores hallados en los conteos de organismos. También como Volumen18 Edición 01 Jul

2 en el primer caso, debemos analizar los nutrientes del agua y agregar los fertilizantes en cantidades adecuadas para estimular el desarrollo de la cadena de alimentación primaria. La turbidez del agua del estanque causada por los organismos en la columna de agua debe medirse con disco Secchi y debe permitir 35 a 40 cm. de profundidad como lectura mínima. c) Aclimatación de las PL: La larva debe acondicionarse a las condiciones fisico-químicas del agua del estanque (6 horas como mínimo); por lo que es necesario además del personal y hoja de registro, tener al alcance material y equipos correspondientes tales como: baldes, mangueras, tanques de 1000 litros de capacidad (se debe colocar alrededor de 300,000 PL/tanque); termómetro, salinómetro; oxímetro; electrodo de medición de ph. La aclimatación se realiza gradualmente para evitar estrés y cambios bruscos que pudieran afectar el comportamiento fisiológico de las PL Se debe suministrar alimento (ya sea nauplios de Artemia y/o alimento de alto contenido de proteínas; en cantidades adecuadas, para evitar la acumulación de desperdicios y demandas bruscas de oxígeno). Luego de aclimatadas, las larvas son transferidas cuidadosamente hacia el estanque de precría o engorde, mediante tubos o mangueras del diámetro apropiadas o mediante baldes. d) Alimentación durante el primer mes: En casos de siembra directa o en precría, si las PL sembradas están sanas, ellas deberían dispersarse alrededor del estanque en menos de un día. En este caso, el alimento debe ser dispersado en una franja de no me-nos de 2 a 4 m desde el talud mediante sistema al boleo. Sin embargo, si las post-larvas se encuentran débiles, tomará algún tiempo para que se muevan alrededor del estanque. En este caso, el alimento mayormente debe ser dispersado sobre el área, en la cual las larvas pudieran ser sembradas. Si las PL son sembrados antes de PL 20, ellas deberían ser alimentadas de 1 a 2 kg/100,000 PL hasta que alcancen la talla de PL20. O también pueden ser alimentadas con 25% de la ración diaria de alimento dividida en cada una de las cuatro dosis. Los horarios normales para alimentación pueden ser a 08.00, a 12.00, a y a Si se utiliza sistema al boleo los primeros cinco días, el alimento debe mezclarse con un volumen igual de agua antes de ser agregado al estanque Algunas personas han sugerido que las post-larvas pueden sobrevivir con alimento natural después de la primera semana de siembra y por lo tanto no requieren ningún alimento adicional. Este podría darse en estanques con muy bajas densidades de siembra, los cuales contienen gran cantidad de alimento natural. En muchos estanques semi-intensivos e intensivos, algunas PL no logran conseguir suficiente alimento natural y pueden canibalizar otras PL. Por el contrario y con razón, también se piensa que es beneficioso hacer que las PL comiencen a ingerir alimento artificial tan pronto como sea posible. La cantidad de alimento usado durante este periodo es muy pequeña y su uso puede ser justificable, incluso si es que tiene un efecto benéfico limitado, debiendo tener en cuenta el tamaño de la partícula del alimento y el porcentaje de proteína incluido en él. Para el caso de PL se recomienda un alimento con alto contenido de proteínas, vitaminas (vit. C, colesterol, fosfolípidos, etc.) y minerales. e) Uso de bandejas de alimentación: Su uso es extremadamente importante en el control de alimentación, sobre todo en la etapa inicial. Estas proveen información respecto al consumo de alimento, salud, supervivencia del langostino y condición del fondo del estanque. El alimento debería ser humedecido, colocado sobre la bandeja y gradualmente ir bajándolo hacia el fondo. Si no se toma cuida-do adecuado al ir bajando la bandeja de alimentación, la mayor parte del alimento puede perderse antes de que la bandeja llegue al fondo. Aproximadamente 20 a 30 g. de alimento debe-rían ser colocados en cada bandeja de alimento durante el primer mes. Las bandejas de alimentación deberían ser instaladas desde antes de la siembra y luego usadas o bajadas 4-5 días después de la siembra. f) Control de supervivencia mediante jaula o corrales: En sistemas tanto extensivos, semiintensivos e intensivos puede ser difícil monitorear la supervivencia de las post-larvas. Por esta razón, en estanques semi-intensivos e intensivos que no emplean un sistema de precría, generalmente se debe-ría usar jaulas o corrales de supervivencia. Dos sistemas alternativos de control de supervivencia pueden ser usados, el primero emplea una pequeña red tipo jaula de 1 m2 de área conteniendo 100 langostinos (la cual permite que el langostino sea contado acertadamente, pero no refleja la condición del langostino sobre el fondo del estanque); el segundo, Volumen18 Edición 01 Jul

3 es una mayor área cercada del fondo del estanque. Generalmente, son 10 m2 de fondo cercado del estanque por una malla y sembrado a 100 langostinos/m2. Este sistema refleja más acertadamente la condición sobre el fondo del estanque, pero no es posible contar los langostinos acertadamente. En el sistema de 10 m2, se puede usar una red o bandeja de levante para estimar la supervivencia. Se usa una bandeja de levante de 1 m2, que representa el 10% del área y por lo tanto se coloca ahí 10% del alimento. Esta bandeja de levante es más grande que las bandejas de alimentación estándares usadas en el estanque principal. Las post-larvas deberían comenzar a aparecer en la bandeja de levante 3 a 4 días después de la siembra. Después de éste periodo, debería contarse una vez al día, el número de langostinos en la red de alimentación después de 2 horas de haber alimentado. Las jaulas de supervivencia deben instalarse desde el primer dia de siembra. g) Estimando la supervivencia después de dos semanas: Durante las dos primeras semanas después de la siembra, solamente es posible estimar la supervivencia con la ayuda de jaulas o corrales de supervivencia. Después de éste periodo, es necesario estimar la supervivencia a partir del consumo de alimento y con ayuda de registros de supervivencias de campañas anteriores y tablas de alimentación; además de muestreos mediante atarraya. h) Recambio de agua: Generalmente, el recambio de agua se inicia después de las dos primeras semanas; aunque siempre se debe agregar agua en volúmenes del 2-3%, hasta llegar al máximo nivel del estanque. Posteriormente, a medida que se incrementa la biomasa del langostino y la cantidad de alimento suministrado es necesario mayores tasas de recambio; teniendo en cuenta la medición de parámetros tales como: oxígeno disuelto, compuestos amoniacales disueltos (amonio no-ionizado = NH3, nitritos = NO2 y amonio total = NH4), salinidad, ph, etc. NOTA COMERCIAL Dentro de la actividad langostinera no está generalizado el uso de alimentos balanceados durante las fases de precría o siembra directa, ya sea por el costo que representan (aparentemente alto y lo cual no es significativo en el rubro alimento por los bajos volúmenes a usar), el corto periodo de cultivo y/o porque se considera que es suficiente la productividad primaria que soporte esta biomasa. nicovita Camarón de mar KR-1 y KR-2 es específico para post-larvas y juveniles debido a que el tamaño de la partícula permite que sean ingeridos y digeridos por las larvas y juveniles, evitando desperdicios. Además sus ingredientes seleccionados, el nivel adecuado de proteínas, vitaminas (Vit. C, colesterol), lípidos, fosfolípidos, etc.; y minerales, permiten obtener altas sobrevivencias, uniformidad en el peso y menor tiempo de crianza. Nuestro servicio incluye la adición de medicamentos durante su fabricación a solicitud del cliente, sin costo adicional. Estos balanceados, suplementados a la productividad natural del estanque, aumentarán el rendimiento y la rentabilidad del negocio. ALGUNAS RECOMENDACIONES PARA EL CULTIVO DE PENAEUS STYLIROSTRIS A densidades altas de siembra se debe mantener una adecuada dosificación de alimento para evitar canibalismo y mejorar la sobrevivencia. Durante la fase inicial, usar alimentos de alto contenido proteico (40%) y con un tamaño de partícula adecuada para que el animal pueda ingerirlo. El consumo de alimento durante la fase de engorde es mayor que en P. vannamei (aprox. 8% más). El recambio de grandes volúmenes de agua causa estrés haciéndolo subsectible a mudas continuas. Procure mantener una profundidad de la columna de agua de 1 metro o más como mínimo. La ecdisis o muda (cambio de exoesqueleto) no se realiza al mismo tiempo que P. vannamei y muda 4 a 5 días después de éste. Volumen18 Edición 01 Jul

4 Al momento de cosecha, se debe drenar 25 cm/día e iniciar la cosecha a los 60 cm para evitar flacidez por efecto de muda. Para el caso de producto entero, el enhielado debe ser rápido y con cantidades suficientes de hielo para llevar la temperatura a 4 C, debido a que es más susceptible a perder rigidez del segmento que une el cefalotórax (cabeza) con el abdomen (cola). Se ha observado que en algunos estanques, la supervivencia alcanza 35-40% a densidades de langostinos/m2 y un peso de gramos. NOTA TÉCNICA En Costa Rica, específicamente en la empresa CHOMESMAR SAA, se está empleando la siguiente fórmula de fertilización con gran éxito para preparación de estanques y durante el cultivo de engorde, ya que estimula el desarrollo de la cadena de producción primaria y secundaria. También se usa para el control de Vibrio sp.: 30 kgs. de Nitrato de Amonio 06 kgs. de fertilizante kgs. de melaza 115 kgs. de gallinaza Luego de fermentar esta mezcla de compuestos en recipientes por espacio de dos (02) días), es aplicada dividiéndola en 3 dosificaciones /ha/ semana. El usa la estadística como el borracho los postes del alumbrado: más para apoyarse que para iluminarse. Andrew Lang Las verdades se convierten en dogmas desde el momento en que comienzan a ser discutidas. Chesterton Volumen18 Edición 01 Jul

5 Volumen 8 Edición 01 Oct-Dic