GRUPO 3: EUGLENOPHYTA

Transcripción

1 GRUPO 3: EUGLENOPHYTA La mayoría de los representantes de este género son unicelulares y flagelados, muy pocos son sésiles. Este grupo se considera como uno de los mas primitivos entre los flagelados y sus especies presentan características tanto vegetales como animales. Son en general de aguas dulces ricas en materia orgánica en descomposición, hay euglenas que viven en lugares donde, la polución es elevada. Pueden producir floraciones y dan al agua colores verdes amarillentos, pardusco o rojo. Como pigmento fotosintético tienen clorofila a, ß carotenos y xantófilas. Son células polarizadas donde hay un extremo anterior y otro posterior, de la parte anterior emergen los flagelos, generalmente dos, poseen estigma órgano fotorreceptor. Carecen de pared celular firme. Poseen un plasmalema y por debajo del mismo una película o periplasto formado por bandas proteicas helicoidales que le dan mayor movimiento, entre estas bandas proteicas se abren al exterior cuerpos mucíferos con mucílago. En algunos casos el periplasto puede ser rígido porque está surcado por estrías diagonales o longitudinales en las cuales se adhieren sales del medio y le dan rigidez a la euglena, en otros casos las células están encerradas en una lóriga y solo se asoman al exterior los flagelos. El tipo mas común de reproducción es por escisión longitudinal de la célula. En condiciones desfavorables pueden enquistarse y adquirir una gran resisitencia. En ciertas condiciones la célula puede retraer sus flagelos y adoptar una forma no móvil, sufriendo repetidas divisiones que llevarán a la formación de una colonia palmeloide. Reservorio Estigma Vacuola contráctil Flagelo Paramillon Núcleo Cloroplasto Película Vista de una euglena y sus estructuras

2 Clave dicotómica artificial para reconocer algunas géneros de Euglenophyta y especies de Euglena 1. Células de vida libre Células adheridas al sustrato....colacium 2. Células incluidas dentro de una lóriga Células sin lórigas Lórigas normalmente de paredes lisas y con partículas del medio aglutinadas....strombomonas 3. Lórigas ornamentadas de distintas formas, raramente lisas trachelomonas 4. Células generalmente con movimientos metabólicos Células rígidas sin movimientos metabólicos Organismos con hematocromos...euglena sanguinea 5.Organismos sin hematocromos Cutícula estriada con estrías ornamentadas con saliencias hemiesféricas...euglena spirogyra 6. Cutícula estriada sin saliencias hemiesféricas Células cilíndricas con un largo apéndice caudal y escasos movimientos metabólicos... Euglena acus 7. Células fusiformes con un metabolismo de moderado a marcado Cromatóforos dispuestos en forma estrellada, metabolismo marcado Euglena viridis 8.Cromatóforos alargados siguiendo la misma orientación que las estrías, metabolismo moderado......euglena splendens 9. Células aplanadas dorsiventralmente, estriación vertical, más raramente espiralada Phacus 9.Células circulares en corte transversal estriación espiralada, muy raramente vertical Lepocinclis

3 a b c d e f g h i j k l o p q Lámina Euglenophyta a-b: Euglena spirogyra; c: E. acus, d: Peranema sp; e-f: Euglena agilis; g: Phacus contorta; h: Phacus orbicularis; i: Trachelomonas sydneyensis; j: Quistes; k: Trachelomonas armata; l: T. volvocina; o: T. minuscula; p: Trachelomonas sp; q: Strombomona ovalis

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5 GRUPO 4: BACILLARIOPHYCEAE Las diatomeas son organismos unicelulares comunes en agua dulce como en ambientes marinos. Son solitarias o forman cadenas. En este último caso las diferentes especies presentan distintas estrategias o formas de unión entre las células. Las células poseen dos o numerosos cloroplastos, tienen clorofila a, c, β caroteno y varias xantofilas, estos pigmentos accesorios en combinación con la clorofila le confieren una coloración amarilla o amarilla pardusca a los individuos. La sustancia de reserva es la crisolaminarina o leucosina. En general el protoplasto de las diatomeas contiene el mismo tipo de organelas que otros grupos de algas eucariotas. La taxonomía de este grupo se basa en dos aspectos principales la simetría y las características de su pared celular. La pared es una estructura rígida constituida por sílice hidratado y proteínas llega a representar hasta el 60% del peso seco de la especie. Las células están formadas por dos mitades que encajan entre sí como las piezas de una caja, cada una de estas mitades recibe el nombre de teca. La pieza externa de mayor tamaño es la epiteca y la pieza interna de menor tamaño es la hipoteca. En conjunto ambas tecas forman el frústulo. Tanto la epiteca como la hipoteca constan de porciones perfectamente delimitadas. La región superior de la epiteca y la inferior de la hipoteca se denominan valvas y según correspondan se nombran epivalva e hipovalva. La parte lateral de cada una de las tecas constituyen las pleuras existiendo una epipleura y una hipopleura. En base a la región del frústulo que se este observando de un ejemplar, será la denominación que reciba la vista, si se observa la epivalva o la hipovalva será una vista valvar y si se observan las pleuras será una vista pleural o conectival. Las valvas están ornamentadas con una serie de estructuras cuya forma, disposición y número constituyen caracteres importantes para la separación de las especies. Están ornamentaciones consisten en estrías costillas o finas puntuaciones. Un grupo de diatomeas presenta una fisura longitudinal en las valvas donde hay ausencia de sílice. Esta fisura se denomina rafe y esta relacionado con el movimiento. En general los movimientos de las diatomeas son espasmódicos, alternando períodos de aceleración, desaceleración, quietud y velocidad constante, con frecuencia retrocesos. La trayectoria coincide con la forma del rafe

6 El principal tipo de reproducción se realiza por simple división de una célula, donde la epiteca y la hipoteca de la célula madre siempre pasan a ser la epiteca de la célula hija, de modo que la nueva teca formada siempre es la hipoteca. Con sucesivas divisiones las nuevas células son cada vez de menor tamaño y mediante la formación de auxósporas se recupera el tamaño original de la especie. También hay oogamia, iso o anisogamia Rafe Nódulo Ornamentaciones Nódulo central Esquema de una mitad de valva de Pinnularia Corte transversal a nivel del nódulo central De acuerdo con la simetría las diatomeas se dividen en dos grandes grupos: Centrales cuyas valvas son circulares poligonales o raramente elípticas con ornamentaciones radiales o concéntricas y no poseen rafe ni pseudorafe. Las diatomeas con simetría radial presentan dos ejes: eje pervalvar, que une los puntos medios de cada valva y el eje transversal (diámetro) que es perpendicular al anterior. Generalmente planctónicas marinas o en lagos. Pennales diatomeas con valvas alargadas con contorno generalmente elíptico o lanceolado, habitualmente con simetría bilateral y poseen rafe y pseudorafe. Las diatomeas de simetría bilateral presentan tres ejes: eje pervalvar une los puntos medios de cada valva, eje apical que une los extremos del frústulo y el eje transapical que recorre la célula de pleura a pleura

7 Géneros mas importantes de diatomeas Centrales Aulacoseira granulata Melosira varians Cyclotella meneghiniana Géneros mas importantes de diatomeas Pennales Diatoma Cocconeis Navicula Gomphonema Fragilaria Nitzschia Synedra Amiphipleura Achnantes Cymbella Ephitemia Surirella Cymatopleura Pinnularia Rhopalodia Gyrosigma

8 Clave dicotómica artificial para conocer algunos géneros y especies de Bacillariophyceae =Diatomeas 1.Células circulares o elípticas en vista valvar con numerosos cromatóforos, pequeños y discoidales '. Células nunca circulares en vista valvar. Generalmente con dos cromatóforos de gran tamaño Células provistas de dos o más setas largas...chaetoceros 2'. Células circulares sin setas, con o sin espinas Células formando colonias rectas '.Colonias en forma de zig-zag sin espinas en los extremos..bidulphia 4. Células con espinas en los extremos.....aulacoseira granulata 4'. Células sin espinas en los extremos......melosira 5. Valvas sin rafe o con un pseudorafe '. Valvas con rafe Valvas con costillas bien desarrolladas '. Valvas sin costillas transversales Colonias contiguas, unidas en toda la superficie de la cara valvar meridion 7'. Colonias en zig-zag, las valvas unidas por los ángulos... Diatoma 8. Células formando colonias de aspecto estrellado......asterionella 8'. Células solitarias o en colonias con otro aspecto Frústulos típicamente reunidos en largos filamentos...fragillaria 9'. Frústulos solitarios o reunidos en filamentos cortos....synedra 10. Rafe situado en el margen de la valva '. Rafe situado en el eje apical, raramente desplazado hacia un lado Superficie valvar ondulada en vista conectival Cymatopleura 11'. Superficie valvar no ondulada en vista conectival......surirrella 12. Valvas con eje apical, transapical o ambos heteropolares '. Valvas con eje apical y transapical isopolares Valvas heteropolares según el eje transapical (vista valvar) '. Valvas simétricas según el eje transapical (vista valvar) Individuos adheridos al sustrato por un pie de mucílago simple o ramificado gomphonema kountschaticum 14'. Individuos libres, no adheridos al sustrato.....gomphonema sp 15. Valvas planas o poco arqueadas en vista conectival...cymbella

9 15'. Valvas muy arqueadas, casi redondas en vista conectival...amphora 16. Nódulo central que se continúa con costillas silíceas que encierran al rafe.....diploneis 16'. Nódulo central sin tales costillas silíceas Extremos proximales del rafe curvado en diferentes direcciones neidium 17'. Rafe con distintas características Valvas con lineas longitudinales y transapicales '. Valvas sin tales líneas longitudinales navicula 19. Líneas transapicales bien marcadas en forma de costillas......pinnularia

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11 a b d c h i e f g j k m l o p Lámina Bacillariophyceae a: Melosira varians; b-c: Cyclotella meneghiniana (vista valvar- v. conectival); d: Fragilaria sp (cadena vista conectival); e: Synedra ulna; f: Nitzschia sigmoidea; g: Cymatolpleura solea; h-i: Diatoma vulgare (vista valvar- v. conectival); j: Nitszchia sp; k: Navicula sp; l: Cocconeis placentula; m: Cymbella sp; o: Gomphonema (epífita); p: Surirella ovalis

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13 METODOLOGÍAS DE MUESTREO A los fines de asegurar la calidad y consistencia de los datos, es necesario considerar los siguientes aspectos relacionados con la toma de muestras: selección de unidades de muestreos representativas que cumplan con los objetivos de la planificación general del muestreo y el correcto manejo de las muestras, tanto en campo como en el laboratorio, a los fines de prevenir su deterioro y contaminación. 1.Métodos de muestreo El muestreo es el proceso de recolección de una cantidad representativa de agua de un río, lago o pozo. Los datos abreviados serán buenos si la representatividad de la muestra es fiable. Los métodos de muestreo son determinados por un número de factores que incluyen: el tipo de material que se debe muestrear, el tipo de muestra y la calidad del parámetro que se analiza, lo cual determina el equipo y los procedimientos que se han de usar. 2.Tipos de muestras A) Muestras tomadas al azar Las muestras tomadas al azar sirven cuando se desea caracterizar la calidad del agua en un tiempo y ubicación particular, recolectar volúmenes de muestras variables, o cuando se trata de cursos o corrientes de agua que no fluyen continuamente. También se usan para establecer un historial de la calidad del agua basada en intervalos de tiempo relativamente cortos. Una muestra discreta o al azar, se toma en un lugar, a una profundidad y en un tiempo seleccionados y luego se analiza según los componentes de interés

14 B) Muestras compuestas Una muestra compuesta se obtiene mezclando varias muestras discretas de igual volumen o de volumen ponderado en un contenedor, del cual se analiza después una parte o bien se obtiene mediante el muestreo continuo del flujo en un período de tiempo. Una muestra compuesta da una estimación de la condición promedio de la calidad del agua en el período de muestreo. Una ventaja obvia es la economía obtenida al reducir el número de muestras que han de analizarse. Pero, tiene como desventaja que las muestras compuestas no pueden detectar cambios de parámetros ocurridos durante el período de muestreo. Hay dos tipos principales de muestras compuestas: las secuenciales y las de flujo proporcional. Una muestra compuesta secuencial se obtiene por bombeo o mezclando volúmenes iguales de agua recolectados a intervalos de tiempo regulares. Una muestra compuesta proporcional se obtiene por bombeos continuos a un ritmo proporcional del flujo, mezclando volúmenes iguales de agua recolectados a intervalos de tiempo inversamente proporcionales al flujo, o mezclando volúmenes de agua proporcionales al caudal, recolectados a intervalos de tiempo regulares. 3.Recolección de una muestra representativa Para los muestreos en sitios ubicados sobre una extensión uniforme de la corriente de agua, se considera adecuada la recolección de muestras integradas de profundidad en una simple vertical. Para corrientes pequeñas, es generalmente suficiente tomar una muestra al azar en el centro de la corriente. En otros casos, puede ser necesario muestrear una sección transversal del canal en un número determinado de puntos y profundidades. El número y los tipos de muestras tomadas dependerá de la anchura, de la profundidad del caudal, de la cantidad de sedimentos en suspensión transportados y de la vida acuática presente. Generalmente, mientras más puntos sean muestreados en la sección transversal, más representativa será la muestra compuesta. Se consideran suficientes de tres a cinco verticales, y se necesitan menos verticales para corrientes estrechas o poco profundas. Un método corriente es el método de secciones iguales, en el cual las verticales son espaciadas a intervalos iguales a lo largo de la corriente. Este método requiere conocimientos detallados sobre la distribución del flujo fluvial en la sección transversal, para dividir esta sección en verticales espaciadas en proporción con los incrementos de caudal

15 4.Técnicas y equipos de muestreo en campo Los muestreadores se usan para recolectar muestras de agua a una profundidad determinada. Un muestreador apropiado se baja hasta la profundidad deseada, se activa y luego se recupera. Los muestreadores de Van Dorn y de Kemmerer son los más utilizados: A) Botella de Van Dorn La botella de Van Dorn sirve para muestreos a profundidades iguales o mayores a los dos metros. El instrumento, mostrado en sus dos configuraciones (horizontal y vertical) en la figura 1, existe en polivinilo y en plástico acrílico, así que puede usarse para muestreos generales o de trazas de metal. La configuración horizontal debe usarse para muestras cercanas al fondo, en la interfase agua sedimento, o cuando se requieran muestras de una banda estrecha del perfil de profundidad, por ejemplo, termoclina. Se dispone de muestreadores de volúmenes de dos a 16 litros. Fig. 1: Esquema botella Van Dorn B) Muestreador de Kemmerer El muestreador de Kemmerer es uno de los tipos más viejos de muestreadores verticales accionados con cable mensajero. Este instrumento es comúnmente usado en cuerpos de agua con una profundidad igual o mayor a un metro. El muestreador de Kemmerer (figura 2), se hace en bronce niquelado para muestreos generales de agua. Para el muestreo de trazas de metal, existe el muestreador de Kemmerer de polivinilo y de plástico acrílico y clorídico, con sellos de goma de silicona. Tanto los muestreadores de metal como los de plástico tienen una capacidad de 0,5 a 8 litros

16 Fig. 2: Esquema muestreador Kemmerer El protocolo para utilizar este instrumento tiene en cuenta los siguientes pasos: armar el mecanismo de disparo, abrir la botella tirando de los cierres de goma y trabándolos, bajar la botella hasta la profundidad establecida, colocar el mensajero en la soga y enviarlo para que cierre el mecanismo, recuperación de la botella, apertura de la botella y transferencia de la muestra hacia el envase, previo enjuague tres veces del envase, cierre del envase y guardado en heladera

17 Procedimientos de muestreo según la ubicación de la estación y la temporada Sobre el terreno, las diferentes situaciones de muestreo requieren de diferentes técnicas de muestreo; las muestras en aguas poco profundas se recogen de manera diferente a la usada en sitios de aguas profundas. Los técnicos que trabajan sobre el terreno deben estar equipados para resolver estas situaciones. El muestreo desde puentes es el que se prefiere, debido a la facilidad de acceso y a la seguridad en todo tipo de caudal y clima. Sin embargo, el tráfico en los puentes es otro peligro potencial que debe ser considerado. Los botes ofrecen mayor flexibilidad y reducen el tiempo de viaje entre los puntos de muestreo. Éstos deben identificarse por triangulación a partir de marcas o señales en tierra y se deben tener en cuenta los efectos de la navegación, los flujos altos y los peligros de tormenta. No se recomiendan los muestreos en las orillas, salvo si no hay otras posibilidades. La muestras deben tomarse en aguas turbulentas o donde el flujo sea rápido y de aguas profundas. Cuando las muestras de agua son recolectadas de las orillas de la corriente, de las riberas y desde muelles o embarcaderos, se usa a menudo un muestreador de metal. A) Preparación de los trabajos sobre el terreno Preparación general: a) Obtener instrucciones concretas sobre los procedimientos de muestreo. b) Diseñar un itinerario de acuerdo al plan de muestreo. c) Preparar listas de equipos y materiales requeridos. d) Asegurarse de que todas las botellas de muestras se hayan limpiado de acuerdo con los procedimientos normalizados. e) Cerciorarse de que el laboratorio haya preparado los reactivos químicos y normalizados necesarios para el trabajo. f) Preparar una lista de control. B) Selección de los volúmenes de las muestras Los volúmenes de unas muestras en particular dependen del tipo y del número de parámetros que se han de analizar, del método analítico y de las concentraciones esperadas de los constituyentes en el agua. El personal de laboratorio determinará el volumen de muestra requerido

18 Este volumen puede determinarse haciendo una lista de todos los parámetros que son conservados de la misma forma, totalizando el volumen necesario para la preparación y el análisis y multiplicando luego por dos para duplicar y por tres para triplicar los análisis. Se deben tener en cuenta los siguientes puntos: a) El recipiente de la muestra debe llenarse completamente, cuando sea importante evitar el contacto con el aire. b) El recipiente no debe llenarse completamente, cuando sea necesario batir rigurosamente las muestras antes del análisis. c) Cuando se deban satisfacer ambos requerimientos, llenar completamente la botella, pero añadir unas piezas de un sólido inerte, limpio y esterilizado, como un anillo o reborde. d) Cuando la muestra contenga partículas discretas, como materiales no disueltos, bacterias y algas, se necesitará un volumen de muestras mayor que el usual para minimizar errores. C) Lista de control previa al trabajo sobre el terreno a) Controlar y calibrar los instrumentos de medición (ph, conductividad, oxígeno disuelto, turbidez y los termómetros). b) Rellenar los frascos de reactivos para la determinación de oxígeno disuelto, así como de reactivos para la preservación química. c) Obtener soluciones amortiguadoras frescas. El valor del ph para los amortiguadores debe ser cercano a los valores esperados sobre el terreno. d) Tener una solución de KCL para pruebas de ph. e) Conseguir mapas de carreteras, descripciones sobre la ubicación de la estación, láminas de muestreo, botellas de muestreo, etiquetas, muestreadores, reactivos de conservación, pipetas y manuales de los equipos. f) Poseer material de escritura, cuerdas y una caja de herramientas. g) Obtener cables eléctricos, si el equipo tiene un cargador de terreno. h) Tener agua destilada y cubiletes limpios para ph, formatos en blancos y mediciones de amortiguadores. i) Conseguir un aparato de filtración en el terreno, si se requiere realizar filtración. j) Obtener botellas esterilizadas y heladeras, si se va a realizar un muestreo microbiológico. Se recomienda usar heladeras con hielo para guardar las muestras. k) Controlar el contenido del equipo de primeros auxilios

19 Técnicas de conservación Desde el momento en el que transcurre la toma de una muestra sobre el terreno hasta el momento en que es analizada en el laboratorio, pueden ocurrir cambios físicos, químicos y bioquímicos. Por lo tanto, este tiempo debe ser reducido lo más posible, o debe practicarse la conservación de la muestra. Por diversas razones, no es posible realizar la conservación de las muestras y las mediciones deben llevarse a cabo sobre el terreno. Aun cuando el constituyente sea razonablemente estable, en general es necesario conservar las muestras. Esto puede realizarse por varios procedimientos: como mantener las muestras en la oscuridad, adicionando conservantes químicos, bajando la temperatura para retardar las reacciones, congelando las muestras, extrayéndolas con diferentes solventes, usando una columna de cromatografía en campo o mediante la combinación de estos métodos. La refrigeración a 4 C o en hielo es una técnica de conservación muy corriente. Esta técnica tiene la ventaja de que ninguna sustancia que pudiera interferir con los futuros análisis es añadida a la muestra. Sin embargo, con esta técnica no se mantiene la completa integridad de todos los constituyentes. En algunos casos, puede afectar la solubilidad de algunos constituyentes y causar su precipitación. La refrigeración se usa a menudo con la adición de reactivos químicos. Parámetros medidos sobre el terreno La conductividad, el ph, el oxígeno disuelto, la temperatura, la turbidez, el color y la transparencia pueden cambiar con el almacenamiento de la muestra y deben, por lo tanto, ser medidos sobre el terreno lo antes posible, después que se tome la muestra. La persona que recoge las muestras debe observar y detectar cualquier rasgo extraño en la masa de agua que está siendo muestreada o cualquier cambio que se presente en comparación con períodos de muestreo previos. Estas observaciones cualitativas podrían incluir un color u olor inusual, capas o películas superficiales y objetos flotantes. Se debe tomar nota de cualquier condición ambiental especial, como lluvia, vientos fuertes o tormentas. Los prámetros de calidad de agua más comunes que se miden en campo son:

20 A) Medición del ph En aguas naturales no contaminadas, el ph es en gran parte controlado por un balance entre el dióxido de carbono, carbonatos e iones de bicarbonato. La concentración del dióxido de carbono puede ser alterada por intercambios en la interfase aire-agua y por los procesos de fotosíntesis y descomposición de materia organica. Los cambios en el ph son causados por la lluvia ácida, por los desechos industriales, por el drenaje de la minería o por el lavado de minerales. El ph es un criterio importante de la calidad del agua, porque limita la posibilidad de vida acuática y muchos de los usos del agua. Lo mejor es que el ph sea determinado in situ. El método preferido de medición es el electrométrico, debido a su facilidad y exactitud. El ph es proporcional a la fuerza electromotriz o al potencial eléctrico entre un electrodo de membrana de vidrio sensible al hidrógeno, sumergido en la muestra, y un electrodo de referencia. Sobre el terreno, el instrumento debe ser recalibrado antes de cada lectura con soluciones amortiguadoras apropiadas y de acuerdo con las instrucciones del manual de funcionamiento. B) Medición de la conductividad La mayoría de las sales inorgánicas, ácidos y bases se separan o dividen en iones dentro del agua. Muchas sustancias orgánicas se dividen muy poco o nada. A pesar de que no se refieren a una sustancia en particular, los cambios en la conductividad pueden indicar intrusión salina y otras fuentes de contaminación. La relación entre la conductividad y la concentración de sólidos disueltos es usualmente lineal para la mayoría de las aguas naturales. Las variaciones en esta relación indican cambios en las proporciones de diferentes sales y por lo tanto en las fuentes de sustancias disueltas que ingresan a la masa de agua. Es preferible realizar mediciones de conductividad in situ. La conductividad depende de la temperatura. Si la medición no tiene en cuenta automáticamente el efecto de la temperatura, ésta debe registrarse en el momento de la medición. El instrumento debe ser recalibrado sobre el terreno antes de cada lectura. La conductividad de las aguas continentales es generalmente de 0,01 a 0,02 μs m ¹

21 C) Medición del oxígeno disuelto La concentración de oxígeno disuelto es importante para evaluar la calidad del agua superficial y para el control del proceso de tratamiento de desechos. El oxígeno disuelto (OD) debe medirse in situ ya que las concentraciones pueden cambiar en un corto tiempo, si la muestra no es adecuadamente conservada. Aun cuando la muestra sea conservada, se recomienda realizar el análisis dentro de las tres a seis horas después de tomar la muestra. Las concentraciones de oxígeno disuelto pueden determinarse directamente con un medidor de OD o por un método químico, como el análisis de Winkler. Para la realización de mediciones muy exactas, se debe considerar el método potenciométrico. D) Medición de la temperatura Las mediciones de temperatura pueden tomarse con una gran variedad de termómetros. Éstos incluyen los termómetros de alcohol-tolueno, de mercurio, de listón bimétalicos o eléctricos. Entre estos últimos se incluyen los termopares o variedades menos portátiles, como los termistores, los de cuarzo y los termómetros de resistencia. Algunos instrumentos, como los usados para medir el oxígeno disuelto y la conductancia específica, pueden también medir la temperatura. E) Medición de la transparencia La transparencia del agua es determinada por su color y turbidez. Una medición de transparencia puede ser obtenida de la profundidad, en metros, en la cual un disco de 20 a 30 cm de diámetro, llamado disco de Secchi y usualmente pintado en cuadrantes negros y blancos, desaparece cuando se baja lenta y verticalmente dentro del agua (Fig. 3). El disco de Secchi fue inventado por un oceanógrafo italiano en el siglo XIX. Éste consiste en un disco circular de aproximadamente 20 cm de diámetro, dividido en cuatro cuadrantes pintados de forma alterna en blanco y negro. Una línea o cable graduado es fijado al centro del disco. Para utilizar el disco de Secchi podemos emplear los siguientes pasos:

22 a-medidor de Oxígeno disuelto; b- Medidor de ph; c- Medidor de Conductividad Generalmente el disco se introduce al agua del lado sombreado del bote o de la embarcación utilizada. Primero, se determina la profundidad a la que el disco desaparece de nuestra vista. Luego de alcanzar el punto de desaparición, se permite que el disco siga bajando en la columna. Se retrae el cable lentamente, registrando la profundidad a la que reaparece el disco de Secchi. Se calcula el promedio aritmético de las dos lecturas tomadas, tomándose dicho promedio como el límite de visibilidad en la columna de agua. La profundidad que alcanza la zona fótica (aquella donde se recibe el 1% de la luz incidente) se estima con frecuencia como el doble de la lectura de profundidad obtenida con el disco de Secchi. Dicho factor de conversión puede variar dependiendo del cuerpo de agua estudiado, las condiciones del agua y de quién es el observador. Es importante que las lecturas con el disco de Secchi se realicen lo más cerca posible de la superficie del agua

23 Utilización del disco de Secchi para estimar transparencia del agua PASO 1 PASO 2 PASO 3 PASO 4 Fig. 3: Disco de Secchi en el agua Proyecto de articulación e integración de la Formación Docente Ambiente y Salud

24 F) Medición de Clorofila La biomasa de fitoplancton puede ser estimada determinando la concentración de pigmentos fotosintéticos en una muestra de agua. Midiendo la concentración de la clorofila a podemos estimar la biomasa de la mayor parte del fitoplancton presente en un cuerpo de agua (algas, cianobacterias). La técnica incluye los siguientes pasos: recolección de la muestra de agua, extracción de pigmentos, extracción y clarificación de la muestra, determinación espectrofotométrica de la clorofila a y feofitina. Resumen general de los procedimientos sobre el terreno Se debe seguir un procedimiento en cada estación de muestreo, más allá de los parámetros específicos de interés. A continuación, se da un resumen general de los procedimientos que deben seguirse en cada estación: a) Calibrar los medidores. b) Normalizar el tiosulfato de sodio, cuando se use el método de Winkler para oxígeno disuelto. c) Medir sobre el terreno o in situ el ph, la conductividad, el oxígeno disuelto, la temperatura y la turbidez. d) Enjuagar todas las botellas con agua muestreada, salvo las que contienen conservantes o las usadas para el análisis de oxígeno disuelto y bacterial. e) Recoger y conservar las muestras de acuerdo con las instrucciones. f) Completar la hoja de terreno correctamente. g) Colocar las botellas en contenedores apropiados para su transporte. h) Marcar las cajas y completar las hojas de terreno con toda la información requerida

25 TRABAJO PRÁCTICO DE CAMPO Y LABORATORIO PROYECTO MEDIO AMBIENTE Y SALUD

26 UBICACIÓN GEOGRÁFICA DE LOS TRABAJOS PRÁCTICOS A los fines de recolectar datos de campo, para los proyectos de investigación de la cuenca hidrográfica del río Los Sauces, se tomarón muestras en dos sitios: el embalse Medina Allende y el Dique Compensador (Mapa 1), tomando en consideración las recomendaciones de los puntos anteriormente mencionados. Ambos sitios corresponden a un sistema acuático típo lentico en donde se tomaron muestras de la columna de agua a diferentes profundidades con un muestreador tipo Van Dorn y se midieron los siguientes parámetros: oxígeno disuelto, ph y conductividad. Además, se recolectó una muestra superficial para clorofila, fósforo y fitoplancton. Se determinó la transparencia del agua a través del disco de Secchi. Con los datos anteriormente obtenidos, cada uno de los grupos de trabajo realizo un informe que contiene: perfiles de parámetros en el embalse (oxígeno disuelto, ph y conductividad), índices de estado trófico, análisis de fitoplancton y clorofila. Además, el informe deberá ser acompañado por una caracterización ambiental del lugar de muestreo y búsqueda bibliográfica de trabajos realizados en el área de estudio. Mapa 1: Localización de las actividades de campo

27 RESULTADOS A continuación se presentan cuadros y gráficos de parámetros de calidad de agua correspondientes a los dos sitios de muestreos seleccionados. Sitio 1: Paredón embalse La Viña Ubicación geográfica: S 31º 52,269 W 65º 02,095 Profundi dad (m) Oxígeno Disuelto (%) Oxígeno Disuelto (mg/l) ph (m) Tempera tura (ºC) Conductivi dad (µs.cm ¹) Disco de Secchi (m) 0, ,4 10,1 12, ,8 10,1 11, ,9 10,07 9,9 11, ,5 9,7 12, , ,7 9,6 12, ,8 11 9,5 12, ,5 100,8 10,96 9,3 12, ,1 11,5 227 Sitio 2: Dique chico Nivelador Ubicación geográfica: S 31º 54,814 W 65º 06,756 Profundi dad (m) Oxígeno Disuelto (mg/l) Oxígeno Disuelto (%) ph (m) Tempera tura (ºC) Conductivi dad (µs.cm ¹) Disco de Secchi (m) 0,20 9,06 99,09 9,5 15, ,4 8,8 8, ,5 9,4 9,3 17, , ,64 96,4 9,1 17,

28 Gráficos comparativos de parámetros embalse La Viña y el Dique chico - Nivelador: Temperatura (ºC) Embalse La Viña; 2. Dique chico - Compensador OD (mg/l) Embalse La Viña; 2. Dique chico - Nivelador Proyecto De Articulación E Integración De La Formación Docente Ambiente Y Salud