INSEMINACIÓN ARTIFICIAL Y TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN BORREGAS Y CABRAS.

Transcripción

1 INSEMINACIÓN ARTIFICIAL Y TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN BORREGAS Y CABRAS. Octavio Mejía Villanueva. Centro de Enseñanza, Investigación y Extensión en Producción Ovina, FMVZ-UNAM. Inseminación artificial. La inseminación artificial puede definirse como un método reproductivo mediante el cual los espermatozoides son depositadas dentro del aparato reproductor femenino, por medios distintos a la cópula. Se le considera una técnica que permite un mayor uso del material genético de los machos con características productivas superiores o de interés. La inseminación artificial en los ovinos y los caprinos no es una técnica nueva puesto que lleva más de 50 años practicándose a nivel mundial y, en México, en forma comercial y con buenos resultados desde los años 70, gracias a la aplicación de la hormonas para la sincronización del ciclo estral. Países sobresalientes en cuanto al uso masivo de la inseminación artificial en rumiantes pequeños serían principalmente Francia, Australia, Nueva Zelanda, Inglaterra y los Estados Unidos de Norteamérica. El objetivo principal de un programa de inseminación artificial es la mejora genética y con ésta, el mejoramiento de las características de producción como son la cantidad y calidad de la carne, lana, leche o pelo. Obviamente, antes de contemplar cualquier programa de mejoramiento genético tanto los machos como las hembras deberán encontrarse en buena condición corporal, reflejo de un buen estado nutricional. Al igual que con cualquier otro tipo de tecnología existen ventajas y desventajas para su aplicación y desarrollo. Entre algunas de las ventajas de la inseminación artificial tenemos: Mejora genética: Mejoramiento genético acelerado mediante el uso de sementales probados. Con la utilización de sementales superiores se puede tener un beneficio directo sobre la producción de la progenie resultante. También facilita la introducción o el cambio a otro genotipo. Fácil transporte del material genético: Gracias al manejo del semen diluido en fresco, enfriado o congelado, es más fácil y económico el transporte del semen que el de los sementales.

2 Conservación prolongada del semen: El semen procedente de sementales valiosos se puede conservar en forma congelada para utilizarlo en años venideros e incluso después de la muerte del semental. Aumento de la eficiencia reproductiva: Mejor y mayor utilización del material genético, ya que a partir de un eyaculado es común obtener entre dosis de semen fresco diluido, con lo que el potencial de crías producidos por cada semental aumenta considerablemente. Se reducen también los gastos de la manutención de un gran número de machos. Prevención de enfermedades: Por medio de la inseminación artificial se evita el contacto directo entre el macho y la hembra, por lo que puede existir un mejor control y prevención de diferentes enfermedades, principalmente las de transmisión sexual. Utilización de programas de reproducción dirigida o asistida: Al contar con programas de inducción y sincronización del estro, se pueden tener más crías a lo largo del año, además de planear con mayor precisión las temporadas de empadre y en consecuencia, los partos, sobre todo para su mejor atención. Facilita las pruebas de progenie: Este tipo de pruebas establecidas desde hace muchos años en otras especies, permiten evaluar las características productivas de las hijas e hijos de los machos y hembras usados como pie de cría, por lo que se puede conocer de cada macho o hembra en particular su potencial para producir leche o carne, evitando el usar como criterio de selección de los reproductores solamente a los animales con mejor tipo o fenotipo. Como algunas de las desventajas de la inseminación artificial hay que tener en cuenta las siguientes consideraciones: Debido a que la mayoría de las hormonas y equipo usado en la inseminación artificial son de importación, tienen un costo relativamente elevado. Para obtener buenos resultados es importante que lo haga una persona capacitada en inseminación artificial (sea técnico agropecuario,

3 agrónomo o veterinario) y contar con uno o dos ayudantes durante el manejo de los animales. La fertilidad obtenida en programas de inseminación artificial es menor si se compara con la monta natural o dirigida. De manera general, la inseminación artificial en las ovejas y cabras se puede realizar con semen diluido en fresco, enfriado o congelado y el sitio de depósito puede ser la vagina, el cérvix o el útero. En la inseminación artificial con semen fresco, el eyaculado colectado es diluido, en ocasiones hasta sin haber sido previamente evaluado con detalle, para ser utilizado lo más rápidamente posible, es decir en el transcurso del día. Aunque algunos técnicos prefieren no diluir el semen sobre todo cuando se inseminan pocas hembras, es importante hacerlo debido a que la viabilidad del semen sin diluir disminuye rápidamente. En este caso el semen debe conservarse a una temperatura de entre 24 y 30 C y puede ser diluido en sustancias sencillas en su composición y fáciles de elaborar o comprar. En la inseminación artificial con semen enfriado, el eyaculado obtenido se evalúa y diluye, por ejemplo con leche, para posteriormente enfriarse hasta una temperatura de 15 C. Debido a que esta temperatura es relativamente difícil de mantener, se prefiere enfriarlo a una menor temperatura, como sería alrededor de 4 ó 5 C, usando cualquier refrigerador doméstico. Es conveniente también el utilizar diluyentes más complejos, puesto que éstos pueden prolongar la vida útil del semen por varios días. Para la inseminación artificial con semen congelado, el semen recolectado se evalúa con detalle y se congela en nitrógeno líquido a -196 C. Esta temperatura tan baja, al detener por completo el metabolismo de los espermatozoides, permite su conservación por muchos años. Los diluyentes usados para congelar semen son más complejos, ya que además de contener ingredientes para el mantenimiento del semen, contienen ingredientes que protegen a los espermatozoides del enfriamiento y de la congelación. Dependiendo del sitio en donde se deposite el semen, puede considerarse que la inseminación artificial se realiza vaginalmente, cervicalmente o intrauterinamente. En la inseminación vaginal o inseminación a ciegas, sólo debiera utilizarse semen fresco diluido, aunque es común el uso de semen fresco sin diluir.

4 Consiste simplemente en depositar el semen en lo más profundo de la vagina sin intentar encontrar el cérvix. Se ha utilizado principalmente en ovejas y cabras primalas o primerizas y de talla pequeña, en las que se dificulta la introducción profunda de un vaginoscopio. Sin embargo, los resultados son en la mayoría de las ocasiones muy bajos o bajos en cuanto a fertilidad y prolificidad. La inseminación cervical es la técnica más sencilla y puede ser muy efectiva para el uso del semen fresco o enfriado. Consiste en la introducción de un vaginoscopio hasta la localización del cérvix y el depósito del semen en la entrada del cérvix (os externa). En las ovejas es común el depósito en la entrada del cérvix, mientras que en una buena proporción de cabras, se puede depositar el semen 2 ó 3 centímetros dentro de los pliegues cervicales y en algunas de ellas (20-30%), es factible introducir el semen más profundamente, casi hasta la entrada al cuerpo del útero. En cabras es común el uso de la inseminación cervical con semen congelado, a pesar de los resultados poco consistentes que pueden obtenerse, esto es, que en ocasiones la fertilidad obtenida puede ser de alrededor del 50-60% mientras que en otras, menor al 20%. Para alcanzar porcentajes de fertilidad de entre el 60 y 70%, es conveniente la doble inseminación cervical, particularmente en el caso de ovejas y cabras sincronizadas con progestágeno y gonadotropina coriónica equina, en las que se disponga de semen fresco o enfriado. De manera práctica, la inseminación cervical se realiza después de la detección del celo con machos vasectomizados, con el pene desviado o preferentemente cubiertos con un mandil de tela suave. Las hembras en celo conductual que permanecen quietas cuando el macho trata de montarlas, teniendo especial atención en las primalas por su rechazo inicial a los sementales, deben inseminarse por primera ocasión alrededor de las horas después de haber sido detectadas en celo y la segunda alrededor de las 12 horas después de la primera inseminación. En caso de realizar una sola inseminación, se hará alrededor de las horas de detectado el celo, buscando cercanía con el momento en que ocurra la ovulación, esperando una fertilidad en las hembras inseminadas de entre 30 y 50%. En caso de no detectar calores, la inseminación se realizará a tiempo fijo, alrededor de las 48-

5 50 horas después de haberse retirado el progestágeno y de haber sido administrada la gonadotropina coriónica equina. Para la inseminación cervical se necesita de un vaginoscopio con luz y de una pipeta de plástico rígido, con la punta alargada y adelgazada con calor y ligeramente doblada, conectada por el otro extremo a una jeringa de plástico para insulina (1 ml). Si se hace de manera rutinaria, es conveniente usar un aplicador corto para semen de caprinos y ovinos (para pajillas de.25 ó.50), contar con pajillas para semen de 0.25 y de 0.50 ml y de las respectivas fundas. A la hembra por inseminar se le sostiene con el tren posterior levantado por una persona, ya sea sosteniendo el cuello entre las piernas y recargando la espalda en la pared o levantando con los brazos el tren posterior del animal, mientras que otro la insemina. Es mejor contar con una base o barra para realizar la inseminación, denominada generalmente potro de inseminación, con una persona acomodando la parte posterior del abdomen sobre el potro y con otra persona inseminando. También se puede colocar el abdomen de la hembra sobre unas pacas de pastura, amarradas entre ellas. Con la introducción del vaginoscopio, deberá observarse la mucosa vaginal y cervical enrojecida y con abundante y turbio moco cervical, y una ligera apertura del cérvix. Una mucosa pálida y seca y un cérvix cerrado indican que la hembra no se encuentra en calor. Es conveniente mantener a la hembra en la posición de inseminación un momento más después de realizada, para posteriormente bajarla suavemente. Está comprobado que mientras mejor sea el trato dado a los animales durante el manejo para la inseminación artificial, mayores serán la fertilidad y el número de crías nacidos con esta técnica. En el caso de desear intentar el depósito intrauterino de semen fresco o congelado vía cervical, se puede fijar el cérvix con unas pinzas y con un aplicador de semen o con una pipeta con punta de metal tratar de pasar sus pliegues para depositar el semen dentro del útero. Una mejor opción para el uso de semen congelado es la inseminación intrauterina mediante laparoscopia. En caso de no contar con un endoscopio, puede realizarse mediante una mini laparotomía medio ventral el depósito intrauterino del semen congelado. En el caso del uso de semen congelado la inseminación se realiza alrededor de las 24 horas de haberse detectado el

6 estro o sin detección del estro alrededor de las 60 horas posteriores al retiro del progestágeno y de la administración de la gonadotropina coriónica equina. Transferencia de embriones. La transferencia de embriones inicia como la posibilidad de utilizar, en gran escala, el potencial genético de las hembras de diferentes especies. La transferencia de embriones inició experimentalmente en los ovinos y caprinos desde 1932, pero no es sino a partir de 1970 cuando se utiliza a nivel comercial, siendo países pioneros Inglaterra y Estados Unidos y posteriormente Australia, Nueva Zelanda, Francia, Sudáfrica y Canadá. El principio fundamental se basa en la recolección de los embriones de una hembra donadora y su transplante a las hembras receptoras, en las cuales se establece y desarrolla la gestación. Por tanto, los animales obtenidos por transferencia, son portadores del 50% de los genes de la madre donadora de los óvulos a fertilizar y del 50% de los genes presentes en el semen del padre. El objetivo productivo principal deberá ser el incremento en el número de crías nacidas de hembras y machos genéticamente superiores. Sin embargo, en nuestro país su mayor uso ha sido para la reproducción de los animales con los diferentes fenotipos de interés, principalmente de borregos y cabras especializadas para producir carne o leche. La transferencia de embriones ha permitido la formación de rebaños genética y productivamente uniformes, al aumentarse la presión de selección y reducirse el intervalo entre las generaciones. También con la transferencia embrionaria se ha podido obtener en una sola ocasión, un mayor número de embriones y crías de los que podría tener una hembra en toda su vida productiva. La aplicación de esta técnica en nuestro país, a través del comercio internacional de embriones congelados, ha permitido la introducción de nuevas razas y líneas genéticas. Tal es el caso de los borregos de razas como la Dorper, Ile de France o Charollais, especializadas en la producción de carne, o de los East Friesian, productores de leche. Mientras que para los caprinos, la raza Boer se introdujo principalmente, gracias la importación de embriones de Nueva Zelanda. También se han obtenido embriones en animales de éstas y otras razas que se encuentran en México desde hace muchos años, como serían la Suffolk, Dorset y Pelibuey, así como de Toggenburgh, Nubio o Alpino

7 Francés. De las cuales sus embriones son generalmente transferidos en fresco, es decir, el mismo día en que son recolectados. Cuando se realiza un programa de transferencia embrionaria es conveniente manejar grupos de animales, por lo que generalmente, por cada donadora se sincronizan entre 5 y 6 receptoras. La mayoría de los tratamientos prácticos para sincronizar el celo de las ovejas y las cabras, se basan en la administración de progesterona o progestágenos solos o en combinación con prostaglandina F2 alfa. En México, el método de elección ha sido el uso de esponjas impregnadas con 20 ó 40 mg de acetato de fluorogestona (FGA) y colocadas vaginalmente durante 12 días. También es factible usar dispositivos (CIDR) que contienen 300 mg de progesterona natural. Con estas hormonas la presentación de los estros, ocurre en la mayoría de las donadoras a las 24 horas de su retiro y en las receptoras entre las 36 y las 48 horas posteriores al tratamiento. Debido a la importancia que tiene la sincronía entre el celo de la donadora de embriones y la receptora, ya que la mayor fertilidad en la transferencia embrionaria se obtiene cuando tanto la donadora como la receptora presentan celo el mismo día, se ha utilizado en el protocolo de sincronización, una aplicación de PGF2 dos días antes del retiro de la progesterona o del progestágeno. En caso de no aplicarse, es común el terminar en las receptoras, al menos 12 horas antes, el tratamiento de sincronización. La superovulación de las donadoras permite obtener un mayor número de embriones de los que se consiguen normalmente, aunque la respuesta es muy variable. La variación individual, se debe principalmente a las diferencias en la condición fisiológica en la que se encuentran los ovarios al momento de la superovulación, ya que el número de folículos en desarrollo, así como la presencia de folículos dominantes es diferente en cada hembra. Por tanto, existen hembras de las que se recolectan entre doce y quince embriones transferibles, mientras que en otras no se recolecta ninguno. En promedio puede considerarse que se obtienen seis embriones transferibles por hembra donadora. Para la superovulación de las donadoras se utilizan principalmente dos hormonas, la gonadotropina coriónica equina y la hormona folículo estimulante (FSH) de origen ovino o porcino, que se administran por vía subcutánea o

8 intramuscular. En diversos trabajos se ha administrado ecg en una sola inyección, con una dosis total que va desde las 1500 hasta las 3000 UI, mientras que de FSH se han diseñado una gran variedad de esquemas en cantidades constantes o decrecientes, en donde la dosis total, dependiendo del producto utilizado, es de 160 a 200 mg (Folltropin) o de 200 a 250 UI (Pluset), administrada en 6 a 8 inyecciones cada doce horas, durante tres o cuatro días. Los mejores resultados en cuanto al número de cuerpos lúteos normales producidos y de embriones transferibles recolectados, se obtienen utilizando la FSH en dosis decreciente, en comparación con la administración de ecg. Esto debido principalmente a que la vida media de la ecg es más larga (26-72 horas), por contener una mayor proporción de ácido siálico (10%), lo que ocasiona un estimulación excesiva y de mayor duración, en comparación con el uso de FSH. Un fenómeno que se presenta normalmente durante la superovulación de las ovejas y las cabras, es la formación de cuerpos lúteos con regresión prematura, lo que se debe a una programación adelantada de la secreción de las prostaglandinas uterinas. La ovulación en las ovejas y las cabras es espontánea y ocurre normalmente entre las 24 y las 36 horas de iniciado el estro, aunque en las hembras superovuladas la ovulación puede adelantarse algunas horas (hasta alrededor de 10 horas), por lo que la detección oportuna del estro conductual es determinante para dar monta o para inseminar con mayor precisión a las donadoras. Los estros deberán detectarse a partir de las 24 horas del retiro del progestágeno o de la progesterona, tanto en las donadoras como en las receptoras, y la detección se realizará dos veces al día durante al menos 2 días. A las donadoras detectadas en celo se les debe dar monta dirigida tres o cuatro veces al día, mientras presenten estro conductual, debido a que de esta forma se incrementan las posibilidades de fertilización de los óvulos y por tanto, de colectar un mayor número de embriones. En caso de utilizarse inseminación artificial cervical con semen fresco diluído, se realizará cada 12 horas, al menos en dos ocasiones y con una concentración de 300 millones de espermatozoides, mayor a la que usualmente se acostumbra (100 millones de espermatozoides). La primera inseminación se hará 12 horas después de haberse detectado a la hembra en estro y la segunda a las 24 horas de

9 detectada. Si la inseminación artificial es intrauterina, ya sea con semen congelado o fresco, se puede realizar a tiempo fijo alrededor de las horas después de retirada la progesterona natural o sintética, utilizando un laparoscopio y con una concentración de por lo menos 100 millones de espermatozoides. El día en que las donadoras son detectadas en celo y reciben monta o son inseminadas por primera vez, se considera como el día cero. La recolección de los embriones se realiza preferentemente entre los días 6 a 7 posteriores a la primera inseminación o servicio, ya que en estos días los embriones se encuentran en los cuernos uterinos y su estadio de desarrollo corresponde al de mórula compacta o de blastocisto. Colectar los embriones en este estadio de desarrollo permite además su bipartición o congelación exitosa. Se puede realizar la recolección de los embriones mediante la introducción de una sonda de Foley a través del cérvix, lo cual es muy difícil, además de lesionarse en la mayoría de las ocasiones la vagina y el cérvix de las hembras en las que se intenta. También puede realizarse por medio de laparoscopía, a través de un catéter metálico de tres vías, lo cual es complicado y requiere de relativa experiencia. Generalmente, la recolección de los embriones en los pequeños rumiantes, se hace mediante laparotomía medio ventral, buscando la exteriorización del útero para su adecuada manipulación, para lavar cada uno de los cuernos uterinos por separado, con lo cual se logra la recolección del mayor número de embriones. La desventaja principal de la laparotomía medio ventral, es el que se ocasionan adherencias y fibrosis en los ovarios y el útero, así como en la línea media, por lo que el uso repetido de hembras de alto valor genético de las que se obtienen los embriones se reduce. Sin embargo, la correcta realización de la recolección de embriones mediante laparotomía, manejando delicadamente los tejidos, evitando el sangrado en los ovarios, el útero, los músculos o la piel y evitando sobre todo la deshidratación del útero expuesto, permite llevarla a cabo entre cuatro a seis ocasiones en la misma hembra donadora. Todos los embriones que serán posteriormente transferidos deben ser evaluados morfológicamente en un microscopio estereoscópico, clasificándose de acuerdo a su grado de desarrollo y calidad. De manera estricta se

10 consideran como embriones transferibles, aquellos con un grado de desarrollo que corresponda al día en que son recolectados y con una calidad excelente o buena y regular (calidades 1 y 2). Los embriones de calidad pobre o degenerados (calidades 3 y 4), son considerados como no transferibles. Como los embriones se obtienen generalmente de los cuernos del útero entre los días 6-7 posteriores al estro, el grado de desarrollo deberá ser el de mórula, blastocisto temprano, blastocisto, y en ocasiones, de blastocisto expandido. A esta edad de desarrollo los embriones de ovinos y caprinos, deberán medir entre µm de diámetro. Hasta el momento, en los pequeños rumiantes no se ha desarrollado con éxito una técnica de transferencia de embriones no quirúrgica como la que se realiza en vacas o en yeguas, debido a las características anatómicas del aparato reproductor. La transferencia de los embriones se realiza mediante laparotomía media ventral o con la ayuda de un laparoscopio. Aunque la laparotomía media es una técnica eficaz, el uso de un laparoscopio la supera al ser una técnica quirúrgica invasiva menor, que permite realizar la transferencia de manera rápida y segura. Para cualquiera de las dos opciones, las hembras receptoras también deben dietarse 24 horas antes de la cirugía y anestesiarse de la misma forma que las donadoras. No obstante haberse determinado con anterioridad, que los mayores porcentajes de fertilidad se obtienen con la transferencia de dos embriones por receptora, tal vez el mejoramiento en la técnica al auxiliarse de la laparoscopia y el constante perfeccionamiento de los medios y del material usado para la conservación y el manejo de los embriones, la transferencia de un solo embrión por receptora, ya sea fresco o congelado, ha originado por un lado, porcentajes de fertilidad similares a la transferencia de dos embriones y por otro lado, ha permitido la disminución en el número de embriones que se pierden al no ser gestados por las hembras receptoras. Otra opción estudiada ha sido la transferencia de embriones a cabras y borregas receptoras, que previamente han sido inseminadas artificialmente o que han recibido monta natural dirigida. Diferentes trabajos con embriones congelados de cabras y ovejas reportan porcentajes de fertilidad entre el 50 y el 60% y prolificidad de 1.2 a 1.3, mientras que la fertilidad con embriones frescos se encuentra entre el 60 y el

11 80% y la prolificidad presenta valores de entre 1.3 a 1.5, cuando se transfieren dos embriones por receptora. Literatura recomendada Albinh A, Gustafsson H, Rodríguez-Martínez H. Maternal influence on the early development of asynchronously transferred bovine embryos. Anim Rep Sci 1991; 24: Ashworth CJ. Synchrony embryo-uterus. Anim Reprod Sci 1992; 28: Ashoworth CJ, Bazer FW. Changes in ovine conceptus and endometrial function following asynchronous embryo transfer or administration of progesterone. Biol Reprod 1989; 40: Azzarini, M Laparoscopía en ovejas, descripción de la técnica y sus principales usos. Secretariado Uruguayo de la Lana. Boletín Técnico 14: Baril G, Brebion P, Chesné P. Manual de formación práctica para el trasplante de embriones en ovejas y cabras. FAO, Producción y Sanidad Animal. Roma, Bretzlaff K, Edwards J, Forrest D, Nuti L. Ultrasonographic determination of pregnancy in small ruminants. Veterinary Medicine. January Buckrell BC, Gartley CJ, Johnson WH. Results of a commercial sheep embryo transfer program. Theriogenology 1989; 31:178. Fischer, P, Nehring, H and Karin Müller Passage of frozen ran semen in the cervix of the ewe. Theriogenology, 8: Flores-Foxworth G, Foxworth B, Nuti L.. Embryo transfer in Kenyan Goats. Proceedings of a workshop on embryo transfer. Naivasha (Kenya). June Garverick HA, Zollers WG, Smith MF. Mechanisms associated with corpus luteum lifespan in animals having normal or subnormal luteal function. Anim Reprod Sci 1992; 28: Gordon I. Aplication of synchronization of estrus and ovulation in sheep. Symposium of Management of Reproduction in Sheep and Goats; Madison (Wisconsin) EUA 1977; Gourley, D.D. and Riese, R.L Laparoscopic artificial insemination in sheep. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 6(3): Halbert, G.W., H. Dobson, J.S. Walton and B.C. Buckrell The structure of cervical canal of the ewe. Theriogenology. 33: Hawk H W. Gamete transport in the superovulated cow. Theriogenology 1988; 29: Hill, J.R., J.A. Thompson and N.R. Perkins Factors affecting pregnancy rates following laparoscopic insemination of 28,447 merino ewes under commmercial conditions. A survey. Theriogenology, 49: Hunter MG. Characteristics and causes of the inadecuate corpus luteum. J Reprod Fertil 1991; 43:91-99 (Suppl). Killen, I.D Artificial insemination and synchronization of oestrus. Sheep Production and Preventive Medicine. The Post-Graduate Committee in Veterinary Sciencie. University of Sydney Australia, 67: Kraemer DC. Embryo collection and transfer in small ruminants. Theriogenology 1989; 31:

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