PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO

Transcripción

1 PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO U:S: DEPARTMENT OF HEALTH AND HUMAN PUBLIC HEALTH SERVICE Center for Disease Control AMEBIOSIS DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO PARTE III UNA LECCIÓN DE AUTO-APRENDIZAJE

2 La información en esta página es principalmente para administradores e instructores ESPECIFICACIONES Objetivos de la capacitación Después de tomar esta lección, y en un laboratorio adecuado, el alumno podrá: 1. preparar cuatro laminillas básicas utilizadas para el diagnóstico de amebiasis: directa (inicial) frotis directo, frotis directo concentrado, frotis directo de cultivo y laminilla teñida permanente; 2. identifique el espécimen fecal; 3. especifique (lista) cual de los cuatro procedimientos se debe incluir en el protocolo como central de diagnóstico de laboratorio y laboratorios en clínicas y hospitales; y 4. especifique (lista) las bases para rechazar especimenes procesados inapropiadamente. Población primaria para recibir la capacitación 1. Técnico en laboratorio en entrenamiento con capacitación en biología a nivel de estudios técnicos. 2. Estudiantes de medicina. 3. Estudiantes de parasitología. Población secundaria para recibir la capacitación Cualquier persona que interesada que tenga: 1. conocimiento de biología básica, 2. habilidad en microscopía básica, y 3. capacidad para leer a nivel universitario.. Preparación individualizada 1. Se debe permitir al estudiante avanzar a su propio ritmo en la lección, pudiendo omitir ciertas páginas, cuando así se le instruya dentro del texto. 2. Las partes del curso, "Amebiasis: Diagnóstico de laboratorio," deben tomarse en orden. La persona en entrenamiento puede tomar la Parte I y II antes de tomar esta, dependiendo de la experiencia y entrenamiento individual; todas las partes deben tomarse a no ser que esté contraindicado. 3. Esta lección fue diseñada para ser estudiada intensivamente por un "principiante", y puede considerarse como una buena revisión para estudiantes avanzados. Para revisión únicamente, estudie las páginas de "demostración" y brinque las páginas de "práctica" (es obvio cuáles son estas páginas). 4. El estudiante decidirá a su conveniencia el tiempo para obtener la mayor ventaja de la lección. Tiempo aproximado de aprendizaje La experiencia ha indicado que se requieren de 1½ a 2½ horas de tiempo real de estudio (no se implica un tiempo límite). Restricciones y limitaciones 1. La lección no pretende enseñar todos los posibles procedimientos, sino solo el número mínimo que se ha encontrado eficiente. 2. Ésta lección no enseña los pasos en detalle de los procedimientos de concentración, cultivo y tinción tricrómica. 3. Cuando sea posible, los estudiantes deberán ser informados de las características especiales de éste método de estudio y ser exhortados a seguir las instrucciones con precisión, para así revisar y corregir sus respuestas tal como se les indique en el libro de respuestas. 4. Para una mayor eficiencia, la lección debe seguirse de la experiencia en el laboratorio. Resultados de los estudios de campo-ver la última página Para mayor información de esta lección ver La introducción al curso. 2

3 PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO Parte Tres de un curso de tres partes Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio* UNA COMUNICACIÓN INSTRUCTIVA Desde la publicación original, han ocurrido muchos cambios en los procedimientos de tinción y concentración; se han introducido nuevos fijadores y procedimientos. Además, por el interés en la seguridad, se han substituido substancias por químicos menos peligrosos. Han sido introducidos procedimientos adicionales específicos para ciertos parásitos, y los cultivos representan menor importancia dentro del diagnóstico y más como herramientas de investigación. Estos procedimientos se editaron para reflejar las prácticas actuales, cuando se ha considerado apropiado. Tenga esto presente cuando complete los ejercicios. U.S. DEPARTMENT OF HEALTH AND HUMAN SERVICES Public Health Service Communicable Disease Center Atlanta, Georgia HHS Publicación No. (CDC) Parte III *Actualizado de la versión impresa original en Dic 2000.

4 Un esfuerzo conjunto de SUCURSAL DE LABORATORIO y SUCURSAL DE ENTRENAMIENTO AUTORIDAD DEL PLAN DE ESTUDIOS: MM. Brooke, Sc.D. Jefe del laboratorio de consultoría y sección de desarrollo EXPERTO EN LA MATERIA: Russell K. Carver, Parasitólogo Unidad de entrenamiento parasitológico REVISIÓN TÉCNICA: Dorothy Mae Melvin, Ph.D. Jefe de la unidad de entrenamiento parasitológico UNIDAD DE COMUNICACIONES INSTRUCTIVAS: Robert L. Reynolds, Jefe J.H. Harless, Analista-escritor Andrea D. Lawrence, Analista-escritor junior Frances H. Porcer, Editor ASISTENTE DE PRODUCCIÓN: Fran Chesser K. Jane Paull ASESOR: Thomas F. Gilbert, Ph.D. Revisado 1976 Reimpreso 1979 Reimpreso junio 1980* Servicio de Salud Pública Publicación No.1187, Parte III Para venta por el Superintendente de documentos, Oficina de imprenta del gobierno de los EUA, Washington, D.C *Actualizada de la versión impresa original en Dic 2000.

5 Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio CONTENIDO PARTE I PARTE I PARTE II PARTE III Introducción al curso Ciclo biológico de Entamoeba histolytica Identificación de amibas intestinales Procedimientos de laboratorio PÁGINA Prefacio Evaluación previa v vi Cómo utilizar esta lección 1 Introducción 2 Unidad 1 Colección y procesamiento de muestras 7 Unidad 2 Etiquetado de especimenes 14 Unidad 3 Preparación de laminillas 20 A. Preparación de frotis directos 22 B. Preparación de laminillas teñidas permanentes 29 Unidad 4 Razonamiento de los procedimientos del recetario 35 A. Recetario: Técnica de tinción tricrómica 36 B. Recetario: Técnica de concentración de formol-éter 42 C. Recetario: Cultivo de protozoarios intestinales 48 Unidad 5 Cuando cultivar 55 Unidad 6 Selección del régimen de procedimientos de laboratorio 57 Resumen 63

6 PREFACIO Ésta lección es la PARTE III de un curso de tres partes: "Amebiosis: Diagnóstico de laboratorio". Aunque se puede usar de manera independiente, es más efectivo si se utiliza como parte del curso completo. Ésta lección enseña el método apropiado para la colecta y procesamiento de especimenes fecales, el método para preparar ciertas laminillas básicas, y el razonamiento para otros procedimientos básicos utilizados en la identificación microscópica de amibas. Se enseñan también dos posibles protocolos a partir de las combinaciones de varios procedimientos. Esta lección está específicamente diseñada para producir en el estudiante una reacción a la lección estudiada consistente con el nivel de establecido en los objetivos de la sección de ESPECIFICACIONES. Además de los materiales necesarios para cubrir el objetivo de la lección, se ha incluido la información pertinente al área general de acuerdo a la Autoridad curricular. Sin embargo, no se ha hecho ningún esfuerzo por incluir todo en esta lección. Para asegurarse de que esta lección cubre sus necesidades, lea la parte de ESPECIFICACIONES (contraportada) y busque las preguntas de la EVALUACIÓN PREVIA A LA LECCIÓN en la siguiente página. v

7 EVALUACIÓN PREVIA A LA LECCIÓN Antes de continuar, determine si requiere o no tomar la PARTE III: 1. Qué factores determinan el orden en que se debe examinar un número grande de especimenes fecales? 2. Qué información se debe registrar en cada frasco cuando el espécimen se colecta y cuando se recibe en el laboratorio? 3. Qué información se debe registrar en cada laminilla preparada? 4. Qué procedimientos aumentan la posibilidad de identificar amibas intestinales? 5. Qué técnicas se deben incluir en el protocolo de laboratorio para el diagnóstico de amebiosis? 6. Qué reactivos se utilizan en frotis directos y para qué propósito sirve cada uno? 7. Qué diferencias hay en la preparación de laminillas teñidas permanentes a partir de frotis frescos que en las de especimenes conservados? 8. Puede delinear un método de laboratorio mínimo para recobrar eficientemente y demostrar la presencia de amibas intestinales? 9. Cuál es el razonamiento para realizar cada etapa de la técnica de concentración de formol éter, procedimientos de cultivo y técnica de tinción tricrómica? 10. Bajo qué circunstancias se puede realizar un cultivo como auxiliar para la identificación de amibas intestinales? 11. Cuál es el método apropiado para colectar, conservar y enviar los especimenes fecales? Si no puede usted contestar las preguntas anteriores en su totalidad, usted debe tomar la PARTE III. Si usted puede contestar estas preguntas no requiere tomar esta lección. vi

8 CÓMO USAR ESTA LECCIÓN Esta es una lección de auto-aprendizaje; su propósito es enseñar, no el ser un examen. Usted sólo necesitará este cuadernillo, un lápiz y su propio tiempo (de 1½ a 2 ½ horas) para completar la lección. No dude en escribir sus respuestas y hacer notas en su manual. RECUERDE Esta lección ha sido diseñada para que la cantidad de lectura necesaria sea mínima, pero significativa. Por lo tanto es muy importante que usted siga estas instrucciones: - Lea TODO cuidadosamente. - Proceda por una página o párrafo PASO A PASO. - No omita nada a no ser que las instrucciones así se lo indiquen. -Haga exactamente lo que se le DICE hacer, CUANDO se lo indiquen. SIGA LAS INSTRUCCIONES El manual de respuestas se encuentra al final de este libro de trabajo. Utilícelo a lo largo de la lección- cuando así se le instruya- para revisar sus respuestas. 1

9 INTRODUCCIÓN Cuando usted examina especimenes fecales en laminillas con amibas, la capacidad para identificar a los organismo, estará dada en gran medida, por la eficiencia de sus PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO. La primera cosa que usted debe hacer cuando se reciben los especimenes colectados y enviados correctamente en el laboratorio es ETIQUETAR los ESPECIMENES. El espécimen de cada paciente constituye un caso: puede ser una muestra fresca; dos muestras conservadas (en formol y en fijador de alcohol polivinílico) o combinaciones de estas. Para poner los casos en orden usted debe determinar y etiquetar los especimenes frescos de la misma edad, acomodar los especimenes frescos en orden de consistencia y colocar a los especimenes conservados al final, numerar en el orden descrito arriba (este es el orden en que examinará los especimenes) y etiquete cada muestra con la fecha. El siguiente y que requiere mayor atención, es el paso dentro del protocolo de la PREPARACIÓN DE LAMINILLAS. En el curso del examen de cada espécimen, usted preparará una serie de laminillas (dos a seis), dependiendo de como se recibió el espécimen y el éxito en la técnica de diagnóstico utilizada. Usted etiquetará y aplicará todos los especimenes (frescos o conservados) a todas las laminillas. Usará en algunas los reactivos (solución salina y lugol, lugol, o solución Nair o Quensel); a otras las someterá a tinción permanente. Cubrirá (montar y sellar) todas las laminillas). Los PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN constituyen el siguiente paso general en el protocolo. Usted puede RECUPERAR amibas de los especimenes por concentración y cultivo. Se prepara usualmente un concentrado; un cultivo es opcional. El paso final es generalmente el ANOTAR LOS HALLZAGOS para cada laminilla. Esto se hace escribiendo en las notas de examen, el tiempo apropiado, el número de caso, fecha y hallazgos de la laminilla. En la siguiente página se presenta un esquema de los cuatro pasos generales; estúdielo cuidadosamente sin memorizar: Antes de dar vuelta a la página, esté seguro de recordar por lo menos los cuatro pasos generales en los PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO: -ETIQUETE LOS ESPECIMENES -PREPARE LAS LAMINILLAS -PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN -ANOTE LOS HALLAZGOS 2

10 ETIQUETE LOS ESPECIMENES ESQUEMATIZACIÓN DEL MÉTODO DE LABORATORIO determine la consistencia en muestras frescas de la misma edad; etiquete organice los casos; número acuosa (a) sin formar (sf) suave (s) formada (f) con muestras frescas en el orden de consistencia con las muestras conservadas al final tomadas al asar PREPARACIÓN DE LAMINILLAS fecha etiquete la laminilla use los reactivos aplicar el espécimen tinción (permanente) todos los frascos número de caso fecha solución salina y lugol lugol únicamente solución Quensel fresca conservada formol (F) fijador de polivinil alcohol (PVA) cubrir montar sellar PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÓN concentración del espécimen cultivo del espécimen número de caso ANOTE LOS HALLAZGOS fecha hallazgos 3

11 ETIQUETE LOS ESPECIMENES Se muestra a la derecha un caso con dos muestras que han sido etiquetadas (tanto tapas como frascos): No. de caso consistencia fecha CASO 1 muestra fresca muestra PVA El otro caso es una muestra fresca: Etiquételo USTED (tapa y frasco): 1. el número de caso es #2: 2. la consistencia es suave: 3. la fecha es 3/4/63: CASO 2 muestra fresca PREPARE LAS LAMINILLAS La laminilla de la derecha estaba preparada a partir de la muestra fresca del caso #1 del 3/4/63; las laminillas han sido numeradas por fecha. Los reactivos se han puesto en la laminilla; el ESpécimen se coloca. Se hace el sellado número y ESpécimen Etiquete USTED la última laminilla: 1. con el #1 y 3/4/63: 2. muestre el espécimen aplicado: 3. muestre la laminilla seca y teñida: 4. (complete el montaje aquí) 4

12 PROCEDIMIENTOS DE RECUPERACIÖN Marque con una paloma ( ) en el espacio para mostrar que el espécimen ha sido concentrado: Marque en el espacio que se requiere de un cultivo en este caso: ANOTE SUS HALLAZGOS Los hallazgos son generalmente escritos en las notas de examen cuando usted examine cada una de las laminillas del caso. Abajo se muestran las notas de examen de los hallazgos para el Caso # 1. Escriba USTED los hallazgos para el Caso #2 del 4/3/63: NOTAS DEL EXAMEN Caso Frotis directo inicial Frotis directo de concentrado Laminilla teñida permanente Cultivo Frotis directo Tinción permanente Revise y corrija su trabajo. 5

13 Utilizó su libro de respuestas para revisar y corregir sus respuestas en las páginas 4 y 5? Si no, hágalo. 6

14 Unidad 1 COLECCIÓN Y PROCESAMIENTO DE ESPECIMENES Para asegurar las mejores posibilidades de identificar las amibas intestinales, el espécimen fecal debe ser COLECTADO y PROCESADO apropiadamente. LA PERSONA QUE MUESTREA el espécimen es responsable de supervisar que se colecte y conserve apropiadamente; si se debe examinar el espécimen en fresco, debe ver que llegue al laboratorio lo más rápido posible. Debe etiquetar el frasco con el nombre y la edad del paciente y la fecha y tiempo de excreción. El TÉCNICO DE LABORATORIO debe asumir la responsabilidad del examen en búsqueda de parásitos; por lo tanto debe ver que los especimenes que recibe tengan la cantidad y condiciones satisfactorias para su examen al microscopio. IMPORTANTE TANTO la persona que muestrea como el técnico de laboratorio, deben tener constante cuidado de dos cosas: 1. proteger de la desintegración a los frágiles trofozoítos en el espécimen. 2. mantener el espécimen libre de elementos que puedan hacerlo inapropiado para el examen diagnóstico. 7

15 Cuando la persona que MUESTREA recibe la petición de colectar un espécimen fecal para examen de parásitos intestinales, debe seguir por varios pasos para asegurar que el espécimen sea el adecuado para usarse en el laboratorio. El cuadro de abajo resume las acciones correctas para la persona que MUESTREA y las razones para realizar cada paso: PASO Asegúrese que el espécimen esté libre de sustancia laxantes como magnesia o aceite, o químicos como bario y bismuto. Colecte en un recipiente de ¼ de litro, libre de orina, agua o tierra. Marque el recipiente con la información de TIEMPO Y EXCRECIÓN. Si el espécimen se envía por correo, se conserva en fijador* y formol utilizando el método de 2 viales** Llevar el espécimen al laboratorio cuando está todavía a temperatura corporal. O FUNDAMENTO Estos elementos dan al espécimen un examen insatisfactorio-la preparación es poco clara. La orina y el agua destruyen a los trofozoítos; la tierra puede contaminar al espécimen con organismos de vida libre. Los trofozoítos se pueden deteriorar si hay retrasos en el examen de laboratorio. Esto permite la recuperación de todos los estadios del organismo. El organismo se identifica más con el espécimen; los trofozoítos son más móviles en un espécimen tibio. O Si el examen se pudiera retrasar, se debe conservar parte del espécimen en fijador PVA. El fijador PVA conserva por meses los trofozoítos de tal manera que estén en condiciones adecuadas para teñirse. * Fijador de alcohol polivinílico. **Estudiar el esquema siguiente acerca del método de 2 viales para enviar por correo un espécimen. Heces en un recipiente de cartón seco UNA PARTE DE ESPÉCIMEN A TRES PARTES DE CONSERVADOR UNA PARTE DE ESPÉCIMEN A TRES PARTES DE CONSERVADOR Fijador-PVA Formol MEZCLE BIEN MEZCLE BIEN Empaque y env íe por correo con la forma de información adherida al tubo interno 8

16 El siguiente cuadro resume las acciones y responsabilidades del TÉCNICO DE LABORATORIO al recibir los especimenes fecales: PASO Examine el espécimen macroscópicamente para áreas anormales (con moco, sangre, etc.) organismos macroscópicos y consistencia. Evalúe los especimenes que son adecuados para examen.* Si no fuese, solicite al remitente el espécimen que se requiere. Prepare las laminillas a partir de especimenes frescos a temperatura corporal; si se retrasa, refrigere. FUNDAMENTO Hay mayor posibilidad de encontrar amibas en áreas anormales. A más líquidos en las heces, mayor es la probabilidad de infección. Los especimenes inapropiadamente mezclados o conservados no permiten ver a los organismos adecuadamente. La presencia de elementos medicinales indeseables puede hacer la preparación poco clara. La orina y el agua destruyen los trofozoítos; la tierra contamina el espécimen. La refrigeración desacelera el crecimiento bacteriano por lo tanto minimiza la desintegración de trofozoítos. *Un espécimen no es adecuado para ser examinado cuando: -no se ha usado suficiente conservador (el espécimen debe ser grueso y pegajoso) -inapropiadamente mezclado (pequeño, heces fecales duras sin conservador) -elementos medicinales indeseables (aceite, magnesia, bario, bismuto, etc.) en las heces. -elementos no fecales en las heces (orina, agua, desinfectantes o tierra) Antes de dejar esta página asegúrese de responder correctamente (a sí mismo) las preguntas concernientes a las acciones de la persona que muestrea y del técnico cuando se colectan y procesan especimenes para ser examinados: 1. Porqué un espécimen debe estar libre de elementos medicinales no deseables? De orina, de agua y de tierra? 2. Para qué se utiliza el método de los dos viales? 3. Cuál es la proporción correcta de espécimen conservado en el método de 2 viales? 4. Qué es lo que debe hacer la persona que MUESTREA si el espécimen debe llegar al laboratorio, pero tendrá un retraso? 5. Qué es lo que debe hacer el TÉCNICO si se retrasa el examen del espécimen fresco? 6. Qué es lo que debe buscar el técnico en el examen macroscópico del espécimen? 7. Bajo qué condiciones el técnico deberá evaluar una muestra fresca como no aceptable y qué debe hacer entonces? 8. Por qué debe el técnico realizar el examen de la muestra cuando está a temperatura corporal? 9. Qué les pasa a los trofozoítos en el espécimen cuando la muestra es vieja o sin conservadores? 9

17 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 10

18 Describa las acciones de la persona que muestrea y del técnico de laboratorio cuando se colecten y procesen los especimenes fecales: complete los enunciados en la primera columna con la palabra o frase de la segunda columna (utilice la LETRA únicamente): 1. conserva los trofozoítos para tinción por varios meses. 2. en el espécimen fecal destruye los trofozoítos. 3. puede contaminar los especimenes con organismos de vida libre. 4. El (los) conservador (es) recomendados en el sistema de los dos viales. 5. El examina las muestras frescas del espécimen macroscópicamente para sangre, moco y organismos macroscópicos. 6. en el espécimen hace la preparación poco clara para examen. 7. El evalúa el espécimen adecuado para examen microscópico. 8. La utiliza el método recomendado de 2 viales para conservar y enviar por correo el espécimen. 9. El informa al remitente cuando el espécimen no es adecuado y porqué. a. persona que muestrea b. técnico de laboratorio c. fijador- PVA d. fijador- PVA y formol e. agua y orina f. tierra g. bario, bismuto, aceite, magnesia h. formol 10. El refrigera el espécimen si no lo puede examinar de inmediato. 11. La se asegura que el paciente no reciba ningún elemento medicamentoso indeseable y que el espécimen esté libre de orina, agua y tierra. Revise y corrija su trabajo. 11

19 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 12

20 Escriba la palabra o frase que mejor complete cada uno de los siguientes enunciados acerca de las acciones que la persona que muestrea y el técnico de laboratorio deben realizar cuando colectan y procesan especimenes fecales: 1. Fijador PVA para tinción por varios meses. 2. El técnico en laboratorio informa al si el espécimen no es adecuado para examen. 3. La tierra puede contaminar el espécimen con. 4. El técnico en laboratorio la muestra fresca si no se examina inmediatamente. 5. La persona que muestrea se asegura que el paciente no haya recibido elementos medicinales y que el espécimen este libre de. 6. Orina y agua en el espécimen pueden destruir. 7. La persona que muestrea utiliza para conservar y enviar por correo el espécimen fecal. 8. El técnico en laboratorio examina el espécimen macroscópicamente para las áreas anormales que son y para consistencia, porque mientras más heces es mayor la posibilidad. 9. El (los) conservador(es) del método de dos viales es (son). 10. Elementos medicinales no deseables tales como hacen la preparación en la laminilla poco clara para examinarse. Revise y corrija su trabajo. 13

21 Unidad 2 ETIQUETANDO LOS ESPECIMENES Cuando tenga frente a usted aquellos especimenes que son adecuados para examen microscópico y haya hecho el examen macroscópico para rastros de sangre, hilos de moco, color, parásitos macroscópicos, entonces ETIQUETE LOS ESPECIMENES. ETIQUETE LOS ESPECIMENES Recuerde: determine la consistencia de las muestras frescas de la misma edad ; etiquete arregle los casos; numere acuosa (a) no formada (nf) suave (s) formada (f) con muestras frescas en orden de consistencia con muestras preservadas ordenadas aleatoriamente. fecha todos los recipientes 14

22 Las imágenes abajo representan envases con especimenes fecales enviados al laboratorio para ser examinados para amibas. Las muestras de un solo paciente deben siempre mantenerse juntas, esto constituye un CASO. El cartón encerado siempre mantiene a los especimenes frescos; los viales pueden contener muestras frescas (sin etiqueta), las muestras conservadas con formol al 10% (marcadas con F), o muestras en fijador de alcohol polivinílico (marcadas PVA). Por lo tanto, nunca asuma que todos los viales contienen especimenes conservados. Vea el recipiente de la derecha. El espécimen fresco ha sido examinado para determinar su consistencia: acuosa, no formada, suave o formada. Como es acuosa se examinará primero y se le ha asignado el Caso #1. El número de caso, consistencia y fecha se han escrito en el recipiente y la tapa. El siguiente caso incluye una muestra fresca en un vial. La consistencia es no formada y se le ha designado el Caso #2, para ser examinada en segundo término (de no haber una muestra acuosa se habría designado como #1). Note que las dos muestras del caso han sido etiquetadas. El otro caso contiene una muestra fresca y puede entonces designarse como Caso #3 en el orden de examen. Los casos con muestras no frescas (ambas muestras conservadas) se les asigna un número aleatoriamente porque la consistencia no es un factor. Complete usted el etiquetado en ambos viales del Caso #3: 15

23 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 16

24 Vea los cuatro casos en las imágenes a la derecha; Estos son todos los casos que se recibieron en un solo día. Han sido acomodados en orden por la consistencia de la muestra fresca. Recuerde que el orden para el examen es acuosa, no formada, suave, formada. Asuma que la fecha es 3/4/63. Complete USTED ahora el etiquetado de todos los casos: Revise y corrija su trabajo. 17

25 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 18

26 Las ilustraciones de abajo corresponden a SIETE casos DIFERENTES con fecha 3/4/63. Complete las etiquetas: formada suave acuosa suave no formada Revise y corrija su trabajo. 19

27 Unidad 3 PREPARACIÓN DE LAMINILLAS En esta unidad usted aprenderá como ETIQUETAR LOS ESPECIMENES y PREPARAR LAS LAMINILLAS para realizar el examen de amibas. En muchas ocasiones las amibas pueden ser identificadas al observar dos tipos de preparaciones; usted preparará: 1. Laminilla de frotis directo inicial 2. Laminilla de frotis directo de concentrado Usted también va a preparar: 1. Laminilla de frotis directo Quensel: SI el examen del frotis inicial muestra organismos que pueden ser trofozoítos cuyos núcleos no estén definidos. (Tinción Nair, azul de metileno buferado, pueden sustituir a Quensel). 2. Laminilla teñida permanente: SI, (a) por la consistencia del espécimen fresco se sugiere la presencia de trofozoítos (acuosa, no formada, suave), y con presencia de sangre y/o moco, (b) es necesaria para la identificación de organismos no identificados en frotis fresco, (c) se requiere de un registro permanente. 3. Laminillas del cultivo (frotis directo o laminilla teñida permanente): SI el cultivo ha sido preparado como resultado de un indicio de la presencia de amibas. Los especimenes se pueden utilizar para preparar laminillas de la siguiente forma: MUESTRA FRESCA MUESTRA EN FORMOL MUESTRA EN PVA Frotis directo inicial Frotis directo Laminilla con Frotis directo Quensel concentrado tinción permanente Frotis directo concentrado Laminilla con tinción permanente Frotis directo de cultivo Tinción permanente a partir de cultivo Se usan tres tipos generales de soluciones (reactivos) en los FROTIS DIRECTOS para la identificación de protozoarios intestinales: - substancias salinas en ambos trofozoítos y quistes - los núcleos de trofozoítos se hacen más claros con Dobell - los núcleos de trofozoítos se hacen más claros con Quensel 20

28 Con la información en la página opuesta, REVISE ( ) que muestra (s) se pueden utilizar para cada una de las siguientes laminillas: 1. Frotis directo inicial: fresca; conservada-f; conservada-pva 2. Frotis directo con Quensel: fresca; conservada-f; conservada-pva 3. Frotis directo de concentrado: fresca; conservada-f; conservada-pva 4. Tinción permanente: fresca; conservada-f; conservada-pva 5. Frotis directo de cultivo : fresca; conservada-f; conservada-pva 6. Tinción permanente de cultivo: fresca; conservada-f; conservada-pva En muchos casos, las amibas pueden ser identificadas examinando dos laminillas. Marque con un CÍRCULO los nombres de la lista de abajo. Anote en los espacios el nombre del mejor reactivo: hace más claros los núcleos de los quistes. los núcleos de los trofozoítos. mantiene a trofozoítos y quistes. ASEGÚRESE QUE LAS RESPUESTAS ESTÁN DE ACUERDO A LA INFORMACIÓN DE LA PÁGINA ANTERIOR 21

29 Unidad 3A PREPARACIÓN FROTIS DIRECTOS EN LAMINILLAS Hay tres tipos básicos de laminillas con FROTIS DIRECTOS que pueden ser utilizados para el examen de amibas intestinales: 1. FROTIS DIRECTO INICIAL 2. FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO 3. FROTIS DIRECTO DE CULTIVO Se muestran a la derecha una muestra fresca o una conservada en formol (F); utilice cualquiera de las dos para preparar el frotis directo INICIAL. Las imágenes a la derecha representan frotis directos iniciales que han sido preparados como sigue: 1. Las laminillas han sido etiquetadas con el número de caso y fecha. 2. a. Preparación de la muestra fresca: -se coloca una gota de solución Salina normal al extremo izquierdo de la laminilla. se coloca una gota de lugol Dobell al extremo derecho de la laminilla. -se utilizan palillos aplicadores para colocar el ESpécimen FResco en solución salina y se mezcla, se agrega el lugol y se mezcla. (PRECAUCIÓN: No contamine la solución salina con lugol; utilice palillos separados.) b. Ambas preparaciones de cada lado de la laminilla han sido cubiertas y selladas S. (NOTA: Se sugiere que el sellado de los cubreobjetos sea con parafina calentada y petrolato, 1:1, ayudándose de un hisopo.) Recuerde que el frotis directo con Quensel puede ser necesario en algunos casos. Se prepara a partir del espécimen fresco, básicamente igual que arriba, en una laminilla de 50 x 76 mm utilizando la solución vital Quensel como único reactivo. 22

30 A la derecha está la imagen de un espécimen concentrado (en fresco o formol) utilizado para preparar un frotis fresco CONCENTRADO: Ahora muestre USTED la preparación de un frotis directo CONcentrado al escribir en el dibujo de la laminilla: 1. Caso No. y fecha (#1, 8/3/63) 2. Lugol y CONcentrado ESpécimen (a la derecha) 3. CONcentrado ESpécimen únicamente (a la izquierda) 4. Cubra y selle S. (NOTA: se utiliza una pipeta para transferir el sedimento del tubo a la laminilla.) En el lado derecho hay imágenes de cultivos de especimenes frescos utilizados para preparar frotis directos de CULTIVO. Se preparan laminillas independientes por cada tubo. Muestre USTED ambas preparaciones etiquetando las laminillas de los frotis directos de CULTIVO en las imágenes correspondientes: 1. Caso No. y fecha (#1, 8/3/63) 2. Quensel y CULtivo de ESpécimen (al extremo derecho de la laminilla) 3. CULtivo del ESpécimen únicamente (al extremo izquierdo) 4. Cubra y selle S. (PRECAUCIÓN: utilice una pipeta separada para cada tubo de cultivo.) 23

31 REPASO NOTA: Los frotis directos iniciales (formol), concentrado y de cultivo, no requieren solución salina dado que las muestras son suficientemente líquidas. Para ayudarse a recordar en dónde van los tres reactivos, estudie lo siguiente: LUGOL EN FROTIS DIRECTO INICIAL (FRESCO) (Recuerde: "un inicio fresco, requiere de todo") FROTIS DIRECTO INICIAL (FORMOL) (Recuerde: "suficientemente fluido, requiere menos") FROTIS DIRECTO DE CONCENTRADO (Recuerde: "concentrado en la cosa") FROTIS DIRECTO DE CULTIVO (Recuerda: "una persona quieta y cultivada") LUGOL y SOLUCIÓN SALINA LUGOL solamente LUGOL QUENSEL 24

32 Marque abajo con una ( ) todos los puntos que debe recordar para realizar un frotis directo: Frotis directos iniciales pueden hacerse a partir de muestras frescas o en formol. Un frotis directo inicial (fresco) incluye solución y lugol como reactivos. Un frotis inicial (formol) incluye solamente a lugol como reactivo. Un frotis directo con Quensel se prepara si el examen del frotis inicial muestra organismos que probablemente sean trofozoítos pero el núcleo no es claro. Una muestra concentrada a partir de un espécimen fresco o en formol se utiliza para un frotis directo de concentrado. Un frotis directo de concentrado incluye solamente lugol como reactivo. Utilice una pipeta para colocar el sedimento en una laminilla. Un cultivo partir de un espécimen fresco se utiliza para un frotis directo de cultivo. Un frotis directo de cultivo incluye Quensel como reactivo. Utilice diferentes pipetas para cada tubo de cultivo. Las tinciones temporales (con reactivo de lugol o Quensel) se colocan en el extremo derecho de la laminilla. Primero se colocan todos los reactivos en la laminilla y después se agrega el espécimen. Utilice palillos aplicadores independientes cuando mezcle varios reactivos con el espécimen. Selle las laminillas con parafina calentada y petrolato (1:1) utilizando un hisopo. Utilice laminillas de 50 x 76 mm para todos los frotis directos. Marque cada uno de los enunciados anteriores para recordar. Si no ha hecho, revise la información de las dos páginas anteriores. 25

33 Abajo están imágenes de los especimenes que se requieren para completar hasta tres frotis directos. Utilice la siguiente información para indicar las preparaciones: 1. Todas las muestras son del Caso #2 con fecha de 8/3/ Utilice ES para colocar el ESpécimen, FR para FResco, F para Formol, CON para CONcentrado y CUL para CULtivo. 3. Utilice S para solución Salina, L para lugol, y Q para Quensel. RECUERDE "un inicio fresco requiere de todo" "formol es fluido, requiere menos concentrado en la cosa" "una persona cultivada y quieta" 4. Utilice S para cubrir y sellar. 26

34 Complete las oraciones utilizando el número adecuado en los espacios en blanco; puede haber más de un número por espacio y algunas oraciones se quedarán sin respuesta: 1. Se utilizan palillos aplicadores distintos 2. Se utiliza una sola pipeta 3. Se utilizan diferentes pipetas 4. Se prepara un frotis directo con Quensel 5. El tamaño de la laminilla para un frotis directo es 6. Los reactivos se colocan a un extremo 7. Se colocan tinciones temporales al 8. Los portaobjetos se sellan sobre la laminilla con a. para evitar la contaminación cuando se mezclan varios reactivos y especimenes. b. para colocar gotas del sedimento del espécimen concentrado en laminilla. c. para colocar gotas del espécimen en la laminilla a partir de un tubo de cultivo. d. después del examen en cada frotis directo. e. si el examen del frotis directo inicial trofozoítos se observan con núcleos no claros. f. 25 x 76 mm g. 50 x 76 mm h. antes de aplicar el espécimen. i. solo después de aplicar el espécimen. j. en el extremo derecho de la laminilla k. extremo izquierdo de la laminilla. l. parafina calentada y petrolato (1:1) utilizando un hisopo. m. Permount, Balsamo, etc. Revise y corrija su trabajo cuidadosamente. Si cometió errores, pase a la página 29; de lo contrario continúe a la siguiente página. 27

35 Las imágenes abajo son de los especimenes que se requieren para preparar las laminillas. Indique USTED cómo se preparan las laminillas: Revise y corrija su trabajo. 28

36 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 29

37 Unidad 3B PREPARACIÓN DE LAMINILLAS TEÑIDAS PÉRMANENTES La preparación de una TINCIÓN PERMANENTE en laminilla es parte del protocolo. La laminilla se prepara: (a) si la consistencia del espécimen es fresco y la presencia de sangre y/o moco sugiere que hay trofozoítos, (b) cuando se requiere para identificar organismos no identificados en frotis directos, y (c) como registro permanente. Las imágenes de la derecha representan las muestras que pueden ser utilizadas para preparar las laminillas teñidas permanentemente. Utilice PVA en el caso de que se incluyan ambas muestras, el espécimen sea viejo, o se desconozca la edad. La imagen de la laminilla teñida a la derecha se ha preparado como sigue: I. Las laminillas se han marcado con el número de caso y fecha. (NOTA: se utilizó un lápiz metálico para marcar la laminilla.) 2. a. Para ESpecimenes Frescos, utilice un solo palillo aplicador para distribuir el espécimen en una capa delgada y pareja, en el segundo tercio de la laminilla. b. Para la muestra con PVA, se siguieron los procedimientos de arriba, con la EXCEPCIÓN que el espécimen se distribuyó de ORILLA-A- ORILLA en el segundo tercio y se le permitió SECAR por 24 horas a temperatura ambiente. 3. Se utilizó la "RECETA" para realizar los procedimientos de tinción presentes. 4. La laminilla se montó y cubrió inmediatamente después de teñirse. (NOTA: Los cubreobjetos se montaron utilizando Permount y bálsamo, o cualquier otro medio adecuado.) 29

38 Las imágenes a la derecha son los especimenes utilizados en las laminillas teñidas permanentes: Indique USTED los pasos para preparar una laminilla teñida permanente para el Caso # 1 en 4/3/63: 1. Marque las laminillas: 2. a. Indique la aplicación del Espécimen Fresco : b. Indique la aplicación del Espécimen con PVA : 3. Indique el uso del RC (recetario) para el teñido: 4. Indique inmediatamente el montado y cubierto]: 31

39 En preparación para las laminillas teñidas permanentes de especimenes en PVA y/o especimenes frescos, busque los enunciados que mejor complementa la oración de la derecha. Llene los espacios en blanco con el número apropiado: a. comenzar la preparación para las laminillas teñidas permanentes. b. para procedimientos de tinción después de aplicar en la laminilla el espécimen en PVA, dejándose secar por 24 horas. 1. Se utiliza el recetario 2. El montaje y cubierta debe 3. El espécimen en PVA debe 4. El espécimen fresco debe c. para el procedimiento de tinción después de que se aplicó un espécimen fresco en la laminilla. d. hacerse unos cuantos minutos después de completar otros procesos. e. inmediatamente después de terminar el proceso de teñido. f. dispersarse en una capa delgada y uniforme hacia la orilla de la laminilla. g. dispersarse en una capa delgada y uniforme. Revise y corrija su trabajo. 32

40 Usted sabe como preparar las laminillas básicas. Al completar cada laminilla usted debe hacer el examen microscópico para amibas intestinales ANOTE SUS HALLAZGOS. RECUERDE : ANOTE LOS HALLAZGOS número de caso fecha hallazgos Por ejemplo: 33

41 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 34

42 Unidad 4 FUNDAMENTO PARA LOS PROCEDIMIENTOS DE LAS RECETAS Hay ciertos procedimientos que requieren absoluta precisión para encontrar e identificar amibas por lo que hay que seguir el PROTOCOLO DE LABORATORIO. Dado que no es importante que usted memorice todas las etapas en detalle, se han provisto recetas (protocolos) que deben usarse siempre. Esta unidad enseña que aunque no requiere memorizar los pasos, debe usted conocer los fundamentos. RECUERDE No trate de aprender los pasos de las recetas en detalle. Aprenda los fundamentos para hacer los procesos que el recetario le indica. 35

43 Unidad 4A RECETA: TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA La receta de la TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA que se muestra abajo es la que usted seguirá en el protocolo para el diagnóstico de amebiosis. La tinción tiene por lo menos dos ventajas: 1) aumenta las posibilidades de diagnóstico haciendo que ciertas características se vean más claras, y (2) provee un registro permanente de los hallazgos. La tinción es parte de la preparación de una laminilla de tinción permanente, procedimiento que usted ya ha aprendido; el hacer una o dos laminillas teñidas permanentes es parte del protocolo de laboratorio. La técnica de tinción tricrómica consiste esencialmente en sumergir o acomodar las laminillas a partir de especimenes frescos o en PVA en varias soluciones por periodos precisos de tiempo. Lea cuidadosamente (no memorice) los pasos de la receta de tinción, poniendo atención especial en las palabras subrayadas: TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN EN PVA 1. Fijador de Schaudinn 2. Alcohol 70% con lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, acidificado 5. Alcohol 100% Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2) Carbol-xilol Xilol 6. Montado 1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato (ya fijados en fijador de alcohol-polivinílico) 5-10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato Desde esta publicación, el xileno ha sido sustituido en muchos laboratorios por razones de seguridad. Se han utilizado nuevos conservadores, tiempos de tinción y procedimientos. El procedimiento de tinción tricrómica ha sido modificado para reflejar los cambios en los tiempos de tinción actuales tal y como están citados en los lineamientos de NCCLS de

44 Abajo se dan las palabras clave que están subrayadas con los pasos de la receta de tinción, junto con los fundamentos. Ahora haga lo siguiente: 1. Vea cada palabra clave en turno. 2. Relacione con el paso en la receta. 3. Ahora regrese y relacione el paso y la clave con el fundamento. PALABRAS CLAVE FUNDAMENTO 1. Fijador Schaudinn precipita los materiales de proteína 2. Alcohol con lugol remueve los cristales de mercurio clorado 3. Alcohol remueve el exceso de lugol y agua 4. Tricrómica tiñe la estructura Alcohol acidificado remueve el exceso de tinción 5. Alcohol deshidrata y aclara la laminilla Carbol-xileno xileno 6. Inmediatamente se monta protege la preparación Antes de continuar repita el procedimiento de estudio por lo menos una vez más. 37

45 PASE A LA SIGUIENTE PÁGINA TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN CON PVA 1. Fijador Schaudinn 2. Alcohol 70% con lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, ácido 5. Alcohol 100% Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2) Carbol-xileno Xileno 6. Montaje 1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minuto 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato (fijados con fijador de alcohol polivinílico) 5-10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato 38

46 Se muestran abajo las palabras clave de los pasos de la receta de tinción. Al lado opuesto está el fundamento, pero ahora están en orden aleatorio. Escriba en los espacios en blanco la palabra clave correspondiente: (Si así lo desea, haga referencia a la receta de la página anterior.) PALABRAS CLAVE FUNDAMENTO 1. Fijador de Schaudinn a. deshidrata y aclara la laminilla 2. Alcohol con lugol b. precipita los materiales de proteína 3. Alcohol c. remueve el exceso de lugol y agua 4. Tricrómica d. protege la preparación Alcohol ácido 5. Alcohol e. tiñe la estructura Carbol-xileno remueve el exceso de tinción Xileno 6. Montar de inmediato f. remueve los cristales de mercurio clorado Revise y corrija su trabajo. 39

47 Esta página se dejó en blanco intencionalmente para permitir la continuidad numérica a la que hace referencia la publicación original. 40

48 Se muestra abajo el fundamento (en orden aleatorio) de la receta de tinción. Coloque el número de paso de la receta en el espacio vacío apropiado: FUNDAMENTO a. remueve el mercurio clorado b. tiñe la estructura y remueve c. protege la preparación d. remueve el exceso de lugol y agua e. precipita los materiales de proteína f. deshidrata y aclara la laminilla TÉCNICA DE TINCIÓN TRICRÓMICA PASOS ESPÉCIMEN FRESCO ESPÉCIMEN EN PVA 1. Fijador de Schaudinn 2. Alcohol 70% más lugol 3. Alcohol 70% (1) Alcohol 70% (2) 4. Tinción tricrómica Alcohol 90%, acidificado 5. Alcohol 100% Alcohol 100% (1) Alcohol 100% (2) Carbol-xileno Xileno 6. Montaje 1 hr. a temperatura ambiente 1 minuto 5 minuto 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato (ya fijado con fijador de alcohol polivinílico) 5-10 minutos 5 minutos 3 minutos 10 minutos 3 segundos sumergido lavar dos veces 3 minutos 3 minutos 5-10 minutos 5-10 minutos de inmediato Revise y corrija su trabajo. 41

49 Unidad 4B RECETA: FORMALINA ACETATO DE ETILO PASE A LA SIGUIENTE PÁGINA TÉCNICA DE CONCENTRACIÓN DE FORMALINA ACETATO DE ETILO * 1. Una porción del espécimen en fresco (del tamaño aproximado de una canica) se coloca en formol al 10% y se deja reposar por 30 minutos ó el espécimen se mezcla completamente en formol. 2. Cuele de 3-8 ml. de la suspensión a través de una malla fina o de dos capas de cedazo mojado (o gasa quirúrgica) y un embudo de papel, vidrio o plástico en un tubo para centrifuga de 15 ml. 3. Deseche el embudo y la tela. 4. Centrifuge por 10 minutos a 500 x g. 5. Decante el sobrenadante. Deben quedar aproximadamente de ½ - 1 ml del sedimento de los especimenes en formol. Si hay mucho sedimento, agregue formol y mezcle bien, retirando la proporción apropiada; por ejemplo, si usted tiene 3 ml de sedimento, agregue formol, mezcle y retire 2/3 de la solución. 6. Repita el procedimiento anterior de lavar, centrifugar y decantar como antes. Si el sobrenadante está sucio y se desea un sedimento más limpio, se puede repetir el procedimiento una segunda vez. 7. Agregue 9 ml de 10% formol al sedimento y mezcle bien. 8. Agregue 3-4 ml de acetato de etilo ó algún sustituto. 9. Tape el tubo, invierta, agite vigorosamente, (30 segundos), retire la tapa con cuidado. 10. Centrifuge por 10 minutos a 500 x g. Deben resultar cuatro capas: acetato de etilo en la superficie, seguido por un tapón de desechos, la solución de formol y el sedimento. Cuidadosamente libere el tapón de desechos de los lados del tubo con un palito aplicador, girándolo entre el tapón y el tubo; decante las tres capas superiores, frote con un hisopo para limpiar por dentro lo que resta del tapón de desecho. 11. Mezcle el sedimento restante con la pequeña cantidad de fluido que escurre de los lados del tubo. Si tiene usted menos de 0.1 ml. de sedimento, agregue la cantidad justa de formol hasta llegar a la cantidad de ml. *Desde la publicación inicial, por razones de seguridad se han sustituido el acetato de etilo y el xileno. También se han cambiado los tiempos de centrifugado y fijación para reflejar las prácticas actuales de los lineamientos citados del NCCLS de

50 En la página anterior se presenta la "receta" de la TÉCNICA DE FORMALINA CON ACETATO ETILO que usted seguirá dentro del protocolo de laboratorio para diagnóstico de amebiasis. La concentración es un PROCEDIMIENTO DE RECUPERACIÓN utilizado para reducir la cantidad de material que se va a examinar. El material relevante se puede examinar más rápidamente, y puede incluir una mayor cantidad de organismos concentrados, permitiendo que con facilidad se tome muestras de una gran cantidad de heces. La concentración es de utilidad para revelar infecciones ligeras cuando los quistes están presentes, no es un método satisfactorio para concentrar trofozoítos. La técnica de sedimentación con formol-éter (concentración) es efectiva en concentrar quistes de protozoarios en especimenes no conservados, y se puede usar también con especimenes conservados en formol. Los quistes presentan una apariencia normal y se pueden identificar en un frotis directo del concentrado en preparaciones sin teñir y con lugol. Ahora lea, (no memorice) los pasos de la receta, ponga atención especial a las palabras subrayadas: Ahora que ha leído la receta, estudie las palabras clave y los fundamentos que se muestran abajo. Recuerde el procedimiento de estudio: (1) vea cada palabra clave en turno, (2) relacione estos, a los pasos de la receta, y (3) regrese y relacione los pasos con las palabras clave y su fundamento. PALABRAS CLAVE 1. suspensión 1. suspension 2. cuele. 3. deseche y desinfecte 4. centrifugue 5. decante 6. repita 7. agregue formol, deje reposar 8. agregue acetato de etilo 9. mezcle bien remueva el tapón con cuidado 10. afloje el tapón frote para limpiar por dentro ml FUNDAMENTO libera a los organismos de otros elementos remueve las partículas gruesas evita la contaminación los organismos y partículas más pesadas sedimentan remueve materiales solubles y más ligeros asegura que se lave apropiadamente fija los organismos remueve de grasas y aceites permite una función uniforme libera presión de manera gradual asegura un decantado más limpio previene que los desechos se deslicen al sedimento provee sedimento suficiente para dos preparaciones 43

51 VAYA A LA SIGUIENTE PÁGINA TÉCNICA DE CONCENTRACIÓN DE FORMALINA ACETATO DE ETILO 1. Una porción del espécimen en fresco (del tamaño aproximado de una canica) se coloca en formol al 10% y se deja reposar por 30 minutos ó el espécimen se mezcla completamente en formol. 2. Cuele de 3-8 ml. de la suspensión a través de una malla fina o de dos capas de cedazo mojado (o gasa quirúrgica) y un embudo de papel, vidrio o plástico en un tubo para centrifuga de 15 ml. 3. Deseche el embudo y la tela. 4. Centrifuge por 10 minutos a 500 x g. 5. Decante el sobrenadante. Deben quedar aproximadamente de ½ - 1 ml del sedimento de los especimenes en formol. Si hay mucho sedimento, agregue formol y mezcle bien, retirando la proporción apropiada; por ejemplo, si usted tiene 3 ml de sedimento, agregue formol, mezcle y retire 2/3 de la solución. 6. Repita el procedimiento anterior de lavar, centrifugar y decantar como antes. Si el sobrenadante está sucio y se desea un sedimento más limpio, se puede repetir el procedimiento una segunda vez. 7. Agregue 9 ml de formol al 10% al sedimento y mezcle bien. 8. Agregue 3-4 ml de acetato de etilo ó algún sustituto. 9. Tape el tubo, invierta, agite vigorosamente, (30 segundos), retire la tapa con cuidado. 10. Centrifugue por 10 minutos a 500 x g. Deben resultar cuatro capas: éter en la superficie, en la superficie, seguido por un tapón de desechos, la solución de formol y el sedimento. Cuidadosamente libere el tapón de desechos de los lados del tubo con un palito aplicador, girándolo entre el tapón y el tubo; decante las tres capas superiores, frote con un hisopo para limpiar por dentro lo que resta del tapón de desecho. 11. Mezcle el sedimento restante con la pequeña cantidad de fluido que escurre de los lados del tubo. Si tiene usted menos de 0.1 ml. de sedimento, agregue la cantidad justa de formol hasta llegar a la cantidad de ml. *ver pie de página en la página

52 Abajo se muestran las palabras clave de los pasos de la receta de concentración. A la derecha están los fundamentos en orden aleatorio. Llene los espacios en blanco con la palabra clave correspondiente. (Revise los pasos de la receta en la página anterior si así lo desea.) PALABRAS CLAVE FUNDAMENTO 1. suspensión a. asegura un lavado adecuado 2. cuele b. libera a los organismos de otros elementos deseche y desinfecte c. remueve materiales solubles y más ligeros 4. centrifugue d. asegura un decantado más limpio 5. decante e. previene que los desechos se deslicen al sedimento 6. repita f. evita la contaminación 7. agregue formol, g. los organismos y partículas más pesadas permita que repose sedimentan 8. agregue acetato de etilo h. remueve partículas gruesas 9. mezcle bien i. remueve grasas y aceites remueva el tapón j. fija los organismos cuidadosamente 10. afloje el tapón k. permite que funcione uniformemente frote para limpiar por dentro libera la presión gradualmente ml. l. provee suficiente sedimento para dos preparaciones Revise y corrija su trabajo. 45