UNIVERSIDAD DE COLIMA MAESTRIA EN CIENCIAS FISIOLOGICAS ESTRUCTURA Y FUNCION DE LOS MICRODOMINIOS DE MEMBRANA.

Transcripción

1 DE COLIMA ESTUDIA LUCHA TRABAJA UNIVERSIDAD DE COLIMA MAESTRIA EN CIENCIAS FISIOLOGICAS ESTRUCTURA Y FUNCION DE LOS MICRODOMINIOS DE MEMBRANA. MONOGRAFIA QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRO EN CIENCIAS FISIOLOGICAS CON ESPECIALIDAD EN FISIOLOGIA PRESENTA BIOL. EDGAR OCTAVIO BONALES ALATORRE ASESOR Dr. JOSE JESUS LARA CHAVEZ CO-ASESOR Dr. RICARDO ANTONIO NAVARRO POLANCO COLIMA, COL., OCTUBRE DE

2 Índice Páginas Resumen 1 Abstract 1 Introducción 2 Qué es un microdominio de membrana? 4 Esfingolípidos y Colesterol: bloques conformacionales de los 4 microdominios de membrana. Fases de la membrana celular. 7 Balsas Lípidicas. 12 Las Caveolas. 13 Morfología de las caveolas. 14 Tipos de Caveolina. 15 Estructura de la Caveolina. 17 Dominio de adhesión a la membrana. 19 Dominio de oligomerización. 20 Dominio de Andamiaje. 23 Microdominios y Señalización: traducción de señales. 24 Señalización con proteínas GPI de anclaje. 26 Señalización de respuestas inmunes. 26 Señalización de los factores de crecimiento. 30 Canales iónicos y lipid rafts. 31 Importancia de los microdominios en las enfermedades. 36 Conclusiones 41 Anexo 1 42 Anexo 2 43 Bibliografía 44 2

3 Índice de tablas y figuras Página Tabla 1 Propiedades físicas de algunos ácidos grasos. 8 Tabla 2 Tabla 3 Componentes de señalización asociados con microdominios en células inmunes en estado de reposo y activado. Enfermedades en las cuales los microdominios y proteínas en microdominios se ven involucrados Figura 1 Clasificación de los lípidos de membrana basada en su estructura. 6 Figura 2 Empaquetamiento de ácidos grasos. 9 Figura 3 Modelo de formación de los microdominios de membrana. 11 Figura 4 Clases de balsas lípidicas. 13 Figura 5 Definiciones Morfológicas y plasticidad de las Caveolas. 15 Figura 6 La caveola esta cubierta por caveolina. 16 Figura 7 Estructura y oligomerización de la caveolina. 18 Figura 8 Modelo de oligomerización de la caveolina Figura 9 Dominio de andamiaje. 23 Figura 10 Figura 11 Figura 12 Modos propuestos para la traducción de la señalización en microdominios de membrana. Modelo para la señalización de MIRRs contenidos en microdominios de membranas. La depleción del colesterol membranal altera el funcionamiento del canal Kv

4 Estructura y función de los microdominios de membrana. Resumen El modelo de mosaico fluido de la membrana plasmática ha evolucionado considerablemente desde su formulación original hace ya 30 años. Ahora se sabe que los lípidos de membrana no forman una fase homogénea consistente de fosfolípidos, donde las proteínas asociadas a la membrana se mueven aleatoreamente, si no que en un mosaico de dominios con una composición bioquímica singular, hecha con esfingolípidos y colesterol, las proteínas asociadas a la membrana parecen tener un movimiento especifico y no-aleatorio en la membrana. Estos dominios llamados microdominios de membrana o lipid rafts parecen tener un papel muy importante en la señalización celular, transcitosis, endocitosis de moléculas y patógenos, e incluso, recientes trabajos han demostrado que estos microdominios de membrana están involucrados en el funcionamiento de algunos canales iónicos. Además, debido al papel tan importante que los microdominios desempeñan en los procesos mencionados, las alteraciones, mutaciones, ausencia o presencia de estos microdominios de membrana puede ser factor de diversas enfermedades tales como Alzheimer, Parkinson, VIH, distrofias musculares, arritmias cardiacas, cáncer, entre otras. Abstract The fluid mosaic model of plasma membrane has evolved considerably since its original formulation 30 years ago. Now is known that membrane lipids do not form a homogeneous phase consisting of phospholipids, where membrane-associated proteins move randomly, but a mosaic of domains with unique biochemical composition made of sphigolipids and cholesterol, in this domains the membrane seems to have an specific and non-random movement in the membrane. This domains named membrane microdomains or lipid rafts seems to be involved in an important role in cell signalling, transcytosis, endocytosis of molecules and pathogens and even, recently works has demonstrated this lipid rafts are involved in ion channel function. Furthermore, cause the important role of lipid rafts in the processes mentioned, they can be involved in several diseases like, Alzheimer s disease, Parkinson s Syndrome, HIV, muscular dystrophies, cardiac arrhythmias, cancer and many more. 4

5 Introducción. Durante los últimos 30 años, el modelo de mosaico fluido de la membrana celular propuesto por Singer y Nicolson en 1972, ha provisto las bases fundamentales del entendimiento de la estructura y organización de la membrana. Este modelo propone que la bicapa lipídica funciona como un solvente neutro bidimensional, que tiene poca influencia en las funciones de las membranas (Fantini, Garmy, Mahfoud y Yahi, 2002, Pike, 2003, Simons y Toomre, 2000). Este modelo enfatiza la libre movilidad y autonomía de los lípidos y proteínas de la membrana. Sadava en 1992 dijo que este modelo carecía de una organización lateral lo que hacia pensar que las moléculas en difusión podían colisionar e interactuar en el plano de la membrana (Tang y Edidin, 2001). Ciertamente este modelo probo ser una hipótesis muy útil para explicar la estructura de la membrana, pero ahora se sabe, que la libertad de movimiento de las proteínas y los lípidos esta lejos de ser irrestringida y aleatoria. Una de las primeras evidencias de una distribución noaleatoria de las proteínas fue dada por el descubrimiento del cocaping hecho por Goding y Layton en Con el tiempo fueron emergiendo mas evidencias, como la existencia de grupos complejos de proteínas ( clusters ) y distintos tipos de dominios de membrana (Vereb y Damjanovich, 2003), además que en 1985 Thompson y Tillack demostraron el potencial de los glicoesfingolipidos para formar dominios (Dietrich, et al., 2001, Holthuis, Pomorski, Raggers, Sprong y Van Meer, 2001), lo que contradice lo propuesto por el modelo de Singer y Nicolson. Esto propicio la creación de otras hipótesis para explicar la organización de la membrana, una de estas dio origen a un segundo modelo de organización de la membrana, el cual ha venido desarrollándose e implementándose durante las dos décadas pasadas (Tang y Edidin, 2001), desde que van Meer y Simons en 1988 postularon que los microdominios de similar composición lipídica en el aparato de Golgi regulaba el ordenamiento de esfingomielina y glicoesfingolipidos en membranas de células epiteliales polarizadas (Anderson y Jacobson, 2002). Entonces, apoyándose en éste y algunos otros experimentos, fue cuando se empezó a hablar de la hipótesis de los Lipid Rafts llamados también Balsas Lipidicas o Microdominios de Membrana (en esta revisión es correcto referírseles de las tres maneras pero de preferencia se 5

6 les refirió como microdominios). Esta hipótesis propone que ciertos lípidos se agregan naturalmente en el plano de la membrana llevados solamente por distintas interacciones intermoleculares, incluyendo interacciones de Van der Waals entre las largas y saturadas cadenas de esfingomielina y glicoesfingolípidos, así como también ligaduras de hidrógeno entre los residuos glicosil adyacentes de los glicoesfingolipidos vecinos (Dietrich, et al., 2001). Hasta la fecha dichas interacciones y la formación de los microdominios no se conocen con exactitud por lo que los autores se limitan a decir que la hipótesis de los Lipid Rafts propone que el ensamblaje dinámico en la organización lateral de la membrana celular de colesterol con esfingolípidos, da lugar a la formación de microdominios los cuales están involucrados en la traducción de señales, transporte membranal y ordenamiento de las proteínas (Gaus, et al., 2003, Sowa, Pypaert y Sessa, 2001) entre otras funciones que se van descubriendo conforme avanzan los estudios sobre estas balsas lípidicas. La investigación hecha sobre los microdominios de membrana, junto con observaciones clínicas ha dado gran relevancia a este modelo, pues se ha visto que una gran variedad de enfermedades humanas afectan el almacenaje, transporte y traficó de esfingolípidos (Lai, 2003), pero también en los últimos años ha ocurrido una explosión de reportes publicados sobre la función que desempeñan los microdominios en procesos tan diversos como traducción de señales, endocitosis, exocitosis, motilidad celular y como estos procesos se ven involucrados en algunas enfermedades, igualmente importante se ha hecho el estudio de su estructura y el desarrollo de nuevas tecnologías que redefinen nuestro entendimiento de los microdominios, tanto como los aspectos que los involucran (Brown y Jacobson, 2001). En este trabajo se revisa la estructura y función de los microdominios de membrana, así como también los aspectos que se conocen de su participación en las vías de señalización, canales iónicos y enfermedades que los involucran. Además, esta revisión tiene el propósito de aprender bases fundamentales sobre los microdominios, para posteriormente realizar una tesis doctoral donde se utilicen herramientas electrofisiológicas y sustancias depletoras de colesterol para observar el posible efecto que la desorganización de los microdominios pueda tener sobre los canales de tejido cardiaco o neuronal. 6

7 Que es un microdominio de membrana? Un dominio es una región distintiva marcada por algunas características que la diferencian del paisaje a su alrededor. Por lo tanto, un dominio en una membrana celular, es una región con características físicas y químicas que la diferencian de la membrana contigua (Anderson y Jacobson, 2002). Como sabemos las membranas celulares están compuestas por diversos arreglos de lípidos que adoptan como arquitectura central la bicapa; los lípidos que principalmente componen la membrana son (Fig.1): 1) Los glicerofosfolípidos (GPLs) la familia mas grande de lípidos membranales (también conocidos como fosfolípidos o fosfoglicéridos), en los cuales las regiones hidrofóbicas están compuestas por dos cadenas de ácidos grasos unidas al glicerol; 2) Los esfingolípidos (SLs) que componen la segunda familia más grande de lípidos membranales y al igual que los fosfolípidos tienen una cabeza polar (glucosa, fosfocolina, etc.) y dos colas no polares, pero a diferencia de estos no contienen glicerol, sino una molécula del amino alcohol de cadena larga denominada esfingosina o uno de sus derivados, una de sus colas es una molécula de ácido graso de cadena larga y saturada y la otra es una cadena hidrocarbonada que forma parte de la esfingosina y está unida a ella mediante un enlace glicosídico o fosfodiester. Y finalmente 3) Los esteroles que son compuestos caracterizados por un sistema rígido de cuatro anillos de hidrocarburos fusionados y su principal representante es el colesterol (Nelson y Cox, 2000). Esfingolípidos y Colesterol: bloques conformacionales de los microdominios de membrana. Cuando los esfingolípidos fueron descubiertos ya hace un siglo, por el fisicoquímico Johann Thudichum, su función biológica parecía tan enigmática como una esfinge de donde se origino su nombre, típicamente son encontrados en células eucariontes donde comprenden una pequeña, pero vital porción del 10 al 20% de los lípidos que componen la membrana. En humanos al menos se han identificado 60 esfingolípidos diferentes en membranas celulares (Holthuis, et al., 2001), muchos de estos sobresalen en la membrana plasmática de algunos tipos de células y solo algunos de estos son claramente sitios de reconocimiento en la superficie de la célula, pero para solo pocos de estos esfingolípidos se ha descubierto su función especifica; por ejemplo la parte carbohidrato de los SLs determina los grupos 7

8 sanguíneos humanos y por lo tanto confiere el tipo de sangre que un individuo puede recibir sin riesgo alguno en una transfusión (Nelson y Cox, 2000). Hay 3 clases de esfingolípidos, todos derivados de la ceramida (ácido graso unido por un enlace amino al segundo carbono de la esfingosina) pero son diferentes en sus cabezas polares, las esfingomielinas (SMs) son la primera clase, tienen fosfocolina o fosfoetanolamina como su cabeza polar, por lo que son los mas parecidos a los GPLs, la segunda clase son los glicoesfingolípidos (GSLs) tienen una cabeza polar compuesta por una o mas azucares conectadas directamente al OH del primer carbono de la ceramida y no contienen el grupo fosfato, esta clase tiene dos subclases los Cerebrósidos y los Globósidos que usualmente son llamados glicolípidos neutrales ya que no tienen carga, los primeros tienen un azúcar sencilla ligada a la ceramida, aquellos con galactosa son característicamente hallados en la membrana de células provenientes de tejido neuronal, mientras que aquellos con glucosa provienen de membranas de células en tejidos no neuronales; los Globósidos son GSLs con dos o mas azúcares, que usualmente son D-glucosa, D-galactosa o N-acetil-D-galactosamina (Holthuis, et al., 2001, Nelson y Cox, 2000). La tercera clase son los Gangliósidos, tienen oligosacáridos como cabezas polares y uno o mas residuos de ácido N-acetilneuroaminico (Neu5Ac) - también llamado ácido sálico- en la parte carbohidratada, dicho componente les confiere a los Gangliósidos la carga negativa a ph 7 (Fantini, 2003, Fantini, et al., 2002, Holthuis, et al., 2001, Nelson y Cox, 2000). Los esteroles también están presentes en la mayoría de las membranas de células eucariontas, están caracterizados por estructuras llamadas núcleos esteroideos consistentes de 4 anillos fusionados, 3 con 6 carbonos y 1 con 5, tal fusión de anillos no permiten rotación entre las ligaduras carbonono-carbono (C-C) y le confieren a la molécula una estructura rígida. El colesterol es el principal de los esteroles presente en las células, es amfipático con un grupo hidroxilo como cabeza polar en el C-3 del núcleo esteroideo y una cadena hidrocarbonada en C-17 (Nelson y Cox, 2000) como se puede ver en la figura 1. 8

9 Figura 1.- Clasificación de los lípidos de membrana basada en su estructura. Específicamente los lípidos membranales pueden categorizarse como glicerofosfolípidos (GPLs), Esfingolípidos (SLs) y Colesteroles. a) Los GPLs han sido erróneamente llamados fosfolípidos, su estructura base es el glicerol (verde). Los GPLs son los principales componentes de las membranas, su grupo alcohol es eterificado en el carbono 3 del glicerol, los principales alcoholes presentes en los GPLs son colina, etanolamina, serina, glicerol e inositol. El ácido graso (AG) en le C-1 (sn-1) del glicerol siempre tiene una cadena saturada con 16 o 18 átomos de carbono, en el C-2 (sn-2) el AG es generalmente más largo (al menos 18 carbones) y es siempre insaturado con una o más dobles ligaduras cis y C-3 (sn-3), con un grupo fosfato ligado a un alcohol. b) Los SLs formados a partir de una unidad de esfingosina la cual ya tiene incorporada una cadena saturada de ácido graso- (verde) y una cadena saturada larga de ácido graso (negro) -de mas de 24 átomos de carbono- ligado a la esfingosina por un enlace amida, los 9

10 diferentes compuestos formados por la esfingosina acilada con las diferentes cadenas de ácidos grasos son llamados ceramidas (en negro y verde). Cuando un grupo fosfato ligado a un alcohol es ligado al primer -OH de la ceramida, resulta en una esfingomielina y cuando un azúcar o un oligosacárido se liga a través de un enlace glicosídico a la ceramida, resulta en un glicoesfingolípido (GSL) y los GSLs que contienen ácido sálico en su parte carbohidratada son llamados Gangliósidos. c) El grupo polar del colesterol es solo un -OH en el carbono 3 del núcleo esteroideo, mientras que la parte hidrofóbica esta compuesta por una cadena de carbonos iso-octil en el carbono 17 (modificado de Fantini 2002). Fases de la Membrana Celular. Los ácidos grasos (AG), componentes esenciales de los lípidos membranales son ácidos carboxílicos con cadenas hidrocarbonadas de 4 a 36 carbonos de largo. En algunos ácidos grasos esta cadena es completamente saturada es decir que no contiene doble ligaduras, en otros la cadena contiene una o más dobles ligaduras lo que hace que el ácido graso sea insaturado. Una nomenclatura simplificada especifica la longitud de la cadena y número de dobles ligaduras separado por dos puntos, así el ácido palmítico de 16 carbonos y cero dobles ligaduras se representa 16:0, mientras que el ácido oleico de 18 carbonos y una doble ligadura se representa 18:1, ahora, para indicar la posición de cualquier doble ligadura se especifica por números superescritos después de la letra griega (delta), de esta manera el ácido linoleico de 18 carbonos y con dos dobles ligaduras una entre los carbonos 9 = 10 y otra entre 12 = 13 se designa 18:2 ( 9,12 ) (Nelson y Cox, 2000). Las propiedades físicas de los ácidos grasos y los componentes que las contienen (tal es el caso de los lípidos de la membrana), están ampliamente determinadas por su grado de insaturación y la longitud de su cadena hidrocarbonada, por ejemplo su solubilidad en agua, mientras la cadena hidrocarbonada del ácido graso sea mayor, y menor su número de dobles ligaduras, menor es su solubilidad en agua (tabla 1). El punto de fusión también es influenciado por estas propiedades, ya que como se ha visto a temperatura ambiente (25ºC) los ácidos saturados de 12:0 a 24:0 carbonos tienen una consistencia cerosa mientras que los insaturados son líquidos aceitosos y como se nota en la tabla 1 su punto de fusión (Tm) también esta determinado por su longitud y grado de instauración, propiedades que influencian el grado de empaquetamiento de los ácidos grasos (Nelson y Cox, 2000). 10

11 Tabla 1.- Propiedades físicas de algunos ácidos grasos (modificada de Leningher). Nombre del Ácido Nomenclatura Tf (ºC) Solubilidad a 30 ºC (mg/g de H 2 O) Laurico 12: Miristico 14: Palmítico 16: Esteárico 18: Araquídico 20: Lignocérico 24: Palmitoleico 16:1( 9 ) -0.5 Oleíco 18:1( 9 ) 13.4 Linoleico 18:2 ( 9,12 ) -5 á-linoleico 18:3 ( 9,12,15 ) -11 Araquidónico 20:4 ( 5,8,11,14 ) De esta manera la diferencia en los puntos de fusión es debida a los diferentes grados de empaquetamiento de las moléculas de ácidos grasos (Fig.2). Los componentes completamente saturados, tienen su conformación más estable en su forma extendida de manera que, un grupo de solo AG completamente saturados pueden empacarse tan estrechamente y tan cerca que casi asemejan un arreglo sólido un tanto gelatinoso, ya que los átomos a lo largo de sus cadenas entran en contacto con fuerzas de atracción de Van der Waals con átomos de moéculas vecinas (Holthuis, et al., 2001, Moffett, Brown y Linder, 2000, Nelson y Cox, 2000). Por otra parte en los AG insaturados, una doble ligadura tipo cis presente en la cadena insaturada provoca un doblez de la misma (Fig. 2b), de modo que un grupo mixto de AG saturados e insaturados no puede empacarse tan estrechamente como si solo fueran AG saturados lo que provoca que las interacciones entre cadenas vecinas sean mas débiles (Figs. 2c, 2d) (Nelson y Cox, 2000). 11

12 Figura 2.- Empaquetamiento de ácidos grasos. La extensión de los AG depende del grado de saturación. a) dos tipos de representaciones de el ácido esteárico que es completamente saturado, cada línea segmentada del zigzag representa una ligadura sencilla entre carbonos adyacentes pertenecientes a la cadena hidrocarbonada del AG. b) La doble ligadura cis en el ácido oleico no permite rotación y origina una curva rígida en la cola hidrocarbonada. c) AG completamente saturados en forma extendida se empaquetan en forma sólida y estable. d) La presencia de una o más ligaduras cis interfiere con el empaquetamiento mencionado en (c), haciéndolo un agregado menos estable. Extrapolando los arreglos de los ácidos grasos previamente mencionados a arreglos de lípidos membranales obtenemos interacciones semejantes, donde se pueden diferenciar varias fases en el estado físico de la membrana. A temperaturas fisiológicas 36ºC, los lípidos que contienen largas y saturadas cadenas hicrocarbonadas tienden a existir en una fase parecida a un gel (Lβ), mientras que lípidos con dobles ligaduras en sus colas adoptan una existencia en estado líquido cristalino (fase fluida, Lc) y desordenada (Brown y London, 1998, Mukherjee y 12

13 Maxfield, 2000), de ahí que los dominios membranales formados por esfingolípidos coexisten en una fase Lβ y los formados por fosfolípidos en Lc a temperaturas fisiológicas. Como hemos mencionado los SLs difieren de los fosfolípidos biológicos en contener cadenas ácil largas y saturadas lo que les confiere una temperatura de transición de fase (Tm) más alta, todas estas propiedades les permite tener a los dominios conformados por SLs una fase en estado ordenado mientras que los dominios conformados por GPLs prevalecen a temperaturas fisiológicas en un estado desordenado (Fig.3) (Brown y London, 2000, Fantini, et al., 2002, Kronke, 1999). Además el colesterol tiene importantes efectos en el comportamiento de fase, por ejemplo es bien sabido que al adicionar colesterol a una bicapa de fosfolípidos éste le confiere a la membrana una fase intermedia como la que se daría en la temperatura de transición entre las fases Lβ y Lc (Fig.3a) dándole a estos dominios un carácter cuasiordenado. Al principio este efecto sugirió que los dominios en estados ordenados y desordenados no podían coexistir debido a la presencia de puros dominios ordenados- en presencia de altas concentraciones de colesterol, pero después, evidencias experimentales mostraron que un diferente tipo de fase podía ocurrir en estas mezclas binarias de lípidos y colesterol, donde dominios en fase Lc coexiste con un nuevo estado, la fase liquida-ordenada (Lo) (Fig.3b) (Brown y London, 2000, de Almeida, Fedorov y Prieto, 2003, Fantini, et al., 2002), donde se observó, que las cadenas ácil de los lípidos en fase Lo son extendidas y estrechamente empacadas, al igual que en la fase gel Lβ, solo que con un mayor grado de movilidad lateral que en Lβ. Mas adelante se descubrió que estos dominios estaban compuestos por SPLs y colesterol, además que tenían un tamaño pequeño por lo que se llamaron microdominios de membrana (Brown y London, 2000, de Almeida, et al., 2003, Moffett, et al., 2000), Además, ya que el colesterol tiene un poco más afinidad por los esfingolípidos que por los fosfolípido, el colesterol libre prefiere interactuar, aunque no exclusivamente con los esfingolípidos (Li, Momsen, Smaby, Brockman y Brown, 2001), es por esto, que existen más interacciones colesterol-spl que colesterol-gpl, como se puede apreciar en la figura 3b. 13

14 Figura 3.- Modelo de formación de los microdominios de membrana. a) En bicapas de GPLs por debajo de Tm las moléculas pueden estar empacadas de modo que las cadenas acil están inclinadas en la bicapa normal para formar una fase cristalina Lβ, pero a 37ºC por encima de la Tm, la bicapa se convierte a una fase fluida líquidacristalina (Lc, a veces referida como Lα). La adición de colesterol a estos dominios de GPLs anula la transición térmica normal de la fase Lβ a la fase Lc, dando a la membrana propiedades intermedias entre las dos fases. Sugiriendo una fase homogénea de los lípidos membranales a temperaturas fisiológicas. b) En contraste, un dominio de SPLs forma una fase gel Lβ a 37ºC, con un empaquetamiento estrecho de cadenas saturadas. El colesterol interactúa preferentemente (aunque no exclusivamente) con esfingolípidos y favorece la separación de fases entre SPLs y GPLs. En la membrana plasmática, los GPLs forman un dominio relativamente pobre en colesterol en fase Lc mientras que los SPLs forman una fase líquida ordenada Lo altamente enriquecida con colesterol. De ahí que los microdominios existen en una fase Lo o en un estado con propiedades similares (Modificada de Fantini 2002). 14

15 Balsas Lípidicas. Históricamente, las balsas lípidicas fueron definidas por su baja densidad y insolubilidad en el detergente Tritón X-100, lo que les hizo ganar muchos acrónimos, tales como: membranas resistentes a detergentes (DRM), membranas insolubles en tritón (TIM), fracciones flotantes insolubles en tritón (TIFF) (Pike, 2003) y membranas enriquecidas en glicolipidos insolubles a detergentes (DIG) (Brown y London, 1998, Simons y Ikonen, 1997) con tantos nombres propuestos para los microdominios uno debía prevalecer, entonces basándose en las características de la fase ordenada Lo de los dominios compuestos por esfingolípidos y colesterol, que es más estable en comparación a la fluida fase presentada por la membrana compuesta por fosfolípidos que esta presente en la mayor parte de la membrana celular, parecería que los pequeños dominios de esfingolípidos flotaran en un mar de fosfolípidos, de ahí el nombre balsas lípidicas (o en inglés lipid rafts) (Simons y Ikonen, 1997). En las balsas lípidicas los esfingolípidos generalmente se integran a la bicapa en la cara extracelular de la membrana, mientras que el colesterol puede estar presente en ambas caras de la membrana (citoplasmática y extracelular) funcionando como espaciador, la naturaleza de los fosfolípidos presentes en la cara citoplasmática (Fig.4) del microdominio de membrana es aún desconocida, pero probablemente también carguen cadenas de ácidos grasos saturados que optimicen el empaquetamiento (Simons y Ikonen, 1997). Morfológicamente se podrían distinguir dos clases de balsas lípidicas (Fig.4) las caveolares (caveolas) y las no caveolares. 15

16 Figura 4.- Clases de balsas lípidicas. Loa esfingolípidos se sitúan generalmente en la cara extracelular del microdominio de membrana, los fosfolípidos en la cara citoplasmática y el colesterol puede encontrarse en ambas caras de la bicapa. En A) se muestra una balsa lipídica no caveolar o lineal. En B) se muestra una balsa lipídica caveolar que a diferencia de las no caveolares tiene una proteína llamada caveolina. (Modificado de Razani, 2002). Las Caveolas. Mucho antes de la era de la biología molecular, los microscopistas electrónicos de los 50 s describieron los componentes estructurales de la célula. Entre estos componentes se encontraban caveolas intracelulares que se definieron como invaginaciones de la membrana plasmática de 50 a 100 nm de largo (Razani, Woodman y Lisanti, 2002). Estas estructuras en 1953 fueron descritas por George Palade en unas micrografías electrónicas de células endoteliales, dos años mas tarde utilizando células endoteliales de la vejiga Yamada describió 16

17 estructuras similares a las que nombro caveolae que significa pequeña caverna. A pesar de que Palade fue el primero en describirlas, y debido a que Yamada fue quien les puso nombre, a ambos se les considera como los primeros en descubrilas (Hnasko y Lisanti, 2003, Zajchowski y Robbins, 2002). Morfología de las caveolas. La definición clásica de las caveolas resulta ser inadecuada, ya que ahora se sabe que las caveolas son estructuras dinámicas que pueden ser invaginaciones o pueden ser planas, estas últimas no son detectables morfológicamente por lo que no son mencionadas en las primeras descripciones. Además las caveolas puede adquirir la forma de vesículas que han sido desplazadas desde la membrana al citoplasma, como se ha demostrado en algunas condiciones experimentales (Brown y London, 1998). Por otra parte, también se ha observado que las caveolas se pueden fusionar en grupos para formar estructuras en forma de racimos o rosetas, e incluso túbulos elongados o canales trans-celulares de tamaño significantemente más largo al tamaño de las caveolas más grandes de 100 nm (Fig. 5A) (Razani, et al., 2002, Smart, et al., 1999). Intrigantemente estas formas no tradicionales de caveolae son encontradas mas comúnmente que la forma tradicional en ciertos tejidos, por ejemplo: racimos de caveolas son muy abundantes en células musculares esqueléticas en desarrolló, las rosetas en adipositos y las vesículas caveolares en células endoteliales (Fig.5B) (Razani, et al., 2002), además se ha visto que las caveolas son comunes en células epiteliales pulmonares y recientes estudios revelan que formaciones parecidas a las caveolas están presentes en células del sistema nervioso (Smart, et al., 1999). Debido a tal dinámica en su morfología, las caveolas ya no pueden ser consideradas como invaginaciones estáticas, ya que como se ha observado pueden tomar formas tan variadas, aunque los procesos involucrados en el desarrollo de las formas caveolares son ampliamente desconocidos (Anderson, 1998, Razani, et al., 2002). 17

18 Figura 5.- Definiciones morfológicas y plasticidad de las caveolas. A) las caveolas pueden existir en muchas formas además de la forma tradicional. Pueden encontrarse con una forma vesícular o en agregados en racimos, rosetas o en túbulos, incluso los túbulos pueden elongarse a lo largo de la célula para formar canales transcelulalers. B) Dos micrografías electrónicas tomadas con una magnificación de 16,000x, a la izquierda un adiposito en los cuales se observan frecuentemente rosetas caveolares y a la derecha una célula endotelial donde se pueden observar caveolas en todos los estados de asociación a la membrana (modificado de Razani, et al., 2002). Tipos de Caveolina. Ya que la caveolae es considerada como una balsa lipídica, su estructura base esta formada fundamentalmente por colesterol y esfingolípidos como se menciono anteriormente, pero además, esta cubierta de ciertas proteínas que son especificas a caveolas (Fig. 6). También pueden formar dominios con fase liquido ordenada (Lo) resistente a la solubilidad inducida por detergentes. Los cuales pueden ser llamados dominios caveolares o dominios relacionados con caveolas (Smart, et al., 1999). 18

19 Figura 6.- La caveola esta cubierta por caveolina. A la izquierda, Micrográfica electrónica de un fibroblasto humano rico en caveolas (nótese la forma clásica de la caveola). En el fractal a la derecha, el esquema de una caveola cubierta en la parte citoplasmática por dímeros de caveolina (rojo). En el fractal a la derecha abajo, molécula de caveolina insertada en la membrana de la caveola, Hasta ahora solo se han identificado tres genes pertenecientes a la familia de las caveolas (modificado de (Parton, 2001). La superficie citoplasmática de la caveolae esta cubierta con proteínas integrales membranales pertenecientes a una familia de 21 a 25 kda llamadas caveolinas (Fig.6). Se han identificado tres genes miembros de la familia de las caveolinas, el primero codifica para la Caveolina-1 (Cav-1), en humanos el gen precursor de esta proteína esta localizado en el brazo largo del cromosoma 7 en la banda 31.1 (7q31.1). Cav-1 fué identificada como proteína tirosina fósforilada de fibroblasto infectado con el virus Rous de sarcoma, más tarde se determinó que era un componente estructural de las caveolas. Cav-1 esta compuesto por tres exones, y al menos se han podido determinar dos isoformas Cav-1α y Cav-1β las cuales se expresan mediante splicing alternativo, la primera es la expresión de los 178 residuos de aminoácidos (aa) que componen esta proteína, mientras que Cav-1β es la expresión del residuo 32 al 178 debido a que hay una iniciación interna de la traducción en el residuo 32. El segundo codifica para caveolina-2 (Cav-2), en humano su gen precursor al igual que cav-1 se localiza en 7q31.1 y fué identificada en membranas ricas en adipositos, esta compuesta por tres exones que 19

20 codifican para 162 residuos de proteína, su secuencia es la mas divergente entre las tres (anexo1), no obstante a veces es coexpresada con Cav-1 y están distribuidas en células del mismo tipo de tejido. La expresión de los 162 residuos completos es Cav-2α; se han identificado dos isoformas adicionales Cav-2β y Cav-2γ que aun no han sido caracterizadas (Hnasko y Lisanti, 2003, Parton y Richards, 2003, Zajchowski y Robbins, 2002). El tercer gen de esta familia codifica para la caveolina-3 (Cav-3) la cual es músculo especifica (Zajchowski y Robbins, 2002), su gen precursor en humanos esta localizado en el brazo corto del cromosoma 3 en la banda 25 (3p25), se encuentra predominantemente en músculo esquelético y cardiaco (Parton y Richards, 2003), debido a su semejanza con la caveolina-1 (anexo1), fue identificada buscando genes homólogos de Cav-1; Cav-3 esta compuesta de dos exones que codifican para una proteína de 151 residuos. El grado mas alto de identidad entre los tres tipos de caveolina y sus isoformas en las especies analizadas fue una secuencia de nueve aminoácidos FEDEVIAEP (Hnasko y Lisanti, 2003, Razani, et al., 2002), que es conocida como Marca motivo de las caveolinas. La importancia funcional y estructural de esta secuencia motif permanece desconocida (Razani, et al., 2002). La presencia de la caveolina es tan esencial para la formación de caveolas de manera que en su ausencia no se observa formación caveolar, no obstante cuando se hace expresar caveolina en células que típicamente no presentan caveolas, la formación caveolar es inducida (Pelkmans y Helenius, 2002). Estructura de la Caveolina. Básicamente la estructura de las caveolinas está conformada por seis dominios y grupos palmitoilados (Fig.7A): Uno es el dominio de oligomerización (OD), que es mediante el cual la caveolina mantiene su asociación dimérica con otra caveolina (Hnasko y Lisanti, 2003), los dominios de adhesión, que son dos, uno es el dominio N-terminal de adhesión a la membrana (N-MAD) y el otro dominio C-terminal de adhesión a la membrana (C-MAD); el dominio de andamiaje (SD) el cual no esta compuesto por una parte de secuencia continua de caveolina, si no que su funcionamiento depende de una porción en la secuencia de OD, N-MAD y CMAD. 20

21 Figura 7.- Estructura y oligomerización de la caveolina. A) Debido a su dominio transmembranal (rojo) la caveolina es capaz de penetrar la membrana. La proteína esta también unida a la membrana por asociaciones con los dominios N-MAD y C-MAD. La oligomerización entre los monómeros de Cav es mediada por una región de 40 aa (residuos del ) conocida como Dominio de Oligomerización (OD) la cual se traslapa con N-MAD. En púrpura el dominio terminal (TD) interactúa con oligómeros adyacentes para formar una cadena (Modificado de Razani,2002). B) Esquema de la oligomerización de la caveolina, de izquierda a derecha, un monomero de cualquiera de las caveolinas puede formar un dímero con caveolina del mismo tipo a excepción de Cav-1 que puede reclutar a Cav-2, formación de oligómeros, ya sean homo -oligomeros de Cav-1 o Cav-3, o heterooligomeros de Cav-1 con Cav-2. Unión de los oligomeros a través del dominio terminal para formar un filamento o red de caveolinas (Modificado de Gumbleton, 2000). 21

22 Otro dominio, el dominio terminal (TD) del cual no se sabe mucho, se creía que podía participar en la unión con la membrana o posiblemente como un lugar de señalización, aunque no se ha probado que participe en estas funciones, pero estudios recientes han demostrado su participación en la oligomerización. Y por último el dominio transmembranal (TM) que esta compuesto por 32 aminoácidos de la secuencia de la caveolina (residuos en Cav-1), al principio se creyó que por su forma y hidrofóbicidad estaba relacionado en la inserción de la caveolina en la membrana, pero después se observo que su tamaño no era lo suficientemente largo como para completar un asa a través de la membrana lípidca, tal observación puso de vuelta la función de este dominio en un acertijo (Razani y Lisanti, 2001). Después de una serie de experimentos hechos por Kurzchalia y Parton (1999), simplificaron esta incógnita al descubrir que la Cav-1 es insertada a la membrana vía la translocación clásica del retículo endoplásmico (ER) y red trans-golgi, además este proceso era dependiente de un residuo hidrofóbico de 32 aa correspondiente al dominio transmembranal, el cual actúa como péptido de señalización. Los grupos palmitoilados son tres por cada caveolina, estos colaboran en la asociación de la proteína con la membrana celular, en la Cav-1 están dispuestos en los residuos de cisteina 133, 143 y 156 (Razani y Lisanti, 2001). Dominio de adhesión a la membrana. A principios de los 90 s trabajos de Kurzchalia y Parton (1999) y del grupo de Sargiacomo (et al., 1995) demostraron que la caveolina es resistente a la extracción con carbonato de sodio, lo que es indicativo que la caveolina esta asociada integralmente con la membrana plasmática; Para entonces no se sabia como era esta asociación pues tal interacción proteína-membrana resulto un tanto no convencional ya que como ahora es bién aceptado los dominios C-MAD y N-MAD permanecen citoplasmáticos (como se puede ver en la Fig.7A) tal aseveración se demostró tras una serie de experimentos; primero utilizando anticuerpos que reconocen estos dominios de adhesión, se observo que solo se podían unir a sus blancos cuando la célula era solubilizada por detergentes, además poco tiempo después se identificaron sitios de fosforilación y palmitoilación en N-MAD y C-MAD respectivamente. Por otra parte subsecuentes análisis de la secuencia de las caveolinas demostraron que Cav-1 contenía solo una región hidrofóbica en los residuos , por lo tanto en la estructura de la caveolina esta era la única parte transmembranal la que se denomino dominio transmembranal y no 22

23 formaba parte de los dominios de adhesión, lo que confirmo que en efecto estos dominios permanecían en el citoplasma (Razani, et al., 2002). Posteriores análisis utilizando deleciónes y mutaciones en la secuencia de las caveolinas, demostraron que el dominio C-MAD dirigía la localización del aparato de Golgi cuando la caveolina era transportada, mientras que N-MAD dirigía específicamente la localización de las membranas caveolares y que además participaba en la oligomerización con otras caveolinas (Kurzchalia, Dupree y Monier, 1994, Razani y Lisanti, 2001). Dominio de oligomerización. Las proteínas de la caveolina interactúan entre ellas para formar homo- y hetero-oligomeros que se unen directamente al colesterol a través de su dominio TM; Los oligomeros de caveolina pueden incluso interactuar con glicoesfingolípidos. Estas interacciones proteínaproteína y proteína-lípido, se piensa que establecen la fuerza que conduce la formación de caveolas (Anderson, 1998, Okamoto, Ninomiya, Miwa y Masaki, 2000). La capacidad de Cav-1 para oligomerizar esta bien documentada, se ha determinado que hay dos aspectos para el proceso de oligomerización: 1) Un péptido de fusión, Glutation S- transferasa (GST) situado en el dominio N-MAD citoplasmático de Cav-1, forma oligomeros espontáneamente in vitro, pero cuando los aa de la secuencia correspondiente a este péptido son removidos, no se observa oligomerización. Por otra parte 2) la oligomerización parece ser estabilizada por la palmitoilación de la cisteina en los residuos 133, 143 y 156, de hecho la deleción de los aa debilita la oligomerización, asi como el transporte trans- Golgi de cav-1 a la superficie de la membrana (Fernandez, Ying, Albanesi y Anderso, 2002) lo que hace pensar que esta secuencia funciona como péptido de señalización. Hacia los finales de los 90 s se consideraba que la unidad estructural de la caveolina estaba conformada por 14 o 16 monómeros de esta proteína, los cuales se oligomerizaban formando una unidad de alto peso molecular (aprox. 400kDa), y consecuentemente estas unidades se unían para formar un filamento de caveolinas (Fig. 7B) (Gumbleton, Abulrob y Campbell, 2000). Ahora, recientes estudios han indicado que una secuencia N-terminal de los aa

24 de Cav-1, a través de una oligomerización in vitro, forman ensamblajes heptaméricos que parecen ser los bloques de construcción de cada filamento (Liu, Rudick y Anderson, 2002). Hasta la fecha se sabe que la Cav-1 y cav-3 son capaces de llevar un proceso de homooligomerización comprendiendo oligomeros de solo puros monómeros de Cav-1 o Cav-3, respectivamente, la Cav-2 existe solo en forma monomérica y homo-dimérica, sin participar en estructuras de alto peso molecular. Sin embargo, se ha observado que Cav-1 es capaz de reclutarla para formar complejos hetero-oligoméricos de alto peso molecular (Gumbleton, et al., 2000). La utilización de programas informáticos para predecir la estructura de las caveolinas, ha propiciado el desarrollo de modelos más acertados de la estructura e interacciones de estas moléculas, uno de los más recientes es el propuesto por Fernández y colaboradores, donde propone que la secuencia de los aa de Cav-1 es muy parecida a una α helice (Fig. 8A) y al parecer los dominios comprendidos en la secuencia 1-79 interactuan junto con esta estructura secundaria para formar anillos heptaméricos de caveolina (Fig. 8B). Entonces la unión de estos anillos a través de sus dominios terminales que forman un filamento de 10 nm de ancho, el cual acoplado con otros filamentos terminaran formando la cubierta caveolar (Fig. 8C). 24

25 Figura 8.- Modelo de oligomerización de la caveolina-1. A) Los aa de la secuencia de la caveolina conforman una α hélice. Se muestra una región envolviendo la hélice la cual esta conformada por los aa 1-80 de la secuencia de la cav-1, se sabe que ambas secuencias interactúan pero no se sabe cómo? ni para que? B) Evidencias dadas observando subunidades de los filamentos caveolina, sugieren que las subunidades corresponden a un anillo heptamérico formado por la interacción de las α hélices de 7 monómeros de Cav-1. C) Se muestra como podrían relacionarse los anillos heptamericos para conformar un filamento y a su vez como este puede estar predispuesto para formar la cubierta caveolar (Modificado de Fernández, 2002). 25

26 Dominio de Andamiaje. Tal vez este dominio sea el más estudiado debido a su importancia en la interacción con proteínas. Estudios de mapeo de la secuencia de la caveolina-1, revelaron que las diversas interacciones de esta con moléculas de señalización es mediado por una región de las caveolinas denominado dominio de andamiaje (Razani, Schlegel y Lisanti, 2000), definir este dominio en términos de que secuencia abarca es complicado, ya que en parte esta implícito dentro del dominio de oligomerización (Fig.9) el cual a su vez contiene el N-MAD, al mismo tiempo las ciertas regiones de C-MAD actúan como puente para permitir la interacción de las proteínas con el dominio de andamiaje comprendido en el dominio de oligomerización. Por lo tanto ambas regiones están participando en la formación de una plataforma en la cubierta caveolar, para que las proteínas puedan interactuar en eventos de señalización y endocitosis de moléculas especificas (Okamoto, Schlegel, Scherer y Lisanti, 1998, Razani, et al., 2000, Smart, et al., 1999). Figura 9.- Dominio de andamiaje. En la figura se puede observar la participación de los ácidos palmiticos de C- MAD con los ácidos miristicos y palmiticos para la fijación de proteínas de señalización tales como: kinasas Src y Subunidades α de las proteínas G, al microdominio. Una vez fijadas estas proteínas pueden interactuar con el dominio de andamiaje incluido en dominio de oligomerización. 26

27 A través de estos dominios, las caveolinas pueden interactuar con subunidades α de proteínas G, H-Ras (que es un oncogeno), proteínas tirosina kinasas de la familia Scr, proteínas kinasas C (PKC), EGF-R (Receptor del factor de crecimiento epitelial), Enzima sintetasa de oxido nítrico (NOS o enos), etc. En muchos casos, la activación debida a una mutación inducida de estas moléculas de señalización (e.g. proteínas G, H-Ras y Kinasas Src) previene la interacción con la caveolina; y se ha observado que estas mismas mutaciones incluyendo variantes de H-Ras y proteínas G son encontradas en diversos canceres humanos (Harder y Engelhardt, 2004, Razani, et al., 2000). Microdominios y señalización: Traducción de señales. Análisis bioquímicos de las proteínas llevados a cabo en microdominios de membrana purificados pertenecientes a diversos tipos celulares, han mostrado una sorprendente concentración de moléculas de señalización contenidas dentro de estos (Zajchowski y Robbins, 2002). La existencia de diferentes clases de microdominios (Pike, 2003) y su organización lateral confiere una gran ventaja para la señalización (Harder y Engelhardt, 2004, Simons y Ikonen, 1997), ya que los diferentes tipos de proteínas o componentes de señalización pueden ser confinados a diferentes microdominios de membrana. Contrariamente, otros análisis han mostrado que los microdominios de membrana son muy pequeños, débiles y no son lo suficientemente específicos para organizar los ensamblajes con tales proteínas. Por eso proteínas de andamiaje que estabilizan estas interacciones (como: caveolina, flotillina, anexina II, proteínas GPI de anclaje, etc) entran en juego para formar una plataforma que soporte tales procesos celulares de señalización (Harder y Van Meer, 2003). De esta manera, a grosso modo, los microdominios de membrana pueden ser vistos como plataformas de señalización que sirven para colocalizar los componentes requeridos, facilitando su interacción y apoyando su señalización (Magee, Pirinen, Adler, Pagakis y Parmryd, 2002, Pike, 2003). Así, receptores, factores de acople, enzimas efectoras y substratos están colocalizados en un solo microdominio. De esta manera la traducción de activar con la unión de una señal (ya sea: hormona, péptido, transmisor, etc.) ocurrirá rápida y efectivamente, debido a la proximidad espacial de sus 27

28 componentes (Matko y Szollosi, 2002, Prior, Muncke, Parton y Hancock, 2003). La especificidad de la señalización puede ser restringida con la localización del receptor en cierta clase de microdominio, el cual contenga una disposición específica de los componentes de señalización. Por lo tanto esta restricción, limitará el acceso de la señal a los componentes o receptores correspondientes de cada diferente vía de señalización, de esta manera se impide la señalización no específica (Foster, De Hoog y Mann, 2003, Pike, 2003). En base a estas observaciones, se han propuesto varias maneras de modulación de la traducción de señales por microdominios de membranas (Fig. 10). Figura 10.- Modos propuestos para la traducción de la señalización en microdominios de membrana. A) El receptor puede estar incluido en el microdominio, iniciando la señalización ahí mismo. La señalización por proteínas GPI asociadas a proteínas como CD59 o efrina A5, vía microdominios relacionados con adaptadores transmembranales y kinasas Src probablemente ocurran de esta manera. Por otra parte, B) El receptor puede residir fuera del microdominio, pero se transloca hacia adentro del microdominio una vez que su ligando se une a el. Parece que la señalización de la proteína CD20 de las células B sucede de este modo. C) La unión de un ligando a un receptor situado en un raft, puede emitir una señal compartamentalizada en el raft que subsecuentemente es regulada a la baja cuando el complejo del receptor migra fuera del raft; este modelo es propuesto para la señalización de EGFR y PDGFR, al desacoplarse el ligando, el receptor puede migrar hacia 28

29 fuera del raft e interaccionar con moléculas no encontradas en el microdominio. D) El receptor no se encuentra incluso en el lipid raft, sin embargo al activarse puede comunicar una señal al interior del raft para iniciar una vía de señalización. En C) y D) SP representa cualquier proteína de señalización (kinasa Src, proteinas G, Calmodulina, MAPK, ENOS, etc.) que sea correspondiente a la traducción de la señal (Modificado de Zajchowski, 2002). Señalización con proteínas GPI de anclaje. En ciertos tipos de señalización los componentes y complejos de las vías de señalización están incluidos en los microdominios, asi responde eficiente y específicamente, este es el caso de las proteínas glicosilfosfatidilinositol de anclaje (proteína GPI de anclaje a la membrana) (Fig. 10A). Para lograr una asociación estable con la membrana, las proteínas requieren de un anclaje hidrofóbico, el cual es incorporado durante la traducción de la mayoría de las proteínas de los eucariontes, generalmente este anclaje esta compuesto por una secuencia de aa; pero para cierto grupo de proteinas (las GPI) un anclaje glicolipidico es adicionado justo después de la de la traducción, esto esta basado en el fosfatidilinositol, de ahí el nombre de las proteinas GPI de anclaje. Estas proteínas de anclaje pueden ser especificas para un vasto rango de proteínas de la superficie membranal, ya que estas se unen a su extremo C-terminal y son distribuidas a la membrana provistas de una base de fijación membranal (Field y Menon, 2001). Las proteínas que pueden unirse a la base de anclaje que es proporcionada en las proteínas GPI pueden ser exoenzimas (ej.fosfatasas alcalinas), moléculas de adhesión como NCAM y proteínas reguladoras como DAF (factor de decaimiento acelerado), tales combinaciones logran una gran heterogeneidad (Pike, 2004) para la señalización de este tipo. Señalización de respuestas inmunes. En ocasiones la translocación del receptor unido al ligando hacia dentro o fuera del microdominio puede controlar la capacidad de las células para responder a varios estímulos (Fig. 10B), esto es, que un receptor puede residir alrededor de los limites del microdominio pero al acoplarse con el ligando se transporta (no se sabe con exactitud como ocurre el movimiento de los receptores, pero estudios hechos por (Kanzaki y Pessin, 2002), han demostrado que hay asociación de las caveolinas en los microdominios con filamentos de actina) hacia dentro del microdominio para unirse al componente de señalización correcto, en este caso con una tirosin kinasa de la familia Scr (Zajchowski y Robbins, 2002). 29

30 Otro ejemplo de este tipo de señalización mediada por lipid rafts es el modelo propuesto por (Dykstra, Cherukuri, Sohn, Tzeng y Pierce, 2003) para los receptores MIRR (Receptores multicadena de reconocimiento inmune) (Tabla 2), a esta familia de receptores pertenecen los receptores de células B (BcR), los de células T (TcR) y los Fc epsilon R1 (FcεR1), los cuales no son modulados mediante proteínas GPI u otro proceso de traducción de señales asociado con microdominios de membrana (Matko y Szollosi, 2002). El principal dogma del modelo de Dykstra (Fig. 11), es que el microdominio (Md) sirve para proporcionar eficientemente una distribución espacial de los componentes de traducción en la membrana plasmática y lograr una eficaz iniciación y prolongación de la traducción (Dykstra, et al., 2003), ya sea debido a que en los microdominios se concentran diversas proteínas adaptadoras esenciales para la propagación fluida de la activación de la cascada de señalización o a la capacidad de agregación (por su capacidad de movimiento lateral en la membrana) que tienen estas balsas lípidicas (Alonso y Millan, 2001, Matko y Szollosi, 2002). Figura 11.- Modelo para la señalización de MIRRs contenidos en microdominios de membranas. Se describe la progresión desde la célula en estado de reposo, es decir que no ha detectado ningún ligando correspondiente a una respuesta inmunológica, pasando por la unión del ligando e iniciación de la cascada de señalización, donde se crea un estado de residencia, en el cual los receptores activados se internalizan en el microdominio (Md) 30