Ing. Alberto Cárdenas Jimenez. Secretario. Ing. Francisco López Tostado. Subsecretario de Agricultura. Ing. Antonio Ruiz García

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2 SECRETARIA DE AGRICULTURA, GANADER~A, DESARROLLO RURAL, PESCA Y ALIMENTACIÓN Ing. Alberto Cárdenas Jimenez Secretario Ing. Francisco López Tostado Subsecretario de Agricultura Ing. Antonio Ruiz García Subsecretario de Desarrollo Rural Lic. Jeffrey Max Jones Jones Subsecretario de Fomento a los Agronegocios INSTITUTO NACIONAL DE INVESTIGACIONES FORESTALES, AGR~COLAS Y PECUARIAS Dr. Pedro Brajcich Gallegos Director General Dr. Enrique Astengo López Coordinador de Planeación y Desarrollo Dr. Salvador Fernández Rivera Coordinador de Investigación, Innovación y Vinculación Lic. Marcial Alfredo García Morteo Coordinador de Administración y Sistemas CENTRO DE INVESTIGACIÓN REGIONAL NORTE CENTRO Dr. Homero Salinas González Director Regional Dr. Héctor Mario Quiroga Gana Director de Investigación CAMPO EXPERIMENTAL PABELLÓN Dr. Alfonso Peña Ramos Director de Coordinación y Vinculación en Aguascalientes

3 Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green) Ernesto González Gaona M.C. lnvestigador del Campo Experimental Pabellón Entomologia Guillermo Sánchez Martínez Ph.D. Investigador del Campo Experimental Pabellón Conservación y Protección Forestal Esperanza Quezada Guzmán M.C. Investigadora del Campo Experimental Pabellón Recursos Naturales Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Centro de Investigación Regional Norte Centro Campo Experimental Pabellón Aguascalientes, México Noviembre de 2008

4 Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Av. Progreso No. 5, Barrio de Santa Catarina Delegación Coyoacán 04100, México, D.F. Primera Edición: 2008 Impreso en México No está permitida la reproducción total o parcial de esta publicación, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico, mecánico, fotocopia, por registro u otros medios, sin el permiso previo y por escrito a la Institución La cita sugerida de este libro es: González G. E., Sánchez M. G. y Quezada G. E Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Maconellicoccus hirsutus (Green). Libro Técnico Núm. 5. INIFAP-CIRNOC-Campo Experimental Pabellón, Pabellón dearteaga,ags. México. 133 p.

5 Determinacibn. Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco CONTENIDO PREFACIO... ANTECEDENTES SOBRE LA COCHINILLA ROSADA DEL HIBISCO... DAÑOS OCASIONADOS... IDENTIFICACI~N Y BIOLOG~A... Ciclo biológico... MECANISMOS PARA DETECCIÓN... Muestreo directo de la CRH... Manejo de muestras... Procesado de muestras... Preparación de hembras adultas para su observación en microscopio... Preparación de machos para la observación en microscopio... Muestreo indirecto de la CRH... Uso de la feromona de la CRH para un monitoreo zonal... HOSPEDEROS... Descripción de los hospederos de la CRH... DISPERSI~N... DETERMINACI~N DEL ESTATUS DE LA CRH... Estatus en México... CONTROL BIOL~GICO... Empleo de los depredadores... Empleo de Parasitoides... iii

6 Deteminacibn. Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Biología de Anagyrus kamali Presencia de hiperparasitoides Producción masiva de enemigos naturales OTRAS ESTRATEGIAS DE CONTROL Control químico Estrategias de control cultural... ~ 93 Medidas de control legal SITIOS DE INTERÉS EN INTERNET SOBRE LA CRH DIRECCIONES DE INTERÉS AGRADECIMIENTOS GLOSARIO LITERATURA CITADA

7 PREFACIO La cochinilla rosada del hibisco es una plaga agrícola y forestal, de origen asiático y australiano, que accidentalmente se introdujo a México. Debido a su potencial dañino, en el año 2000 se estableció un dispositivo de emergencia, para evitar su dispersión a zonas aledañas a Mexicali, BC, donde fue detectada por primera vez. En 2004, al detectarse en la zona de Valle de Banderas, en los municipios de Bahía de Banderas, Nayarit, y Puerto Vallada, Jalisco, se implementó una campaña emergente para su control. Se adoptó un programa de control biológico, desarrollado en el Caribe, que ha dado buenos resultados en otros países. Con este programa la plaga se encuentra regulada por Anagyrus kamali y Cryptolaemus montrouzieri, agentes de control biológico. Sin embargo, el avance del insecto no se ha logrado detener en su totalidad y podría desplazarse a otras áreas del país, por lo cual es necesario contar con personal capacitado en su identificación y manejo. En la presente obra, se conjunta la información generada tanto en el extranjero como en México, con la finalidad de proporcionar las bases para la identificación y monitoreo de la cochinilla rosada del hibisco, las características y el uso de los agentes de control biológico, así como las formas de evaluar la dispersión de los insectos. Se pretende que este documento sirva como obra de consulta para el personal que se encuentre involucrado de manera directa o indirecta con el monitoreo y control de dicha plaga. Los Au tores

8 ANTECEDENTES SOBRE LA COCHINILLA ROSADA DEL HlBlSCO La cochinilla rosada del hibisco (CRH) Maconellicoccus hirsutus (Green), es un insecto plaga de plantas ornamentales, árboles frutales y especies de interés forestal (APHIS, 1999). Tiene su origen en el sureste de Asia y Australia (Goolsby et al., 2002) donde se presentan cinco de las nueve especies conocidas para el género Maconellicoccus. Aunque la especie más antigua es M. ugandae, sólo M. hirsutus tiene distribución mundial (Williams, 1996 citado por Meyerdirk et al., 2003; Ojeda, 2004b). Actualmente M. hirsutus se encuentra en la mayor parte de las áreas tropicales y subtropicales del mundo incluyendo Asia, el Oriente Medio, África, Australia y Oceanía (Meyerdirk et al., 2003). En 1912 se reportó su presencia en Egipto, mientras que su arribo a Hawai ocurrió en A mediados de la década de los 90's comenzó a invadir las islas del Caribe, primeramente en la lsla de Granada, en 1994, de donde se dispersó a por lo menos a 25 islas más (Meyerdirk, 2004). En 1999, se detectó en Belice (Zetina, 2004), México (Mexicali), EE.UU. (California) (Ojeda, 2004b) e lsla Margarita (Venezuela) (Cermeli et al., 2002). En el año 2000 fue encotrada en las Bahamas (Meyerdirk, 2004), mientras que su detección en Florida se reportó en el año 2002 ( Para observar la distribución de este insecto a escala global se puede consultar el apéndice "B" de Meyerdirk et al. (2003). La infestación de la CRH en Mexicali se presentó en una zona urbana adyacente a la frontera con el Valle Imperial de California, EE. UU., en hospederos ornamentales como mora (Mora sp.),

9 higuera (Ficus spp.), hibisco (Hibiscus rosa-sinensis L.), algarrobo (Ceratonia síliqua L.) y cítricos (Citrus spp.), detectándose 12 brotes positivos que fueron tratados con aplicaciones de insecticidas y destrucción de las partes afectadas de las plantas, así como la liberación de 100 mil avispitas de la especie Anagyrus kamali Moursi, producidas en California (Cota 2001 ; DOF, 2000). Tovar et al. (2006), señalan la mayoría de la muestras con daños por piojos harinosos se detectó a M. hirsutus afectando algarrobo, carisa (Carissa grandiflora E. Mey.), mora, hibisco, orquídea (familia: Orchidaceae) y colorín (Erythrina americana Mill). Lo anterior indica que este insecto ya se encuentra establecido y que se dispersó en esta zona, aunque los autores señalan que sólo se muestreó en las áreas verdes y jardines residenciales. Aparte de su registro en Mexicali, en México se observó una nueva infestación de la CRH en 2004, en la zona de Valle de Banderas, que comprende parte de los municipios adyacentes de Puerto Vallarta en Jalisco y Bahía de Banderas en Nayarit (Figura 1). Esta infestación se detectó en febrero de 2004 en la localidad de Mezcales del municipio de Bahía de Banderas, en una plantación comercial de teca (Tectona grandis L. f.); sin embargo, en esta ocasión la detección fue algo tardía porque la plaga ya se encontraba dispersa en 170 ha, afectando alrededor de 40 hospederos incluyendo tanto cultivos como plantas nativas, destacando teca (T grandis), concha (Acacia cochliacantha Humb. & Bonpl. Ex Willd), coatante (Mimosa pigra L.), mango (Mangifera indica L.), guanábana (Anona muricata L.) guayaba (Psidium guajava L.), jacaranda (Jacaranda mimosifolia D. Don) y jamaica (Hibiscus sabdariffa L.) entre otras (Cuevas, 2005; Villa et al., 2005).

10 Deteminaci6n, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Debido a la extensión de los daños de la CRH en Valle de Banderas se estableció una campaña emergente bajo la dirección de las autoridades de Sanidad Vegetal y Forestal con apoyo del Instituto de Fitosanidad del Colegio de Postgraduados y del Centro Nacional de Referencia de Control Biológico. Figura 1. Ubicación de la zona de Valle de Banderas donde se detectó la infestación de la cochinilla rosada del hibisco en La infestacidn inicial abarcó 170 ha en los municipios de Bahía de Banderas, Nayarit y Puerto Vallarta, Jalisco. Las acciones de la campaña incluyeron el monitoreo y diagnóstico de la plaga en las áreas agrícola, forestal, marginal, 8

11 urbana, zona hotelera y viveros. De enero de 2004 a abril de 2005 se reportó la revisión de 9,000 ha en el área agrícola, 222 ha con plantaciones de teca, 320 ha en la zona serrana y 940 ha en el área marginal; mientras que, en la zona urbana, se inspeccionaron 500 domicilios, áreas verdes en 100 hoteles y alrededor de 200 viveros (SENASICA, 2005). En la campaña se implementó una estrategia de manejo de la CRH que incluyó la corta y quema del material infestado en las zonas de vegetación nativa y partes bajas en las plantaciones de teca, asi como la aplicación de jabón y la liberación del depredador Cryptolaemus montrouzieri (Mulsant) para bajar los niveles de población de la CRH detectados al inicio en los cultivos, para, posteriormente realizar la liberación del parasitoide A. kamali y obtener la regulación en forma permanente, puesto que C. montrouzieri migra al escasear la fuente de alimento, mientras que el parasitoide es más efectivo cuando la población de la plaga es baja y construye sus poblaciones siguiendo la fluctuación de la CRH. Garcia et al. (2004 y 2005), realizaron evaluaciones de la liberación de C. montruozieri en huertos de guayaba, guanábana y teca con altas infestaciones de la CRH (27.9, 29.3 y cochinillas/brote respectivamente), que representan las acciones realizadas en 250 ha en el área de infestación en Valle de Banderas. Las dosis de liberación fueron de 5,000 a 10,000 mil adultos por sitio, considerando dos fechas de liberación, con lo cual lograron en un lapso de tres meses reducciones del 100, 88 y 98% en los citados cultivos respectivamente. Con estos resultados se consideró a C. montrouzieri como un agente de control biológico muy eficiente, aunque requiere de un periodo

12 entre 30 y 70 días después de su liberación para ejercer una acción efectiva; sin embargo, al disminuir las poblaciones de la CRH el depredador tiende a desaparecer, ya que no se establece cuando las densidades de su presa son bajas, por lo cual, es necesaria la liberación del parasitoide A. kamali en forma posterior a la acción del depredador para asegurar altos niveles de control (CDFA, 2001). En los avances de la campaña hasta abril del 2005, se consideraban reducciones de la población de la CRH del orden del 66 al 99% en los diferentes hospederos atacados (concha, hibisco, carambola, guayaba, yaca, carisa, y teca entre otros), con algunos resultados inconsistentes en las huertas de guanábana (SENASICA, 2005). Lo anterior coincide con lo que ocurrió en el Valle Imperial en California, donde la CRH, ha permanecido exclusivamente como una plaga urbana sin afectar cultivos comerciales (Weddle et al., 2001). La introducción de los parasitoides ha influenciado la reducción de la población de la CRH hasta en un 90% (CDFA, 2001). La estrategia de manejo de la CRH, implementada durante la campaña emergente en la zona de Valle de Banderas, ha mostrado resultados positivos y hasta el 2007 se mantiene en niveles bajos en las zonas infestadas presentándose sólo como una plaga de ornamentales en las zonas urbanas afectando principalmente al hibisco, hospedero preferencial de la CRH. En las zonas ruderales y en los rodales de vegetación nativa, afecta a plantas leguminosas, especialmente concha, parota (Enterolobium cyclocarpum (Jacq) Griseb), jarretadera (Acacia hindisii Benth.), huizache (Acacia farnesiana (L.) Willd.) y guaje blanco (Leucaena leucocephala (Lam.) de Wit.) (González et al.,

13 Determinación, Monitoreo y Control de la Cochínilla Rosada del Hibisco 2007). Las infestaciones son aisladas y se observa la presencia de los agentes de control biológico liberados manteniendo a la plaga en niveles bajos. Aún así, los daños a las plantas son notorios y modifican la estética de los árboles atacados. En las plantaciones de teca las infestaciones por la CRH pueden observarse, aunque las deformaciones no se muestran al igual que en otras plantas. La Comisión Nacional Forestal (CONAFOR), mantiene a la plaga en niveles muy bajos. En los huertos frutícolas se reportaron afectaciones en guayabo, mango y guanábana; sin embargo, durante los recorridos posteriores (en 2005 y 2006) sólo se observaron daños en un huerto semiabandonado de guanábana, planta que está reportada como uno de los hospederos preferidos por la CRH y es donde la campaña reportó resultados inconsistentes. No se registraron daños a huertos de mango aún cuando se encontraban aledaños a infestaciones altas en plantas nativas (rodal de "cola de iguana" (Serjania mexicana (L.) Willd.) con infestación severa cerca de un huerto de mango en la localidad Las Varas, Nayarit en 2006), situación muy similar a la observada en el Valle Imperial en California donde la CRH ha permanecido como plaga urbana (CDFA, 2001). Para evitar la diseminación de la CRH, se establecieron como parte de la campaña, puntos internos de verificación (PVI), ubicados en lugares estratégicos en las carreteras de los diferentes accesos a la zona infestada y que fueron: hacia el norte cerca del crucero a Punta de Mita, rumbo a Compostela, Nayarit; al sur después de las curvas a la salida de la ciudad de Puerto Vallarta, y al este después del crucero a la población de

14 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Las Palmas rumbo a Talpa de Allende, Jalisco. En estos puntos se revisa si se transporta fruta no tratada o de huertos sin tarjeta de manejo de la CRH o de expendios de fruta no registrados en la campaña que provienen de la zona infestada y que representan un peligro para la dispersión de la plaga fuera de la zona bajo cuarentena. Durante el 2005 se mantuvo a la plaga dentro de la zona bajo cuarentena, marcada por los PVI; sin embargo, la ruta del norte hacia Compostela representó el mayor riesgo de diseminación de la plaga por el continuo flujo de turistas que visitan Puerto Vallarta. Este PVI, se reubicó después del poblado de Las Varas cercano a Guayabitos, ya que se detectó una infestación en esa zona. El PVI de las Palmas, también fue rebasado por la CRH, pero su dispersión fue muy lenta y sólo en plantas a la orilla de la carretera, que representaría la dispersión natural de la plaga. Para finales del 2006 se presentaron infestaciones en Acaponeta, Nayarit a más de 200 km al norte de Valle de Banderas y hacia el sur en Cihuatlán, Jalisco a más de 150 km. Por la asociación de las infestaciones con centros de población, se considera, en este caso, que la dispersión de la CRH se llevó a cabo por el factor humano mediante el comercio y transporte de material infestado. Por lo antes expuesto se considera la posibilidad de que la CRH eventualmente se dispersará a estados vecinos, en zonas costeras, por lo que es necesario contar con personal capacitado para poder manejar la plaga bajo las condiciones particulares de cada región. Con este objetivo se elaboró el presente documento que servirá como guía para determinar el estatus de la CRH en las nuevas zonas afectadas y para la toma de decisiones sobre su manejo integrado en México.

15 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco DANOS OCASIONADOS El daño de la CRH, es causado por las ninfas y hembras adultas al extraer la savia de la planta. Además la saliva que inyecta el insecto a los tejidos ocasiona en la mayoría de los casos fitotoxicidad, provocando una severa distorsión de las hojas y deformaciones en la yemas terminales y axilares de las plantas atacadas (Ojeda, 2004a). Los brotes se tuercen y los entrenudos se acortan formando macollos de hojas pequeñas en las puntas de las plantas (Figuras 2 y 3). Mientras la CRH se alimenta, excreta una mielecilla sobre la cual se desarrolla el hongo llamado comúnmente "fumagina" que le da un aspecto negro y desagradable a la planta; asimismo, la fruta cosechada presenta deformaciones o puede tener la cáscara pegajosa y oscura por lo cual es necesario lavarla para poder comercializarla. Si la planta atacada es débil puede marchitarse o desarrollar hojas y frutas malformadas, mientras que las defoliaciones persistentes pueden ocasion~da'muerte de la planta (Ojeda, 2004a; APHIS, 1997). La CRH puede encontrarse sobre el tronco, ramas, hojas, brotes, frutos y aún en raíces de plantas como papa, cacahuate, frijol, algodón y algunos pastos (Garofalo y Graves, 2002). En las plantas afectadas se observan pequeñas colonias de aspecto blanquecino, entre las hojas retorcidas, entre las grietas o partes protegidas de la planta y como masas blancas de aspecto algodonoso, cubriendo amplias partes de la planta en el caso de altas infestaciones.

16 - Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Figura 2. Los primeros síntomas de una planta afectada por la cochinilla rosada del hibisco son el arrocetamiento de los brotes más tiernos. En esta etapa el daño puede pasar desapercibido; sin embargo, conforme avanza la infestación se empieza a observar la defoliación de la planta. La figura corresponde a los daños en plantas de hibisco.

17 Detenninadón, Monitom y Contrd de la Cochinilla Rosada del Hibisco Figura 3. Aspecto de plantas atacadas por la cochinilla rosada del hibisco: A) aspecto general de un árbol de Parota (Enterolobium cyclocarpum (Jacq) Griseb), B) acercamiento de planta de concha (Acacia cochliacantha Humb & Bonpl. Ex. Wild), C), aspecto de hibisco con infestación (Hibiscus sp.), D), daño en fruto de guanábana (Anona muricata L.) y E) enves de hoja de teca (Tectona grandis L. f.). 15

18 Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinílla Rosada del Hibisco Referente a los daños económicos de la CRH, en la India se reportaron pérdidas del 50 al 100% en cultivos de vid y 75% en yute y rosa de Jamaica (Ojeda 2004b), mientras que en las islas de Granada y Trinidad y Tobago se estimaron pérdidas de 10 a 18 millones de dólares en el primer año después de la invasión de la CRH. En Granada, antes de tomarse medidas para el control, esta plaga ocasionó pérdidas económicas que excedieron 3.5 millones de dólares por año. En Puerto Rico la CRH se detectó oportunamente y se liberó al parasitoide A. kamali, evitándose pérdidas agrícolas y limitando a la CRH al ambiente urbano (Michaud y Evans, 2000; Michaud, 2003)

19 La cochinilla rosada del hibisco (Maconellicocus hirsutus (Green)), presenta los siguientes sinónimos: Phenacoccus hirsutus (Green) y Pseudococcus hibisci (Hall) y los siguientes nombres comunes: Cochinilla Rosada de la Cayena (español), Pink Hibiscus Mealybug, Pink Mealybug, Hibiscus Mealybug (inglés), cochenille de I'hibiscus (francés), Hibiscus Schmierlaus (alemán) (APHIS, 1999; Cermeli et al., 2002; OEPPIEPPO, 2005). Maconellicoccus hirsutus pertenece a la clase Insecta, se le ubica dentro de los Hemípteros en la Familia Pseudococcidae, a los que se les conoce comúnmente como piojos harinosos, que se caracterizan por formar densas colonias de insectos ápteros, de cuerpo blando y cubiertos por un polvillo y filamentos cerosos blancos, con aparato bucal picador chupador (ninfas y hembras adultas). Presentan dimorfismo sexual, el macho adulto es más pequeño que la hembra, alado y con el aparato bucal atrofiado (Sermeño y Alcides, 2000). La hembra adulta mide de 2.0 a 3.0 mm de largo, tiene el cuerpo de forma oval, sin divisiones notorias que definan la cabeza, tórax y abdomen; carece de alas y está cubierta de una capa cerosa blanca, de aspecto polvoso, dejando entrever el cuerpo rosado - rojizo (Figura 4). Al aplastar un espécimen con los dedos, con una servilleta blanca, la mancha resultante es rosada. No presenta proyecciones o filamentos en los márgenes laterales del cuerpo; mientras que en la parte posterior del abdomen presenta dos pequeños lóbulos anales con pequeñas borlas de filamentos blancos, pero sin filamentos caudales largos 17

20 rleterminaci6n, Monítoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco (Meyerdirk et al., 2003). La identificación en campo es tentativa y debe ser corroborada con montajes revisados bajo microscopio compuesto por un especialista para realizar un reporte formal de ataque de la CRH. Figura 4. Aspecto lateral de la Cochinilla Rosada del Hibisco (fotografía en la parte superior) donde se observa el aparato bucal visto bajo microscopio de disección y ejemplo de una colonia de piojo harinoso (Ferrisia virgata Cockerell) afectando frutos de guayaba. Ciclo biológico La hembra pone los huevos en una masa algodonosa no compactada, denominada "ovisaco", la cual es depositada sobre

21 Determinaci6n, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco la planta hospedera que comúnmente se encuentra junto a la hembra. Cada ovisaco puede contener de 84 a 654 huevecillos, que inicialmente son anaranjados pero se tornan color rosa conforme maduran y eclosionan entre tres a nueve días después de la oviposición. Son diminutos con una variación de 0.3 a 0.4 mm de longitud (APHIS, 1999). El primer estadio es una pequeña cochinilla de color rojizo muy móvil conocida como caminador, que deambula por toda la planta hasta que escoge un sitio donde alimentarse y para desarrollarse prefiere las partes más altas y tiernas de la planta. Se le puede encontrar también en tallos, envés de las hojas, peciolos, raíces, tubérculos y vainas (Meyerdirk et al., 2003). Se considera que los caminadores son el medio de dispersión natural de la plaga ya que se adhieren al pelaje de animales que se alimentan de la planta o en aves cuyo alimento son los propios insectos. Por su pequeño tamaño, el viento puede ser un elemento natural de dispersión. El macho es una mosquita de color rojizo con alas blancas con dos filamentos blanquecinos en la parte final del abdomen (Figura 5). No se alimenta, ya que tiene las partes bucales atrofiadas. La diferenciación entre sexos se presenta desde la etapa inmadura, al final del segundo estadio ninfal. La hembra pasa por tres estadios y el macho por cuatro. Cuando los machos producen un pequeño capullo algodonoso, o pupario, la ninfa macho se transforma en prepupa que es más alargada que ancha y posteriormente se transforma en pupa, que se pueden diferenciar de la hembra por la presencia de los muñones alares y por que las antenas están recurvadas hacia atrás.

22 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Figura 5. El macho de la cochinilla rosada del hibisco es una pequeña mosquita de color rojizo con dos filamentos blanquecinos largos al final del abdomen (A y B en la parte superior); mientras que las hembras son ápteras, rechonchas y de color rosado cubiertas por un polvo ceroso blanquecino (B parte inferior). La CRH tiene hábitos gregarios y es común encontrar todos los estadios de la plaga en un sitio, por lo cual se observan conglomerados de masas blancas conformadas por ovisacos, hembras adultas, pupas de machos e individuos inmaduros de la cochinilla expuestas en altas infestaciones, pero por lo general bajo la protección de las hojas arrocetadas de los hospederos o en sitios que ofrecen algo de protección a la colonia, como el envés de las hojas, sobre la vena principal, o acanaladuras de los brotes como en el caso de la teca. La duración de los estadios es entre 6 y 7 días. Mani (1989), citado por Meyerdirk et al., (2003), recopila la información que han realizado varios investigadores sobre la CRH, señalando existe un periodo de preoviposición de 0.5 a 6 días seguido de un

23 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco periodo de oviposición de 4 a 8 días. La CRH puede completar su ciclo en 23 a 30 días. En los trópicos pueden presentarse hasta 10 generaciones por año. En condiciones óptimas de laboratorio la CRH puede completar hasta 15 generaciones por año (APHIS, 1999). En localidades con climas fríos inverna en el suelo, en la planta hospedera, entre las hendiduras de la corteza, cicatrices de la hojas, en los troncos de los árboles, dentro de los racimos de fruta y de los racimos foliares, ya sea como huevecillos dentro de los ovisacos o como adultos (Ojeda 2004b). Osborne et al. (2005), proporcionan un mapa donde se observa el número de generaciones hipotéticas que podría presentar la CRH en América del Norte con base en una temperatura umbral base de 17.5 OC y 300 Grados Día de desarrollo para completar una generación. Los estadios ninfales de la CRH se pueden distinguir por algunos caracteres en montajes revisados bajo microscopio (Figuras 6 y 7), los cuales se describen a continuación: 1) Los caminadores presentan antenas de seis segmentos, sin ductos tubulares en el dorso del abdomen (Hodges y Hodges, 2005) y con "ceraris" en los dos últimos segmentos abdominales 2) Las ninfas de segundo estadio tienen también antenas de seis segmentos, pero con "ceraris" en los Últimos tres a cuatro segmentos abdominales (hembras), margen del cuerpo en vista dorsal con grupos de ductos tubulares (macho) o sin ellos (hembras), con la tibia ligeramente más

24 Determinaci6n, Monitor80 y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco corta que los tarsos (hembras) o más larga (machos) (Hodges y Hodges, 2005). 3) En ninfas hembras de tercer estadio las antenas son de siete segmentos, sin vulva y sin poros con discos multiloculares (Hodges y Hodges, 2005). 4) Las ninfas que se convertirán en machos se tornan más alargadas que anchas. En prepupa los muñones alares son pequeños con un tamaño menor a la longitud del tórax. En el estado de pupa los muñones alares son de la misma longitud que el tórax, con la antena de 10 segmentos. 5) Las hembras adultas, tienen las antenas de nueve segmentos, presentan vulva y poros con discos multiloculares y más de una fila de conductos tubulares con anillo oral en cada segmento, solo 4 a 6 pares de "ceraris" en los últimos segmentos abdominales y la presencia de la barra del lóbulo anal aunque algunas ocasiones es inconspicua (Sermeño y Alcides, 2000; Hodges y Hodges, 2005). Para una descripción detallada de este estado se recomienda consultar la obra de Meyerdirk etal., (2003). 6) Los machos adultos son pequeñas mosquitas de cuerpo rojizo con alas blanquecinas con tamaño < 1.5 mm de longitud (Hall, 1921, citado por Vitullo et al., 2007). Las antenas son de 10 segmentos, con una seta gruesa, prominente, en la extremidad de los tres últimos segmentos (Meyerdirk et al., 2003). El abdomen presenta

25 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco en el octavo segmento sólo un par de poros glandulares y setas acompañantes (Hodges y Hodges, 2005). En el interior del abdomen, la genitalia presenta una horquilla anal esclerotizada que se proyecta de la cápsula genital hacia la parte anterior del cuerpo y soporta la base del edeago (Hodges y Hodges, 2005). C rjr611&oralnm d~ct.s' Figura 6. Algunas características distintivas de M. hirsutus; (A) antenas, (B) barra en el lóbulo ana, (C) acercamiento de "ceraris" del segundo estadio ninfa1 hembra (tomado de Gullan, 2000) y (D) filas con conductos tubulares con anillo oral en cada segmento (fotografía de

26 Nancy Villegas; DGSV, Centro Nacional de Referencia Forestal, México, con autorización). Figura 7. Vistas frontal y lateral de la genitalia del macho de M. hirsutus.

27 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco MECANISMOS PARA DETECCI~N Muestreo directo de la CRH El muestre0 directo de la CRH, consiste en la colecta de material infestado que contenga los diferentes estadios de la plaga, que permitan discernir si se trata del organismo que se está monitoreando. En este caso, en los sitios seleccionados se determina la presencia de piojos harinosos (deformaciones de hojas, ramas y brotes, así como poblaciones de insectos blanquecinos, sésiles, con cubiertas algodonosas), sobre las plantas más frecuentemente encontradas, a una distancia de 50 m a cada costado de la carretera, o siguiendo las orientaciones cardinales. Es necesario contar con la asistencia de un guía que conozca el nombre común de la plantas de la localidad (Figura 8). Debe contabilizarse el número de plantas muestreadas y el de las que presenten infestación por piojos harinosos, anotando aquellas sospechosas de ser CRH. Con fines de referencia posterior, es necesario ubicar el sitio mediante un geoposicionador y tomar fotografías de las plantas, que contengan etiquetas con el nombre de la planta y en caso de no ser plantas conocidas, es necesario recolectar y secar en una prensa botánica una planta sana sin infestación, procurando que contenga flores y10 frutos para poder lograr su determinación a nivel específico por un especialista en botánica. En todas las infestaciones detectadas se debe de observar el color de las ninfas y huevecillos y10 el color de la mancha al aplastar las ninfas sobre una servilleta blanca, para definir si la

28 planta se considera sospechosa de estar dañada por la CRH qg < _ acuerdo a las características descritas en las páginas anteriores. Figura 8. Durante el muestre0 es necesario contar con personas que conozcan la flora regional. En el caso del proyecto de dispersión de la CRH en Valle de Banderas, el guía fue personal de la CONAFOR. Es importante contar con fotografías para referencia posterior de las plantas atacadas. Manejo de muestras En los E. U. A., la red nacional de diagnóstico, desarrolló un procedimiento estándar para el envió y procesado de muestras sospechosas de ser CRH, señalándose que el ma9dal recolectado se debe colocar en dos bolsas con cierre zip lock. En la bolsa interior se deposita la muestra y a la exterior se le aplica una desinfección externa con alcohol al 70% para matar a los caminadores que posiblemente pudieran encontrarse, para que no se conviertan en fuente de infestación. Junto con la muestra, es recomendable añadir papel secante para absorber la humedad que se genera por la transpiración del material vegetal en el

29 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco interior de la bolsa plástica. La doble bolsa debe colocarse en un contenedor que no se rompa o quiebre durante su envió, el cual debe ser lo más pronto posible par evitar que la muestra se descomponga (Hodges y Hodges, 2005). Otra forma es el envió de muestras en frascos con alcohol al 70%, en cuyo caso con una pequeña brocha o con una pinza de disección se remueven los especímenes del tejido vegetal. Es necesario colocar la mayor cantidad de especímenes de todos los tamaños que puedan auxiliar en la identificación tentativa (hembras adultas, masas de huevecillos, color de los caminadores) o en su defecto colocar dentro de un vial más grande (100 ml y de plástico) porciones de la planta atacada con colonias representativas de la infestación, con la finalidad obtener todos los estadios de la CRH, ya que la plaga puede identificarse positivamente con otros estadios como por ejemplo la identificación de los machos adultos a través de la estructura de su genitalia (Hodges y Hodges, 2005). En este último método es necesario asegurarse de que los frascos estén bien sellados y que dentro del empaque donde se van a enviar se coloque material aislante que proteja al frasco de posibles daños. El empaque del material debe contener los datos completos del remitente y destinatario; conteniendo la dirección con el código postal, teléfono y correo electrónico, la institución y el nombre de la persona a la que va dirigida; razón por la cual se debe contactar primero a la persona que va a procesar la muestra y enviarse preferentemente mediante una compañía de mensajería con entrega al día siguiente y de nuevo contactar al remitente y proporcionarle el número de guía del envió.

30 Las muestras recolectadas deben etiquetarse. Se sugiere que la etiqueta de la muestra se escriba con lápiz señalando el nombre común de la planta, fecha de colecta, ubicación del sitio muestreado (nombre de la localidad, municipio, estado y si es factible las coordenadas del sitio) y nombre del recolector. Es conveniente agregar información sobre las condiciones del sitio, si se trata de un cultivo o plantación, planta ruderal, colectada a orilla de camino, traspatio, jardín o en zona verde en ambiente urbano, si la muestra es parte de un proyecto, planta aislada o representa alguna infestación masiva, etc., que pueda indicar la prioridad y magnitud del ataque y la rapidez con que se requiere la determinación taxonómica. En el caso de muestras para obtener parasitoides, éstas se colocan en un frasco de 100 ml con doble tapa de tela de organza para evitar la salida de los caminadores. Los frascos se colocan en una hielera de nieve seca con StikemGO en sus bordes como medio de captura de caminadores que pudieran escapar debido a un mal manejo de los frascos, los cuales se dejan por un periodo de 7 a 15 días, para que la planta se seque y la población de la CRH se muera de inanición. Si la población puesta en el frasco está compuesta preponderantemente de ninfas de tercer estadio y hembras adultas, se procesa rápido (7 a 15 días), para recolectar ninfas parasitadas ("momias") y obtener parasitoides. En caso de muestras con poblaciones muy activas (con huevecillos, caminadores y ninfas pequeñas de segundo estadio) se asperja alcohol al interior de la hielera y se procesa en el periodo largo, recordando que estos estadios son los más fáciles de dispersar y por lo cual el material sólo debe ser manejado por una sola persona. El material debe procesarse en un sitio limpio, el cual debe desinfectase con alcohol después de cada muestra.

31 Determinacidn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco El material procesado debe colocarse en una bolsa plástica grande, asperjada en su interior con alcohol, cerrada y en cuarentena por un mes, posteriormente debe destruirse con fuego. Procesado de muestras Dependiendo del objetivo del muestreo será la forma de procesar las muestras. Si se trata de identificación, las muestras se manejan en alcohol al 70%, procesando sólo los ejemplares más grandes, con la finalidad de realizm wntajes para observación en microscopio. Deben buscarse dep preferencia hembras y machos. Para confirmar la identificación es necesario enviar las muestras sin procesar a un especialista o una copia de los portaobjetos obtenidos. En este caso es recomendable contactarse con el Centro Nacional de Referencia en Parasitología Forestal para concertar el envió. Si el objetivo es determinar la fluctuación de la población, las muestras se manejan en alcohol al 70%. Se contabilizan todos los estadios de la CRH, separándolos de acuerdo a las características distintivas de cada estadio, realizando montajes y observándolos en microscopio. Adicionalmente se puede utilizar la información de trampas con feromona (ver muestreo indirecto) para obtener la fluctuación de los machos a través del tiempo. En caso de querer determinar la presencia o incidencia de enemigos naturales, las muestras se manejan en seco y se procesan directamente bajo microscopio de disección en busca de "mornias" (con o sin agujero de emergencia), estadios inmaduros y adultos de depredadores. El primer indicativo de que

32 Determinaci6n, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco la población de la CRH esta afectada por parasitoides es la presencia de momias. Por otro lado, la ubicación de los agujeros de emergencia indica si emergió un parasitoide (agujero en la porción posterior del cuerpo) o un hiperparasitoide (en la parte delantera del cuerpo). Cuando se detectan "momias" sin agujero de emergencia, éstas se colocan individualmente en cápsulas de gelatina y con un marcador de tinta china de tamaño 0.01 se marcan con fines de referencia. Todas las cápsulas de una muestra se ponen dentro de una bolsa plástica conteniendo todos los datos de identificación, la cual se coloca en un sitio protegido de los cambios bruscos de temperatura. Después de 15 días las cápsulas se empiezan a revisar para determinar la emergencia de los parasitoides e hiperparasitoides. Las avispitas obtenidas de esta manera se considera que son las que están afectando la población de la plaga y debido a su tamaño tan pequeño es necesario enviarlos primero al Centro Nacional de Referencia de Control Biológico, para concertar el envió al Laboratorio de Reproducción Masiva de Parasitoides de la CRH ubicado en San José del Valle en Bahía de Banderas, Nayarit. Cuando se detectan larvas de depredadores y arácnidos éstos se conservan en alcohol al 70% y se procesan directamente bajo el microscopio de disección, separando los depredadores en larvas "caimanes" de coccinélidos (catarinitas), de chrysopas y arañas. Las larvas de catarinitas que se alimentan de piojos harinosos presentan filamentos largos blanquecinos que en ocasiones se confunden con la misma plaga, mientras que las larvas de chrysopas son identificadas por sus prominentes mandíbulas y algunas especies localmente conocidas como carga basura por el 30

33 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco hecho de traer en su dorso parte de los desechos de sus presas. Los especímenes adultos de los depredadores se conservan en seco montados con alfileres entomológicos, mientras que las arañas se conservan en alcohol al 70%. Preparación de hembras adultas para su observación en microscopio Cuando se recolectan muestras vegetales con infestaciones de piojos harinosos, se coloca una muestra en un frasco con alcohol al 70% para realizar montajes de hembras. En el laboratorio se separaran los ejemplares más grandes y corpulentos, considerando que éstos serán las hembras adultas que presentan características útiles para su identificación específica. El primer paso consiste en quitarles las vísceras y grasa a los ejemplares seleccionados, para lo cual se realiza una pequeña incisión en el costado, con la punta de una jeringa hipodérmica de insulina o con un alfiler. Después, con una pequeña espátula se aplasta el cuerpo de la hembra en forma dorso ventral, tratando de que el contenido corporal salga por la incisión realizada. Esta acción se realiza con delicadeza para no romper la cutícula del insecto. Posteriormente se colocan las hembras en hidróxido de potasio KOH al 10% (actualmente se vende el KOH en hojuelas por lo que es necesario pesar 10 gr y disolverlo en 100 ml de agua). Si se desea que el proceso se acelere, se calienta la solución a 80 "C, sumergiendo los ejemplares por 10 minutos. En cambio si se considera el proceso lento se colocan las hembras por 24 horas en la solución sin calentar, hasta que se tornen translúcidas. Después es necesario colocar las hembras en fucsina ácida o cualquier colorante para resaltar las estructuras.

34 Se pueden agregar dos gotas de ácido acético glacial para neutralizar el KOH ya que, si no se neutraliza, la preparación puede tornarse negra. Después de 5 minutos en el ácido acético glacial los ejemplares se transfieren en alcohol al 70%. Antes de montar los ejemplares éstos se deben colocar en un agente clarificador como el aceite de clavo, por lo menos durante 10 minutos. Para el montaje de los ejemplares, se coloca en portaobjetos una pequeña gota de aceite de clavo y sobre ella se colocan las hembras procesadas, eliminando el exceso de aceite hasta que estén casi secos. Después se coloca una gota de medio de montaje (Bálsamo de Canadá o Euparal) y se coloca un cubreobjetos que se sella con esmalte de uñas transparente (Hodges y Hodges, 2005; Sermeño y Alcides, 2000). Si no se cuenta con medio de montaje, se pueden incluir los ejemplares clarificados en una pequeña gota de glicerina; para esto, los portaobjetos deben prepararse poniéndoles un círculo de cera y en el interior se coloca la gota de glicerina donde se embeben los ejemplares sumergiéndolos con una pequeña aguja de disección. Posteriormente se coloca el cubreobjetos y enseguida con calor se disuelve el círculo de cera, sellando los márgenes con esmalte de uñas transparentes. Todas las laminillas preparadas deben etiquetarse con la fecha, lugar de colecta, hospedero y un número progresivo para referencia. Existen pequeñas variaciones al procedimiento descrito, (Hodges y Hodges, 2005; Sermeño y Alcides, 2000). En la página de lnternet de la Universidad de Florida dedicada a la CRH se muestra un video mostrando el procedimiento descrito.

35 Preparación de machos para la observación en microscopio Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Los machos se pueden obtener de dos maneras. La primera es a través de muestras de plantas con infestaciones de piojos harinosos, en cuyo caso es necesario que las muestras se procesen para matar a la población de la plaga y evitar su dispersión a áreas libres. Lo anterior se logra colocando la muestra en un frasco de 100 ml con doble tapa de tela de organza para evitar la salida de los caminadores. Los frascos se colocan en una hielera de nieve seca con Stikem@ en sus bordes para evitar que los caminadores escapen por un mal manejo. Los frascos se dejan en reposo por un periodo de 15 a 30 días para que en caso de existir caminadores éstos mueran de inanición, mientras que el periodo corto, es si se desea colectar momias de ninfas para observar la emergencia de parasitoides. En caso de muestras con poblaciones muy activas, se asperja alcohol al interior de la hielera y10 se puede agregar ya sea una tira de insecticida que gasifique (como Vaportape@ de Bioquip que contiene Vapona y es utilizada en las trampas para descortezadores (Sánchez-Martínez et al., 2007) o como el collar antípulgas de perros que se comercializa en las farmacias Veterinarias), una pastilla de fosfuro de aluminio (utilizada para fumigar granos almacenados) o un frasco con cianuro de potasio y después se cierra la hielera, se deja por dos días y se ventila. Una vez hecho lo anterior, las muestras se revisan bajo microscopio de disección buscando las pequeñas mosquitas rojizas con los filamentos blanquecinos en el abdomen. Los machos son recolectados con la ayuda de la punta de una aguja

36 de disección o jeringa hipodérmica de insulina; posteriormente, se colocan en un pequeño vial con alcohol al 70%, anotando los datos de la colecta de la muestra. Debido al tamaño del insecto y a que se encuentra deshidratado, flotará en la superficie de la solución, por lo tanto es necesario tener precaución de no derramarlos ya que se podrían perder. La segunda forma de obtener machos de la CRH es mediante el uso de trampas cebadas con feromona (muestre0 indirecto). En este caso los insectos atraídos se adhieren a una tarjeta o a la misma trampa mediante Stikema o un adhesivo que no se seca, por lo cual es necesario despegarlos con una gota de gasolina blanca aplicada directamente sobre el ejemplar. En caso de tener una cubierta protectora plástica es necesario quitarla antes de aplicar el solvente. La gasolina debe dejarse actuar por 5 minutos. Los machos se separan con la punta de una aguja de disección. En caso de que se dificulte la separación y que todavía se encuentre pegajoso, es necesario aplicar otra gota de gasolina. Los especímenes colectados se transfieren a viales con alcohol al 70%, debidamente etiquetados. Los especímenes obtenidos de las dos maneras se trasladan a KOH al 10% (10.0 gr de hojuelas disuelto en 100 ml de agua) donde permanecen durante 24 hr. Después se trasladan a agua con safranina para su coloración. Pposteriormente se montan en un portaobjeto con glicerina (este último paso se puede realizar de la manera descrita para el montaje de hembras en portaobjetos) y se identifican en microscopio compuesto de acuerdo a las características distintivas de la cápsula genital (Hodges, 2005).

37 Muestreo indirecto de la CRH Determinación, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Para determinar la presencia de la CRH en una área determinada el método más usado es la revisión de las plantas en búsqueda de piojos harinosos que presenten las características distintivas de la plaga (Ojeda 2004b; Meyerdirk et al., 2003); sin embargo, estas identificaciones son tentativas, ya que la determinación positiva se logra sólo con la revisión de especímenes montados en portaobjetos y revisados en microscopio por un especialista (Hodges y Hodges, 2005); además, con este método la toma de muestras se realiza hasta cuando el problema es muy evidente o las infestaciones son altas. Otro método consiste en la utilización de hembras vírgenes para la atracción de los machos, (Meyerdirk et al., 2003), pero tiene varios inconvenientes; por un lado, no es práctico a escala regional y por otro, es dificil obtener hembras vírgenes. Otras implicaciones en el uso de la técnica de atracción de machos por hembras vírgenes, son el corto periodo de vida de las hembras, el temor de incrementar las poblaciones de la plaga por el mal manejo de las trampas y la improcedencia de este método en zonas libres de la plaga colindantes con las zonas infestadas. Recientemente, (Zhang et al., 2004b) identificaron, aislaron y sintetizaron la feromona de atracción de machos de la CRH, la cual presenta dos componentes: (R)-lavandulil (S)-2- metilbutanoato y (R)- maconellil (S)-2- metilbutanoato (Zhang y Nie 2005 y Zhang et al., 2004b) en proporción 1 :5. Esta feromona tiene una alta especificidad y una duración en campo de hasta 6 meses, logrando atraer machos hasta una distancia de 100 m (Roda, 2005; Zhang et al., 2004a).

38 Esta feromona fue evaluada, por los autores del presente, bajo las condiciones de Valle de Banderas en cuatro hospederos regionales (parota, mango, guanábana y teca), resultando altamente específica y efectiva, ya que durante el periodo de colecta la cantidad de machos en las trampas cebadas con feromona fue significativamente superior al testigo (Cuadro 1) (González et al., 2007). Cuadro 1. Capturas totales de machos en trampas Delta cebadas con lavandulil y maconellil (1:5) en diferentes localidades en Valle de Banderas durante S.#b,:&a L Tipo de ~ e~etaciófl - Tectona grandis 15,363* 1,227 Enterolobium cyclocarpum Anona muricata Mangifera indica Media 12,646.3 a 1,010.0 b * Suma de capturas promedio de dos trampas. El patrón de capturas de machos (Figura 9) en teca y mango fue muy similar con pocos especímenes al inicio e incrementándose progresivamente hasta alcanzar su máximo en junio y julio para después caer drásticamente. En guanábana se presentaron dos picos uno al inicio en febrero y marzo y otro en mayo y junio, un poco más temprano que los de teca y mango. Las capturas en parota, mostraron un patrón diferente ya que el máximo de capturas se ubicó a principios de mayo y no decayó drásticamente como en el resto de las localidades. Se considera que en parota se observa el reflejo de una población normal

39 Deferminacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibísco mientras que la caída drástica en los otros sitios pudo ser el reflejo del temporal de lluvias (González et al., 2007). Lo anterior es importante ya que nos indica que la población de la CRH puede estar presente todo el año y tendrá diferente comportamiento en una zona debido principalmente a la presencia de los hospederos y éstos deben ser considerados para su manejo y monitoreo. +Parota +Guanábana +Mango -e- Teca Fecha Figura 9. Capturas de machos de la Cochinilla Rosada del Hibisco (Maconellicoccus hirsutus) en trampas Delta con feromona (maconellil y lavandulil proporción 15) en diferentes hospederos en Valle de Banderas durante La feromona es útil para poder delimitar la dispersión de la CRH, así como también para detectar la presencia de la plaga en áreas libres, aledañas a zonas infestadas, donde todavía no se presentan signos visuales del ataque de la plaga (González et al., 2007).

40 Un ejemplo de esta forma de utilización de la feromona se observó durante el monitoreo de la dispersión de la CRH en la ruta de Nayarit - Acaponeta, Nayarit en 2007, cuando se detectaron más de 1,000 especímenes en 48 hr en una trampa delta colo cada cercana a una huerta de teca (Figura 10) y al inspeccionar la plantación intensivamente no se encontró infestación. Figura 10. Plantación de teca (Abajo) sin presencia de inmaduros de CRH pero con altas capturas de machos de la CRH en trampas delta provenientes de una fuente externa de guaje blanco (Arriba) ubicada a 150 m. Al revisar en la orilla de la carretera se encontraron rebrotes de plantas afectados, que por su tamaño no pudieron producir la cantidad de machos capturados; al seguir revisando, se detectó la probable fuente a 150 m de la plantación de teca en una planta de 12 m de guaje blanco con una fuerte infestación de la CRH.

41 Determinacibn, Monitoreo y Control de la Cochinilla Rosada del Hibisco Otro uso de la feromona es para determinar si las estrategias de manejo aplicadas contra la CRH están siendo efectivas. Con este objetivo los autores del presente realizaron un monitoreo de la CRH en Valle de Banderas considerando una rejilla conformada por cuadrantes cada 2.0 km durante marzo de 2007 (Figura 11 ). Figura 11. Estatus de la CRH con base al trampeo de machos, con feromona, en Valle de Banderas (Imagen de fondo: Google Earth, 2008). Se observa que la CRH en el área inicialmente infestada se encuentra ampliamente distribuida, pero su densidad es baja a nivel general, sólo presentándose focos aislados, y con mayor incidencia hacia parte de Bahía de Banderas, Nayarit. Se puede utilizar la feromona para determinar donde ubicar los puntos de verificación interna (PVI) para contener la dispersión de la CRH. Tal podría ser el caso de la infestación en Cihuatlán en