INFECCIÓN PULMONAR POR MYCOBACTERIUM SIMIAE. CASO 586

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1 INFECCIÓN PULMONAR POR MYCOBACTERIUM SIMIAE. CASO 586 Hombre de 77 años, exfumador, sin alergias conocidas ni factores de riesgo cardiovascular u otros datos de interés. Su padre padeció una pleuritis tuberculosa en su infancia pero no se administró tratamiento a ningún otro miembro familiar. En 2002 se le detectaron, en examen radiológico de tórax rutinario, lesiones en ambos lóbulos superiores sugestivas de tuberculosis residual, aunque nunca fue tratado. En diciembre de 2012 acude a consulta médica por presentar discreta anorexia y pérdida ponderal, disnea, tos y expectoración escasamente productiva. Se le realizó una radiografía de tórax que evidenció empeoramiento radiológico, con extensión de las lesiones y algunos focos exudativos en lóbulos inferiores. En la exploración se observó al paciente delgado, sin adenopatías periféricas, y en la auscultación pulmonar se apreció un murmullo vesicular conservado con algún roncus aislado. La analítica, incluyendo las determinaciones de VIH y marcadores de hepatitis B y C, no mostró hallazgos de interés. La prueba de Mantoux fue negativa. En la tomografía axial computarizada (TAC) torácica se constataron focos exudativos, algunos cavitados, de predominio en lóbulos superiores, compatibles con tuberculosis activa con diseminación broncógena, por lo que se realizó estudio microbiológico de esputo y fibrobroncoscopia. El broncoaspirado no mostró hallazgos directos macroscópicos, pero la citología evidenció inflamación mixta de predominio crónico sin evidencia de malignidad. En la tinción de ZiehlNeelsen se observaron bacilos ácido alcohol resistentes/línea. Se inició tratamiento antituberculoso estándar con rifampicina, isoniazida, pirazinamida y etambutol, que hubo de retirarse un mes después por hepatitis tóxica, en relación probablemente con isoniazida, con transaminasas en torno a UI/L y bilirrubina total de 4 mg/dl. En el cultivo del broncoaspirado y de esputos se aisló una micobacteria atípica de crecimiento lento no identificada a nivel de especie. No se detectaron otros posibles patógenos. Se prescribió de nuevo tratamiento antituberculoso, tras normalización enzimática y en espera de la tipificación de la micobacteria, con rifampicina, etambutol, estreptomicina y moxifloxacino. En marzo de 2013 los cultivos de las muestras de esputo seguían siendo positivos para una micobacteria no tuberculosa de crecimiento lento que se identificó presuntivamente por métodos convencionales, de acuerdo con la fotocromogenicidad positiva y pruebas bioquímicas (crecimiento a 45ºC negativa, niacina positiva, catalasa positiva, arilsulfatasa negativa, nitratos negativa, ureasa positiva y Tween 80 negativa). La identificación se confirmó por espectrometría de masas (MALDI-TOF) y análisis del polimorfismo de los fragmentos de restricción del gen hsp65 (PRA) mediante PCR-RFLP. En el estudio de sensibilidad a antituberculosos de primera línea (rifampicina, isoniazida, etambutol, estreptomicina y pirazinamida) mediante la técnica MGIT 960 (Becton Dickinson Diagnostic Systems, USA) se detectó resistencia a todos ellos. La sensibilidad a antimicrobianos de segunda línea por microdilución en medio líquido, siguiendo las recomendaciones del Clinical Laboratory Standards Institute (CLSI), demostró resistencia a claritromicina, ciprofloxacino, levofloxacino, moxifloxacino, amicacina, cotrimoxazol y tigeciclina, y sensibilidad a linezolid (CMI = 0,50 mg/l). Ante el hallazgo microbiológico se decidió cambiar el tratamiento a rifampicina (600 mg/24 h), etambutol (1.200 mg/24 h) y claritromicina (500 mg/12 h), a pesar de los discordantes resultados del estudio de sensibilidad. Tres meses después, el paciente se encontraba clínicamente bien, con ganancia ponderal, discreta mejoría de los infiltrados y cultivos microbiológicos negativos. Seis meses después, el paciente permanece asintomático y mantiene negativos los cultivos microbiológicos.

2 Figura 1. Lesiones pulmonares en un caso de infección pulmonar por Mycobacterium simiae. Cuál sería el agente etiológico del caso que describimos? Por las características del caso se trata, sin duda, de Mycobacterium simiae. Es la única especie entre las micobacterias no tuberculosas de crecimiento lento que puede dar positiva la prueba de la niacina. Se clasifica filogenéticamente en el mismo grupo que otras micobacterias como M. triplex, M. genavense, M. heidelbergense y M. lentiflavum. Es de crecimiento lento y origina colonias lisas, débilmente fotocromógenas después de exposición prolongada a la luz. Su temperatura óptima de crecimiento es 37ºC pero puede crecer en un rango de temperatura de 20-40ºC. Posee unas características bioquímicas específicas que la diferencian de otras micobacterias de crecimiento lento fotocromógenas, pero comparte muchas de ellas con M. asiaticum, M. intermedium, M. kansasii y, sobre todo, con M. habana que está estrechamente relacionada con el serotipo 1 de M. simiae. Por las características de cultivo y bioquímicas y por seroaglutinación, las cepas de M. simiae se pueden clasificar en dos subespecies: las del serotipo 1 producen ureasa pero son variables en la producción de nicotinamidasa y pirazinamidasa, mientras que las del serotipo 2 solamente producen ureasa. Cuáles son las características epidemiológicas de esta especie? M. simiae fue descrita en 1965 como una nueva micobacteria aislada de monos salvajes de las especies Macacus rhesus y Cercopithecus ethiops, importados a Hungría desde India. Posteriormente, en los años 80 se describieron los primeros aislamientos de infecciones en humanos. En un principio se localizó en tres áreas geográficas principales: Israel, Cuba y el suroeste de los Estados Unidos, principalmente Texas, Arizona y Nuevo Méjico. Sin embargo, con el transcurso de los años se ha descrito en varios países del mundo incluida España.

3 M. simiae se encuentra en el ambiente y se ha aislado a partir de animales domésticos y salvajes y de diversas fuentes ambientales como suelo, musgo, leche, alimentos y, sobre todo, del agua, incluso del agua de consumo público en brotes de pseudoinfección nosocomial. Actualmente se considera patógeno oportunista para animales y humanos, y en los últimos años se ha registrado un incremento en la frecuencia de aislamientos clínicos. Figura 2. Colonias de Mycobacterium simiae en medio de Löwenstein-Jensen.

4 Figura 3. Aspecto de Mycobacterium simiae al microscopio con la tinción de Ziehl-Neelsen. Qué interés clínico y qué tipo de infecciones origina esta micobacteria? M. simiae se ha asociado raramente a infecciones humanas, posiblemente por su limitada patogenicidad. Su hábitat natural y el mecanismo de transmisión a animales y seres humanos no están aún claramente establecidos, se sugiere que, al igual que otras micobacterias no tuberculosas, ingresa en el organismo por inhalación de aerosoles o ingestión a partir del agua y otras fuentes ambientales. Puede colonizar el tracto respiratorio y el intestino, donde puede ser erradicado o multiplicarse, dependiendo del estado inmunitario del huésped. Aunque se ha reconocido desde hace tiempo como agente etiológico de micobacteriosis, particularmente en pacientes con factores predisponentes como tuberculosis pulmonar previa, silicosis, fibrosis quística, peritonitis en diálisis peritoneal, tratamiento con corticoides y, sobre todo, inmunodeficiencia, particularmente infección por VIH, su patogenicidad no está clara y aún existe cierta controversia. La mayoría de los casos publicados de infección involucran a pacientes inmunodeprimidos con sida o enfermedad pulmonar subyacente. Se ha descrito en infección pulmonar crónica, infección diseminada en pacientes con sida, osteomielitis, linfadenitis en la edad infantil, lesiones cutáneas y nódulos tras inyección de productos cosméticos, pielonefritis, osteomielitis, peritonitis e infección intraabdominal. La infección pulmonar es la patología más frecuente y suele ocurrir en pacientes con edad avanzada y factores pulmonares predisponentes, mientras que la infección

5 diseminada es poco común y acontece en pacientes jóvenes con sida evolucionado. Es muy difícil valorar la implicación de M. simiae en un proceso infeccioso. Se acepta que un paciente con infección por micobacterias no tuberculosas debe cumplir los siguientes criterios: sintomatología respiratoria, radiografía o tomografía axial computarizada de tórax anormales y aislamiento de la micobacteria en al menos dos muestras respiratorias recolectadas en diferentes días, o bien, que exista compromiso extrapulmonar o multiorgánico y aislamiento de la micobacteria en al menos una muestra de tejido o fluido normalmente estéril. Cómo se identifica esta especie en el laboratorio? M. simiae puede aislarse de diversas muestras clínicas: secreciones respiratorias, sangre, médula ósea, orina, heces, piel y tejidos blandos, adenopatías, hueso y líquido cefalorraquídeo. En la infección pulmonar se aísla del esputo, el lavado broncoalveolar y la biopsia pulmonar. La tinción de Ziehl-Neelsen suele ser negativa en un 80% o más de las muestras, pero la positividad se asocia significativamente con infección. En el cultivo en medio sólido de Löwenstein-Jensen tarda de 2-6 semanas en crecer, pero lo hace en menor tiempo en el medio líquido Middlebrook 7H9. En muestras sanguíneas se aísla directamente de los frascos de hemocultivo para micobacterias. La identificación de M. simiae mediante métodos convencionales puede ser muy dificultosa y conducir a una identificación errónea como M. avium-intracellulare, M. flavescens o M. scrofulaceum. La prueba de la niacina puede ser positiva en algunas cepas, lo que puede llevar a confusión con M. tuberculosis, sobre todo en las colonias de pocos días de crecimiento que aún no han pigmentado. En medio sólido crece formando colonias lisas, de color crema, amarillas tras exposición prolongada a la luz (fotocromógenas). Algunas cepas pueden crecer a 42ºC. No hidroliza el Tween 80; no produce nitratoreductasa, arilsulfatasa ni fosfatasa; produce catalasa a 68ºC, ureasa, nicotinamidasa, pirazinamidasa, alfa-esterasa y beta-esterasa. Para posibilitar la correcta identificación se ha recurrido al análisis del patrón de ácidos grasos por cromatografía en capa fina y cromatografía gas-líquido de alta resolución (HPLC) con buenos resultados, pero esta técnica no diferencia algunas especies relacionadas que presentan el mismo patrón lipídico, como son M. genavense, M. lentiflavum y M. triplex. Las técnicas de secuenciación genética son indispensables para caracterizar taxonómicamente M. simiae. La identificación por secuenciación de los genes que codifican el ARN ribosomal 16S y la proteína de shock térmico de 65 KDa (hsp65) es la recomendada; el análisis de los productos de amplificación por reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y el análisis de los fragmentos de restricción (PRA) de un segmento del gen hsp65 permite llegar a diferenciar M. simiae de otras especies relacionadas filogenéticamente. Cómo se comporta frente a los antimicrobianos? En M. simiae se ha descrito resistencia in vitro a los antituberculosos de primera línea (estreptomicina, isonazida, rifampicina, etambutol, pirazinamida) y a rifabutina y capreomicina; y algún grado de sensibilidad a etionamida, protionamida, clofazimida, cicloserina, amicacina, cotrimoxazol, claritromicina y ciprofloxacino. Hay pocos datos sobre el tratamiento efectivo de las infecciones por esta especie. Los

6 nuevos macrólidos, las fluoroquinolonas, etambutol, clofazimina y aminoglucósidos constituyen la base del tratamiento. Algunas cepas son sensibles in vitro a cotrimoxazol y linezolid, por lo que pueden utilizarse también para el tratamiento combinado, así como telitromicina, quinupristina y dalfopristina. Se han recomendado regímenes terapéuticos similares a los empleados para el complejo M. avium (claritrominica, etambutol y rifabutina), ya que el tratamiento adecuado aún está por definir. Probablemente debe modificarse de acuerdo con los resultados del estudio de sensibilidad de cada aislamiento, pero debe basarse en el empleo de claritromicina ya que la experiencia clínica ha comprobado su efectividad, nunca en monoterapia sino asociada a otros antimicrobianos como etambutol y una fluoroquinolona, sobre todo la más reciente, moxifloxacino, que parece tener actividad incluso frente a las cepas resistentes a ciprofloxacino. La eficacia del tratamiento suele ser limitada. Bibliografía Weiszfeiler JG, Karasseva V, Karczag E. Mycobacterium simiae and related mycobacteria. Rev Infect Dis. 1981; 3: Maoz C, Shitrit D, Samra Z, et al. Pulmonary Mycobacterium simiae infection: comparison with pulmonary tuberculosis. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2008; 27: Caso descrito y discutido por: Pedro García Martos, Fátima Galán Sánches y Lidia García Agudo Unidad Clínica de Gestión de Microbiología Hospital Puerta del Mar Cádiz Correo electrónico: pedromartos@hotmail.com Palabras Clave: Infección pulmonar, Mycobacterium simiae.

7 ABSCESO MUSCULAR POR CUPRIAVIDUS GILARDII EN UN ENFERMO INMUNODEPRIMIDO. CASO 585 Paciente de 36 años de edad con antecedente de trasplante renal, en tratamiento con prednisona, tacrolimus y ácido micofenólico, que sufrió un shock séptico por Streptococcus pyogenes asociado a celulitis en el muslo y cadera derechas. No refería ningún antecedente traumático. Ingresó en la UCI por fracaso multiorgánico y fue tratado con imipenem y clindamicina. Al 6º día de tratamiento se observaron dos abscesos musculares subfasciales en el muslo derecho mediante una tomografía computarizada de control. Los dos abscesos fueron drenados y se envió una muestra de cada uno de ellos para cultivo. En la tinción de Gram de ambas muestras se observaron células inflamatorias y bacilos gramnegativos finos y pequeños. En agar sangre y agar chocolate crecieron colonias grises de pequeño tamaño tras 24 horas de incubación en atmósfera de CO2. También se obtuvo crecimiento en agar MacConkey. El microorganismo dio positivas las pruebas de catalasa y oxidasa, y no fermentaba azúcares. La reducción de nitratos y las pruebas del indol y la ureasa resultaron negativas. El crecimiento a 42ºC fue positivo. La identificación no fue posible mediante la galería API 20NE (biomèrieux) ni mediante el sistema automático Vitek II (biomèrieux). El antibiograma se realizó por difusión con discos en agar Mueller-Hinton. La cepa fue sensible a cefuroxima, cefotaxima, ciprofloxacino, amikacina, cotrimoxazol y tigeciclina, y resistente a penicilina, amoxicilina/clavulánico, imipenem, meropenem, gentamicina y tobramicina. El hemocultivo fue estéril. Una vez conocido el resultado del antibiograma, se añadió ciprofloxacino al tratamiento durante 2 semanas. Tras 25 días de ingreso en UCI fue trasladado a planta, presentando buena evolución clínica. El enfermo fue dado de alta 10 días después. Cuál es el microorganismo causal? La cepa se identificó inicialmente como un bacilo gramnegativo no fermentador. Se envió al laboratorio de taxonomía del Centro Nacional de Microbiología y se identificó como Cupriavidus gilardii mediante secuenciación del 16S del rarn. La taxonomía del género Cupriavidus es compleja. Algunas especies estaban en el pasado en los géneros Ralstonia y Wautersia. Actualmente, el género Cupriavidus incluye 13 especies, pero las únicas descritas en la literatura como agentes causales de infección en humanos son C. pauculus, C. metallidurans y C. gilardii. Otras como C. basilensis y C. respiraculi se han aislado en secreciones respiratorias de enfermos con fibrosis quística pero se desconoce su significado clínico. La infección por estos microorganismos es rara, la especie más frecuente es C. pauculus (anteriormente llamada CDC Group IV c-2 o Ralstonia paucula). Los aislamientos de C. metallidurans y C. gilardii son excepcionales. C. gilardii ha recibido otros nombres en el pasado como Ralstonia gilardii y Wautersia gilardii.

8 Qué características microbiológicas tiene este microorganismo? C. gilardii es un bacilo gramnegativo de origen ambiental, no fermentador de azúcares, móvil, catalasa y oxidasa positivas. Crece en agar MacConkey, es sensible a colistina, no reduce los nitratos, el crecimiento a 42ºC es positivo y la ureasa negativa. La identificación de Cupriavidus a nivel de género y especie es difícil mediante las técnicas comerciales habituales y puede identificarse erróneamente como Pseudomonas fluorescens o Burkholderia cepacia. Suele ser necesario recurrir a técnicas de biología molecular como la secuenciación del 16S del rarn para su correcta identificación. Cuál es el significado clínico de este microorganismo? La verdadera patogenicidad de C. gilardii se desconoce. Se trata de un microorganismo ambiental que puede aislarse en plantas y en la tierra. Se comporta como un patógeno oportunista en enfermos inmunodeprimidos. El escaso número de casos descritos puede reflejar su baja patogenicidad o bien la dificultad para identificarlo correctamente. El aislamiento en sangre puede tener valor clínico, especialmente en enfermos inmunodeprimidos. C. gilardii se ha aislado en secreciones respiratorias de pacientes con fibrosis quística pero se desconoce su significado clínico. Se han descrito aislamientos en otras muestras como un forúnculo, LCR y médula ósea, pero no existe información sobre su significado clínico. En nuestro caso se valoró como patógeno porque se aisló en cultivo puro en dos muestras y ambas fueron purulentas. Además, la cepa fue resistente a imipenem y el enfermo recibió este antibiótico durante 6 días debido a una infección sistémica por S. pyogenes. Es posible que la infección fuera mixta desde el principio y que C. gilardii se seleccionara al administrar imipenem. La inmunosupresión del paciente pudo favorecer la infección. Desconocemos el origen del microorganismo pero probablemente fue ambiental. Qué tipo de infecciones producen estos microorganismos? Solamente se han descrito en la literatura dos casos de infección por C. gilardii: una sepsis de evolución mortal en un niño con anemia aplásica, y una sepsis relacionada con un catéter en un niño con leucemia linfoblástica aguda. La infección por C. metallidurans también es excepcional y solo se ha publicado un caso de bacteriemia de origen nosocomial en un enfermo con carcinoma vesical. La infección por C. pauculus resulta más frecuente. El cuadro clínico más habitual producido por C. pauculus es la bacteriemia de origen nosocomial en pacientes inmunodeprimidos o hemodializados. También se han descrito casos de neumonía asociada a ventilación mecánica, neumonía neonatal adquirida en la comunidad y peritonitis asociada a diálisis peritoneal. C. pauculus también puede causar brotes nosocomiales relacionados con agua contaminada o con sistemas de oxigenación extracorpórea contaminados. Nuestro caso tiene la particularidad de ser el primer aislamiento del género Cupriavidus procedente de un absceso y el tercer caso de infección humana por C. gilardii.

9 Cuál es el patrón de sensibilidad de estos microorganismos? Cupriavidus suele ser resistente a varios antibióticos, incluyendo ampicilina, amoxicilina/clavulánico, gentamicina y tobramicina. Todos los aislados publicados hasta la fecha han sido sensibles a ciprofloxacino. La resistencia a cotrimoxazol, piperacilina/tazobactam y cefotaxima es muy infrecuente. Una particularidad importante de estos microorganismos es que pueden ser resistentes a imipenem, como ocurrió en nuestro caso. El tratamiento más adecuado no está plenamente establecido. Se han descrito casos de bacteriemia que han evolucionado favorablemente con cefalosporinas de 3ª generación (asociadas o no a amikacina), imipenem o ciprofloxacino. Otras infecciones como peritonitis asociadas a diálisis peritoneal pueden evolucionar bien con ciprofloxacino o cotrimoxazol, pero la retirada del catéter peritoneal es frecuente. La evolución clínica de las infecciones por Cupriavidus suele ser buena pero se han descrito bacteriemias de evolución mortal, sobre todo en enfermos con patologías hematológicas. Bibliografía Wauters G, Claeys G, Verschraegen G, et al. Case of catheter sepsis with Ralstonia gilardii in a child with acute lymphoblastic leukemia. J Clin Microbiol. 2001; 39: Karafin M, Romagnoli M, Fink DL, et al. Fatal infection caused by Cupriavidus gilardii in a child with aplastic anemia. J Clin Microbiol. 2010; 48: Caso descrito y discutido por: Daniel Tena Gómez Sección de Microbiología Hospital Universitario de Guadalajara Guadalajara Correo electrónico: danielt@sescam.jccm.es Palabras Clave: Absceso, Infección piel/partes blandas, Cupriavidus gilardii.

10 FUNGEMIA POR TRICHOSPORON ASAHII. CASO 584 Hombre de 52 años que ingresa derivado de su médico de atención primaria por presentar astenia, fiebre, náuseas y vómitos ocasionales de más de un mes de evolución. A la exploración se observan lesiones máculopapulares eritematosas con superficie elevada en cara, tronco, miembros superiores e inferiores, algunas con pseudovesiculación central y otras pustulosas en región pectoral derecha. La analítica muestra alteración de algunos parámetros: hematíes 2,57 millones/μl, hematocrito 24%, hemoglobina 7,7 g/dl, leucocitos /μl con un 93% de linfoblastos, plaquetas /mm3, LDH 942 U/l, proteínas totales 5,3 g/dl y proteína C reactiva 203,87 mg/l. Los marcadores serológicos de hepatitis resultaron compatibles con portador inactivo de hepatitis B, y los del VIH fueron negativos. Se realizó punción de médula ósea que evidenció leucemia linfoide aguda y cromosoma Philadelphia positivo. Se inició tratamiento con lamivudina y, tras cinco días, quimioterapia de inducción. En el primer ciclo de quimioterapia el paciente sufrió un pico febril. Se extrajeron hemocultivos, que fueron negativos. En el segundo ciclo, de nuevo experimentó un pico febril y en los hemocultivos se aisló Enterobacter cloacae y Enterobacter aerogenes, por lo que se inició tratamiento con meropenem. En el tercer ciclo, y tras otro pico febril, se tomaron de nuevo hemocultivos. A las 24 horas de incubación se observó positividad de los mismos. La tinción de Gram mostró estructuras alargadas compatibles con elementos fúngicos (figura 1). En los subcultivos en agar sangre y medio de Sabouraud con cloranfenicol, a las 48 horas de incubación se evidenciaron colonias con aspecto levaduriforme, que se confirmaron mediante microscopía como pertenecientes a un hongo con blastoconidias y artroconidias en forma de barril (figura 2). Las colonias en medio de Sabouraud eran color crema, elevadas, con el centro blanquecino, irregulares y plegadas. En el medio CHROMagar Candida, las colonias tomaron un color azul turquesa con halo alrededor (figura 3). La identificación de la cepa se llevó a cabo mediante asimilación de compuestos de carbono por el sistema ID32C (biomérieux, Francia) y espectrometría de masas (MALDI-TOF); la determinación del genotipo mediante amplificación y secuenciación de los dominios D1/D2 y la región espaciadora interna transcrita ITS del ADN ribosómico. En el estudio de sensibilidad mediante el sistema comercial Sensititre YeastOne (Trek Diagnostics System, Reino Unido), la cepa fue sensible a anfotericina B (CMI: 0,25 mg/l), fluconazol (2 mg/l), itraconazol (0,06 mg/l), posaconazol (0,03 mg/l), voriconazol (0,016 mg/l), y resistente a caspofungina (8 mg/l), micafungina (8 mg/l) y anidulafungina (8 mg/l). A causa del hallazgo microbiológico se inició terapia antifúngica con anfotericina B, después de tomar muestras de las lesiones máculopapulares eritematosas de cara, tronco y miembros, así como de las lesiones pustulosas de la región pectoral derecha. En las lesiones máculopapulares se detectó VHS tipo 1, mientras que en las pustulosas se aisló también el hongo mencionado. El paciente evolucionó favorablemente de las lesiones y del proceso febril en 14 días.

11 Figura 1. Artroconidias observadas al microscopio tras tinción de Gram del hemocultivo positivo.

12 Figura 2. Hifas y artroconidias en forma de barril, observadas al microscopio con azul de lactofenol, compatibles con el género Trichosporon.

13 Figura 3. Colonia típica de Trichosporon asahii en el medio CHROMagar Candida. Cuál sería el hongo responsable de la fungemia en el caso descrito? De acuerdo con las características macroscópicas y microscópicas observadas, es fácil sospechar que se trata de una levadura perteneciente al género Trichosporon. La identificación se puede confirmar con el perfil de asimilación de compuestos de carbono, el perfil de proteínas obtenido mediante espectrometría de masas y, sin lugar a dudas, con el análisis de las secuencias del ARNr 26S. En este caso, el hongo se identificó como Trichosporon asahii. La fungemia por levaduras del género Trichosporon es una infección oportunista. Estos hongos pueden causar micosis superficiales y diseminadas. Se han descrito lesiones cutáneas en individuos inmunocompetentes, infecciones sistémicas en inmunodeprimidos, principalmente oncohematológicos con neutropenia profunda, y otras que incluyen neumonitis, infección del tracto urinario, otomicosis, abscesos cerebrales, meningitis, y peritonitis. T. asahii se ha implicado en infecciones sistémicas en pacientes con factores predisponentes (sonda vesical, catéteres venosos centrales, drenaje pleural y torácico, procedimientos quirúrgicos) y con enfermedades inmunosupresoras, principalmente neoplasias hematológicas. Otros factores asociados incluyen el tratamiento con fármacos inmunosupresores,

14 corticoides y antimicrobianos de amplio espectro, así como la ventilación mecánica y los trasplantes. El número de casos de fungemia por T. asahii publicados hasta la fecha es de alrededor de una veintena. Cuáles son las características microbiológicas de este hongo? El género Trichosporon se caracteriza por la formación de artroconidias unicelulares, rectangulares u ovales, blastoconidias, pseudohifas e hifas hialinas septadas. Las colonias son al principio cremosas, lisas y blanquecinas, y con el tiempo más secas, rugosas y elevadas, a veces plegadas, de color cremaamarillento. Algunas especies pueden formar apresorias, como T. ovoides. No fermentan pero sí asimilan compuestos de carbono, hidrolizan la urea y no reducen los nitratos. El género Geotrichum se diferencia de éste por no hidrolizar la urea y asimilar solamente un número limitado de compuestos de carbono. Las distintas especies de Trichosporon se diferencian por la morfología de las artroconidias, presencia de apresorias, aspecto de la colonia en el medio CHROMagar, asimilación de compuestos de carbono y sensibilidad a antifúngicos. T. asahii presenta artroconidias en forma de barril, sin apresorias, no asimila melibiosa, tolera cicloheximida y crece a 37ºC. Qué interés clínico tienen otras especies de este género de hongos? El género Trichosporon es una levadura de distribución muy ubicua: suelo, agua, restos vegetales, animales y aves. En el ser humano puede formar parte de la flora comensal de la boca, piel y uñas. El análisis genómico ha permitido clasificar dentro de este género unas 40 especies, de las que ocho se han asociado con infecciones humanas: T. asahii, T. asteroides, T. cutaneum, T. domesticum, T. inkin, T. loubieri, T. mucoides y T. ovoides. Cada especie se ha descrito en cuadros clínicos diferentes. T. asteroides ha sido implicada en infecciones diseminadas y cutáneas superficiales; T. cutaneum, denominado anteriormente T. beigelii, es el principal agente etiológico de piedra blanca, y sólo ocasionalmente se ha descrito en infección diseminada en pacientes hematológicos, peritonitis, neumonitis alérgica, meningitis y endocarditis; T. domesticum ha sido referido únicamente en neumonitis alérgica; T. inkin ha sido descrito como causante de piedra blanca en vello púbico y casos aislados de infección diseminada, endocarditis, peritonitis relacionada con catéter, sinusitis, esofagitis y absceso pulmonar; T. loubieri se ha encontrado en un paciente con leucemia y enfermedad poliquística renal; T. mucoides es responsable de infección diseminada en pacientes inmunodeprimidos, neumonitis alérgica, piedra blanca en el vello púbico y onicomicosis; T. ovoides se ha aislado particularmente en piedra blanca en cuero cabelludo, neumonitis alérgica y en un caso de infección diseminada en un paciente hematológico.

15 Cómo se comporta la especie aislada frente a los antifúngicos? Se admite que T. asahii es un patógeno emergente en pacientes inmunodeprimidos y su presencia no debe ser considerada como colonización, pues existe riesgo de infección invasora y posibilidad de resistencia a anfotericina B. En la literatura se ha referido a T. asahii relativamente resistente a anfotericina B, criterio que se ha empleado para diferenciarlo de T. ovoides, y con baja sensibilidad a equinocandinas, que prácticamente no presentan actividad contra las especies de Trichosporon. Los azoles suelen a ser activos, sobre todo voriconazol, que es el antifúngico que presenta CMI más bajas, seguido por posaconazol e itraconazol. Las CMI de fluconazol suelen ser relativamente elevadas para la mayoría de las especies de Trichosporon. El número de antifúngicos disponibles para el tratamiento de las infecciones diseminadas por Trichosporon es, pues, limitado, por lo que el pronóstico de esta infección es normalmente pobre, con un porcentaje de mortalidad próximo al 75%. Igual que sucede en otras micosis invasoras oportunistas, los factores relacionados con el huésped son importantes para la evolución favorable de la infección. Bibliografía De Hoog GS, Guarro J, Gené J, et al. Atlas of clinical fungi, electronic version 3.1. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands, and the Rovira i Virgili University, Reus, Spain. Rodrigues Gda S, de Faria RR, Guazzelli LS, et al. Infección nosocomial por Trichosporon asahii: revisión clínica de 22 casos. Rev Iberoam Micol. 2006; 23: Caso descrito y discutido por: Lidia García Agudo, Ana García Tapia y Pedro García Martos Servicio de Microbiología Hospital Universitario Puerta del Mar Cádiz Correo electrónico: lidiagarciaagudo@gmail.com Palabras Clave: Fungemia, Trichosporon asahii.

16 INFECCIÓN URINARIA POR ENTEROBACTERIAS PORTADORAS DE BETALACTAMASA AMPC PLASMÍDICA INDUCIBLE. CASO 583 Paciente de 87 años, con antecedentes de fibrilación auricular, hipertensión arterial, cardiopatía hipertensiva y diabetes mellitus tipo 2. En los últimos meses ha presentado un importante deterioro funcional con múltiples ingresos por edema agudo de pulmón. Acude a urgencias por presentar fiebre, tos, disnea de reposo y ortopnea. Además presenta desde hace una semana edemas bimaleolares. Con el diagnóstico de insuficiencia cardiaca descompensada e infección de vías respiratorias se inicia tratamiento antibiótico (amoxicilina-ácido clavulánico) y depletivo. Ingresa en geriatría para su control evolutivo. Durante su ingreso, presenta repetidos cuadros compatibles con edema agudo de pulmón, precisando varios ajustes de la pauta terapéutica de los diuréticos y de varios sondajes urinarios siendo al final portadora de sonda permanente. Debido a la presencia de molestias urinarias y fiebre se realiza estudio del sedimento de orina, observándose más de 25 leucocitos por campo. En el cultivo de la orina se aíslan Escherichia coli y Klebsiella oxytoca que presentan el antibiograma por disco difusión de la imagen (figura 1). En función del antibiograma, se inicia tratamiento con ciprofloxacino que se mantiene durante 10 días. Al tratarse de bacterias multirresistentes, la paciente es aislada. Se repite el cultivo 19 días después aislándose Klebsiella pneumoniae con un patrón de sensibilidad a beta-lactámicos similar al de las enterobacterias anteriormente aisladas (figura 1) pero resistente a ciprofloxacino. Además, también se le aisló en la misma muestra de orina Enterococcus faecalis sensible a ampicilina y vancomicina pero resistente a levofloxacino. Se trata con imipenem, retirándose el sondaje vesical y tras estabilizar a la paciente se le da el alta. Figura 1. Antibiograma de: A) Escherichia coli; B) Klebsiella oxytoca; y C) Klebsiella pneumoniae.

17 1: Antagonismo. 2: Salto de colonias AMC: amoxicilina-ácido clavulánico; AMP: ampicilina; AZT: aztreonam; CAZ: ceftazidima; CFT: cefalotina; CTX: cefotaxima; CXM: cefuroxima; ETP: ertapenem; FEP: cefepima; FOX: cefoxitina; IMP: imipenem; PIP: piperacilina; PTZ: piperacilina-tazobactam. Qué mecanismo de resistencia a beta-lactámicos es compatible con el patrón de resistencia observado en la figura 1? En el antibiograma se observa que los aislados son resistentes a aminopenicilinas, ureidopenicilinas, a la asociación amoxicilina-ácido clavulánico, a cefalosporinas de primera (cefalotina) y segunda (cefuroxima) generación, incluidas las cefamicinas (cefoxitina). Las cefalosporinas de tercera generación (cefotaxima y ceftazidima) y monobactámicos (aztreonam) presentan una sensibilidad reducida respecto a una cepa salvaje. Las cefalosporinas de cuarta generación (cefepima) y los carbapenémicos se mantienen activos. Este patrón es compatible con la presencia de beta-lactamasas de clase molecular C (AmpC) de Ambler (grupo 1 de la clasificación de Bush-Jacoby-Medeiros). Además, observamos un fenómeno de antagonismo (inducción) entre la asociación amoxicilina-ácido clavulánico y las cefalosporinas de tercera generación y/o aztreonam. Este patrón sería esperable en Enterobacter spp., Citrobacter freundii, Morganella morganii, Serratia marcescens y Pseudomonas aeruginosa, dado que todos ellos son portadores de una beta-lactamasa inducible de clase C. Estos microorganismos pueden pasar a expresar gran cantidad de su beta-lactamasa (fenómeno que se llama desrepresión), confiriéndoles un patrón de resistencia similar al observado en el caso que nos ocupa, pero afectando además a las cefalosporinas de tercera generación y los monobactámicos. Por su parte, E. coli es también portadora de una AmpC cromosómica pero su expresión no es inducible sino que es constitutiva y a un nivel bajo de tal manera que no confiere resistencia a beta-lactámicos. En algunas situaciones también puede pasar a expresar gran cantidad de su beta-lactamasa (fenómeno denominado hiperproducción), observándose un patrón de resistencia similar a los anteriores (dependiendo del nivel de expresión), pero sin inducción. K. oxytoca y K. pneumoniae son portadoras de beta-lactamasas cromosómicas de clase A sensibles a la acción del ácido clavulánico y que no afectan a las cefamicinas incluso si su expresión está elevada. Por lo tanto, dado que las cepas de Klebsiella y E. coli de la paciente presentan un patrón compatible con una AmpC inducible y ninguna de estas especies es portadora de forma natural de este tipo de enzimas, parece evidente que las tres cepas han adquirido un plásmido u otro elemento genético móvil portador de una beta-lactamasa de clase C inducible. De las diferentes AmpC plasmídicas inducibles descritas hasta el momento (DHA-1,-2, CMY-13, CFE-1 y ACT-1), sin duda la más frecuente es la DHA-1.

18 Qué técnicas podemos utilizar para detectar y confirmar el mecanismo de resistencia implicado? Existen diferentes técnicas publicadas basadas en los patrones de sensibilidad a determinados betalactámicos y al efecto inhibitorio de determinadas sustancias (cloxacilina o ácido fenil-borónico). La detección de AmpC plasmídicas es sencilla en aislados que no tienen una AmpC cromosómica natural (Kebsiella spp., Salmonella enterica, Proteus mirabilis). La presencia de AmpC plasmídica debe sospecharse cuando estos aislados presenten un patrón de resistencia a beta-lactámicos diferente al de su respectivo fenotipo salvaje o de resistencia natural y similar al de este caso. Los marcadores de mayor utilidad son la sensibilidad intermedia o resistencia a amoxicilina-ácido clavulánico, y a alguna de las cefalosporinas de tercera generación, en ausencia de sinergia entre estas cefalosporinas y el ácido clavulánico (que indicaría la presencia de una beta-lactamasa de espectro extendido [BLEE]; aunque esto no excluye del todo la posibilidad de una AmpC). Un marcador fenotípico muy utilizado para diferenciar la producción de AmpC de la de BLEE es la cefoxitina. Los aislados con fenotipo AmpC son generalmente resistentes a cefoxitina (salvo algunas excepciones como las cepas que presentan una AmpC de tipo ACC), mientras que los aislados productores de BLEE suelen ser sensibles, excepto cuando se produce la pérdida o una disminución de la permeabilidad celular. Los métodos fenotípicos más sencillos, eficaces y económicos son el método de sinergia de doble disco (usando discos de cloxacilina o ácido fenil-borónico y discos de cefotaxima y ceftazidima) y el método de discos combinados con inhibidores (figura 2). Existen otros métodos fenotípicos bastante sensibles pero más caros que los anteriores (agar suplementado con cefoxitina, E-test de cefotetán/cefotetán + cloxacilina). En el caso concreto de E. coli, la utilización del método de inducción de AmpC (observando antagonismo entre amoxicilina-ácido clavulánico o cefoxitina y cefalosporinas de tercera generación o monobactámicos) puede resultar útil en la detección de AmpC plasmídica puesto que un resultado positivo solo es posible si media la adquisición de una AmpC plasmídica inducible y descarta sin lugar a dudas la hiperproducción de la AmpC cromosómica, dado que ésta no es inducible. Por otro lado, se ha observado que los aislados productores de AmpC plasmídicas suelen presentar colonias dispersas por el borde de los halos de inhibición de cefoxitina, cefotaxima, ceftazidima y aztreonam. Si bien el Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) no propone ninguna metodología concreta, el European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST) propone como criterios fenotípicos para el cribado de la producción de AmpC plasmídica (en E. coli, K. pneumoniae, P. mirabilis, S. enterica, Shigella spp.) una CMI a cefoxitina superior a 8 mg/l combinado con ceftazidima y/o cefotaxima con CMI superior a 1 mg/l. Se propone estudiar la sinergia con cloxacilina o ácido borónico a los aislados con estas características. Se debe tener en cuenta que esta estrategia no detectará ACC-1, dado que ésta no hidroliza cefoxitina.

19 Figura 2. A: método de sinergia de doble disco. Discos de cloxacilina (CLO) y ácido fenil-borónico (BOR) y discos de cefotaxima (CTX) y ceftazidima (CAZ). B: método de discos combinados con inhibidores. Discos de cefotaxima (CTX) y ceftazidima (CAZ) sin y con cloxacilina (CTXCX y CAZCX respectivamente). Por qué encontramos el mismo patrón de resistencia en diferentes enterobacterias aisladas del mismo paciente? Las beta-lactamasas AmpC derivan de genes cromosómicos específicos de determinadas especies. Así las AmpC del grupo denominado CIT derivan de la AmpC cromosómica de C. freundii, las del grupo DHA de M. morganii, las ACC de Hafnia alvei, las FOX de Aeromonas media, las MOX presumiblemente de Aeromonas caviae, y las EBC, ACT y MIR de Enterobacter cloacae y/o Enterobacter asburiae. Los genes blaampc que codifican las beta-lactamasas cromosómicas de las especies mencionadas han pasado del cromosoma a diferentes elementos móviles como son los plásmidos, probablemente a través de diferentes secuencias de inserción (ISEcp1, ISCR1 o IS26). El hecho de que estas enzimas se encuentren en plásmidos, muchos de ellos conjugativos (con capacidad de pasar de forma autónoma de una célula bacteriana a otra), ha permitido que difundan entre diferentes especies bacterianas. Es por ello que no es infrecuente que estos fenómenos de transferencia de plásmidos (conjugación) entre bacterias tengan lugar in vivo en algunos pacientes. En el caso presentado, se han detectado tres especies bacterianas portadoras de plásmidos con la misma AmpC. Es de destacar que si bien estas AmpC plasmídicas pueden derivar de genes blaampc cromosómicos cuya expresión es inducible, al transferirse a los plásmidos generalmente lo hace sin los genes reguladores y por lo tanto pasan a expresarse de forma constitutiva. Una excepción es el caso de los plásmidos que vehiculan la beta-lactamasa DHA originaria de M. morganii. En este caso el fragmento genético

20 movilizado lleva consigo, también, el gen regulador y es por eso que se expresa de forma inducible. En las bacterias que adquieren el plásmido portador de esta AmpC la resistencia a las cefalosporinas de tercera generación no suele ser elevada. Qué actitud se debe tomar ante pacientes con infección por enterobacterias con estos patrones de resistencia? En enterobacterias portadoras de AmpC natural o adquirida, los valores de sensibilidad obtenidos in vitro deben informarse según conste en las tablas correspondientes del organismo usado (EUCAST, CLSI, otro). En estos casos es aconsejable recomendar el uso de antimicrobianos alternativos a las cefalosporinas de tercera generación, aunque no existen criterios unificados ni consensuados sobre esta recomendación. En el caso que sean sensibles a todas las cefalosporinas, se aconseja informar, particularmente en enterobacterias portadoras de AmpC cromosómica, la posibilidad de que si se trata al paciente con cefalosporinas de tercera generación se seleccionen mutantes AmpC establemente desreprimidos y por consiguiente haya fracaso terapéutico. Bibliografía Navarro F, Calvo J, Cantón R, Fernández-Cuenca F, Mirelis B. Detección fenotípica de mecanismos de resistencia en gramnegativos. En: Cantón R, Cercenado E, editores. Procedimientos en microbiología clínica. Recomendaciones de la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica; 2a Edición (38), Disponible en: Seral C, Gude MJ, Castillo FJ. Emergencia de β-lactamasas AmpC plasmídicas (pampc o cefamicinasas): origen, importancia, detección y alternativas terapéuticas. Rev Esp Quimioter. 2012; 25: Caso descrito y discutido por: Ferran Navarro Servicio de Microbiología Hospital de la Santa Creu i Sant Pau. Instituto de Investigación Biomédica Sant Pau (IIB Sant Pau). Barcelona Universitat Autònoma de Barcelona, Bellaterra (Cerdanyola del Vallès) Correo electrónico: fnavarror@santpau.cat

21 Palabras Clave: Resistencia a antibióticos, Infección urinaria, Klebsiella pneumoniae, Klebsiella oxytoca, Escherichia coli. BACTERIEMIA FULMINANTE ASOCIADA A BURKHOLDERIA CEPACIA. CASO 582 Paciente varón de 68 años de edad que es ingresado por el servicio de guardia a nuestra institución por presentar dolor precordial esporádico. En sus antecedentes consta la presencia de diabetes tipo 2, hipertensión arterial, sedentarismo, obesidad y personalidad tipo A. Con diagnóstico de ángor de reciente evolución se decide su ingreso en la unidad de cuidados intensivos (UCI) para su diagnóstico y tratamiento. Al ingreso a esta unidad se encuentra hemodinámicamente estable sin ángor ni disnea ni signos de isquemia aguda. Se decide realizar una coronariografía que demuestra una enfermedad en tres vasos con obstrucción severa de las arterias descendente anterior y primera diagonal, arteria circunfleja y arteria coronaria derecha. A raíz de este hallazgo se realiza durante el quinto día de su ingreso una angioplastia transluminal coronaria de arteria descendente anterior y rama diagonal con colocación de stents farmacológicos con resultado favorable. Reingresa nuevamente a UCI en asistencia respiratoria mecánica (ARM) y cuatro días más tarde comienza a presentar abundantes secreciones respiratorias y rales gruesos móviles en ambas campos pulmonares. Con el diagnóstico de neumonía intrahospitalaria asociada a ARM se decide tomar muestras para cultivo (hemocultivos, cultivo de punta de catéter, urocultivo) y comenzar terapia antibiótica empírica con ciprofloxacino, 400 mg/12 h, y cefotaxima, 1 g/6 h, hasta obtener los resultados microbiológicos. A las 15 y 18 h posteriores se positivizaron los frascos de hemocultivos incubados en el sistema Bactec. Se realizó tinción de Gram observándose bacilos gramnegativos. Se subcultivó en agar sangre Columbia y en agar Levine. A las 24 h se obtuvieron colonias no hemolíticas y oxidasa positiva. Se realizaron pruebas bioquímicas y luego de la incubación se obtuvieron los siguientes resultados: DNasa negativa, ONPG negativa, LDC negativa y esculina negativa. Se realizó también antibiograma por difusión con el siguiente resultado: sensible a cefepima, ceftazidima, imipenem, meropenem, piperacilina-tazobactam, ciprofloxacino y piperacilina; resistente a amicacina, aztreonam, gentamicina y colistina.

22 Se realizó también la identificación mediante el sistema API 20NE que indicó Burkholderia cepacia con un porcentaje de identificación del 97,1. La muestra de orina y la punta de catéter arrojaron un resultado negativo. Dos días mas tarde el paciente presenta picos de 38,8ºC de temperatura por lo que se decide cambiar el esquema antibiótico a vancomicina, 1 g/12 h, e imipenem, 500 mg/8 h, y tomar hemocultivos en los que se aísla nuevamente B. cepacia con el mismo antibiotipo. Al día siguiente, en su noveno día de ARM, presenta acidosis metabólica, hiperglucemia persistente e hipotensión que no responde a altas dosis de inotrópicos. Se cambia el tratamiento antibiótico a piperacilina/tazobactam, 18 g/24 h. El paciente fallece ese día. Figura 1. Tinción de Gram de muestra de hemocultivo en la que se observan bacilos gramnegativos pertenecientes al género Burkholderia. Cuáles son las resistencias naturales, qué antibióticos debemos probar en el laboratorio y cuáles utilizar en el tratamiento de

23 infecciones causadas por cepacia? B. cepacia presenta resistencia natural o intrínseca a los antibióticos aminoglucósidos (AG) debido a la presencia de enzimas modificadoras de AG además de la impermeabilidad a este grupo de agentes. Tiene resistencia natural a antibióticos polipeptídicos (colistina), característica muy útil como criterio de identificación. Con frecuencia es resistente a antibióticos beta-lactámicos por beta-lactamasas cromosómicas inducibles y/o por alteraciones en las proteínas fijadoras de penicilina (PBP). Bombas de expulsión pueden mediar resistencia a fluoroquinolonas y trimetoprim. Debemos ensayar e informar los siguientes antibióticos por el método de difusión o dilución: ceftacidima, meropenem, minociclina y trimetoprim/sulfametoxazol. Los tratamientos más utilizados asocian meropenem y amicacina, cloranfenicol y minociclina, cloranfenicol y ceftacidima, meropenem y minociclina, y meropenem y una fluoroquinolona. También existen pautas de tres antibióticos, entre ellas una con beta-lactámico, fluroroquinolona y rifampicina. Cómo se clasifica actualmente cepacia? B. cepacia es un bacilo gramnegativo, descrito por Burkholder en 1950 como patógeno de plantas y causante de la podredumbre blanda de la cebolla y que es saprofito en muestras ambientales. Originalmente se llamó Pseudomonas cepacia y en 1992 se consideró que pertenecía al género Burkholderia en base a estudios taxonómicos. Actualmente se ha comprobado que los organismos identificados como B. cepacia forman un grupo muy heterogéneo de especies fenotípicamente similares (complejo B. cepacia = CBC). Existen al menos 9 variedades genómicas dentro del complejo: B. cepacia (variedad genómica I), Burkholderia multivorans (variedad genómica II), Burkholderia cenocepacia (variedad genómica III), Burkholderia stabilis (variedad genómica IV), Burkholderia vietnamiensis (variedad genómica V), Burkholderia dolosa (variedad genómica VI), Burkholderia ambifaria (variedad genómica VII), Burkholderia anthina (variedad genómica VIII) y Burkholderia pyrrocina (variedad genómica IX), y otras 15 especies dentro del género Burkholderia. La variedad genómica I es un patógeno de plantas y contiene la especie tipo. Estas especies se encuentran estrechamente relacionadas tanto en términos genéticos como fenotípicos, de modo que resulta difícil diferenciarlas. La identificación definitiva se debe realizar por técnicas de biología molecular. Si bien todas las especies del CBC han sido aisladas de muestras clínicas, B. multivorans y B. cenocepacia son las de mayor incidencia a nivel mundial y dan cuenta de la mayoría de los episodios de diseminación epidémica en pacientes con fibrosis quística (FQ) y sin ella. Algunos estudios recientes revelan que en la Argentina existe una epidemiología local particular, con alta prevalencia de B. contaminans.

24 Cuál es la implicancia clínica de este complejo? B. cepacia apareció hace más de 25 años como un importante patógeno oportunista en pacientes con FQ y neutropénicos. La infección pulmonar producida por estas bacterias es con frecuencia crónica, difícil de tratar con antimicrobianos debido a su multirresistencia, y se asocia en algunos pacientes con alta morbilidad y mortalidad. En ellos, B. cepacia se ha asociado con lo que se ha denominado síndrome cepacia que se caracteriza por fiebre alta, bacteriemia, bronconeumonía, deterioro pulmonar rápido y muerte en más del 62% de los pacientes. Sin embargo, otros pacientes pueden presentar infección o colonización intermitente o transitoria. En los pacientes neutropénicos puede producir bacteriemia de curso fatal por tratarse de un microrganismo oportunista de difícil manejo terapéutico debido a su multirresistencia. Algunos miembros de este complejo han emergido como patógenos oportunistas en pacientes inmunocomprometidos, en los que causan una variedad de infecciones como bacteriemia, infección del tracto urinario, artritis séptica y neumonía. En 1972 se describió por primera vez como patógeno oportunista en humanos, aislándose en pacientes neutropénicos sometidos a ventilación mecánica y en pacientes de FQ. B. cepacia es causa esporádica de infección nosocomial, especialmente causa bacteriemia en inmunocomprometidos, en brotes epidémicos asociados a la administración de fluidos parenterales o antisépticos contaminados, como por ejemplo povidona yodada. También se han descrito bacteriemias secundarias a contaminación de solución de dextrosa durante la preparación de heparina para cateterización. Cómo se detecta e identifica la colonización por bacterias del complejo Burkholderia cepacia en pacientes con FQ? Los medios de cultivo que se utilicen deben ir dirigidos a seleccionar estas bacterias y a eliminar el crecimiento de Pseudomonas aeruginosa que enmascararía el crecimiento de otras colonias más pequeñas y que crecen de forma más lenta. Existen diferentes medios selectivos para el aislamiento de B. cepacia que son: BCSA (B. cepacia selective agar): contiene 1% de lactosa y 1% de sacarosa en un medio enriquecido con base de caseína y extracto de levadura con 600 U/ml de polimixina, 10 mg/l de gentamicina y 2,5 mg/l de vancomicina. OFPBL (oxidación-fermentación, polimixina, bacitracina, lactosa): agar oxidación-fermentación suplementado con lactosa, 300 U/ml de polimixina y 0,2 U/ml de bacitracina. Incluye un indicador, el azul de bromotimol, que permite la detección de B. cepacia en base a un cambio de color. PC (Pseudomonas cepacia agar): medio que contiene 300 U/ml de polimixina y 100 mg/l de ticarcilina,