UNIVERSIDAD VERACRUZANA

UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA MANUAL PRÁCTICO DE TOMA Y MANEJO DE MUESTRAS EN PERROS Y GATOS TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE: Trabajo Práctico Educativo COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA PRESENTA: Erika Gordillo Cabrera ASESOR: MVZ. Nancy Pérez Cisneros VERACRUZ, VER. JULIO 2010

DEDICATORIAS A Dios Por permitirme realizar esta meta, por darle salud a mis seres queridos y principalmente por cuidar a mi Papá que está en el cielo apoyándome y dándome sus bendiciones en todo momento. A mi mamá Gloria M. Cabrera Zamudio Por haberme apoyado desde el inicio de mi carrera, dándome sus bendiciones, sus consejos, y por transmitirme su paz y tranquilidad en los momentos que más necesitaba. Por desvelarse conmigo, en mis semanas de exámenes. Gracias A mis hermanos Armando, Delia y Gloria Por apoyarme desde siempre, por preocuparse siempre por mí, por darme sus consejos. A mis Tíos y primos Por su apoyo a lo largo de mi carrera, y por sus consejos. A mi novio Rogelio Calderón Olmos Por darme su apoyo, amor y comprensión, durante mis trabajos, exámenes etc. Por siempre decirme si puedes, por ayudarme a estudiar inmunología, por cuidarme y valorarme. ii

AGRADECIMIENTOS A mi asesora Mvz. Nancy Pérez Cisneros: Por ayudarme a realizar las técnicas de cada toma de muestra, por preocuparse por mí trabajo, por haber aceptado ser mi asesora, por estar ahí con su cámara cuando yo no traía la mía, por dejarme realizar las técnicas y poder aprender, por su paciencia, apoyo y comprensión. Y sobre todo a su perro roco por su disponibilidad en las técnicas. A mis maestros que estuvieron a lo largo de mi carrera. Al médico Canseco (Yopo) por apoyarme en la presentación del trabajo, por aclarar mis dudas, por su apoyo, y sobre todo enorme paciencia. A Mvz. Jacqueline Pantoja O. (Jackita) por dejarme tomar fotos a sus pacientes, y por dejarme realizar las técnicas necesarias para este manual, también por proporcionarme información sobre el tema. Al Químico Francisco J. López Vázquez (Pakito), por dejarme entrar a su laboratorio y tomar mis fotos. También por ayudarme a conseguir el material adecuado para mis fotos. A Mvz. Genaro Cocom P. (Kokis), y a René por ayudarme a tomar las fotos, incluso por estar en ellas. A Rogelio Calderón por apoyarme en todo momento. iii

INDICE GENERAL Introducción 1 Justificación 2 Objetivo general 3 Objetivos específicos 3 1. Recolección, manejo y envío de muestras para hematología en perros y gatos 4 1.1. Material 4 1.2. Técnica vena yugular 8 1.3. Toma de muestra vena cefálica 11 1.4. Manejo 12 1.5. Envío 12 2. Toma, conservación y envío de muestra de heces 14 2.1 Material 14 2.2 Técnica con asa rectal 15 2.3 Conservación 16 3. Toma de muestra de semen 17 3.1. Material 17 3.2. Técnica 3.3. Conservación 17 19 4. Toma, conservación y envío de muestras en piel 20 4.1. Raspados 20 4.1.1. Raspado superficial de piel 20 4.1.1.1. Material 20 4.1.1.2. Técnica 21 4.1.2. Raspados profundos de piel 23 4.1.2.1. Material 4.1.2.2. Técnica 23 23 5. Toma de muestra de cultivo para dermatofitos 26 iv

5.1. Material 26 5.2. Técnica 26 5.3. Conservación 28 5.4. Tricograma 29 5.4.1 Material 29 5.4.2 Técnica 29 6. Examen con lámpara de Word 30 6.1 Material 30 6.2 Técnica 30 7. Cultivo bacteriano 32 7.1 Material 32 7.2 Técnica 33 8. Técnicas de colección con hisopos de algodón 34 8.1 Material 34 8.2 Técnica 35 8.3 Envío 38 9. Técnica para muestras en cinta adhesiva 39 9.1 Material 39 9.2 Técnica 39 9.3 Tinción 40 10. Obtención de muestras para citología 41 10.1 Aspiración con aguja fina 42 10.1.1 Aspiración de nódulos 42 10.1.1.1 Material 42 10.1.1.2 Técnica 42 10.2 Aguja fina simple sin aspiración 44 10.2.1 Material 44 10.2.2 Técnica 44 10.3 Preparación de los frotis 46 10.3.1 Frotis en cruz 46 10.3.2 Frotis estándar 46 v

10.3.3 Frotis lineales 10.3.4 Impresiones 11. Biopsia de piel (técnica de sacabocados). 11.1 Preparación del sitio 11.2 Biopsia excisional o incisional vs. Biopsia de perforación 11.3 Material 11.4 Técnica 11.5 Envío 12. Obtención de muestras para biopsia 12.1 Técnica 12.2 Tipos de biopsia 12.3 Biopsias escisionales e incisionales 12.4 Biopsia con aguja y con trocar 12.4.1 Material 12.5 Manipulación de los tejidos y de las biopsias 12.5.1 Muestras líquidas 12.5.2 Muestras histológicas 12.5.3 Fijación de la muestra 13. Toma, conservación y envío de muestras de orina 13.1 Micción espontánea 13.1.1 Material 13.1.2 Técnica 13.2 Cistocentésis 13.2.1 Material 13.2.2 Técnica 13.3 Cateterización 13.3.1 Material 13.3.2 Técnica 13.4 Conservación 14. Obtención de muestras de cavidades corporales 14.1 Toracocentésis 47 48 50 51 51 52 52 55 56 56 60 61 61 62 63 63 64 66 67 67 67 67 69 69 69 71 72 72 74 76 76 vi

14.1.1 Material 14.1.2 Técnica 14.2 Abdominocentésis 14.2.1 Material 14.2.2 Técnica 14.2.3 Conservación 14.2.4 Envío 15. Bibliografías 76 76 79 79 79 81 82 84 vii

ÍNDICE DE FIGURAS Y CUADROS FIGURAS Figura 1. Agujas 4 Figura 2. Tubos 4 Figura 3. Sistema vacutainer 7 Figura 4. Vena yugular 8 Figura 5. Vena cefálica 8 Figura 6. Vena safena 8 Figura 7. Embrocado 9 Figura 8. Presión dedo pulgar 10 Figura 9. Punción con sistema vacutainer 10 Figura 10. Conservación y envío de la muestra 13 Figura 11. Material, recolección de heces 14 Figura 12. Lubricante 16 Figura 13. Toma de muestra 16 Figura 14. Portaobjetos 16 Figura 15.Cubreobjetos 16 Figura 16. Extremo de vagina artificial bovina, adherida a un tubo estéril. 17 Figura 17. Estimulación del pene 18 Figura 18. Paciente en posición para eyacular 18 Figura 19. Material, raspado de piel 21 Figura 20. Aceite para inmersión 22 Figura 21. Raspado superficial en gato 22 Figura 22. Portaobjetos 22 Figura 23. Cubreobjetos 23 Figura 24. Observación al microscopio 23 Figura 25. Presión de la piel 24 Figura 26. Raspado profundo. 24 Figura 27. Extendido de la muestra 25 viii

Figura 28. Cubreobjetos 25 Figura 29. Un cepillo dental estéril puede ser empleado para recolectar pelos. 27 Figura 30. La superficie del agar es tocada delicadamente con las cerdas del 27 cepillo. Figura 31. Inoculando el medio cultural 27 Figura 32. Toma de muestra 29 Figura 33. Toma de muestra 29 Figura 34. muestra en portaobjetos 29 Figura 35. Lámpara de Wood 30 Figura 36. No se muestra fluorescencia en este paciente 31 Figura 37. Material para hisopados 34 Figura 38. Citología vaginal 36 Figura 39. Hisopado conjuntival 36 Figura 40. Hisopado en mucosa oral 36 Figura 41. Hisopado de oído 36 Figura 42. Hisopado en ano 37 Figura 43. Muestra de mucosa conjuntival 37 Figura 44. Muestra de heces 37 Figura 45. Muestra de citología vaginal 37 Figura 46. Embrocado 42 Figura 47. Aspirado 42 Figura 48. Liberación de presión 43 Figura 49. Aspirado para presión 43 Figura 50. Portaobjetos 43 Figura 51. Frotis en cruz 43 Figura 52. Rasurado 44 Figura 53. Embrocado 44 Figura 54. Punción de masa 45 Figura 55. Punción en varias direcciones 45 Figura 56. Expulsión del contenido 45 ix

Figura 57. Frotis en cruz 45 Figura 58. Frotis estándar 47 Figura 59. Frontis lineal 48 Figura 60. Se traza un cuadrado alrededor de la muestra para biopsia 53 Figura 61. El anestésico local se inyecta subcutáneamente 53 Figura 62. El instrumento de perforación se coloca verticalmente sobre la 54 superficie y se hace rotación en una sola dirección. Figura 63. La muestra es quitada sujetando su base con una pinza y cortándola. 54 Figura 64. Si la muestra de la biopsia es delgada, ésta se coloca sobre un cartón o 55 abate. Figura 65. Micción espontánea 68 Figura 66. Material para cistocentésis 69 Figura 67. Se introduce la aguja 71 Figura 68. Obtención de la muestra 71 Figura 69. Frasco estéril de boca ancha 71 Figura 70. Se retrae la piel y se introduce la sonda previamente lubricada 73 Figura 71. Obtención de muestra 74 Figura 72. Obtención de muestra 74 Figura 73. Embrocado del paciente 77 Figura 74. Punción en perro 77 Figura 75. Punción en gato 77 Figura 76. Toracocentésis en perro 78 Figura 77. Toracocentésis en gato 78 Figura 78. Obtención de muestra 78 Figura 79. Válvula de tres vías 78 Figura 80. Embrocado 79 Figura 81. Punción 80 Figura 82. Obtención de muestra 80 x

CUADROS Cuadro 1. Tubos para la obtención de muestras 6 Cuadro 2. Sistemas orgánicos y sus correspondientes técnicas de biopsias 57 Cuadro 3. Diferentes tipos de biopsias 60 Cuadro 4. Tipos de agujas de biopsias 62 Cuadro 5. Ventajas y desventajas de las técnicas con aguja 62 xi

INTRODUCCIÓN Diariamente durante la práctica médica profesional tenemos la necesidad de establecer diagnósticos precisos que nos permitan seleccionar y administrar la terapia adecuada, de manera que esté plenamente justificada en una situación y una patología particular. (Aguilar et al, 2005). En la actualidad para realizar éstos diagnósticos contamos con la patología clínica veterinaria, que constituye una disciplina que ha tenido una evolución muy significativa en los últimos treinta años. (Aguilar et al, 2005). Con los resultados o diagnósticos que se obtienen a través del análisis de laboratorio, también se puede hacer un pronóstico para tomar decisiones terapéuticas. (Aguilar et al, 2005). La patología clínica como especialidad incluye la formación en hematología clínica, bioquímica clínica y citología clínica, los avances que se han tenido en éstas áreas, ahora nos permiten efectuar diagnósticos que, antes, eran muy difíciles. Es importante la participación de esta disciplina en gastroenterología, dermatología, endocrinología, urología, neurología, oftalmología, neumología, neonatología, infectología, geriatría, etc. (Aguilar et al, 2005). La exactitud de las evaluaciones de laboratorio depende, en gran parte, de la calidad del procedimiento realizado durante la colección, la preparación y el transporte de las muestras; por tanto, el éxito del empleo del laboratorio esta relacionado con el cuidado que se procure desde la toma de las muestras, hasta la ejecución de las técnicas de análisis y el informe de los resultados. (Aguilar et al, 2005). 1

JUSTIFICACIÓN Como se mencionó anteriormente, los exámenes laboratoriales son una herramienta indispensable para complementar un diagnóstico, por lo que es necesario conocer las técnicas adecuadas para la obtención, preparación y manejo de dichas muestras, con el fin de evitar errores en los resultados que conlleven a un diagnóstico equivocado. Aunque existe una gran variedad de libros, revistas, páginas de internet, etcétera, donde podemos encontrar técnicas para la toma de muestras, no siempre podemos obtenerlas en un mismo texto, y nos vemos en la necesidad de acudir a varios, esa fue la razón por la cual se decidió realizar un manual donde explique de manera sencilla y didáctica, las técnicas más comunes que se utilizan en la práctica diaria de clínica de perros y gatos. Éste trabajo reúne los métodos necesarios para la obtención, conservación y envío de la muestra en un solo manual, evitando con esto que el médico tenga que acudir a diversos textos, que tenga como consecuencia una pérdida de tiempo que podría aplicar al paciente. Ya que no hay material fotográfico en un solo texto, que contenga las técnicas más comunes que se practican en clínica de perros y gatos, en este manual se incluyen imágenes, que explique detalladamente las técnicas y procedimientos adecuados para la toma, conservación y envío de muestras en perros y gatos, tanto para médicos que están en la práctica profesional, así como para los que están en formación, ya que es la mejor forma de conocer la técnica y poder realizarla adecuadamente. 2

OBJETIVO GENERAL Reunir en un solo trabajo los procedimientos más comunes que se realizan en un consultorio veterinario para la obtención y manejo de muestras. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Que los profesionistas obtengan una guía para obtención de muestras de manera adecuada. Un material didáctico que sirva de apoyo para las experiencias educativas de clínica y medicina y cirugía de perros y gatos. Éste manual está diseñado con el fin de apoyar a estudiantes que están interesados en la clínica de pequeñas especies y a médicos que ya están en la práctica médica profesional, apoyando con imágenes las técnicas más comunes en la toma de muestras en perros y gatos. 3

1. RECOLECCIÓN, MANEJO Y ENVÍO DE MUESTRAS PARA 1.1. MATERIAL HEMATOLOGÍA EN PERROS Y GATOS. Agujas con tubos al vacío normalmente agujas de calibre 20 G, color amarillo, 21 G color verde, 22 G color negro con longitudes de 1 a 1 pulgada, a seleccionar de acuerdo con el vaso sanguíneo a puncionar. (Núñez et al, 2007). Figura 1. Agujas Tomado de: www.klinika-medical.del/.../venble/kanuelen.jpg Figura 2. Tubos Tomado de: www.proveedormedico.com/tubosvacutainer.jpeg 4

Tubos con EDTA, tapón lila, de capacidades 3.0 a 10.0 ml. Tubos con Citrato de Sodio, tapón azul claro, de capacidades de 3.0 a 10.0 ml. Tubos con heparina, tapón verde. Tubos sin anticoagulante tienen tapón rojo, y vienen en capacidades de 3.0, 5.0, 7.0 y 10.0 ml. Tubos de tapón amarrillo. Si no se tienen Vacutainer disponibles, se pueden utilizar jeringas de 3 ml con agujas del No. 22 de 1 a 1 1\2 pulgadas. (Núñez et al, 2007). Torundas de algodón Alcohol al 70% Isodine espuma Ligadura Máquina para rasurar 5

CUADRO 1. TUBOS PARA OBTENCIÓN DE MUESTRAS TAPON ANTICOAGULANTE SECTOR MATERIAL EDTA Gel separador com ativador de coágulo Citrato de Sodio Siliconizado sin anti-coagulante Heparina Sódica Fluorato de sódio + EDTA Hematología Serología y bioquímica Hematología (Coagulación) Serología y bioquímica Bioquímica e Inmunología Bioquímica Vidrio o plástico Vidrio o plástico Vidrio Vidrio o plástico Vidrio Vidrio o plástico Tomado de: Hematología serie blanca, prácticas de laboratorio, López, 2007. 6

SISTEMA VACUTAINER AGUJA. CAMISA. TAPÓN. ETIQUETA. TUBO. Figura 3. Sistema Vacutainer Tomado de: Hematología serie blanca, prácticas de laboratorio, López, 2007. 7

1.2. TÉCNICA VENA YUGULAR Para obtener una muestra de sangre en perros y gatos se recomienda puncionar las venas cefálicas, safenas ó yugulares. (Figuras 4, 5, 6). Dependiendo de la talla de los animales, por ejemplo para perros pequeños y gatos, se recomienda tomar la muestra sanguínea de vena yugular. (Núñez, 2005). Figura 4. Vena yugular Figura 5. Vena Cefálica Figura 6. Vena safena 8

Un primer ayudante debe sujetar al perro en posición decúbito esternal sobre el borde de la mesa de exploración. (Tachika, 2008). El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano sujetará ambos miembros torácicos, para evitar que el perro los mueva durante el procedimiento. El ayudante debe procurar que el cuello del perro se encuentre extendido para realizar la preparación antiséptica del mismo y prepararse para la venopunción yugular. Se limpia la zona que va a puncionar con antisépticos, como isodine espuma y alcohol al 70%, este debe secarse con una torunda, para evitar que penetre por capilaridad y se produzca hemolisis; que afecte la calidad de la muestra. Esto afecta la calidad de la misma, tanto para hemograma como para bioquímica y citología. (Aguilar et al, 2005). Figura 7. Embrocado Para que la sangre se acumule en el interior de la vena seleccionada, se puede hacer presión sobre la región lateral a la línea media del cuello, justo craneal a la entrada del tórax, para hacer que resalte la vena yugular. 9

Figura 8. Presión dedo pulgar Posteriormente se introduce en la vena, la aguja con el sistema Vacutainer, y se coloca el tubo según el examen que se va a realizar, se deja llenar ¾ partes del tubo, y posteriormente se retira la aguja de la vena, y se coloca un algodón con alcohol, haciendo presión en donde se hizo la punción. (Núñez et al, 2005). Figura 9. Punción con sistema vacutainer. Cuando se utiliza una jeringa sin anticoagulante para tomar la muestra, la transferencia al tubo se efectúa sin aguja y el Vacutainer color lila sin tapón, dejando deslizar la sangre por la pared del tubo para evitar la hemólisis. 10

Inmediatamente después se tapa y se mezcla suavemente con el EDTA k3 con un movimiento de sube y baja unas 10 veces, evitando agitar vigorosamente para mantener sin hemólisis la muestra. Si hay presencia de coágulos en la muestra, se debe realizar nuevamente. 1.3. TOMA DE MUESTRA VENA CEFÁLICA Un primer ayudante debe sujetar al perro en posición decúbito esternal sobre la mesa de exploración. El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano se toma la articulación del codo del miembro torácico que le quede más cómodo, tratando de extender el antebrazo del perro. (Tachika, 2008). Se realiza la preparación aséptica (rasurado, lavado y embrocado) de la región dorsal del tercio medio distal del radio y ulna, que es la zona que se va a puncionar. El ayudante que está sujetando el brazo del perro aplica una ligadura sobre la articulación del codo para interrumpir el retorno venoso y hacer resaltar la vena, durante un máximo de diez segundos antes de la venopunción, el mantenerlo por más tiempo, produce un falso aumento del hematocrito por mayor retención de eritrocitos que en el plasma y podría ocultar la presencia de anemia en algunas ocasiones. Para tomar la muestra se debe tomar con una mano el miembro torácico del perro, de manera de evitar movimiento indeseable. La venopunción se realiza introduciendo la aguja de la jeringa, con el bisel de la misma apuntando hacia arriba, en un ángulo de 45 grados aproximadamente, sobre la vena cefálica que se encuentra resaltada por la 11

presión. Una vez que se ha atravesado la piel, el tejido subcutáneo y la pared del vaso sanguíneo, se realizará una ligera aspiración del émbolo, para verificar que efectivamente se introdujo la aguja al vaso sanguíneo. Se colecta la muestra y se deposita inmediatamente en los tubos específicos para su transporte (con o sin anticoagulante). 1.4. MANEJO DEL PACIENTE El paciente debe encontrarse lo menos excitado posible para minimizar las variaciones fisiológicas que éstos estados provocan. (Aguilar et al, 2005). La adecuada contención facilita una venopunción limpia y precisa y evita la contaminación de la muestra. Cuando se requiera muestra de sangre y orina, se deben colectar antes de cualquier tratamiento. Pero cuando el paciente se encuentra en tratamiento por vía intravenosa (venas cefálicas o safena), la muestra sanguínea debe tomarse del miembro opuesto o de las venas yugulares. 1.5. ENVÍO Las muestras deben estar identificadas: Nombre del paciente, especie, raza, edad, hora y fecha de muestreo. (Aguilar et al, 2005). Esto para cualquier determinación, ya sea para hematología, bioquímica, urianálisis y citología de líquidos etc. 12

Señalar con tinta roja si el animal es sospechoso de rabia, tuberculosis, brucelosis, leptospirosis, salmonelosis u otra enfermedad transmisible al hombre, para aumentar las precauciones en el manejo. Describir la historia clínica con los hechos más relevantes: Diarrea, vómito, anorexia, hiporexia, fiebre, etc. Con una duración de x días. Indicar si el animal está recibiendo tratamiento y el tiempo de recibirlo. Particularmente en el caso de fluidoterapia, corticoterapia de larga acción, transfusiones sanguíneas, etc., en éstos dos últimos, aunque su administración haya sido concluida, sus efectos pueden perdurar por 5 o más días. El envío de la muestra para sangre entera con o sin anticoagulante debe estar refrigerada entre +4 y +8 C, y debe llegar al laboratorio antes de las 24 horas tras su extracción. Se debe proteger los tubos frente a los golpes. Se recomienda dejar la muestra a la temperatura de la pieza durante unos 15 minutos y no exponerla al sol antes de refrigerarla (4 C), para evitar un choque térmico y hemólisis de la muestra. Figura 10. Conservación y envío de la muestra 13

2. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVIO DE MUESTRA DE HECES Hay dos formas en las que se puede recolectar excremento en perros y gatos: (Corona, 2009). a) Con asas rectales, en el interior del recto del paciente. b) Del suelo tan pronto como defeque el animal. 2.1. MATERIAL Asas rectales de plástico Recipiente recolector de plástico limpio o estéril. Gel lubricante Portaobjetos Cubreobjetos Solución salina Figura 11. Material para recolección de heces 14

2.2. TÉCNICA CON ASA RECTAL Un primer ayudante debe sujetar al perro que deberá estar en cuadripedestación sobre la mesa de exploración. El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano sujetará la parte caudal del perro, abrazando el abdomen del mismo, para evitar que el perro se mueva durante el procedimiento. (Tachika, 2008) Se lubrica el asa rectal y se introduce en el recto del paciente, dando giros para poder extraer la muestra de excremento, se necesitan aproximadamente de 1 a 2gr, dependiendo el examen que se va a realizar. Como se muestra en las figuras 12 y 13. Se retira el asa rectal y la pequeña cantidad de excremento que salga pegada a la punta, se extiende sobre un portaobjetos. Posteriormente se coloca la muestra en un recipiente de plástico de tapa ancha, en caso de ser para un examen para microbiología debe ser un recipiente estéril. Se añaden unas cuantas gotas de solución salina isotónica a la muestra, con la finalidad de convertirla en una suspensión acuosa, y se coloca un cubreobjetos para poder visualizar la muestra a través del objetivo panorámico y seco débil (10X) de un microscopio óptico, en busca de huevos de parásitos. Figuras 14 y 15. (Quiroz, 2002). 15

Figura 12. Lubricante Figura 13. Toma de muestra Figura 14. Portaobjetos Figura 15. Cubreobjetos 2.3. Conservación Se recomienda no refrigerar la muestra, se debe llevar cuanto antes al laboratorio con el fin de obtener resultados confiables, mantenerse alejada de la luz, y en un sitio fresco. [consultado el 15 de abril del 2010]. (http://www.cenavece.salud.gob.mx/.../procedimientos_basicos_en_la_toma_de_m uestras_finales.pdf). 16

3. TOMA DE MUESTRA DE SEMEN 3.1. MATERIAL Vagina artificial Tubo recolector estéril 3.2. TÉCNICA El semen se obtiene en una vagina artificial. (Feldman et al, 2000). Figura 16 Extremo de vagina artificial bovina, adherida a un tubo estéril. La tarea más difícil es la estimulación del macho, por lo ge neral no se necesita una hembra. Se da masaje al pene y bulbo eréctil dentro del prepucio, cuando el bulbo eréctil comienza a aumentar de tamaño se desliza el prepucio en dirección posterior y se exterioriza el pene con el bulbo eréctil. Extraído el pene y el bulbo eréctil el recolector sostiene con firmeza la base del pene en dirección proximal al bulbo, se utilizan los dedos pulgar e índice 17

proporcionando masaje y presión; durante la erección o inmediatamente después inician los impulsos pélvicos con una duración de 5-30 seg. Figura 17. Estimulación del pene Figura 18. Paciente en posición para eyacular La fase inicial del eyaculado consta de líquido prostático sin esperma y la segunda fracción es rico en esperma. El semen se obtiene de 2 a 5 minutos, es relativamente resistente al choque térmico. Se colectará semen mientras su consistencia sea blanquecina o cremosa y turbio. 18

3.3 CONSERVACIÓN 3.3.1. SEMEN REFRIGERADO Mediante la agregación de diluyentes es posible refrigerar el semen, disminuyendo el metabolismo de los espermatozoides manteniéndolo a temperaturas de 4 C, logrando la viabilidad de estos aproximadamente de 24 a 48 hrs., como mínimo. Antes de realizar la IA el eyaculado debe alcanzar la temperatura ambiente lentamente. Debido a que mediante los diluyentes los espermatozoides se mantienen en buenas condiciones es factible realizar una IA vaginal. De esta manera se amplía la posibilidad de uso de un reproductor, permitiendo la comercialización de semen y facilitando el intercambio genético entre deferentes establecimientos. (http://www.foyel.com/cartillas/20/citologiavaginalcanina.html,2008). [consultado el 20 de marzo del 2010]. 19

4. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS EN PIEL 4.1 RASPADOS Son adecuados para las lesiones externas, en biopsias, cirugías y en necropsias. Cualquier perro o gato con prurito o escamoso puede estar infestado con Cheyletiella spp., Otodectes cynotis, Scabies scabiei, o Notoedres cati y debe hacérsele raspado. [Consultado el 7 de abril del 2010]. (http//:www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). Si se sospecha de sarna, las áreas preferidas para el raspado son los hombros, corvejones y vientre. El borde de las orejas debe rasparse minuciosamente si se observa algún prurito o descamación en esta área. Alguna veces, la descamación es ligera y solo se hace evidente durante un examen detallado. Debe hacérsele raspado a cualquier perro o gato con una posible demodicosis. De esta manera, todo paciente alopécico y todo paciente con pápulas, pústulas, costras y particularmente con pododermatitis interdigital, debe ser raspado en busca de demodicosis. Para un raspado profundo eficaz de la piel de las patas puede necesitarse sedación o anestesia general. 4.1.1. RASPADO SUPERFICIAL DE PIEL 4.1.1.1. MATERIAL Portaobjetos Cubreobjetos Aceite de inmersión Hoja de bisturí 20

Figura 19. Material, para raspado de piel 4.1.1.2. TÉCNICA Un primer ayudante debe sujetar al perro que deberá estar en cuadripedestación sobre la mesa de exploración. El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano sujetará la parte caudal del perro, abrazando el abdomen del mismo, para evitar que el perro se mueva durante el procedimiento. (Tachika, 2008). Se deben identificar las zonas de la piel que presentan lesiones primarias. Los sitios son rasurados suavemente con navajas #40. Los ácaros son difíciles de encontrar (especialmente los ácaros de la sarna demodécica), de tal manera que entre más grande sea el área raspada, se tendrá mayor oportunidad de obtener un raspado de piel positivo. Se aplican varias gotas de aceite mineral directamente sobre la piel rasurada o sobre la hoja de bisturí y se distribuye uniformemente en el área. Como se muestra a continuación. [Consultado el 8 de abril del 2010]. (http//:www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). 21

Figura 20. Aceite para inmersión El aceite es raspado con una hoja de bisturí # 11 en dirección del crecimiento del pelo, la muestra recolectada se coloca sobre una laminilla y se extiende con la hoja con un movimiento de untar mantequilla al pan. Se raspa de 10 a 15 veces especialmente cuando se sospecha sarna demodécica, como se muestra en las figuras 21 y 22. Figura 21. Raspado superficial en gato Figura 22. Portaobjetos Se recomienda realizar de 3 a 5 laminillas por cada sitio de muestreo. Se utiliza un cubreobjetos para permitir una evaluación rápida y completa de los restos recolectados y se examinan la(s) lámina(s) sistemáticamente con bajo aumento (x10 x40) del ángulo superior izquierdo al ángulo inferior derecho, como se muestra en las figuras 23 y 24. 22

Figura 23. Cubreobjetos Figura 24. Observación al microscopio 4.1.2. RASPADOS PROFUNDOS DE PIEL 4.1.2.1. MATERIAL Portaobjetos Cubreobjetos Aceite de inmersión Hoja de bisturí Máquina para rasurar 4.1.2.2. TÉCNICA Puesto que los ácaros de Demódex canis y felis viven en el folículo piloso, es útil presionar la piel tan fuerte como lo tolere el paciente antes del raspado con el fin de sacar a los ácaros de la profundidad de los folículos. Como se muestra en la figura 25. [Consultado el 8 de abril del 2010]. (http//:www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). 23

Figura 25. Presión de la piel Se utiliza una hoja recubierta con aceite mineral en dirección del crecimiento del pelo hasta que se observe sangrado capilar. Figura 26. Raspado profundo Para evaluar un paciente con demodicosis, el raspado debe ser profundo, hasta que se observe sangrado capilar. La piel debe ser presionada al máximo para maximizar la recolección de ácaros. Los miembros y la cara son raspados fuertemente, de tal manera que pueda ser útil el raspar las áreas eritematosas adyacentes a las pápulas y costras interdigitales para maximizar el material recolectado y minimizar el sangrado asociado con el raspado. 24

La muestra recolectada se coloca sobre una laminilla y se extiende con la hoja con un movimiento de untar mantequilla al pan. Y se le coloca un cubreobjetos para observar al microscopio en el objetivo 10x y 40x. Figura 27. Extendido de la muestra Figura 28. Cubreobjetos Los raspados negativos o el depilado de pelos de las áreas interdigitales no descartan la pododemodicosis; puede ser necesaria una biopsia para confirmar o descarta el diagnóstico. El hallazgo de más de un ácaro debe considerarse como diagnóstico. 25

5. TOMA DE MUESTRA DE CULTIVO PARA DERMATOFITOS Está indicado un cultivo de hongos en cualquier perro o gato con posible infección por hongos y por ello en cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o costras. [Consultado el 8 de abril del 2010]. (http//:www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). 5.1. MATERIAL Portaobjetos Hoja de bisturí Cinta adhesiva Papel higiénico 5.2. TÉCNICA Deben tomarse pelos y escamas del borde de la lesión (preferiblemente aquellos que fluorescan bajo la lámpara de Wood). Si las lesiones no están bien circunscritas o si se sospecha de un portador asintomático, se recomienda el método McKenzie del cepillo de dientes. En ésta técnica, el pelo es cepillado con un cepillo de dientes estéril (cualquier cepillo de dientes nuevo en una caja sellada está lo suficientemente estéril micológicamente). Las escamas y los pelos desprendidos recolectados en el cepillo de dientes son colocados suavemente en agar. Figura 29. 26

Figura 29. Un cepillo dental estéril puede ser empleado para recolectar pelos. Figuras 30 y 31. La superficie del agar es tocada delicadamente con las cerdas del cepillo, inoculando el medio cultural. Tomado de: (http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). El medio agar Sabouraud es el medio para cultivo de hongos más común. En la práctica se usa frecuentemente el medio de prueba para dermatofito (DTM). El DTM es esencialmente un agar Sabouraud con indicador de color e ingredientes adicionados que inhiben el sobrecrecimiento de saprófitos y bacterias. 27

5.3 CONSERVACIÓN Después de ser inoculado, la caja de cultivo debe ser incubada entre 25 C y 30 C con 30% de humedad, o en un rincón oscuro y calientito, sin cerrar la tapa de rosca completamente hasta abajo. Los cultivos deben ser incubados durante 2 a 3 semanas y ser evaluados diariamente. [Consultado el 8 de abril del 2010]. (http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). 28

5. 4. TRICOGRAMA Los tricogramas pueden ser útiles en cualquier animal alopécico así como también en animales sospechosos de dermatofitosis pápulas, pústulas o costras asociadas. (Ackerman, 2008). 5.4.1. MATERIAL Pinzas sin diente Portaobjetos cubreobjetos Aceite mineral 5.4.2. TÉCNICA Se utilizan unas pinzas para arrancar fuertemente los pelos de la piel afectada. Ver figuras 32 y 33. Los pelos son colocados sobre una lámina y se evalúa con bajo aumento. Se coloca aceite mineral y cubre objeto para prevenir que la muestra de pelo se vuele sobre la mesa en vez de permanecer bajo el microscopio. Figura 34. Figura 32 y 33 Toma de muestra Figura 34 Muestra en portaobjetos 29

6. EXAMEN CON LÁMPARA DE WOOD Cualquier perro o gato con posible infección con Microsporum canis debe ser examinado con la lámpara de Wood. Cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o costras pueden beneficiarse de este procedimiento. (Ackerman, 2008). 6.1. MATERIAL Lámpara de wood 6.2. TÉCNICA La lámpara de Wood debe entibiarse por 5 minutos antes de utilizarse pues la estabilidad de la longitud de onda de la luz y la intensidad dependen de la temperatura. El animal se examina bajo la lámpara en cuarto oscuro. Figura 35. Lámpara de wood 30

Los pelos invadidos por M. canis pueden mostrar una fluorescencia amarilla verdosa. Esta fluorescencia se presenta lo largo del tallo del pelo, a diferencia de la fluorescencia discreta de escamas individuales ocasionales que puede verse en animales y humanos normales. Algunos medicamentos, jabones y bacterias tales como la Pseudomonas aeruginosa pueden también producir fluorescencia pero usualmente no está asociada con los tallos del pelo. La fluorescencia positiva es diagnóstico de dermatofitosis y el M. canis es por mucho el dermatofito fluorescente más común en medicina veterinaria. Figura 36. Otros dermatofitos pueden mostrar fluorescencia, pero estos no son relevantes en dermatología veterinaria. La ausencia de fluorescencia no debe descartar la dermatofitosis. Los siguientes pasos son el cultivo de hongos y/o la biopsia. Figura 36. Fluorescencia de los metabolitos dermatofíticos sobre la cola de un paciente felino, utilizando la lámpara de Wood. Tomado de: Atlas de dermatología en pequeños animales, 1ª ed. B uenos aires: Inter-Médica, Ackerman, Lowell 2008. 31

7. CULTIVO BACTERIANO Los cultivos bacterianos se emplean con poca frecuencia en dermatología veterinaria. La mayoría de las afecciones bacterianas de la piel son causadas por Staphylococcus intermedius. Si los cocos se identifican citológicamente, la terapia antibacteriana empírica es suficiente en la mayoría de los pacientes. [Consultado el 20 de abril del 2010]. (http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). La terapia empírica en dosis apropiadas por un tiempo apropiado no ha logrado resolver la pioderma (las lesiones están aún presentes y la citología aún revela cocos). Numerosas bacterias en forma de bastón son identificadas en las muestras citológicas de los canales auditivos. Estos organismos juegan rara vez un papel importante en las infecciones cutáneas de los pacientes que clínicamente no responden a la terapia empírica. 7.1. Material Gasas Solución salina Recipiente estéril 32

7.2. TÉCNICA Los frotis son tomados de los canales auditivos como se describe en las muestras para citología. [consultado el 25 de abril del 2010]. (http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?la=2). Los aspirados de pústulas intactas son útiles en pacientes con pioderma superficial. Los frotis de la superficie de la piel para el cultivo de organismos de pacientes con pioderma profundo no son convenientes. Las muestras son tomadas de manera similar a la que se utiliza en biopsias bajo condiciones asépticas (lavado de la superficie de la piel y la utilización de instrumentos y guantes estériles). La mitad superior de la muestra de tejido con la epidermis y el pelo se corta y la mitad inferior se introduce en un recipiente estéril colocado sobre una compresa de gasa estéril empapada en solución salina estéril para cultivo de macerado. Esto previene el sobrecrecimiento en el cultivo de bacterias superficiales no relevantes a la infección profunda. Cada muestra para cultivo y sensibilidad debe estar acompañada por un examen citológico y los resultados del cultivo deben ser interpretados en relación a los hallazgos citológicos. 33

8. TÉCNICAS DE COLECCIÓN CON HISOPOS DE ALGODÓN Se usan en sitios donde no hay fácil acceso para las otras técnicas de colección, como en el canal del oído, en la vagina, prepucio, ano, mucosa conjuntival, mucosa oral o en lesiones fistulosas. (Feldman y Nelson, 2000). 8.1. MATERIAL Hisopos estériles Portaobjetos Solución salina Figura 37. Material para hisopados 34

8.2. TÉCNICA Se introduce el hisopo dentro del canal lentamente, en los pacientes con piel seca, (Figuras 38, 39, 40, 41 y 42), el hisopo de algodón puede humedecerse con solución salina y frotarlo sobre la superficie de la piel afectada antes de ser rotada sobre la lámina. (Aguilar et al, 2005). Se hace girar rotándolo con los dedos índice y pulgar, y se retira con cuidado para no contaminarlo con otros tejidos. Estará bien tomada si observamos un ligero color café en el hisopo. Una vez tomada la muestra se introduce el hisopo hasta el fondo en un tubo con medio de transporte Cary-Blair que debe estar bien tapado (tapón de rosca). Después, se rueda el hisopo sobre una laminilla, ejerciendo una ligera presión con el dedo sobre la varilla para hacer impresiones lineales. Y se deja secar al aire. Figuras 43, 44 y 45. Se recomienda realizar dos o tres impresiones en cada laminilla. En pacientes con piel húmeda o grasosa, se puede frotar la lámina o tomar directamente la impresión sobre la piel afectada. 35

Figura 38. Citología vaginal Figura 39. Hisopado conjuntival Figura 40. Hisopado en mucosa oral Figura 41. Hisopado de oído 36

Figura 42. Hisopado en ano Figura 43. Muestra de mucosa conjuntival Figura 44. Muestra de heces Figura 45. Muestra de citología vaginal 37

8.3 ENVÌO Para estudios bacteriológicos se envía inmediatamente después de haberse tomado. No hay que refrigerar la muestra. [consultado el 2 de mayo del 2010].(http://www.cenavece.salud.gob.mx/.../procedimientos_basicos_en_la _toma_de_muestras_finales.pdf). En caso de ser para estudios virales mandarlo en refrigeración, aunque no se recomienda usar hisopo para el caso de virus, en ésta técnica sí se recomienda refrigerar la muestra. 38

9. TÉCNICA PARA MUESTRAS EN CINTA ADHESIVA 9.1. MATERIAL Cinta adhesiva Portaobjetos Azul de metileno Cubreobjetos Aceite de inmersión 9.2. TÉCNICA La técnica de impresión directa utiliza cinta adhesiva transparente para recolectar desechos de la superficie de la piel. Aunque rápido, este método necesita práctica para establecer que es "normal." (Ackerman, 2008). La cinta se presiona con el lado adhesivo hacia abajo sobre la piel. La cinta se presiona por el lado pegante sobre la piel afectada. Luego, se presiona (de nuevo con el lado adhesivo hacia abajo) sobre una gota de azul de metileno o tinción azul de DiffQuick sobre una laminilla. Se presiona luego con el lado pegante hacia abajo sobre una gota de azul de metileno sobre una lámina. 39

La cinta sirve como cubreobjeto: La lámina puede ser evaluada aún bajo aceite de inmersión (con una pequeña gota de aceite colocada directamente encima de la cinta). Esta técnica es especialmente útil para la evaluación de Malassezia. Otros elementos de interés que pueden ser identificados incluyen células inflamatorias tales como neutrófilos (los cuales pueden haber pasado a través de la epidermis en respuesta a una infección superficial), células epiteliales nucleadas (lo cual no es normal y reflejan una anomalía de queratinización), cocos (bacterias esféricas), bacilos (bastones rectos), macrófagos, ácaros de Demódex de cuerpo pequeño, Cheyletiella y ocasionalmente ácaros de Sarcoptes. 9.3. Tinción Se puede utilizar una coloración de Wright modificada (por ejemplo, DiffQuick) para colorear las laminillas secadas al aire. Es mucho más rápida y más fácil que la coloración de Gram y suficiente para evaluar casi todas las muestras citológicas de piel. Sin embargo, la coloración de Gram es igualmente adecuada. (Ackerman, 2008). 40

10. OBTENCIÓN DE MUESTRAS PARA CITOLOGIA La técnica para la colección de muestras en citología depende de la localización y de las características del tejido. (De buen et al, 2001). Para las diferentes muestras el envío es el mismo: Los portaobjetos que han de enviarse a un laboratorio deben secarse al aire y colocarse en contenedores adecuados para el transporte de portaobjetos, los cuales por lo general son provistos por el laboratorio. Los portaobjetos deben transportarse a temperatura ambiente para evitar que el agua se condense en la superficie y produzca la lisis de las células. Lo ideal sería que las muestras citológicas se envíen al laboratorio en forma separada de los tejidos fijados en formalina para evitar el contacto con los vapores de formalina, los cuales pueden inhibir la óptima tinción de los frotis secados al aire. Las muestras citológicas deben entregarse al laboratorio junto con la siguiente información: a) Descripción detallada b) Breve historia clínica c) Hallazgos relevantes del examen físico, d) Terapia previa, e) Resumen de los resultados de los exámenes f) Diagnósticos pertinentes, g) Diagnóstico tentativo, y sitio donde se tomó la muestra. h) Esta información es útil para que patólogo realice la interpretación. 41

10.1. ASPIRACIÓN CON AGUJA FINA 10.1.1. ASPIRACIÓN DE NÓDULOS Esta técnica ayuda a obtener muestras de masas, líquidos y lesiones cutáneas. Mientras más blando sea el tejido a muestrear, menor será el calibre de la aguja y menor, también, la presión negativa que se ejerza al momento de la aspiración. (El émbolo se retrae hasta la marca de 3 a 7ml). (Aguilar et al, 2005). 10.1.1.1 MATERIAL Jeringas de 10, ó 12 ml y aguja calibre 21 a 25. Máquina para rasurar Alcohol al 70% Torundas de algodón o gasas estériles. 10.1.1.2 TÉCNICA El sitio de la aspiración, se rasura y se limpia bien con alcohol, se agarra firmemente el nódulo y entonces se inserta la aguja, aspirando varias veces, en varias direcciones en el centro y en la periferia de la masa (hasta la marca de 10 ml si es posible), se libera la presión y se saca la jeringa con la aguja aún adherida. (Aguilar et al, 2005). Figura 46. Embrocado Figura 47. Aspirado 42

Es importante liberar la presión antes de retirar la aguja, si no el aspirado puede ser succionando dentro del tubo de la jeringa, de la cual este puede no ser recuperado. (Davidson et al, 2000). Se desconecta la aguja, el émbolo se jala hacia atrás y la aguja se vuelve a reconectar, como se muestra en las figuras 48 y 49. Figura 48. Liberación de presión Figura 49 Aspirado para presión Las células son vertidas sobre un portaobjetos. Figura 50. Y se realiza un frotis lineal o en cruz, posteriormente se tiñe, se deja secar al aire y se observa al microscopio. En un objetivo de 10x, 40x, 100x. Ver figura 51. Figura 50. Portaobjetos Figura 51. Frotis en cruz 43

10.2 AGUJA FINA SIMPLE SIN ASPIRACIÓN 10.2.1 MATERIAL Jeringas de 3ml, ó 5ml y aguja calibre 21 a 25. Máquina para rasurar Alcohol al 70% Torundas de algodón 10.2.2. TÉCNICA Éste método se ha convertido en una práctica muy común hoy en día. (Aguilar et al, 2005). Se inicia rasurando la zona donde se va a puncionar, se desinfecta el área con isodine espuma y se retira con alcohol al 70%, con torundas de algodón, como se muestra en las figuras, 52 y 53. Figura 52. Rasurado Figura 53. Embrocado 44

Se realiza en forma similar al aspirado, con la diferencia de que la aguja no está conectada a una jeringa no se ejerce una presión negativa. Solamente se introduce la aguja al tejido de interés y se imprime un movimiento de vaivén para obtener una muestra limpia y sin contaminación sanguínea, como se muestra en la figura 54. Se punciona en varias direcciones y posteriormente se retira y se coloca el contenido en un portaobjetos conectando la jeringa a la aguja para expulsar el contenido obtenido, como se muestra en la figura 55 y 56. Se realiza un frotis lineal ó en cruz, se tiñe y se observa al microscopio en 10x, 40x.100x (con aceite de inmersión), como se muestra en la figura 57. Figura 54. Punción de masa Figura 55. Punción en varias direcciones Figura 56. Expulsión del contenido Figura 57. Frotis en cruz 45

10.3. PREPARACIÓN DE LOS FROTIS 10.3.1 FROTIS EN CRUZ Las dos laminillas se mantienen en forma de cruz y sin ejercer presión. La laminilla superior se desliza hacia donde marca la flecha, para efectuar el extendido de las células, y el frotis se obtiene en la laminilla inferior, como se muestra en la figura 57. Se debe secar al aire para la fijación de los frotis. Se recomienda realizar siempre un mínimo de tres a cinco frotis de cada muestra obtenida. Los frotis no se refrigeran. Si el material es de viscosidad moderada, como la sangre, se puede hacer un frotis estándar, cuya fuerza de separación celular es ligeramente inferior a la de las laminillas en cruz. (Aguilar et al, 2005). 10.3.2 FROTIS ESTÁNDAR Se coloca una pequeña gota de material sobre una laminilla portaobjetos. Con otra laminilla se forma un ángulo de aproximadamente 45. La laminilla superior se desliza hacia atrás, hasta tocar la muestra, y después hacia delante, para efectuar el extendido de las células. 46

El resultado es un frotis en forma de pluma que muestra tres diferentes densidades, como el frotis sanguíneo. Véase figura 58. (Davidson et al, 2000). Figura 58. Frotis estándar Tomado de: Manual de patología clínica en pequeños animales, Davidson et al, 2000. 10.3.3 FROTIS LINEALES Se mantiene la laminilla superior en un ángulo cercano a los 80. El extendido sobre la laminilla inferior se suspende a la mitad del camino. Con este procedimiento se obtiene un frotis que, en su eje horizontal, contiene pocas células, mientras que en su eje vertical (el frotis lineal, propiamente dicho) hay más células. En la mayoría de los casos, se recomienda centrifugar previamente la muestra, con lo cual se obtienen mejores resultados. Se recomienda realizar rutinas de tres a cinco frotis por cada muestra obtenida. 47

Este método se recomienda si la muestra es un líquido no viscoso y casi transparente, ya que no hay fuerza de separación de las células o es mínima. Ver figura 59. Figura 59. Frotis lineal Tomado de: Manual de patología clínica en pequeños animales, Davidson et al, 2000. 5.3.4. IMPRESIONES Son las huellas que quedan en una laminilla cuando se pone en contacto con un tejido. Resultan adecuadas para las lesiones externas o durante cirugías, biopsias o necropsias. (Aguilar et al, 2005). Cuando la lesión cutánea esta ulcerada, hay que tomar tres impresiones antes de limpiar la úlcera y tres después de limpiarla. En el caso de las biopsias o de material de necropsias, se cortan cubos de tejido de 0.5 a 1.0 cm de diámetro. Cuando hay lesiones con exceso de líquido o de sangre que impiden la adhesión adecuada de las células a la laminilla, se sugiere hacer impresiones suaves sobre papel absorbente (toallas de papel para secar las manos). 48

Las impresiones se efectúan hasta que el papel absorba poco líquido, esto indica que la muestra esta lista para realizar las impresiones sobre las laminillas. Una vez que el tejido esta seco, se recomienda realizar varias impresiones sobre la misma laminilla para tener mayor superficie de evaluación. Se sugiere hacer de tres a cinco laminillas de diferentes cortes, para tener una mejor idea del tipo de población celular que se encuentra en el tejido, y para efectuar coloraciones especiales en los casos que lo requieran. 49

11. BIOPSIA DE PIEL (técnica de sacabocados). La biopsia para examen histopatológico (evaluación microscópica de los tejidos) es de especial importancia en dermatología, puesto que el tejido de interés (la piel) es de acceso inmediato. Si bien es una herramienta valiosa, no se debe aguardar que la biopsia defina todo el cuadro. Revela cambios en una región diminuta de la superficie cutánea en un momento temporal particular. Las biopsias pueden ser obtenidas mediante escisión de toda la patología, incisión lesional y remoción de una parte representativa o, con mayor frecuencia, con sacabocados. Cuando se realiza el procedimiento, es importante brindar preferencias a lesiones primarias o secundarias tempranas. Los cambios más profundos, como ulceración, fibrosis y alopecia completa, tienden a resultar menos diagnósticos. Por este motivo, es mejor remitir varias secciones para evaluación, a partir de una variedad de diferentes lesiones y estadios de desarrollo. Junto a la muestra, el patólogo debe recibir el historial clínico con los posibles diagnósticos diferenciales. No deben hacerse biopsias de úlceras ni erosiones. No hay que esperar que un patólogo sea capaz de describir en forma más específica "una úlcera" si hace biopsia de una úlcera o "erosión costrosa" si se selecciona un área excoriada. (Ackerman, 2008). 50

11.1. Preparación del sitio Con excepción de la biopsia incisional de los nódulos, no se emplea la preparación quirúrgica del sitio. Aún la aplicación tópica de alcohol y el secado al aire puede alterar la epidermis. Si hay presencia de costras, estas deben dejarse sobre la piel. Si éstas son desalojadas accidentalmente éstas deben ser colocadas en formalina y se debe añadir una nota "por favor corte en la costra" en el formulario de solicitud. Las costras pueden contener microorganismos o células acantolíticas que pueden ayudar a obtener el diagnóstico. La infección como resultado de una ausencia de preparación quirúrgica no parece ser un problema. (Ackerman, 2008). 11.2. Biopsia excisional o incisional vs. Biopsia de perforación Hay dos técnicas de biopsia utilizadas comúnmente en medicina veterinaria 1. Biopsia incisional 2. Biopsia de perforación La segunda se emplea corrientemente como una técnica de extirpación cuando se quitan nódulos solitarios. También está indicada para vesículas (las cuales son típicamente más frágiles para sobrevivir a la biopsia de perforación sin que se rompan), en casos sospechosos de paniculitis (en la cual la suficiente profundidad de la biopsia no puede lograrse con la punción) y cuando se biopsia el extremo de una lesión en forma de huso (lo cual permite la orientación correcta de la lesión en 51

el laboratorio donde las lesiones en forma de huso se cortan siempre longitudinalmente). La biopsia de perforación es rápida, relativamente atraumática y generalmente se emplea cuando se sospecha de dermatosis infecciosa, inflamatoria y endocrina. Los instrumentos desechables para la biopsia de perforación están disponibles en varios tamaños. Estos pueden ser esterilizados al frío y utilizados nuevamente. Con excepción de la biopsia de cara y patas, se debe utilizar un instrumento de 8 mm. Se emplean los instrumentos de perforación más pequeños con un diámetro de 4 o 6 mm para biopsias de cara y pie. Los instrumentos de perforación muy pequeños (por ejemplo 2 a 3 mm) no son útiles en la práctica de pequeños animales con excepción de biopsias de párpado. (Ackerman, 2008). 11.3. MATERIAL Máquina para rasurar Marcador de agua Jeringas de 3ml Gasas Sacabocados Formalina al 10% 11.4. TÉCNICA Se rasura la capa de pelo retirando suavemente y el sitio donde se hará la biopsia se delimita con un marcador a prueba de agua. Si hay presencia de costras, puede ser menos traumático usar tijeras. (Ackerman, 2008). 52