Programa Parasitología Comentario de la encuesta 102

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1 Programa Parasitología Comentario de la encuesta 102 La mayoría de los participantes ha respondido correctamente que el motivo de la encuesta era quiste de Giardia lamblia (sin G. intestinalis). Debido a las diferencias en las condiciones sanitarias, en los países subdesarrollados es mayor la prevalencia que en los países avanzados. No obstante, en estos últimos las infecciones humanas se hallan en turistas, homosexuales y personas en asilos o guarderías. En algunos países pobres, la giardiosis en niños afecta a cerca del 100% de la población. Grandes epidemias han ocurrido por contaminación fecal de alimentos y reservorios de agua, infectando en algunos casos a miles de personas.en el mundo hay 280 millones de infecciones anuales por G. lamblia. En los países desarrollados su prevalencia varía entre 2 y 5% y en los que están en vías de desarrollo oscila entre 20 y 70% siendo una parasitosis endémica. Aunque en la Argentina no existen estudios sistematizados sobre la prevalencia de este parásito, de acuerdo a relevamientos realizados en diferentes partes del país la infección con Giardia sería la causa de numerosos casos de diarrea y malabsorción y/o de contaminación fecal de productos para el consumo humano. Más del 50% de los niños argentinos estarían infectados con G. lamblia, y sería una causa de desnutrición infantil. El mecanismo de infección es por fecalismo y la transmisión hídrica es la causante de la mayoría de los casos. Los alimentos pueden contaminarse a través de sus manipuladores. En las guarderías y jardines de infantes la infección sigue generalmente la ruta fecal-oral directa, especialmente en niños que no controlan esfínteres. Los animales domésticos y balnearios turísticos son también fuentes de transmisión del parásito. Por otro lado, un factor a considerar es que la infección de animales de producción (especialmente chinchillas y conejos) y domésticos (perros y gatos) produce pérdidas económicas de importancia, además de la potencialidad de transmisión zoonótica. La mayoría de los bioterios del país que mantienen animales para experimentación y que fueron analizados durante los últimos años mantenían ratas, ratones y conejos infectados con Giardia. Para prevenir la giardiosis es necesario dotar a las comunidades de saneamiento ambiental, suministro de agua potable, así como promover los hábitos de higiene personal mediante programas educacionales. Hay que verificar la buena higiene de frutas y verduras que serán consumidas sin cocción. También debe evitarse el riego y abono de cultivos de hortalizas con aguas negras. Los quistes, formas de diseminación son muy resistentes y se mantienen viables durante meses en agua fría y limpia. Son sensibles a la desecación y se destruyen por calentamiento a temperaturtas superiores a 50ºC y por fenol al 2,5%. Resisten la acción del formol, HgCl2 y permanganato de potasio. Las concentraciones de cloro empleadas en el clorinado del agua potable no alcanzan a destruirlos, por lo que un agua bacteriológicamente segura, puede no serlo parasitológicamente. La forma segura de consumir agua es mediante previa ebullición durante al menos 10 minutos para destruir los quistes. Algunos filtros también son adecuados para su eliminación.

2 Morfología: G. lamblia presenta dos estadíos parasitarios: el trofozoíto, forma vegetativa o trófica, responsable de la acción patógena y el quiste, que es la estructura de resistencia y de transmisión. El trofozoíto tiene aspecto piriforme, mide 12 a 15 micrones de longitud, 5 a 9 micrones de ancho y 1 a 2 micrones de espesor. Es aplanado dorsoventralmente y en la superficie ventral, anterosuperior se localiza el disco suctorio o de adherencia, que ocupa la mitad del cuerpo, es cóncavo, de 0,4 micrones de profundidad y le permite adherirse o fijarse a la mucosa intestinal. Este disco estácompuesto por proteínas contráctiles como tubulina, giardinas, a-actinina, tropomiosina, vinculina y miosina. Se cierra hacia los extremos formando una cresta lateral, que es la única zona del disco que realmente tiene interacción física con las células blanco del hospedador. (Fig 1) El trofozoíto posee un par de núcleos, cuerpos basales, cuatro pares de flagelos, cuerpos medios y vacuolas periféricas. Los dos núcleos tienen la misma cantidad de DNA, son activos desde el punto de vista transcripcional y presentan algunos grumos de heterocromatina en contacto con la membrana nuclear. Están ubicados en posición anterior en forma simétrica respecto al eje longitudinal. Los cuerpos medianos de G. lamblia se localizan en la línea media y dorsal a los flagelos y están formados por un grupo de microtúbulos en un paquete compacto que podría ser un sitio de ensamble de microtúbulos que se incorporan al disco suctorio y le confieren soporte al trofozoíto. El cuerpo está recorrido por el axostilo longitudinalmente. El quiste tiene forma ovoide, mide 8 a 12micrones de longitud por 7 a10 micrones de ancho. La pared es de 0,3 a 0,5 micrones de espesor y está compuesta de una capa filamentosa externa constituida por una red de filamentos de 7 a 29 nm de diámetro y otra membranosa interna formada por dos membranas. Se observan 2 a 4 núcleos, en las formas quísticas inmadura y madura respectivamente. Presentan todas las estructuras del trofozoíto, aunque los componentes del citoesqueleto del disco ventral se encuentran fragmentados en el citosol. (Fig 1) Entre la pared quística y la membrana plasmática se encuentra un espacio lacunar, que en algunos casos es bien manifiesto por retracción del quistozoíto. Los quistes de tipo I tienen la estructura clásica y los de tipo II, con el citoplasma retraído, son no infectivos y presentan una tasa de desenquistamiento del orden de 0 a 15%. Los quistes son estables en el ambiente y su tasa metabólica es del 20% de la del trofozoíto.

3 Fig1 Trofozoítos y quiste de G. lamblia Ciclo evolutivo: La infección se produce por vía oral mediante la ingestión de quistes, siendo suficientes tan sólo 10 a 100 quistes para adquirirla. El desenquistamiento se inicia después de que los quistes se degluten, pasan por el ph ácido del estómago y se activan con el ph alcalino del duodeno. El proceso es rápido y los trofozoítos se dividen por fisión binaria longitudinal después de salir del quiste, e incluso antes de su salida. Por cada quiste se liberan 2 trofozoítos. Las sales biliares y el colesterol favorecen su crecimiento, lo que promueve la colonización, principalmente en duodeno y yeyuno. La duración de este proceso varía entre 6 y 20 horas. Los trofozoítos de adhieren a las microvellosidades a través del disco suctorio. El mecanismo de adaptación de Giardia conocido como enquistamiento es esencial para que el parásito pueda sobrevivir fuera del intestino del hospedador, ya que los trofozoítos son sumamente sensibles a los cambios de temperatura, humedad y a la presencia deagentes químicos. En este proceso, los trofozoítos descienden por el intestino del hospedador, y al encontrar un ambiente pobre en colesterol, se induce su diferenciación a quiste, los cuales al ser eliminados con las heces ya son infectantes. La forma quística con su rígida pared glicoproteica externa protege al parásito en condiciones ambientales muy hostiles, inclusive a la acción de desinfectantes. En los últimos años, utilizando métodos bioquímicos, inmunológicos y de biología molecular, se ha identificado el estímulo que inicia el enquistamiento de Giardia y caracterizado moléculas cuya expresión es inducida específicamente en este proceso. Además, se han dilucidado varios eventos moleculares comprometidos en el transporte, secreción y ensamblado de la pared quística extracelular. En el medio exterior los quistes sobreviven hasta un mes en suelo húmedo y sombreado, y tienen la capacidad de infectar al mismo individuo que los eliminó y/o contaminar a nuevos hospedadores, cuando son ingeridos con alimentos y agua contaminados. (Fig 2)

4 Fig.2 Ciclo evolutivo de G. lamblia Cuadro clínico: La presentación clínica de la giardiosis varía desde un cuadro asintomático hasta cuadros de diarrea grave con malabsorción. La presentación sintomática tiene un período de incubación que varía entre 1 a 3 semanas después de la ingesta de quistes e incluye diarrea, náuseas, flatulencia, esteatorrea y dolores abdominales. También puede presentarse con pérdida ponderal, vómitos, anorexia e inflamación abdominal. En ausencia de tratamiento, la enfermedad puede durar varios meses, pudiendo entrar en cronicidad, con períodos de diarrea y constipación alternados. En fase crónica es común la malabsorción de grasas, de lactosa y de vitaminas liposolubles A y B12. Es probable que en los casos asintomáticos crónicos, el portador tenga una absorción intestinal deficiente subclínica. Las heces son blandas, estatorreicas y lientéricas (con restos macroscópicos de alimentos), malolientes.

5 En pacientes inmunocomprometidos, especialmente hipogammaglobulinémicos o con inmunodeficiencias adquiridas, los cuadros son más floridos y de mayor duración. Diagnóstico: Después del examen clínico epidemiológico orientador en el que se considera la diarrea de larga evolución, malabsorción, y condicioned higiénicas y hábitos que puedan conducir a la infección por G.lamblia, se presenta para el laboratorio el desafío de efectuar un diagnóstico de esta parasitosis. En el laboratorio se pueden buscar quistes y trofozoítos en materia fecal, trofozoítos en líquido duodenal o biopsias de intestino delgado, y coproantígenos y secuencias de DNA específicas mediante PCR. Estudios coproparasitológicos: Cuando las heces son blandas o diarreicas es más probable el hallazgo de trofozoítos, en cambio si son formadas o semiformadass, se identifican más quistes que trofozoítos. Además los elementos parasitarios se eliminan en forma discontinua o irregular con las materias fecales. Estas consideraciones hacen que se deba encarar el examen coproparasitológico contemplando más de un tipo de muestra. Debido a que la sensibilidad se incrementa con el número de muestras analizadas (con una muestra, la sensibilidad es de 76 a 86%, con dos de 90% y con tres hasta un 96,7%), se sugiere recolectar un muestra seriada durante tres días alternados o 5 días consecutivos (especialmente en casos crónicos) recogiendo las heces sobre un conservador. Además por la falta de eliminación de quistes en casos de diarrea franca, se sugiere sumar a la anterior, una muestra en fresco recién emitida conservada en un recipiente limpio y seco. En ésta se puede ver la motilidad característica del trofozoíto en una preparación húmeda, tomando de las zonas más mucosas y pudiendo diluir la muestra con solución fisiológica (Foto 4). En el caso de las muestras seriadas deben efectuarse sobre ellas métodos de enriquecimiento para aumentar la sensibilidad en la detección parasitaria. Se puede emplear lugol para las preparaciones húmedas a fin de resaltar estructuras y efectuarse tinciones permanentes. (Fotos 1, 2 y 3) Foto 1. Quistes de G.lamblia en preparación húmeda

6 Foto 2. Quistes de G.lamblia con lugol Foto 3. Coloración tricrómica de Quistes de G.lamblia Sondeo duodenal: Si los estudios coproparasicológicos mencionados no detectaron la presencia de Giardia, puede recurrirse a un método más invasivo como el sondeo o aspirado duodenal con biopsia, si el cuadro clínico lo impone. En el primer caso se buscan trofozoítos en el líquido duodenal y en el segundo pueden efectuarse coloraciones del material de biopsia encontrándose también trofozoítos. (Fotos 4 y 5) Foto 4. Trofozoítos de G. lamblia en fresco

7 Foto 5 Trofozoítos de G. lamblia (Giemsa) Métodos inmunológicos: Permiten detectar pequeñas concentraciones de antígenos parasitarios en las heces. La prueba de ELISA, que reconoce al antígeno GSA-65 tiene una sensibilidad del 98% y especificidad del 100%. Además del ELISA, comercialmente existen equipos que detectan otras proteínas de superficie mediante técnicas de inmunofluorescencia, empleando anticuerpos monoclonales. Estudios moleculares: El diagnóstico basado en la detección del DNA de G. lamblia en materia fecal mediante PCR está en proceso. Se han usado varios genes, por ejemplo con la amplificación del gen de la triosa fosfatoisomerasa, se obtuvo una sensibilidad del 94%. Otros han empleado diferentes iniciadores y genes de amplificación con una sensibilidad analítica de 1 a 10 quistes por mezcla de reacción.

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