Manual Toma de Muestras

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1 Biotechnology company 2013 Manual Toma de Muestras

2 Sistema Nervioso Central Muestras Sistema Nervioso Central Contenido 1. Introducción... 1 a) Líquido cefalorraquídeo (LCR)... 1 b) Sangre obtenida a través de punción periférica Bibliografía Introducción La mayoría de las infecciones del sistema nervioso afectan al sistema nervioso central (cerebro, medula espinal o meninges). Debido a sus especiales características anatómicas y fisiológicas es muy vulnerable a los efectos de una inflamación o edema, pudiendo provocar daños irreversibles. La más común es la meningitis, inflamación de las meninges que rodean al cerebro, causada principalmente por bacterias como Streptococcus pneumoniae y Neisseria meningitidis, entre otros. Por su lado la encefalitis, inflamación del tejido cerebral, es provocada generalmente por virus como los enterovirus o arbovirus. a) Líquido cefalorraquídeo (LCR) Enviar con resumen de historia clínica. Procedimiento realizado por personal médico. Preparación aséptica de la piel: el paciente debe estar recostado sobre un costado con el torso doblado hacia delante. Bajo anestesia local se introduce una aguja larga en el conducto espinal; no necesita ser aspirado, fluye por presión en individuos sanos. Obtener mínimo 3 ml de LCR en tubo estéril tapa rosca. Equipo de asepsia: mascarilla, guantes y campo estériles. Equipo de punción lumbar. temperatura ambiente durante 8 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana. b) Sangre obtenida a través de punción periférica Realizar lavado de manos quirúrgico. Mantener técnica aséptica durante todo el procedimiento. Utilizar campo estéril para evitar tener contacto con áreas circundantes que ofrezca el riesgo de contaminación. Colocar mascarilla al paciente. Realizar antisepsia de la zona a puncionar; no palpe la vena sin guantes estériles una vez preparada la piel. Utilizar otros guantes estériles para cada

3 Sistema Nervioso Central Muestras Sistema Nervioso Central punción. POR ÉSTE MÉTODO NO PUEDEN SER PROCESADAS MUESTRAS CON HEPARINA. En pacientes heparinizados, la toma de muestra debe realizarse en el momento más alejado de la administración del medicamento. La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado. Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo. Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontáneamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete. Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia. En recién nacidos y lactantes, donde no es fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo 1 ml de sangre completa. Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA). Bata y campos estériles. Gorro y mascarilla con protección ocular. Guantes estériles. Equipo de asepsia (antiséptico, gasas y guantes estériles). Tubo de hematología con EDTA. Jeringas estériles. La muestra debe ser analizada dentro de las 24 hrs. siguientes, en caso contrario puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta una semana. Se recomienda no congelar. 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.

4 Sistema Nervioso Central Muestras Sistema Nervioso Central Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

5 Ocular Muestras Ocular Deberá utilizarse una tórula para cada ojo. Contenido 1. Introducción... 1 a) Secreción conjuntival... 1 b) Raspado corneal... 1 c) Aspirado de fluido vítreo Bibliografía Introducción La infección ocular es una de las principales causas de ceguera en los países en vías de desarrollo esencialmente debido al tracoma. Asimismo, es una infección relevante en los países occidentales debido a la infección herpética y, más recientemente, al aumento de las intervenciones quirúrgicas y las complicaciones asociadas al uso de lentes de contacto. Para el manejo de estas infecciones es fundamental establecer el diagnóstico microbiológico puesto que las manifestaciones clínicas a menudo son inespecíficas. Por otro lado, el diagnóstico debe obtenerse lo más pronto posible porque los tejidos oculares son muy vulnerables a la respuesta inflamatoria y su lesión conduce a la pérdida irreversible de agudeza visual. a) Secreción conjuntival No usar gotas oftálmicas 18 a 24 horas antes de la muestra. Ausencia de cualquier cosmético. No tomar antibióticos 24 a 48 horas antes. No usar anestésicos que posean actividad antimicrobiana. Tome una muestra por cada ojo con tórula previamente humedecidas con suero fisiológico. Obtener la secreción con tórula estéril frotando la conjuntiva tarsal inferior y el fórnix de afuera hacia adentro. Rotar la tórula suavemente para que toda la superficie del algodón se empape de la secreción purulenta. Guantes estériles Tórula estéril, jeringa y aguja estériles. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b) Raspado corneal Esta muestra es recolectada por el especialista. Procedimiento médico bajo técnica aséptica. Instile uno o dos gotas de anestésico. Use espátula estéril y raspe las lesiones o

6 Ocular Muestras Ocular úlceras e inocule la muestra en tubo estéril seco con tapa rosca o tapón de caucho. Espátula de platino flexible o ansa bacteriológica nueva o descartable. Anestésico local. Guantes estériles Jeringa y aguja estériles temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe c) Aspirado de fluido vítreo Procedimiento médico bajo técnica aséptica. Puede obtenerse una muestra de humor vítreo, por aspiración con jeringa en el quirófano o preferentemente por vitrectomía y lavado para evitar tracciones vítreas. Utilice técnica aséptica para realizar punción por aspiración. 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois Cercenado E, Canton R. Procedimientos en microbiología clínica, SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford Etxebarría J, López-Cerero L, Mensa J., E. Diagnóstico microbiológico de las infecciones oculares. Procedimientos en Microbiología Clínica. Recomendaciones de la Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH,

7 Ocular Muestras Ocular editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

8 Ótica Muestras Ótica Contenido 1. Introducción... 1 a) Exudado del auditivo externo... 1 b) Tímpanocentesis Bibliografía Introducción En el oído existen dos compartimentos, el oído externo y el oído interno que pueden ser afectados por distintos microorganismos. El oído externo se encuentra abierto al ambiente y los patógenos que lo infectan son los que afectan normalmente a la piel y tejidos blandos. Por su parte, el oído interno alberga los componentes anatómicos del sistema auditivo y está comunicado con la nasofaringe, por lo que los organismos que la infectan son los patógenos respiratorios. a) Exudado del auditivo externo Se utiliza para conocer la etiología en caso de otitis externa. No usar gotas óticas de 18 a 24 horas antes de la toma de la muestra. No tomar o aplicar antibióticos de 24 a 48 horas antes. Antes de tomar la muestra hacer un aseo cuidadoso en la piel del área. Limpiar el oído con suero fisiológico y el antiséptico. Tomar el exudado de las zonas profundas mediante frotis con tórula o, en caso de abscesos, por aspiración del fluido. Tórula de algodón. Suero fisiológico Antiséptico suave temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por 4 b) Tímpanocentesis La muestra debe ser obtenida por un especialista en otorrinolaringología. Si el tímpano está roto, tras limpiar el canal externo, se tomará la muestra con tórula a través del otoscopio Se limpia el canal auditivo externo con una tórula impregnado en yodo povidona. El tímpano se punciona a través de un otoscopio estéril. La muestra se enviará en un tubo estéril. temperatura

9 Ótica Muestras Ótica ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por 4 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Procedimientos en microbiología clínica. Emilia Cercenado y Rafael Cantón SEIMC. España. Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias

10 Periodontal Muestras Periodontal Contenido 1. Introducción... 1 a) Gingival, periodontal, periapical, estomatitis de Vicent... 1 b) Saliva... 1 c) Ulceras y heridas superficiales Bibliografía Introducción Las infecciones periodontales inflaman y destruyen las estructuras que rodean y sostienen los dientes, principalmente las encías, el hueso y la capa externa de la raíz del diente. Están producidas por ciertas microorganismos provenientes de la placa subgingiva, siendo las bacterias anaerobias gramnegativas más importantes y prevalentes en el área subgingival el Actinobacillus actinomycetemcomitans, Porphyromonas gingivalis y Prevotella intermedia. a) Gingival, periodontal, periapical, estomatitis de Vicent Limpie cuidadosamente el margen gingival y la superficie dental supragingival, para remover la saliva, los detritos y la placa. Usando una espátula periodontal remueva cuidadosamente material de la lesión subgingival y transfiéralo al microtubo estéril. Guantes no estériles. Mascarilla, protección ocular. Espátula periodontal. Microtubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por 4 b) Saliva Se recomienda mantener ayuno de una hora por lo menos. Colectar entre ml de saliva en un tubo estéril. Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una

11 Periodontal Muestras Periodontal c) Ulceras y heridas superficiales Limpiar la herida del borde hacia afuera con gasa impregnada con solución salina normal y alcohol isopropílico al 70%, con el fin de evitar la contaminación de la muestra con flora colonizante que no está realmente implicada en el proceso infeccioso. Lavar la parte interna de la herida con solución salina abundante, sin presión. No usar antisépticos. Aspire si es posible o pase una tórula dentro de la herida. Tome la muestra con dos tórulas. Coloque las tórulas en un tubo estéril con tapa. Guantes estériles. Solución salina normal o alcohol al 70%. Gasa estéril. Frasco estéril con tapa rosca o tapón de caucho. Tórulas estériles. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias

12 Periodontal Muestras Periodontal infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

13 Cardiovascular Muestras Cardiovascular Contenido 1. Introducción... 1 a) Sangre obtenida a través de punción periférica Bibliografía Introducción Cuando un microorganismo llega a la sangre viaja por todo el cuerpo y algunos de ellos pueden acceder al espacio intravascular, infectando la superficie endotelial de distintas zonas del sistema cardiovascular. Ahí causan distintos cuadros clínicos como flebitis, endarteritis o endocarditis. Las infecciones intravasculares son causadas principalmente por bacterias, y en menor proporción por hongos. a) Sangre obtenida a través de punción periférica Realizar lavado de manos quirúrgico. Mantener técnica aséptica durante todo el procedimiento. Utilizar campo estéril para evitar tener contacto con áreas circundantes que ofrezca el riesgo de contaminación. Colocar mascarilla al paciente. Realizar antisepsia de la zona a puncionar; no palpe la vena sin guantes estériles una vez preparada la piel. Utilizar otros guantes estériles para cada punción. POR ÉSTE MÉTODO NO PUEDEN SER PROCESADAS MUESTRAS CON HEPARINA. En pacientes heparinizados, la toma de muestra debe realizarse en el momento más alejado de la administración del medicamento. La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado. Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo. Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontáneamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete. Una vez que se haya obtenido entre 5-8 ml de sangre, retirar la aguja y colocar una tórula con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia. En recién nacidos y lactantes, donde no es

14 Cardiovascular Muestras Cardiovascular fácil obtener tanta cantidad de muestra, debe enviarse como mínimo ml de sangre completa. Si la toma se hizo con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar un tubo de hematología con EDTA (venoject ó vacutainer TAPA MORADA). Bata y campos estériles. Gorro y mascarilla con protección ocular. Guantes estériles. Equipo de asepsia (antiséptico, gasas y guantes estériles). Tubo de hematología con EDTA. Jeringas estériles. La muestra debe ser analizada dentro de las 24 hrs. siguientes, en caso contrario puede mantenerse refrigerada a 4ºC hasta una semana. Se recomienda no congelar. 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Procedimientos en microbiología clínica. Emilia Cercenado y Rafael Cantón SEIMC. España.

15 Cardiovascular Muestras Cardiovascular Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

16 Respiratorias Muestras Respiratorias Tabla de contenido 1. Introducción Infecciones del tracto respiratorio superior... 1 a. Secreción de la zona nasal... 1 b. Secreción de área nasofaríngea... 2 c. Aspirado nasofaringe... 2 d. Secreción de la faringe... 3 e. Senos paranasales Infecciones del tracto respiratorio inferior... 4 a. Esputo por expectoración espontánea... 4 b. Esputo inducido... 5 c. Secreción traqueal... 5 d. Lavado o cepillado broncoalveolar... 6 e. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo... 6 i. Punción pulmonar aspirativa transtorácica:... 7 ii. Punción biópsica pulmonar... 7 iii. Biopsia pulmonar por toracotomía Bibliografía Introducción Las infecciones respiratorias agudas comprenden numerosos cuadros clínicos, los que pueden dividirse de acuerdo a su localización en dos grupos, infecciones del tracto respiratorio agudo superior e infecciones del tracto respiratorio agudo inferior. Pueden ser causadas por distintos patógenos, los cuales varían de un cuadro a otro. Las principales bacterias involucradas son Streptococcus pyogenes, Streptococcus pneumoniae y Haemophilus influenzae, en las cuales se ha visto el desarrollo de resistencia a los antibióticos de uso habitual. 2. Infecciones del tracto respiratorio superior a. Secreción de la zona nasal Evitar las gotas y los baños nasales antes de tomar la muestra. El frotis y cultivo nasal no es el cultivo para diagnóstico de sinusitis, otitis media o infecciones del tracto respiratorio inferior. Sólo se recomienda tomar cultivo de fosas nasales anteriores para la detección de portadores de Staphylococcus aureus o en lesiones nasales. Para búsqueda de hongos se recomienda la misma técnica.

17 Respiratorias Muestras Respiratorias Colocar al paciente bajo una buena fuente de luz. Levantar la cabeza del paciente y con la otra mano introducir la tórula 1 cm en el interior de las fosas nasales, rotarla y luego retirarla e identificar de qué fosa nasal se tomó la muestra. Guantes no estériles. Tórulas estériles. Lámina de vidrio y tubo con medio de transporte. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe Colocar al paciente bajo una buena fuente de luz. Introducir la tórula flexible hasta la nasofaringe posterior evitando trauma. Rotar la tórula por 10 a 15 segundos para permitir la impregnación del hisopo y retirar lentamente Barreras de protección (mascarilla y protección ocular). Guantes no estériles. Tórulas estériles flexibles. Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b. Secreción de área nasofaríngea La persona que obtiene la muestra debe usar barreras de protección (mascarilla, protección ocular). No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea. Tomar la muestra preferiblemente en ayunas. c. Aspirado nasofaringe La persona que obtiene la muestra debe usar barreras de protección (mascarilla, protección ocular). No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea Tomar la muestra preferiblemente en ayunas.

18 Respiratorias Muestras Respiratorias Es colectado mediante el paso de una sonda nelaton de un calibre apropiado dentro de la nasofaringe. Aspirar luego el material con una jeringa estéril u otro mecanismo de succión y colocarlo en tubo estéril seco. En caso de no poder recolectar la muestra en la jeringa, envíe el extremo distal de la sonda con el material aspirado en el tubo estéril seco. Barreras de protección (mascarilla y protección ocular). Guantes no estériles. Tubo estéril seco o medio de transporte para virus. Sonda nelaton. Jeringa estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe d. Secreción de la faringe No contaminar la tórula con secreción de cavidad oral o dientes. El hisopado de garganta está contraindicado en pacientes con diagnóstico de epiglotitis. No hacer gárgaras ni limpieza con ninguna solución bucofaríngea. Colocar al paciente bajo una buena fuente de luz. Con un bajalenguas, presionar la lengua hacia abajo para visualizar los pilares de la faringe y del área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado. Rotar la tórula estéril sobre el área. Guantes. Tórulas estériles. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe e. Senos paranasales Se realiza la punción-aspiración de los mismos, lo que requiere un especialista en otorrinolaringología. Este tipo de muestra no se realiza de rutina en caso de sinusitis aguda, sino que en general se reserva para casos de

19 Respiratorias Muestras Respiratorias sinusitis crónica, para aquellos casos que no responden al tratamiento instaurado y en aquellos casos que el especialista considere necesario. Desinfectar el lugar de la punción con yodo povidona. Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete inferior, o en el seno frontal por debajo del marco supraorbital del ojo. Aspirar el líquido del seno. Cuando no se obtenga líquido, instilar 1 ml de suero salino estéril y aspirarlo nuevamente. Inyectar la muestra en un medio de transporte para anaerobios o en su defecto tubo estéril. Yodo povidona al 10%. Contenedor de boca ancha estéril, con tapa de rosca. Material quirúrgico de otorrinolaringología. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 3. Infecciones del tracto respiratorio inferior a. Esputo por expectoración espontánea El esputo no es la muestra ideal para el diagnóstico de neumonía; se recomienda preferiblemente el lavado broncoalveolar. Recolectar la muestra en la mañana, en ayunas preferiblemente. Instruir al paciente para realizar cepillado de dientes y lavado de la lengua sólo con agua para remover el exceso de flora oral y retirar prótesis dental en pacientes de edad. Para pacientes pediátricos incapaces de producir un esputo, la terapeuta respiratoria debe obtener la muestra a través de succión. En pacientes ambulatorios sintomáticos respiratorios con sospecha de tuberculosis, la primera muestra se toma el día de la consulta médica y las otras dos al día siguiente, cumpliendo las recomendaciones descritas para paciente hospitalizado. Instruir al paciente para que tosa con fuerza y profundamente, con el fin de obtener una muestra que provenga del tracto respiratorio inferior, libre de saliva contenida en la cavidad oral, la cual debe expectorar directamente en un recipiente estéril de boca ancha de tapa rosca.

20 Respiratorias Muestras Respiratorias Frasco estéril de boca ancha, de 5 cm de diámetro, de tapa rosca, con capacidad de 30 a 50 ml, de material fácil de rotular. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b. Esputo inducido Instruir al paciente para realizar cepillado de dientes y lavado de lengua solo con agua. Realizar nebulización con solución salina normal. Para pacientes pediátricos incapaces de producir un esputo, la terapeuta respiratoria debe obtener la muestra a través de succión. Instruir al paciente para que tosa con fuerza y profundamente, con el fin de obtener una muestra que provenga del tracto respiratorio inferior, libre de saliva contenida en la cavidad oral, la cual debe expectorar directamente en un recipiente estéril de boca ancha de tapa rosca. Frasco estéril de boca ancha de tapa rosca de 5 cm de diámetro, con una capacidad de 30 a 50 ml y material fácil de rotular. Nebulizador. Solución salina normal. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe c. Secreción traqueal Realice el procedimiento con técnica aséptica. De acuerdo con las características de las secreciones, irrigar con solución salina normal previo a realizar el procedimiento. Introducir la sonda sin hacer succión a través del tubo endotraqueal o cánula de traquestomía, hasta ubicarla en el espacio traqueal. Ocluya el orificio distal de la sonda y comience a succionar, retire la sonda lentamente mientras la va limpiando externamente con una gasa estéril. Tenga precaución de suspender la succión, retirando la oclusión de la sonda para que se conserve la muestra obtenida

21 Respiratorias Muestras Respiratorias en el trayecto de la misma. Coloque la muestra obtenida en frasco estéril cortando el segmento distal de la sonda, si no es posible el depósito de la muestra sola, para lo cual retira la presión en el orificio de la sonda lo que permitirá la expulsión de la muestra en el recipiente. Guantes estériles. Mascarilla con protección ocular. Sonda de nelaton. Hoja de bisturí. Solución salina normal. Gasas estériles. Frasco de boca ancha estéril o trampa recolectora. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe d. Lavado o cepillado broncoalveolar El paciente debe estar en ayunas para realizar el procedimiento, ya que se requiere de sedación. A través de técnica de fibrobroncoscopia. Conecte una trampa de Lukens al fibrobroncoscopio. Irrigar con 10 ml de solución salina a través del canal abierto. Succione para obtener la muestra en dos frascos estériles de boca ancha. Equipos de fibrobroncoscopia. Sistema de succión. Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe e. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo Son todos procedimientos médicos. Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras más representativas del parénquima pulmonar, no obstante, sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diagnóstico etiológico. Técnica a realizar por personal entrenado. Pueden emplearse las siguientes:

22 Respiratorias Muestras Respiratorias i. Punción pulmonar aspirativa transtorácica: Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfico. Debe aplicarse ante infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son periféricas. Contraindicado en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis. Posibles complicaciones, como neumotórax y hemoptisis. Es una muestra ideal para estudio en infección anaerobia grave en niños, especialmente en edades tempranas. ii. Punción biópsica pulmonar Biopsia transtorácica con trocar. Sólo en casos excepcionales y en caso de lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de neumotórax. iii. Biopsia pulmonar por toracotomía Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 4. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias

23 Respiratorias Muestras Respiratorias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

24 Gastrointestinal Muestras Gastrointestinal Contenido 1. Introducción Materia fecal... 1 a) Heces... 1 b) Tórula rectal Muestras digestivas altas... 2 a) Aspirado gástrico... 2 b) Biopsia gástrica/antral obtenida por endoscopia Muestras digestivas bajas... 3 a) Biopsia rectal y sigmoidoscopia Bibliografía Introducción Las infecciones gastrointestinales agudas presentan una incidencia muy variable y pueden ser provocadas por una gran cantidad de patógenos como bacterias, virus o protozoos. Clínicamente se presentan como trastornos funcionales leves, poco molestos y autolimitados, o pueden convertirse en un proceso grave, con importantes cuadros de deshidratación y desnutrición y severos desequilibrios hidroelectrolíticos que pueden poner en peligro la vida del enfermo. En los países subdesarrollados, la gastroenteritis aguda asociada a diarrea es una causa importante de morbilidad en todas las edades y de mortalidad en lactantes y niños pequeños. 2. Materia fecal a) Heces En el caso de pacientes pediátricos, si no es posible recoger muestra de materia fecal se puede tomar la muestra a través de frotis rectal. Recolectar en lo posible más de 2 cc o gramos de materia fecal. Guantes. Frasco plástico limpio, de boca ancha. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b) Tórula rectal Recomendado en pacientes pediátricos y adultos incapaces de recolectar muestra de materia fecal.

25 Gastrointestinal Muestras Gastrointestinal Cuidadosamente introducir la tórula 2 cm en el esfínter anal. Rotar suavemente la tórula para obtener la muestra. Guantes no estériles. Tórulas. Tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 3. Muestras digestivas altas a) Aspirado gástrico La sonda se debe fijar y marcar al nivel que se introdujo, con el fin de evaluar si se movilizó durante la noche. Dejar cerrada durante la noche. Recolectar la muestra de la mañana, luego de 6 horas de ayuno. Tomar la muestra con el paciente en reposo. Pasar una sonda nasogástrica la noche anterior y explicar la finalidad de la misma. En la mañana y con el paciente en reposo, aspirar de 5 a 10 ml de contenido gástrico con una jeringa estéril. Depositar la muestra en recipiente estéril. Posteriormente instilar de 25 a 50 ml de agua destilada y aspirar 20 ml de contenido gástrico. Agregar al recipiente estéril con la muestra inicial y tapar herméticamente. Jeringa de 10 ml. Guantes no estériles. Recipiente de boca ancha estéril de tapa rosca con capacidad para 50 ml. Sonda nasogástrica. Agua destilada. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b) Biopsia gástrica/antral obtenida por endoscopia Se usa para la detección de Helicobacter

26 Gastrointestinal Muestras Gastrointestinal pylori, agente causal en casos de úlceras duodenales o gástricas. Es fundamental obtener varias muestras tanto de la base como de los cuatro cuadrantes del margen de la úlcera, sin olvidar la biopsia de la mucosa antral. Este procedimiento debe ser realizado por el médico. Seccionar la muestra en fresco para enviar al laboratorio clínico. Fibrogastroscopio y material complementario. Tubos con suero fisiológico (1 ml) para pequeñas muestras. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 4. Muestras digestivas bajas a) Biopsia rectal y sigmoidoscopia La biopsia rectal es normalmente empleada para la detección de Entamoeba histolytica, el HSV y Balantidium coli. Las muestras tomadas por sigmoidoscopia se usan en la detección de E.histolytica, micobacterias y colitis seudomembranosa por C. difficile y S. aureus. Biopsia rectal: emplear pinzas para tomar muestras de las lesiones o de la mucosa rectal posterior a unos 7-10 cm del esfínter anal. Sigmoidoscopia: toma con pinzas o con pipeta. Sigmoidoscopio, rectoscopio y material complementario. Pipetas. Tubos de tapa rosca estériles con o sin solución salina. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe

27 Gastrointestinal Muestras Gastrointestinal 5. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias

28 Ósea y Articular Muestras Ósea y Articular etilendiaminotetracético). Contenido 1. Introducción... 1 a) Líquido sinovial o articular Bibliografía Introducción Las infecciones de los huesos y articulaciones (ostomielitis y artritis) pueden originarse como consecuencia de una fractura abierta contaminada o de forma secundaria a una intervención quirúrgica sobre un hueso o articulación. También pueden producirse por extensión local de un proceso supurativo de las partes blandas adyacentes. Los estafilococos y los estreptococos son los microorganismos que causan con mayor frecuencia infecciones en las articulaciones y los huesos. Antes de la vacunación contra Haemophilus influenzae tipo b, este microorganismo era una causa frecuente de artritis y ostomielitis en niños menores de 5 años de edad. a) Líquido sinovial o articular La recolección de muestras de este origen está reservada estrictamente al médico especialista. No se recomienda usar tórulas, la muestra debe ser obtenida por aspirado o drenaje quirúrgico. Los líquidos susceptibles de formar coágulo deben ser colectados en tubos con anticoagulante EDTA (ácido Realice preparación de la piel con técnica aséptica. Puncionar con jeringa y aguja estéril, y recoger entre 0,5 y 3 ml de líquido. Recolectar en frasco seco. Equipo de preparación de piel y anestesia local. Jeringa y aguja estéril. Tubo estéril seco. temperatura ambiente durante 4 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana. 2. Bibliografía Carlberg, D. Cleanroom microbiology for the non microbiologist. Interpharm Press. INC. Buffalo Grove, Illinois CercenadoE, Cantón R. Procedimientos en microbiología clínica. SEIMC. España, Collins CH, Lyne PM, Grange JM. Microbiological methods. 7ma edition. Oxford 1995.

29 Ósea y Articular Muestras Ósea y Articular Forman MS, Valsamakis A, Specimen collection, transport, and processing: Virology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Guerrero Gómez C; Sánchez Carrillo C. Procedimientos en microbiología clínica. Recogida, transporte y procesamientos general de las muestras en el laboratorio de microbiología, Miller JM, Holmes HT. General principles in specimen collection, transport and storage. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; Organización Mundial de la Salud. Guía para transporte seguro de sustancias infecciosas y especímenes. Ginebra (Suiza): WHO/EMC/97.3; Thomson BR (JR.), and Miller M. Specimen collection, transport, and processing: Bacteriology. En Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, Pfaller MA, Yolken RH, editors. Manual of clinical microbiology. 8th ed. Washington: ASM Press; 2003.

30 Laboratorio Clínico Especializado en Análisis Genéticos Envío de Muestras Muestras de piel y tejidos blandos. a) Biopsia de tejido Medio de Transporte Tubo estéril tapa rosca Cantidad Mínima 1 muestra (0.5 gramo) Temperatura Transporte Almacenamiento y Transporte Requerimiento Especial Temperatura ambiente Máximo 48 horas a partir de la recolección (temperatura ambiente). Hasta dos semanas manteniendo la muestra refrigerada a 4 ºC. Hasta tres meses manteniendo la muestra congelada a -20 ºC. Ninguno b) Herida o abscesos. Medio de Transporte Tubo estéril tapa rosca Cantidad Mínima 1 muestra (0.5 gramo) Temperatura Transporte Almacenamiento y Transporte Requerimiento Especial Temperatura ambiente Máximo 48 horas a partir de la recolección (temperatura ambiente). Hasta dos semanas manteniendo la muestra refrigerada a 4 ºC. Hasta tres meses manteniendo la muestra congelada a -20 ºC. Ninguno.

31 Laboratorio Clínico Especializado en Análisis Genéticos Envío de Muestras Muestras de piel y tejidos blandos. c)sangre total Medio de Transporte Tubo con EDTA como anticoagulante (tapa morada). Cantidad Mínima 1ml Temperatura Transporte Almacenamiento y Transporte Requerimiento Especial Temperatura ambiente Máximo 24 horas a partir de la recolección (temperatura ambiente). Hasta una semana manteniendo la muestra refrigerada a 4 ºC. No se debe utilizar heparina como anticoagulante (no usar tubo tapa verde). Se recomienda no congelar.

32 Genitourinarias Muestras Genitourinarias Contenido Contenido Introducción Genitales femeninos... 2 a) Secreciones cervicales... 2 b) Secreciones vaginales... 2 c) Secreciones uretrales Genitales masculinos... 3 a) Secreciones uretrales... 3 b) Secreción prostática... 4 c) Lesiones genitales... 4 d) Semen Orina... 5 a) Orina de micción espontánea... 5 b) Orina obtenida a través de cateterismo transuretral... 5 c) Orina obtenida a través de sonda vesical permanente... 6 d) Orina obtenida en pacientes pediátricos 6 e) Orina obtenida a través de sonda de urostomía y nefrostomía... 7 f) Orina obtenida por punción suprapúbica 7 5. Bibliografía... 8

33 Genitourinarias Muestras Genitourinarias 1. Introducción La gravedad de una enfermedad urinaria depende de la zona del aparato urinario que se infecte. Las infecciones en la zona baja, como vejiga y uretra, son comunes y no dejan secuelas, aunque pueden ser muy molestas. Las infecciones que afectan al tracto superior, como los riñones y uréteres, presentan síntomas más graves como fiebre y vómitos. Las bacterias presentes en los riñones pueden diseminarse por la sangre, causando una infección potencialmente mental. 2. Genitales femeninos a) Secreciones cervicales La paciente debe haber suspendido el tratamiento antibiótico, aplicación de óvulos o duchas vaginales 3 días antes de la toma de la muestra. Evitar tener relaciones sexuales 3 días antes de la toma de la muestra y no realizar la toma durante el sangrado menstrual. Este procedimiento está contraindicado en pacientes embarazadas. Utilizar espéculo estéril o desechable. No usar lubricantes durante el procedimiento. Con la paciente en posición ginecológica introducir un espéculo. Con un primera torula estéril remover moco y secreciones del orificio de entrada del cuello cervical, y desecharlo. Con una nueva torula estéril tome cuidadosamente la muestra del canal endocervical y colóquelo en tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho. Guantes no estériles. Tórula estéril. Tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b) Secreciones vaginales La paciente no debe aplicar óvulos o duchas vaginales 24 horas antes de la toma de la muestra. Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitales externos previamente, para eliminar secreciones contaminantes. Con la paciente en posición ginecológica introducir un espéculo, recoger la muestra, bajo visión directa, con una tórula seca. Tomar la muestra en la zona de mayor exudado o del fondo del saco vaginal, realizar suaves movimientos de rotación. Colóquelo en tubo estéril con tapa rosca o tapón de caucho.

34 Genitourinarias Muestras Genitourinarias Tórulas estériles. Tubo estéril. Solución salina. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe c) Secreciones uretrales Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitales externos previamente, para eliminar secreciones contaminantes. La muestra se debe tomar al menos una hora después de que el paciente haya orinado. Inserte una tórula estéril pequeña 1 a 2 cm dentro de la uretra, rótela y déjela introducida al menos por 2 segundos para facilitar la absorción. Equipo para higiene externa (jabón antiséptico, gasas, jarra con agua). Tórulas uretrales finas estériles. Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 3. Genitales masculinos a) Secreciones uretrales Verificar que se haya realizado una limpieza adecuada de los genitales externos previamente, para eliminar secreciones contaminantes. La muestra se debe tomar al menos una hora después de que el paciente haya orinado. Realice masaje prostático para tomar la muestra; si se observa la salida de material por la uretra, recoléctelo en un tubo seco estéril. En caso de no obtener drenaje con el masaje uretral, realice lavado en el área periuretral con antiséptico y enjuague con agua. Inserte una tórula estéril pequeña 2 a 4 cm dentro de la uretra, rótela y déjela introducido al menos por 2 segundos para facilitar la absorción. Equipo para higiene externa (jabón antiséptico, gasas, jarra con agua). Tórulas estériles.

35 Genitourinarias Muestras Genitourinarias Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe b) Secreción prostática Verificar que el paciente haya evacuado la vejiga. Realice la limpieza del meato uretral con agua y jabón. Realice masaje prostático a través del recto y recolecte el fluido expulsado a través de la uretra en un tubo estéril o recolecte más de un mililitro. Guantes no estériles. Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe c) Lesiones genitales Realice limpieza de las lesiones con solución salina estéril antes de tomar la muestra. Los virus aislados con mayor frecuencia de lesiones genitales son HSV-1 y HSV-2, CMV y virus de papiloma humano. Con una hoja de bisturí remueva la superficie de la lesión. Mientras presiona firmemente la base de la lesión, permita que el trasudado se acumule y con la tórula estéril recolecte la muestra y colóquela en tubo estéril. Guantes no estériles. Torula estéril. Tubo estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe d) Semen Lavarse cuidadosamente las manos con agua y jabón. Limpiar la zona genital. Recoger la muestra obtenida por masturbación en recipiente estéril.

36 Genitourinarias Muestras Genitourinarias Frasco estéril. temperatura ambiente durante 48 horas. Posteriormente debe 4. Orina a) Orina de micción espontánea Realizar higiene de genitales: en mujeres, es necesario lavar el vestíbulo vaginal y la entrada de la uretra con agua jabonosa, enjuagar con abundante agua. Secar y separar los labios e iniciar la micción. En el hombre se debe hacer retracción del prepucio y lavar el meato urinario con agua jabonosa, enjuagar con abundante agua y secar. Con el prepucio retraído iniciar la recolección de la orina. En pacientes ambulatorios es ideal recoger la muestra de la primera micción del día. Instruir al paciente para que inicie la micción, desechar la primera parte de la orina. Recoger la parte media de la orina en el frasco colector sin detener el flujo urinario (5-10 ml) Terminar de eliminar en el sanitario o pato. Tapar el frasco sin contaminar la muestra. Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca. Equipo de higiene: jabón, gasas. temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana. b) Orina obtenida a través de cateterismo transuretral Realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Retirar y desechar los guantes; realizar lavado de manos clínico, usar guantes estériles e insertar el catéter urinario asépticamente. La confiabilidad diagnóstica es cercana a una sensibilidad de 95% y especificidad del 99%, constituyendo una buena alternativa en niños sin control de esfínteres. El riesgo de introducir la infección durante el cateterismo o de otras complicaciones es bajo si el personal entrenado emplea la técnica correcta. Eliminar la primera porción de orina obtenida, colectar la siguiente porción de orina (5-10 ml) en el frasco estéril, retirar la sonda de nélaton y tapar el frasco.

37 Genitourinarias Muestras Genitourinarias Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca. Equipo de higiene: jabón, gasas. Sonda de Nelaton (No adultos, No. 6-8 en niños). Guantes estériles y no estériles. temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana. c) Orina obtenida a través de sonda vesical permanente Pinzar la sonda durante 30 a 60 minutos antes de obtener la muestra. Realizar desinfección del puerto en Y de la sonda de foley con alcohol al 70%. Verificar el retiro de la pinza de la sonda después de obtener la muestra. No utilizar orina que ha estado depositada por varias horas en bolsas o frascos colectores. Los pacientes con catéter vesical por largo tiempo, siempre tienen microorganismos en la vejiga. No se recomienda recolectar orina de estos pacientes, a menos que se sospeche que el foco infeccioso es urinario. Puncionar la sonda con jeringa estéril con aguja de calibre pequeño, aspirar 5 a 10 ml de orina, retirar jeringa. Envasar en el frasco estéril, manteniendo la técnica aséptica. Frasco recolector estéril de boca ancha de tapa rosca. Guantes no estériles, gasas estériles, alcohol al 70%. Jeringa estéril. Guantes estériles. temperatura ambiente durante 24 horas. Posteriormente debe mantenerse refrigerada a 4ºC hasta por una semana. d) Orina obtenida en pacientes pediátricos Pacientes con control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. El paciente elimina en un recipiente limpio, de este recipiente se reenvasa en un frasco limpio de tapa rosca. Pacientes sin control de esfínter: realizar higiene de genitales con guantes no estériles. Secar adecuadamente el área genital. Si el niño no tiene control de esfínteres y no se puede realizar punción suprapúbica debe tomarse la muestra por sonda vesical. Otra método es colocar bolsa recolectora, si la micción no se da en 20 minutos se deberá repetir el aseo y colocar nueva bolsa. La bolsa recolectora es el método menos traumático de obtener la muestra de orina, ofrece más alto riesgo de contaminación