UNIVERSIDAD DE ANTIOQUIA SAPONINAS ESTEROIDES

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1 1 UNIVERSIDAD DE ANTIQUIA SAPNINAS ESTERIDES Profesor Alejandro Martínez Martínez Facultad de Química Farmacéutica Medellín, Junio de 2001

2 2 SAPNINAS ESTERIDES Las saponinas esteroides son glicósidos esteroides con un núcleo espirostano (Figura 1) que tienen la propiedad de hemolizar los glóbulos rojos y forman espuma abundante y estable al agitar sus soluciones acuosas 1, 2. R R=H, Sapogenina esteroide R=Carbohidratos (Deoxi), Saponina esteroide BIGENESIS La porción esteroide de las saponinas esteroides (también denominada sapogenina o aglicona esteroide) se origina por la ruta de la acetilcoenzima vía ácido 1 Hostettman, K., Marston, A.; "Chemistry and Pharmacology of Natural Products. Saponins", Cambridge University Press, New York, NY, 1995, 548 pp, ISBN Wallen, G. R. y Yamazuki, K., editores; En: Advances in Experimental Medicine and Biology, Vol. 404, Plenum Press, N. Y (ISBN ).

3 3 mevalónico y escualeno. La Figura 2 resume esquemáticamente el proceso. Una vez formado un precursor esteroide con 27 átomos de carbono (p.ej. colesterol), este es deshidrogenado para originar 3-colestanona. La colestanona es hidroxilada en los carbonos 16, 22 y 27. Este intermedio altamente hidroxilado en la cadena lateral puede sufrir una deshidratación entre los hidroxilos 16 y 22, lo que origina 3-furostanona; o puede sufrir además otra deshidratación entre los hidroxilos 22 y 27 restantes, lo que da lugar al anillo espirostano propiamente dicho. La 3- espirostanona puede ser reducida a 3-espirostanol, el cual puede sufrir procesos enzimáticos de glicosilación para originar las saponinas esteroides.

4 4 Figura 2. rigen biogenético de sapogeninas y saponinas esteroides HIDRLISIS 3 Como -glicósidos, las saponinas esteroides se hidrolizan fácilmente en medio ácido o enzimáticamente. Ambos procesos liberan una o varias unidades de 3 Tschesche, R., y col.; PHYTCHEMISTRY 17, (1978).

5 5 carbohidratos ligados, y la denominada SAPGENINA ESTERIDE 4. Las saponinas y sapogeninas presentan propiedades físicas, químicas y biológicas diferentes. Para la hidrólisis ácida a 20 mg de saponina se adiciona HCl 2N metanólico. Se refluja al menos durante una hora. Se neutraliza con NaHC3 y se extrae la sapogenina mediante partición con cloroformo 5. NMENCLATURA Muy comúnmente, a las saponinas esteroides se las denomina con nombres vulgares con terminación INA. La IUPAC establece el nombre de estas a partir del núcleo básico ESPIRSTAN. La figura 3 muestra las estructuras de varias saponinas esteroides conocidas. R R 1 R 2 R 12 C-5 C-25 NMBRE CMUN FUENTE 3Glu-1Ram H H H C-C - Sarsaporrillósido Smilax sp., Liliáceas 3Glu H H H C=C Dioscina Dioscorea sp., Dioscoráceas, por ejemplo "Ñame" H H H H C=C Diosgenina Dioscorea sp., Dioscoráceas, por ejemplo "Ñame" H H H H C=C - Ruscogenina Ruscus sp., Liliáceas H H H C-C Hecogenina Agave sp., Agaváceas, por ejemplo "Fique" H H H H C=C Yamogenina - H H H H C-C - Digitogenina Digitalis sp., Escrofulariáceas 4 N.A.: Algunos autores también usan el término AGLICNA en lugar de SAPGENINA. 5 Abdel-Gawad, M. M., et al., FITTERAPIA 70 (4) (1999).

6 6 Figura 3. Estructuras de algunas saponinas esteroides naturales Para el caso de la sapogenina de la dioscina, la cual se conoce con el nombre común de diosgenina, su nombre IUPAC es (24R)-Espirost-5-én-3ß-ol. Por otro lado, para la hecogenina (la sapogenina de la heconina) su nombre IUPAC es: (24R)-11-oxa-espirostán-3-ol. ENSAYS DE RECNCIMIENT Las saponinas esteroides se pueden reconocer fácilmente en los análisis fitoquímicos preliminares mediante los ensayos de la espuma, hemólisis de glóbulos rojos, Liebermann-Burchard y ensayos para carbohidratos. a. Ensayo de la Espuma Al agitar una solución acuosa de una muestra que sea o contenga saponinas, se forma una espuma estable como la obtenida al agitar la solución acuosa de un jabón. Puesto que existen otras sustancias que pueden formar también espuma, se debe asumir este ensayo como una prueba presuntiva de la presencia de saponinas esteroides. b. Ensayo de Hemólisis Este ensayo es más confiable que el de la espuma. A una suspensión de glóbulos rojos en solución salina diluida, se añade una solución de la muestra que se presume que es o que contiene saponinas. Si los glóbulos rojos se rompen (lisan o hemolizan), se asume que la prueba es positiva. Este ensayo puede realizarse en tubo de ensayo 49, en cajas de Petri con agar-sangre o en cajas de Petri con gelatina-sangre 51. Cuando la muestra contiene taninos, deben eliminarse antes de realizar la prueba ya que la interfieren. Esto se logra por tratamiento repetido de la muestra con óxido de magnesio, el cual forma complejos insolubles con los taninos, por lo cual es fácil eliminarlos por filtración. Este ensayo, junto con el de la espuma, cuando ambos resultan positivos en una muestra vegetal (extracto, fracción ó sustancia pura) permiten establecer que la muestra es ó contiene saponinas. La sola prueba de espuma positiva no es concluyente para determinar la presencia de saponinas. Además hay sustancias que interfieren estas dos pruebas como son los taninos. Si la muestra contiene taninos, estos pueden eliminarse pues se absorben en Mg. c. Ensayo de Liebermann-Burchard Por la porción esteroide que poseen las saponinas esteroides, este ensayo puede confirmar su presencia por ejemplo en muestras y extractos vegetales, tal como se indicó anteriormente para los esteroles, pero debe tenerse en cuenta que al igual que en el caso de los esteroles -y los esteroides en general- solamente dan un resultado positivo los que tengan grupos dienos conjugados reales o potenciales. Sin embargo otras saponinas como las triterpenoides también dan

7 7 positiva la prueba. d. Ensayos para carbohidratos La presencia de carbohidratos ligados puede reconocerse fácilmente mediante ensayos como el de Molisch, el de la Antrona, etc., o mediante análisis por cromatografía en papel, utilizando carbohidratos de referencia. EXTRACCIN Y AISLAMIENT Las saponinas esteroides por su carácter glicosídico, son insolubles en solventes apolares. Para obtenerlas de las plantas o animales, el material seco y molido se desengrasa previamente con un solvente apolar (generalmente éter de petróleo o n-hexano). El marco se extrae con etanol, metanol, n-butanol, ó mezclas de diferentes proporciones de estos alcoholes y agua. El extracto acuoso (libre de alcohol) se liofiliza o se concentra en rotavapor, y se hace pasar por resinas de intercambio iónico a fin de eliminar sustancias iónicas. El eluato acuoso se pasa luego a través de materiales como el Sephadex LH-20 para separar las saponinas de otras moléculas como péptidos y macromoléculas que dificultan su purificación cromatográfica. Una vez obtenidas las saponinas crudas, se pueden purificar por cromatografía en columna o líquida de alta eficiencia. En el caso de la cromatografía en columna, se puede utilizar sílica gel y eluentes como los BAW y mezclas Cloroformo-Metanol-Agua. Para el análisis por cromatografía en capa fina pueden utilizarse condiciones como las reportadas para el análisis de saponinas en frutas 6. Para el análisis y fraccionamiento por HPLC pueden utilizarse condiciones similares a las reportadas para saponinas triterpenoides 7, gimsenósidos 8 y saponinas de la soya 9. La determinación de los carbohidratos ligados se hace mediante la hidrólisis ácida. Los carbohidratos liberados se identifican por cromatografía en papel frente a muestras auténticas o por cromatografía de gases de derivados estables (p. ej. trimetilsililéteres, metiléteres, etc.). Ciertos derivados como los éteres TMS-(+)- butilglicósidos permiten además identificar los isómeros D y L 10. La técnica combinada cromatografía de gases-espectrometría de masas (CG-EM) permite también el reconocimiento de los carbohidratos ligados en forma de derivados trimetilsililéteres de alditoles-mba 11 mediante el método de Hakomori, como se explica más adelante. 6. J. AGR. FD. CHEM. 32, 691 (1984). 7. J. CHRMATG. 368, 433 (1986). 8. J. CHRMATG. 362, 291 (1986). 9. J. CHRMATG. 361, 410 (1986). 10 Ferreira, F. et al.; PHYTCHEMISTRY 42 (5) (1996). 11. J. CHRMATG. 259, 159 (1983).

8 8 CARACTERISTICAS ESPECTRALES a. Espectroscopia Infrarrojo Además de las bandas de absorción características de las sustancias esteroides, las saponinas y sapogeninas esteroides presentan varias bandas originadas por tensiones C- de los anillos pirano y furano, localizadas alrededor de 850, 900, 920 y 987 cm -1. Por otro lado, la intensidad relativa entre las bandas a 900 y 920 cm -1 permite determinar la estereoquímica del carbono 25. De acuerdo con esto si la banda alrededcor de 900 es más intensa que la de 920 cm -1, la configuración del carbono 25 es R, y en el caso inverso es S 12. Algunos procedimientos para la detección y valoración de sapogeninas esteroides se basan en estas bandas de absorción. En el caso de los furastanoles (sapogeninas sin el anillo piránico), estas cuatro bandas no se observan 13. b. ESPECTRMETRIA DE MASAS Las sapogeninas esteroides presentan espectros de masas 70 ev, en los cuales pueden apreciarse el ion molecular y los fragmentos m/z: 115 y 139, siendo alguno de estos el pico base del espectro. La figura 4 muestra los mecanismos de fragmentación que explican la formación de estos dos últimos iones. Budzikiewicz y col. también racionalizaron los mecanismos de formación probable para iones M- 114, M-129 y M , la figura 5 describe dichos mecanismos. 12 Hu, K., y col.; PLANTA MED. 62, (1996). 13 Abdel-Gawad, M. M., et al., FITTERAPIA 70 (4) (1999).

9 9 Figura 4. Mecanismos de formación de los iones m/z 115 y 139, característicos en el espectro de masas 70 ev de sapogeninas espirostánicas Para las saponinas esteroides se están utilizando actualmente técnicas de Espectrometría de masas con ionización suave como Desorción de Campo (FD), Ionización Química (CI) 14 y Bombardeo con Atomos Rápidos (FAB) las cuales permiten además de conocer el peso molecular, establecer los carbohidratos ligados15. Un ejemplo de su utilidad se observa para el caso del espectro de 14 Abdel-Gawad, M. M., et al., FITTERAPIA 70 (4) (1999). 15 Mimaki, Y. et al.; PHYTCHEMISTRY 42(4), 1065 (1996).

10 10 masas FAB de iones negativos de la saponina: (22s,25s)-5 -espirostán-3 -ol 3-- {- -D-galactopiranosil-(1 2)--[ -D-xilopiranosil]-(1 3)-- -D-glucopiranosil-(1 4)- -D-galactopiranósido} 16 : m/z 577 xil glu gal m/z 739 m/z 871 gal [M-H] - = 1033 m/z 901 Figura 6. Esquema de la fragmentación de una saponina esteroide en Espectrometría de masas FAB de iones negativos tras variantes de la Espectrometría de masas son por ejemplo MALDI-TF 17 y la CID (disociación inducida por colisiones) que permiten reconocer patrones de fragmentación de saponinas esteroides 18. c. ESPECTRMETRIA DE RESNANCIA MAGNETICA NUCLEAR Las sapogeninas esteroides pueden reconocerse en sus espectros de Resonancia Magnética Protónica por las señales de los protones localizados sobre los carbonos unidos a átomos de oxígeno como son: C-16, C-3, C-26, C-18 y C-19. La señal del protón 16 aparece alrededor de en forma de un cuartete o un doble doblete 19. La señal del protón 3 aparece alrededor de 3.5 cuando en el carbono 3 existe un grupo hidroxilo. Los protones del C-26 resuenan en (H Inoue, T., et al.; PHYTCHEMISTRY 39(5) 1103 (1995). 17 a) Cotler, R. J.; ANAL CHEM. 64, 1027A-1039A (1992). b) Li, Y. et al.; ANAL. CHEM. 68 (13) (1996). 18 Ferreira, F. et al.; PHYTCHEMISTRY 42 (5) (1996). 19 Putalun, W., y col., J. NAT. PRD. 62, (1999).

11 11 ecuatorial dd, J=10 y 2-3 Hz; H-26 axial dd, J=10 y 10 Hz). Los protones del metilo-18 resuenan como un singlete en ppm y los del metilo-19 en ppm, también en forma de singlete. El desplazamiento químico de los protones de los metilos 21 y 27 depende de la estereoquímica del C Así, estos resuenan como dobletes (J=7 hz) alrededor de 1.08 y 0.98 ppm respectivamente en isómeros 25S, mientras que en los isómeros 25R resuenan en 0.96 y 0.78 ppm respectivamente d (25R) 1.08d (25S) s m 0.78d (25R) 0.98d (25S) s 4.5m R 3.5m En los espectros de Resonancia Magnética de Carbono-13 22, se aprecian las señales de los carbonos 16, 22, 25, 26 y 27, alrededor de 80, 110, 30, 65 y 17 respectivamente. En el caso del isómero 25S los carbonos C-25, C-26 y C-27 resuenan alrededor de 27, 65 y 16 ppm respectivamente si no tienen sustituyentes oxigenados, mientras que en el isómero 25R resuenan alrededor de 30, 67 y 17 ppm, respectivamente 23. Los carbohidratos ligados presentan espectros característicos Tori, K. y col., STERIDS 39(1) 73 (1982). 21 QUIMICA ACTUALIDAD Y FUTUR 4(1) (1994). 22 Agrawal, P. K., Jain, D. C.; Gupta, R. K.; Thakur, R. S.; PHYTCHEMISTRY 24 (11) (1985). 23 QUIMICA ACTUALIDAD Y FUTUR 4(1) (1994). 24 Agrawal, P. K.; PHYTCHEMISTRY 31 (10) (1992).

12 (25S) 67 (25R) 27 (25S) 30 (25R) 16 (25S) 17 (25R) 80 R Debido a que esta última técnica de análisis permite asignaciones estructurales finas, es muy utilizada actualmente 25. d. REGLA DE KLYNE 26 A partir de las rotaciones ópticas de la saponina y la sapogenina correspondiente, es posible determinar si los carbohidratos ligados están enlazados a través de un enlace - ó -glicosídico. Para esto se convierten los valores [ ] D de la saponina y la sapogenina en valores de rotaciones moleculares [M] D mediante la fórmula: [M] D = [ ] D. M / 100 donde M es el peso molecular. Con estos valores se determina la diferencia: C = [M] D saponina - [M] D sapogenina La regla de Klyne establece que si C es alrededor de +305, el enlace glicosídico es, pero si es alrededor de -61, el enlace glicosídico es. Un ejemplo de la aplicación de esta regla está reportado para el -glucopiranósido de yamogenina 27. Metodo de Hakomori Debido a que muchas saponinas esteroides contienen más de un monosacárido ligado, generalmente en el C-3, para poder establecer las uniones glicosídicas 25 Abdel-Gawad, M. M., et al., FITTERAPIA 70 (4) (1999). 26 Kawasaki, K., y col.; CHEM. PHARM. BULL. 10, (1962). 27. PLANTA MED. 49, (1983).

13 13 entre ellos y asignar la estructura total de tales compuestos se utiliza el denominado método de Hakomori. Este método se basa en que al hacer una metilación exhaustiva del glicósido, todos los grupos hidroxilos libres presentes en los carbohidratos ligados son convertidos en grupos metoxilos. En cambio los enlaces glicosídicos y hemiacetal permanecen estables. La hidrólisis ácida del producto de metilación libera los grupos hidroxilos que participan en los enlaces glicosídicos a determinar y rompe los enlaces hemiacetal generando un grupo carbonilo y un hidroxilo libre en cada molécula de carbohidrato. Luego de esto se hace una reducción con NaBH 4, en la cual los grupos carbonilos obtenidos a partir de los enlaces hemiacetal son reducidos hasta grupos metileno. La acetilación de esta mezcla lleva a que los hidroxilos formados por la hidrólisis de los enlaces hemiacetal, y los hidroxilos obtenidos por la reducción del enlace éter formen los correspondientes acetatos. Los productos obtenidos corresponden a los denominados alditoles metilados y acetilados, y el patrón de metilación/acetilación permite establecer las uniones entre ellos. Estos derivados son lo suficientemente estables y se pueden identificar por CG-EM, y utilizando fases estacionarias quirales se pueden reconocer si se trata de derivados alditoles de monosacáridos isómeros D ó L. Para comprender mejor este método supongamos que se tiene una saponina como la siguiente: H 1 6 H H H 1 R (R = aglicona esteroide) H H Al someter a metilación exhaustiva esta saponina se produce: Me Me Me Me R (R = aglicona esteroide Me Me Al someter a hidrólisis ácida este producto se rompen los enlaces glicosídico (1 6)

14 14 y (1 -aglicona), y los dos enlaces hemiacetal de los dos monosacáridos, se obtiene: Me H H + Me H H H + R-H Me Me Me Me Al tratar esta mezcla de derivados con borohidruro de sodio se reducen los grupos carbonilo y se obtiene: H H H Me H + Me H + R-H Me Me Me Me La acetilación de esta mezcla produce: Ac Ac Ac Me Ac + Me Ac + R-Ac Me Me Me Me I II Al analizar por CG-EM esta mezcla se obtiene por un lado el tiempo de retención el cual es característico de este tipo de derivados (denominados derivados alditol) y el espectro de masas, el cual también es característico de cada uno de estos derivados, y se comparan con compuestos de referencia. De esta manera se identifica con precisión cada uno de ellos. Volviendo al ejemplo, el derivado alditol I corresponde al 1,5-diacetato de 2,3,4-trimetoxi-ramnitol con un peso molecular de 306 g/mol, y el derivado alditol II corresponde al 1,5,6-triacetato de 2,3,4- trimetoxi-glucitol con un peso molecular de 336 g/mol. El que un derivado sea 1,5- diacetilado y el otro sea 1,5,6-triacetilado sugiere que en la saponina natural el C-6

15 15 de uno de los dos monosacáridos está implicado en el enlace glicosídico con el otro monosacárido, y descartando el C-5 (presente en la mayoría de carbohidratos luego de romper el enlace hemiacetal), se puede establecer que la unión glicosídica entre los dos carbohidratos en este caso es (1 6). DISTRIBUCIN NATURAL Las saponinas esteroides se encuentran principalmente en varias familias de la clase monocotiledónea, como son: Liliaceae, Dioscoreaceae y Amaryllidaceae (Agavaceae). En las dicotiledóneas, se las ha encontrado en las familias Solanaceae y Scrofulariaceae. En el reino animal, las estrellas de mar constituyen el único ejemplo de animales con saponinas esteroides. IMPRTANCIA FARMACEUTICA DE SAPNINAS ESTERIDES Aunque algunas saponinas esteroides han mostrado diversas actividades biológicas (antimicrobiana, citotóxica 28, antitumoral, ictiotóxica, molusquicida 29, insecticida, antihelmíntica, expectorante, diurética, cardiovascular, antiinflamatoria, anti-úlcera, espermicida, analgésica, antipirética, sedante, antifertilidad, antihepatotóxica, hemolítica 30, antimicótica, etc.) fundamentalmente se han constituido desde hace bastante tiempo, como precursores únicos de muchos medicamentos esteroides tales como hormonas sexuales, corticoides, contraceptivos orales y diuréticos 31,32. La figura 7 muestra algunos ejemplos de medicamentos esteroides producidos a partir de esteroides naturales. La producción industrial de estas sustancias requiere una serie de procesos microbiológicos de fermentación y una serie de conversiones químicas relativamente complejas 33 y en su gran mayoría patentadas por los grandes laboratorios farmacéuticos 34,35,36,37. La 28 Hu, K., Kobayashi, H., Dong, A., Jing, Y., Iwasaki, S., Yao, X., Antineoplasic Agents III: Steroidal glycosides from Solanum nigrum, Planta medica 65, (1999). 29 Abdel-Gawad, M. M., y col., FITTERAPIA 70 (4) (1999). 30 Takechi, M. y col., PLANTA MED. 64 (2) 179 (1998). 31 Hostettmann, K., Marston, A.; "Chemistry and Pharmacology of Natural Products: Saponins", Cambridge University Press, New York, NY, 1995, ISBN Desgagné, M. et al.; CAN. PHARM. J. 122 (8) 403 (1989). 33 a) Iizuka, H.; Naito, A.; "Microbial Trajsformation of Steroids and Alkaloids", Univ. Park Press, State Coll., Pensylvania, b) Martin, C. K. A.; "Biotechnology", Vol 6a, Verlag Chemie, Weinheim, 1984, p Mahato, S.B.; Mukherjee, A.; PHYTCHEMISTRY 23 (10) (1984). 35 Mahato, S.B.; Mukherjee, A.; PHYTCHEMISTRY 24 (7) (1985).

16 16 Figura 8 muestra un esquema de la producción de hormonas esteroides a partir de la diosgenina obtenida de los rizomas de Dioscorea sp. La Figura 9 muestra un esquema de la producción de medicamentos corticoides a partir de la hecogenina acetilada. La Figura 10 muestra un esquema para la producción de hidrocortisona a partir del estigmasterol presente en la semilla de soya ( Glycine max o Glycine soja) o del haba de calabar (Physostigma venenosum). La Figura 11 describe el proceso de producción de medicamentos esteroides a partir de colesterol (obtenido de la lana de oveja, de la médula espinal y cerebro de ganado vacuno) o sitosterol (obtenido de la soya o del aceite se semilla de algodón). La Figura 12 describe la obtención de medicamentos esteroides a partir del denominado "compuesto s" que es el intermedio clave para varias clases de medicamentos esteroides. La Figura 13 describe cómo la progesterona puede ser convertida por fermentación con hongos en varios productos esteroides. La conversión de sapogeninas 3-hidroxiladas en derivados 3-oxa-4-eno (una funcionalidad presente en muchos esteroides bioactivos) se puede realizar a través de microorganismos como Mycobacterium sp. 38 En nuestro país existen varias especies de ñames silvestres como Dioscorea coriacea, propia de los sitios altos cerca a la ciudad de Medellín (Santa Elena, La Ceja, San Pedro, etc.), Dioscorea polygonoides (sudoeste de Antioquia), Dioscorea santanderensis (en Puerto Valdivia), el "ñame de aire" Dioscorea bulbifera que crece en Medellín 39, y Dioscorea trifida "Ñame o batata" una planta promisoria de Colombia y otros países del Convenio Andrés Bello 40. El fique, el cual es usado por los campesinos para elaborar canastas y productos artesanales, se obtiene de las hojas de Agave sp., sin embargo no se ha evaluado su uso potencial como fuente de saponinas esteroides. 36 Mahato, S.B.; Banerjee, S.; Podder, S.; PHYTCHEMISTRY 28 (1) 7-40 (1989). 37 Mahato, S.B.; Majundar, I.; PHYTCHEMISTRY 34 (4) (1993). 38 Lee, S. S. y col., J. NAT. PRD. 61, 275 (1998). 39 Patiño G. Daniel J.; "Utilización Terapeútica de Nuestras Plantas Medicinales"; 1a. edición, Ediciones Tercer Mundo, Bogotá, 1984, pp Henry Yesid Bernal y otros, "ESPECIES VEGETALES PRMISRIAS", Tomo VII, Secretaría del Convenio Andrés Bello, Bogotá, Edit. Guadalupe, 1992.

17 17 Ac Ac A c Ac Ac H H B r Ac B r B r Ac F H H H F H H H H H Hidrocortisona Prednisolona Prednisona Figura 8. Esquema del proceso de obtención de medicamentos esteroides a partir de diosgenina (F = fermentación). Br Br H Br Ac Ac Ac H F R H R 9 etapas Ac Ac 9-fluorocorticoides Acetato de 11-cetopregnenolona Acetato de 11-cetotigogenina Figura 9. Esquema de la conversión de acetato de hecogenina en medicamentos fluorocorticoides

18 18 2 etapas CH N H Estigmasterol H F R H Ac H 9 etapas 9-fluorocorticoides Figura 10. Esquema de la conversión industrial de estigmasterol en derivados de la cortisona R 2 etapas H F R=H, colesterol R=Et, sitosterol Androstenodiona 2 etapas H CH H etc. Etisterona Figura 11. Esquema de la conversión de colesterol y sitosterol en medicamentos esteroides contraceptivos orales

19 19 Dehidrotestololactona H H Cylindrocarpon radicicola H Rhizopus sp. H H Aspergillus sp. Testololactona Aspergillus sp. Compuesto S Streptomyces fradiae H H H Androstenodiona H Curvularia lunata H H Hidrocortisona H 14-hidroxicortisona Figura 12. Algunas conversiones microbianas del denominado compuesto "S" un intermedio clave en la producción de medicamentos esteroides tras drogas vegetales con saponinas esteroides incluyen la sarsaparrilla 41, la alfalfa 42, otras especies de Dioscorea 43, etc. 41 sborne, F. et al.; CAN. PHARM. J. 129 (5) 48 (1996). 42 Briggs, C.; CAN. PHARM. J. 127 (2) 84 (1994). 43 Briggs, C. J.; CAN. PHARM. J. 123 (9) 413 (1990).

20 20 PRBLEMAS 1) PHYTCHEMISTRY 1989, 28: g de Frutos verdes secos y molidos de Solanum meridense, Solanaceae se reflujaron durante 2 horas con HCl 2M. Luego de esto se dejó enfriar y se hizo una partición con cloroformo. La fase clorofórmica se sometió a Cromatografía en Capa Fina (CCF) con sílica gel y eluyendo con la mezcla Diclorometano-Metanol- Formamida 93:6:1. Se obtuvo una fracción de Rf aprox Esta fracción se sometió de nuevo a CCF con sílica gel eluyendo con Benceno-Acetato de Etilo 10:2. De esta forma se aisló un sólido de Rf aprox. 0.65, con P.F C y con las siguientes características espectrales: IR (KBr): 1740, 1250, 1700, 980, 960, 920, 900 cm -1. Siendo la banda a 900 más intensa que la de 920 cm -1. EMIE (70 ev): 472, 413, 139 (100), 115 (43) RMN 1 H (CDCl3): 0.73 (d, 3H, j=7), 0.75 (s, 3H), 0.95 (d, 3H, j=7), 1.20 (s, 3H), 1.98 (s, 3H), 3.35 (m, 1H), 5,10 (m, 1H). RMN 13 C : 38.4, 29.6, 72.7, 30.2, 56.5, 209.1, 96.7, 37.4, 54.0, 36.5, 21.3, 39.5, 40.8, 56.6, 31.4, 80.4, 62.4, 16.6, 13.0, 41.7, 14.3, 109.2, 31.6, 28.8, 30.2, 66.9, 16.9, Determine la estructura de esta sustancia y asigne su nombre IUPAC. 2. PHYTCHEMISTRY 1989, 28: Del extracto etanólico de las partes aéreas de Kallstroemia tabuloides, Zygophylaceae; se aisló una sustancia con las siguientes características espectrales: EMIE: 432, 139 (100), 115 EMIE (Acetilado): 516, 139, 115 IR (KBr): 920 > 900 cm -1 RMN 13 C : 42.4, 14.4, 110.0, 27.3, 25.9, 26.2, 65.0, 16.1, etc. Determine la estructura más probable para esta sustancia. 3. PHYTCHEMISTRY 1988, 27: Del extracto metanólico de los frutos de Asparagus officinalis, Liliaceae; se obtuvo de la fracción soluble en éter de petróleo una sustancia sólida de P.F C, [ ] 20 = -76 (Cloroformo, c 1.5), y con las siguientes características espectrales: D

21 21 IR (KBr): 980, 920, 900, 855 cm -1 (920 > 900). EMIE 70 ev: 416, 399, 139 (100), etc. Determine la estructura más probable para esta sustancia. 4. PHYTCHEMISTRY 1982, 21: 1820 Del extracto etanólico de las raíces de Agave cantala, Agavaceae; se aisló una sustancia la cual se sometió a reflujo durante 5 horas con ácido sulfúrico al 9%. Luego de una partición con cloroformo se obtuvo un sólido de P.F C y con [ ] 20 = -45 (cloroformo, c 0.7). Esta sustancia posee las siguientes características D espectrales: IR (KBr): 3480, 980, 950, 915, 895 (895 > 915) cm-1 EMIE (70 ev): 432 (9), 417 (1.9), 414 (0.4), 363 (10), 360 (26), 318 (16.2), 303 (11.5), 300 (8.8), 289 (26.3), 271 (10.3), 253 (3.3), 139 (100), 115 (20), etc. RMN 1 H (90 Mhz, CDCl3-CF3CH): 0.70 (s, 3H), 0.80 (d, 3H), 0.90 (d, 3H), 0.97 (s, 3H), 4.50 (q, 1H), etc. Determine la estructura más probable de esta sustancia. 5. PHYTCHEMISTRY 1983, 22: 2259 Del extracto metanólico de las raíces de Asparagus sprengeri, Liliaceae; se aisló la sustancia A. Esta sustancia se sometió a reflujo durante 3 horas con HCl al 7%. Luego de una partición con cloroformo, de la fase orgánica se obtuvo una sustancia B. La fase acuosa se neutralizó con Carbonato de plata, se concentró y se analizó por cromatografía en papel eluyendo con la mezcla BAW 4:1:5; al comparar con sustancias de referencia se detectó la presencia de D-xilosa (Rf 0.28) y D-glucosa (Rf 0.18). La sustancia B es un sólido de P.F C y [_] 20D = -128 (cloroformo, c 1), con las siguientes características espectrales: IR (KBr): 3400, 3020, 2845, 980, 918, 898, 860, 835, 802 (898 >918) cm -1. EMIE: 414 (5.7), 396 (2.3), 345 (6.7), 300 (25), 282 (42.3), 271 (23), 253 (21.1), 139 (100), 115 (16.6). %C = %H = Se acetila para dar un derivado de P.F C, [ ] 20 D =-115, IR (KBr): 1730 cm -1.

22 22 6. STERIDS 24, 205 (1974) Determine las estructuras más probables para la brisbagenina y la brisbenona, las cuales presentan las siguientes características: a) Brisbagenina P.F C EMIE: 432, 318, 300, 290, 287, 279, 139 (100). RMN- 1 H: 0.77 (s, 3H), 0.85 (s, 3H), 0.77 (d, J=6 Hz, 3H), 0.95 (d, 3H, J=7 Hz). IR : 3420, 1050, 980, 920, 900, 867 cm -1. b) Brisbenona P.F C EMIE: 412 (M +. ), 139 (100), etc. RMN- 1 H: 5.81 (d, J=10.5 Hz, 1H), 7.10 (d, 1H, J=10.5 Hz), etc. IR: 1680, 980, 920, 898, 864 cm -1. UV (máx): 231 nm. Determine las dos estructuras más probables para la sustancia A. 7) PHYTCHEMISTRY 42 (5) 1409 (1996) A partir del extracto etanólico de las partes aéreas de Solanum laxum (solanaceae) se aislaron dos saponinas esteroides: las laxuminas A y B. Para ambos compuestos se determinaron los enlaces glicosídicos mediante el método de Hakomori. Los productos obtenidos para el caso de la laxumina A fueron: 1,2,5-triacetato de 3,4,6-trimetoxi-D-glucitol; 1,2,4,5-tetraacetato de 3,6-dimetoxi-D-galactitol; 1,5- diacetato de 2,3,4-trimetoxi-D-ramnitol y 1,5-diacetato de 2,3,4,6-tetrametoxi-Dglucitol. Determine la estructura de la porción glicosídica de esta sustancia. 8) Bernardo, R. R. y col.; PHYTCHEMISTRY 43 (2) (1996). 9) (Ruizgenina) Blunden, G. y col.; STERIDS 35 (5) 503 (1980). 10) (Dioscina, antineoplásico) Hu, K. y col.; PLANTA MED. 62 (6) (1996). 11) (Neogitogenina, lilagenina, Anemarrhena asphodeloides, Liliáceas) Baiping, M., y col., PLANTA MED. 63, 376 (1997). Para otros ejemplos de aislamiento y elucidación estructural de saponinas o sapogeninas esteroides consultar las revistas: Journal of Natural Products, Phytochemistry, Planta Medica, Steroids, Rev. Latin. Quím, entre otras.