SUERO AUTÓLOGO: PREPARACIÓN, DISPENSACIÓN Y POSOLOGÍA

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1 SECCIÓN IV. SUERO AUTÓLOGO Capítulo 6 SUERO AUTÓLOGO: PREPARACIÓN, DISPENSACIÓN Y POSOLOGÍA Isabel García Lozano, José Santiago López García, Carlos Giménez Vallejo, Carolina A. Larenas Ferrada La distribución de productos farmacéuticos está regulada por leyes gubernamentales en la mayoría de los países. En la Unión Europea, aunque existen unas directrices por parte del Parlamento Europeo, cada país miembro es soberano a la hora de autorizar la comercialización de fármacos. Al tratarse de un producto para uso individual, el colirio de suero autólogo no se considera un producto farmacéutico sino una fórmula magistral y, en nuestro país, sus normas de elaboración están reguladas por el Real Decreto 175/2001 de 23 de febrero (BOE número de 16/03/2001: ). Revisando la bibliografía, encontramos una gran variabilidad en la metodología de preparación, almacenaje y dispensación del colirio de suero autólogo. Asimismo, la mayoría de los autores coinciden en la necesidad de unificar criterios mediante estudios randomizados y multicéntricos para optimizar los resultados obtenidos con este tratamiento (1,2). En la tabla 1 se muestran las variaciones encontradas en la literatura referentes a las distintas fases de la preparación y aplicación del suero autólogo, mientras que en la tabla 2 se muestran, de forma resumida, las diferencias en la elaboración y dispensación del suero autólogo en diferentes publicaciones (3). CONSIDERACIONES GENERALES PREVIAS En nuestro hospital, el colirio de suero autólogo se prepara de forma protocolizada por los servicios de Hematología (Banco de Sangre) y Farmacia cumpliendo las directrices de la normativa legal vigente. Previamente, y tras firmar el consentimiento informado, el paciente es instruido de forma oral y escrita sobre el correcto uso y manejo de estos preparados, sobre todo en lo referente a las medidas de conservación e higiene a la hora de aplicar las instilaciones así como en la manipulación de estos productos por otras personas ya que se trata de fluidos parenterales y, por tanto, pueden transmitir enfermedades infecciosas. En pacientes con enfermedades cardíacas graves desaconsejamos el uso de estos preparados, mientras que los pacientes con antecedentes de Hepatitis B, C o VIH deben ser excluidos de este tipo de terapias con el fin de proteger al personal que manipula estas muestras TABLA 1. Variaciones en las distintas fases de elaboración, dispensación y almacenaje del suero autólogo. Adaptado de Geerling et al. (3) Fase de elaboración Fase de coagulación Variaciones en artículos publicados 0 2 días Fuerza de centrifugación rpm ( g) Tiempo de centrifugación 5 20 minutos Dilución 20%, 33%, 50% o 100% Diluyente Antibióticos Envases Almacenamiento Posología SF, BSS Colirio de cloranfenicol 1-10 ml en jeringas de insulina o envases adaptados para uso oftálmico 20 a +4 C 1 gota/hora a 1 gota/8 horas rpm: revoluciones por minuto; g: fuerza «g» de centrifugación; SF: Suero Fisiológico; BSS: Solución Salina Balanceada.

2 74 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología TABLA 2. Diferencias en cuanto a metodología de elaboración y dispensación del suero autólogo en diferentes publicaciones. Adaptado de Geerling et al. (3) Autor Año publicación Concentración Centrifugación rpm/g/minuto Tiempo de coagulación Frecuencia de instilación Fox % 500 g/10 2 h Tsubota % rpm/ h Rocha % 500 g/10 1 h Poon % rpm/10 2 h 3 h Tananuvat % rpm/15 4 h Takamura % rpm/ h Ogawa % rpm/5 2 h De souza % 1 h García % rpm/10 2 h B. Castillo % rpm/5 8 h Goto % rpm/5 2h Etchaberry % rpm/8 Solórzano % rpm/10 López García 2007/8 20% rpm/10 2 h 4 h rpm: revoluciones por minuto; g: Fuerza «g» de centrifugación; : dato no referido en el artículo. de acuerdo con la Ley 31/1995, de 8 de noviembre sobre Prevención de Riesgos Laborales. Nosotros no realizamos de forma rutinaria estudios serológicos previos al tratamiento con suero autólogo, aunque sí incidimos en la anamnesis del paciente sobre la existencia de enfermedades de transmisión parenteral. Sólo en casos de duda o en pacientes que pertenecen a grupos de riesgo hacemos el despistaje serológico para VIH, VHB, VHC y sífilis. En este sentido, tenemos que decir que cada vez son más los autores que realizan un screening serológico para virus de forma rutinaria (3), ya que algunas publicaciones encuentran que hasta un 20% de los pacientes presentan positividad para uno o varios marcadores de VIH, VHB, VHC y sífilis (4). Así por ejemplo, en el año 2005 se realizaron controles serológicos al 24% de los pacientes tratados con suero autólogo en Alemania, mientras que en el año 2007 estos controles se realizaron al 47% de los pacientes (5). EXTRACCIÓN DE LA SANGRE Y OBTENCIÓN DEL SUERO La sangre es extraída mediante venopunción con tubos de extracción de vacío con gelosa y sin anticoagulante (Vacutainer ) (figs. 1 A, 2 y 3). La cantidad de sangre varía según los artículos publicados. En nuestro caso, ésta va a depender de las necesidades de cada paciente y de la cantidad de colirio que vayamos a preparar. En pacientes que presentan una especial dificultad para la venopunción es preferible extraer una mayor cantidad de sangre, congelando parte de ella, o el suero ya separado, a -80ºC hasta su posterior procesamiento. En condiciones normales, nosotros extraemos entre 30 y 40 cc de sangre que se reparten en varios tubos. Posteriormente dejamos los tubos en una rejilla en posición vertical a 22ºC durante unas dos horas para que la sangre coagule (figs. 1B y 1C). Este tiempo de coagulación difiere también según los autores, con un rango que varía entre los dos días y la centrifugación inmediata de la muestra tras su obtención (6). En cultivos celulares se ha observado que un mayor tiempo de coagulación se relaciona con un mayor efecto del suero autólogo sobre la migración y diferenciación de las células epiteliales (7). Estos mismos autores encuentran una mayor concentración de los factores epiteliotróficos en muestras con un mayor tiempo de coagulación, siendo este aumento estadísticamente significativo para el Factor de Crecimiento Epitelial (EGF), el Factor de Crecimiento de Hepatocitos (HGF) y el Factor de Crecimiento Transformante β (TGF-β), por lo que recomiendan un tiempo de coa-

3 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología 75 Fig. 1: Preparación del suero autólogo. (A) Extracción de sangre mediante venopunción con tubos de extracción de vacío con gelosa y sin anticoagulante. Fase de coagulación, inmediatamente tras la extracción (B) y dos horas después (C). Centrifugación (D) y separación del suero del resto de elementos formes de la sangre (E). (F) Material necesario para la elaboración del colirio de suero autólogo. (G) Separación de 1 ml de suero autólogo e introducción en un envase dosificador adaptado para uso oftálmico (H). (I) Dilución con 4 ml de suero fisiológico para una concentración final del 20%. (J) Envase final identificado y preparado para entregar al paciente. (K) Datos relativos a la identificación del producto. gulación de al menos dos horas (7). Prolongar más el tiempo de coagulación no resulta rentable, pues retarda la preparación del colirio sin aumentar la concentración de Factores de Crecimiento (FC) de forma significativa. Una vez coagulada la sangre se procede a su centrifugación para separar el suero del resto de elementos formes (figs. 1 D y 1E). En este apartado, la heterogeneidad en las distintas publicaciones es la norma, tanto en la potencia como en la duración de la centrifugación. Autores como Tsubota et al. centrifugan durante 5 minutos a 1500 revoluciones por minuto (r.p.m) (8), otros como García et al. centrifugan durante 10 minutos a 5000 r.p.m, calentando el tubo a 37ºC durante 10 minutos y volviendo a centrifugar si no se ha producido la correcta separación del suero (9), Geerling et al. centrifugan a 3000 r.p.m durante 15 minutos (3), mientras que otros como Malavazzi et al. centrifugan a 1500 r.p.m durante una hora (10). En este sentido, es importante considerar que la fuerza de centrifugación depende tanto del número de r.p.m como del diámetro del rotor, y Fig. 2: Sistema de extracción de vacío.

4 76 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología Fig. 3: Tubos de extracción de vacío con gelosa y sin anticoagulante (Vacutainer ). éste varía según el tipo de centrifugadora. De esta forma, algunos autores como Poom et al. prefieren hablar de fuerza «g» (11). Este concepto de fuerza «g» engloba tanto el número de r.p.m como el diámetro del rotor y resulta una medida más homogénea y aplicable, independientemente del modelo de centrifugadora. El tiempo y la fuerza de centrifugación tienen un significativo impacto en la cantidad, composición y efectos epiteliotróficos del suero autólogo (fig. 4). Así, por ejemplo, Geerling et al. consideran que a 3000 r.p.m durante 15 minutos se produce una cantidad importante de suero con escasa o nula hemólisis (3), mientras que con una menor fuerza de centrifugación, o menos tiempo, se obtiene menor cantidad de suero pudiendo quedar restos de membranas de plaquetas que a dosis elevadas producen apoptosis celular (12). Estos autores comparan sus resultados centrifugando a g durante 10 minutos con los obtenidos por Tsubota et al. centrifugando a r.p.m. durante 5 minutos, encontrando una mayor concentración de EGF (802 pg/ml frente a los 510 pg/ml obtenidos por Tsubota) pero una concentración menor de TGF-β (6.029 pg/ml frente a pg/ml obtenidos por Tsubota) (3,8). Liu et al. refieren que aumentando la fuerza de centrifugación Fig. 4: Diferencias en la cantidad de suero obtenido con diferentes fuerzas de centrifugación. El envase de la derecha está centrifugado a r.p.m durante 10 minutos, mientras el envase de la izquierda esta centrifugado a r.p.m durante 10 minutos. de 500 a g aumenta considerablemente la concentración de EGF y Vitamina A en el suero, disminuyendo la concentración de TGF-β (7). Herminghaus et al. obtienen una mayor concentración de EGF, PDGF y vitamina A en muestras centrifugadas a g en relación a otras centrifugadas a 500 g, no encontrando diferencias en cuanto a la concentración de fibronectina (13). Nosotros centrifugando a r.p.m durante 10 minutos obtenemos concentraciones del EGF de 460±60 pg/ml y del TGF-β de ±6.016 pg/ml (resultados no publicados). Por tanto, al aumentar la fuerza de centrifugación conseguimos una mayor concentración de algunos de los factores epiteliotróficos presentes en el suero autólogo con una disminución de la concentración del TGF-β que, como vimos en el capítulo anterior, tiene en general efectos «negativos». Esta disminución de la concentración del TGF-β constituye uno de los motivos por los que se diluye el suero autólogo para su utilización en Oftalmología. En nuestro caso, centrifugamos durante 10 minutos a 3000 r.p.m y a 22 grados de temperatura (fig. 5). Con esta centrifugación obtenemos unos 5 cc de suero por cada 10 cc de sangre, sin lisis de

5 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología 77 los elementos celulares. Estos tubos se etiquetan con los datos del paciente, su nombre e historia clínica, la denominación del producto, la referencia de que se trata de un producto autólogo y la fecha de obtención. Posteriormente, en el servicio de Farmacia se procede a la separación del suero del resto de elementos formes de la sangre y a la preparación del colirio de suero autólogo, en condiciones asépticas y con ropa quirúrgica apropiada del personal, en una sala aislada y acondicionada para este fin. La utilización de tubos con gelosa, una sustancia coloidal y semisólida a temperatura ambiente, es importante ya que nos permite separar de una forma precisa y sin contaminación de elementos celulares el suero, que queda sobre la gelosa, del resto de elementos formes de la sangre, que quedarán bajo la misma (figs. 1E y 4), manteniendo esta separación durante el traslado de los tubos al servicio de Farmacia para su posterior procesamiento, incluso a pesar de las oscilaciones o traqueteos durante el traslado o de que éste se produzca en posición horizontal. Asimismo, nos permite invertir el tubo para facilitar la extracción de todo el suero, que caerá por efecto de la gravedad, mientras que la gelosa mantendrá la fase celular en el fondo del tubo (fig. 6). Si se utilizan tubos sin gelosa, su traslado tiene que ser muy cuidadoso, en posición vertical sobre la rejilla, con el fin de que no se mezclen las dos fases y podamos aprovechar la mayor cantidad de suero obtenido (fig. 7). Igualmente, la extracción del suero tiene que realizarse sin invertir el tubo para que no se contamine el suero con los elementos celulares. En general, la utilización de tubos con gelosa optimiza la cantidad de suero autólogo obtenido durante el proceso de centrifugación, ya que permite una separación más precisa de las dos fases con un mayor aprovechamiento del suero (fig. 8). Aunque existen diferencias según los trabajos publicados, lo más habitual es preparar todos los envases con suero fresco y entregarlos al paciente. De forma excepcional podemos almacenar a -80ºC el suero ya separado hasta su preparación posterior. Para ello, es preciso que los tubos con suero sean Fig. 5: Centrifugación a r.p.m durante 10 minutos y a º C. Fig. 6: Extracción del suero en tubos con gelosa. La gelosa nos permite invertir el tubo para facilitar la extracción de todo el suero, que caerá por efecto de la gravedad, mientras que mantendrá la fase celular en el fondo del tubo.

6 78 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología Figura 7. Contaminación del suero por elementos celulares en un tubo sin gelosa (izquierda) y suero libre de contaminación en un tubo con gelosa (derecha). protegidos de la luz mediante papel de aluminio y correctamente identificados con etiquetas resistentes a las condiciones de almacenamiento (fig. 9). Como se ha comentado anteriormente, congelamos el suero autólogo en aquellos pacientes que presentan dificultad para la extracción de sangre o en aquellos otros que utilizan ciclos alternos de tratamiento. En estos casos es preferible congelar a 80 C el suero no diluido ya que los factores epiteliotróficos presentan una mayor estabilidad que cuando congelamos las muestras diluidas y preparadas para su uso como colirio. También se puede congelar la sangre completa y descongelarla antes de preparar el colirio. De esta forma se obtiene una mayor concentración de FC pues el efecto congelación-descongelación es un potente activador de la degranulación plaquetaria (14). Los factores epiteliotróficos del suero autólogo almacenados a -80ºC son estables durante al menos un año. Fig. 8: La utilización de tubos con gelosa permite una separación más precisa y sin contaminación celular (derecha) en relación a la obtenida cuando utilizamos tubos sin gelosa (izquierda). PREPARACIÓN DEL COLIRIO DE SUERO AUTÓLOGO La preparación del colirio se realiza en condiciones asépticas en una campana de flujo laminar ubicada en una sala aislada y acondicionada dentro del propio servicio de Farmacia. Con el fin de evitar riesgos de contaminación cruzada, la elaboración de estos productos se realiza de forma individualizada. Todo el material utilizado para la preparación del suero autólogo es estéril y se desecha al finalizar el proceso, procediendo a la limpieza y esterilización de la sala (fig. 1F). Directamente desde los tubos con suero fresco, o más rara vez tras descongelar la muestra de suero, se separa 1 cc de éste y se introdu-

7 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología 79 Fig. 9: Congelación del suero autólogo. Una vez separado el suero del paciente (a) y, convenientemente identificado, lo guardamos en el congelador a -80ºC (b) hasta su posterior preparación (c). ce, a través de un filtro millipore, en un frasco estéril adaptado para uso oftalmológico (figs. 1G y 1H). Posteriormente se añaden 4 cc de suero fisiológico para conseguir una concentración final del 20% (fig. 1I). Para una mayor rapidez del proceso de preparación, se puede extraer todo el suero en una jeringa de 10 o 20 ml, introducir 1 ml en cada envase y posteriormente completar todos los envases con 4 ml de suero fisiológico. Los envases dosificadores han de estar perfectamente acondicionados para uso oftálmico. Deben aislar correctamente el contenido con el fin de evitar contaminaciones, deben ser impermeables al oxígeno y otros gases como el vapor de agua para evitar la evaporación y no deben interaccionar con el contenido, es decir, no debe haber fenómenos de adsorción o retención de moléculas. Por otro lado, deben estar adaptados, en cuanto a resistencia mecánica, para permitir instilar gotas con un volumen máximo de µl. En el caso de preparados con suero autólogo es importante que estos envases sean opacos, pues algunos componentes del suero como la vitamina A se degradan fácilmente con la luz. Nosotros utilizamos envases cuentagotas fotoprotectores (Bexen, Oiarso S. Coop, Guipúzcoa) con una capacidad de 10 ml y fabricados con polietileno blando y con un tubo de salida de polietileno no deformable (fig. 10). En nuestro caso, no realizamos de forma rutinaria estudio microbiológico de las muestras en el momento de la elaboración del suero autólogo, ya que en nuestra experiencia personal, así como en numerosos estudios, no hemos encontrado contaminación de las muestras en esta fase (9,15). El envase se identifica con los datos del paciente y los referentes al preparado, fecha de preparación y caducidad, identificación de la oficina de farmacia dispensadora, vía de administración y condiciones de conservación, dejando anotados los mismos datos en el libro de registro del establecimiento quedando así garantizada la trazabilidad del producto y de los reactivos y material fungible empleados (fig. 1J y 1K). Si se utilizan envases transparentes, éstos deben envolverse en Fig. 10: Envase dosificador adaptado para uso oftálmico.

8 80 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología Fig. 11: Envase dosificador adaptado para uso oftálmico transparente (a) que precisa ser protegido de la luz con aluminio (b) para preservar el contenido de la fotodegradación. papel de aluminio para proteger el contenido de la luz (fig. 11), colocándose sobre este papel los datos relativos a la identificación del preparado. Al igual que en el resto del proceso, existe gran variabilidad en la bibliografía tanto en la utilización de filtros como en la concentración final del producto. La mayoría de los autores no utilizan filtros a pesar de que Fox et al. (16), en su descripción inicial, recomendaban su uso para separar restos de fibrina y membranas celulares presentes en el suero autólogo que podrían reducir los efectos de éste. Los filtros añaden, además, un efecto esterilizante ya que el tamaño del poro (0,22 µm) evita el paso de microorganismos como bacterias. Muchos autores no utilizan filtros por considerar que éstos pueden retener moléculas y alterar la composición del suero. Bradley et al., en un trabajo reciente, demuestran que la utilización de filtros no altera de forma significativa la concentración de los factores epiteliotróficos del suero autólogo, encontrando una disminución significativa en la concentración de endotoxinas. Sólo la concentración del TGF-β, que es el factor de crecimiento con un mayor peso molecular, se ve reducida por la utilización de filtros aunque no de forma significativa (17). En este sentido, nosotros recomendamos la utilización de filtros Millipore (unidades de filtración Millex ) con un tamaño de poro de 0,22 µm. Existen varios tipos de filtros identificados con diferentes colores según la composición de la membrana filtrante y presentando cada uno de ellos características ligeramente diferentes. Los filtros de color azul tienen una membrana compuesta por ésteres de celulosa, los de color amarillo tienen una membrana Durapore (Polivinilidenofluoruro o polifluoruro de vinilo) y los amarillos una membrana Millipore Express (poliéter sulfona). Gracias a la superficie hidrofílica de estas membranas, estos filtros tienen una baja capacidad de adsorción proteica, es decir, retienen pocas moléculas tras el filtrado (sobre todo los filtros Durapore y Millipore Express ), siendo especialmente útiles para el filtrado de productos biológicos sin variar la concentración de FC u otras proteínas esenciales. Esta adsorción de proteínas es mucho menor con este tipo de membranas que con otras como el PTFE (teflón) o el nylon. El filtro Millipore Express permite una mayor rapidez de filtrado y se satura menos que el Durapore, pero cualquiera de los tres resulta útil para los volúmenes de suero que se manejan habitualmente durante la preparación del colirio de suero autólogo. En nuestra experiencia, la utilización de filtros no reduce la concentración de factores como el EGF o el PDGF, pero sí tienen cierto efecto en la reducción de la concentración del TGF-β, sobre todo los filtros con membranas de ésteres de celulosa que tienen una mayor capacidad de adsorción. La mayoría de los autores utilizan suero fisiológico para hacer la dilución, sin embargo, Liu et al. obtienen una mayor proliferación de células epiteliales en cultivos cuando la dilución se hace con solución salina balanceada (BSS) (7). Por otro lado, la utilización del suero autólogo a una concentración del 20% es completamente empírica. Algunos autores, en cultivos in vitro, no encuentran diferencias significativas en la migración de células epiteliales entre preparados al 10 o al 20% (8); sin embargo, otros autores refieren una relación dosis dependiente entre la proliferación, migración y diferenciación de células epiteliales en cultivos y la concentración del suero autólogo, recomendando aumentar la concentración del preparado o utilizarlo sin diluir en casos que no respondan a concentraciones del 20% (18). Harloff et al. publican que pacientes con enfermedades autoinmunes o con terapia inmunosupresora presentan una menor concentración de FC, siendo estas diferencias estadísticamente significativas para el TGF-β y la fibronectina (18). Por el contrario, Bradley et al. no encuentran diferencias entre la concentración de FC en el suero de pacientes con ojo seco y personas normales (19). Parece lógico que una menor dilución del suero autólogo y, por tanto, una mayor concentración de FC tendrían más efectos sobre la superficie ocular, por lo que distintos autores utilizan concentraciones mayores. Autores como Poom et al. utilizan concentraciones del 50 y 100% (11), lo mismo que Noble et al. que diluyen el preparado al 50% (6). Recientemente Jeng et al. han utilizado colirio de suero autólogo al 50% para el tratamiento de defectos epiteliales persistentes (20). Con todo, lo más extendido es la utilización

9 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología 81 del suero autólogo a una concentración del 20% (1,3), que parece ser la concentración óptima pues presenta una adecuada viscosidad, evitando las molestias de los preparados más concentrados, mantiene una concentración apropiada de FC y disminuye considerablemente el número de extracciones de sangre que se precisan para elaborar preparados con mayor concentración (21). DISPENSACIÓN Y POSOLOGÍA El colirio de suero autólogo, adecuadamente identificado, se entrega al paciente. Conviene insistir de nuevo en la importancia del correcto uso y manejo de estos preparados, sobre todo en lo referente a las medidas de conservación e higiene al aplicar las instilaciones, así como en la manipulación de estos preparados por otras personas ya que se trata de fluidos parenterales. Es importante que el colirio esté en la nevera y protegido de la luz, si el envase dosificador es transparente, para evitar la degradación de algunos de sus componentes. La utilización de envases opacos fotoprotectores evita el riesgo de degradación fotolumínica. El paciente deberá mantener el envase que esté en uso en la nevera a 4ºC y almacenar el resto en el congelador a -20ºC hasta que sean utilizados (6,22). Algunos estudios demuestran que los componentes del suero autólogo son estables durante un mes a temperaturas de +4ºC y durante tres meses a 20ºC (8). Nosotros hemos encontrado que la concentración de factores como el EGF, TGF-β, PDGF-AB y la albúmina se mantiene estable a 4ºC durante al menos un mes partiendo tanto de muestras frescas como de muestras descongeladas (resultados no publicados). A pesar de esto, autores como Sitaramamma et al. recomiendan guardar las muestras en el congelador mientras no se consuman, ya que en algunos fluidos corporales disminuye considerablemente la concentración de proteínas a 4ºC de temperatura (23). Bradley et al. encuentran que la mayoría de los factores del suero como el TGF-β, el Factor de Crecimiento Neuronal (NGF), el EGF y el IGF-1 son estables a +4ºC durante bastante tiempo, sin embargo, la sustancia P y el péptido relacionado con el gen de la calcitonina se degradan de forma significativa a +4ºC durante las primeras 24 horas, por lo que recomiendan envases para uso diario manteniendo el resto a 20ºC hasta su utilización (17). El calor acelera los procesos de degradación de los péptidos por hidrólisis, de tal forma que a +37 ºC casi todos los FC, con la excepción del EGF y el IGF-1, se degradan entre 6 y 9 horas, por lo que es importante que el paciente transporte los envases desde el hospital hasta casa de forma rápida o en embalajes isotérmicos que mantengan la temperatura adecuada. En la misma línea, Maclennan et al. recomiendan envases para uso diario (24), dando al paciente unos 150 envases para 5 meses de tratamiento, debiendo almacenar el paciente los envases que no están en uso en el congelador. Según estos autores, el suero en estas condiciones es estable hasta 6 meses. En nuestro caso, preparamos entre 4 y 6 envases de 10 ml (8 y 12 envases de 5 ml) que entregamos al paciente, indicándole que congele los envases que no estén en uso y que mantenga en nevera a +4ºC el envase que esté utilizando. Con el fin de rentabilizar la sangre extraída preparamos envases con 5 ml de suero, obteniendo el doble de envases que cuando utilizamos los de 10 ml. El volumen de una gota instilada varía entre µl, por lo que en 5 ml de solución hay unas 100 gotas. Si, como en nuestro caso, instilamos el producto cada 3 horas durante el día (6 instilaciones por ojo), necesitaríamos un mínimo de 12 gotas diarias y 84 gotas semanales, por lo que el envase de 5 ml, en pacientes entrenados, puede ser suficiente para el tratamiento durante una semana, desechando muy poco contenido de estos envases. Excepcionalmente, y por motivos individuales, los envases se quedan almacenados a -20ºC en el servicio de Farmacia, recogiéndolos el paciente de forma periódica Por otro lado, la correcta utilización del preparado hace que disminuya considerablemente el riesgo de contaminación. La contaminación del suero autólogo puede producirse durante cualquier momento de su preparación, pero lo más común es que ésta se produzca por mala manipulación del paciente, de ahí que frecuentemente estas muestras se contaminen sobre todo con S. Epidermidis (15). Sin embargo, a pesar de la contaminación de los envases, la aparición de complicaciones infecciosas en estos pacientes es excepcional y la mayoría de los autores no las refieren en sus trabajos (15,22). Algunos autores como Poom et al. utilizan el suero autólogo acompañado de antibióticos como cloranfenicol al 0,5% (11), sin embargo, otros como Nakamura et al. afirman que el uso de antibióticos reduce los efectos del suero autólogo sobre el epitelio (25). Nosotros no hemos tenido ningún caso de conjuntivitis o infección corneal debida a la aplicación de suero autólogo. En cuanto a la posología de estos colirios varía también según los distintos autores desde la aplicación horaria hasta tres veces al día (26). En cuanto a la dispensación de colirios, algunos autores utilizan

10 82 6. Suero autólogo: preparación, dispensación y posología un frasco para cada día mientras que otros lo utilizan hasta 10 días (3). En nuestro caso, recomendamos instilaciones cada 3 horas y utilizamos el mismo frasco durante una semana. Se instruye y aconseja al paciente para que traiga los frascos ya utilizados a consulta para depositarlos en los contenedores de material biocontaminado. En la tabla 3 se resume el protocolo de preparación y dispensación del colirio de suero autólogo que se sigue en nuestro servicio. BIBLIOGRAFÍA 1. López-García JS, García-Lozano I, Rivas L, et al. Aplicaciones del suero autólogo en Oftalmología. Arch Soc Esp Oftalmo. 2007; 82(1): Quinto GG, Campos M, Behrens A. Autologous serum for ocular surface diseases. Arq Bras Oftalmol. 2008; 71: Geerling G, Maclennan S, Hartwig D. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. Br J Ophthalmol. 2004; 88: Zimmermann R, Schwella N, Weissbach V, et al. Screening for markers of transfusion-associated infections in autologous blood donation. Beitr Infusionsther Transfusionsmed. Basel: Karger. 1994; 32: Kasper K, Godenschweger L, Hartwig D, et al. On the use of autologous serum eyedrops in Germany: results of a survey among members of the Cornea Section of the German Ophthalmological Society (DOG). Ophthalmologe. 2008; 105: Noble BA, Loh RS, MacLennan S, et al. Comparison of autologous serum eye drops with conventional therapy in a randomised controlled crossover trial for ocular surface disease. Br J Ophthalmol. 2004; 88: Liu L, Hartwig D, Harloff S, et al. An optimised protocol for the production of autologous serum eyedrops. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2005; 243: Tsubota K, Goto E, Shimmura S, et al. Treatment of persistent corneal epithelial defect by autologous TABLA 3. Protocolo de elaboración, dispensación y posología del colirio de suero autólogo en el Hospital Central de Cruz Roja

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