MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA MICROBIOLOGÍA

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1 HOSPITAL EL BIERZO MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA MICROBIOLOGÍA Sección de Microbiología HOSPITAL EL BIERZO

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3 MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA MICROBIOLOGÍA Sección de Microbiología HOSPITAL EL BIERZO

4 Autores: Carlos Fuster Foz Jefe de Sección de Microbiología Hospital El Bierzo Carmen Raya Fernández Facultativo Especialista de Área de Microbiología Hospital El Bierzo Ramiro López Medrano Facultativo Especialista de Área de Microbiología Hospital El Bierzo Título: Manual de toma de muestras para microbiología Edición: Octubre 2008 Tirada: 200 ejemplares Edita: Sección de Microbiología Hospital El Bierzo Ponferrada (León) Depósito Legal: LE Imprime: Alonso - Ponferrada

5 INDICE NORMAS GENERALES ) VOLANTE DE PETICIÓN ) CONTENEDORES UTILIZADOS HABITUALMENTE ) TRANSPORTE... 8 HEMOCULTIVOS ) HEMOCULTIVOS CONVENCIONALES ) HEMOCULTIVOS PARA MICOBACTERIAS ) HEMOCULTIVOS DE LISIS-CENTRIFUGACIÓN TRACTO URINARIO. UROCULTIVOS ) ORINA OBTENIDA POR MICCIÓN MEDIA ) ORINA OBTENIDA POR PUNCIÓN SUPRAPÚBICA ) ORINA DE PACIENTES CON SONDAJE VESICAL PERMANENTE ) ORINA EN PACIENTES CON CATETERISMO URETERAL Y CISTOSCOPIA ) ORINA OBTENIDA POR LAVADO VESICAL ) ORINA DE RESERVORIO ILEAL ) TOMA DE MUESTRAS DE ORINA EN SITUACIONES ESPECIALES TRACTO GASTROINTESTINAL ) HECES ) TOMA DE MUESTRAS DE HECES ANTE SOSPECHA CLÍNICA DETERMINADA: ) HISOPADO RECTAL ) LAVADO GÁSTRICO ) ASPIRADO DUODENAL ) MUESTRAS OBTENIDAS POR ENDOSCOPIA Y BIOPSIA ) EXAMEN PARASITOLÓGICO DE HECES ) INVESTIGACION DE OXIUROS: TEST DE GRAHAM ) PARÁSITOS ADULTOS Y LARVAS:

6 TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR ) EXUDADO FARINGO-AMIGDALINO ) EXUDADO NASAL ) EXUDADO NASOFARÍNGEO ) EXUDADO DE SENOS PARANASALES ) EXUDADO DE CAVIDAD ORAL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR ) ESPUTO. ESPUTO INDUCIDO ) TOMA DE MUESTRAS ANTE SOSPECHA CLÍNICA DETERMINADA: ) JUGO GÁSTRICO ) ASPIRADO TRAQUEOBRONQUIAL SIMPLE ) PUNCION TRANSTRAQUEAL ) MUESTRAS OBTENIDAS POR FIBROBRONCOSCOPIA ) MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTÁNEO ) LÍQUIDO PLEURAL LÍQUIDOS ORGÁNICOS ) LÍQUIDO CEFALORRAQUIDEO ) OTROS LÍQUIDOS ORGÁNICOS TRACTO GENITAL ) EXUDADO VAGINAL ) EXUDADO ENDOCERVICAL ) CEPILLADO CERVICAL ) EXUDADO URETRAL ) EXUDADO BALANO-PREPUCIAL ) EXUDADO RECTAL ) CULDOCENTESIS ) TROMPAS Y OVARIOS ) VULVA ) LESIONES CUTÁNEO-MUCOSAS PARA CAMPO OSCURO ) GANGLIOS LINFÁTICOS INGUINALES

7 12) LÍQUIDO AMNIÓTICO ) MUESTRAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE PROSTATITIS (Técnica de Meares-Stamey) EXUDADOS OCULARES ) FROTIS CONJUNTIVAL ) RASPADO CORNEAL ) OTRAS MUESTRAS OCULARES EXUDADOS ÓTICOS ) OÍDO EXTERNO ) OÍDO MEDIO PIEL Y TEJIDOS BLANDOS ) ÚLCERAS Y HERIDAS SUPERFICIALES ) EXANTEMAS ) ABSCESOS ) FÍSTULAS Y TRACTOS SINUSALES MUESTRAS ODONTOLÓGICAS CATÉTERES Y DRENAJES ) CATÉTERES INTRAVASCULARES ) OTROS CATÉTERES Y DRENAJES BIOPSIAS NECROPSIAS MEDULA ÓSEA: ASPIRADOS MUESTRAS AMBIENTALES ) LÍQUIDOS ) INVESTIGACIÓN DE HONGOS INVESTIGACIÓN DE HONGOS EN MUESTRAS DERMATOLÓGICAS MUESTRAS PARA SEROLOGÍA Y TÉCNICAS DE AMPLIFICACIÓN GENÓMICA MUESTRAS VÁLIDAS PARA INVESTIGACIÓN VIRAL SEGÚN EL SÍNDROME CLÍNICO

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9 NORMAS GENERALES 1) VOLANTE DE PETICIÓN Toda muestra deberá ir acompañada del volante de petición correspondiente. Existe un modelo específico para microbiología (HB 340) válido para todas las peticiones microbiológicas. El volante se cubrirá de forma perfectamente legible (preferentemente en mayúsculas) en todos sus apartados. Se incluirán: Datos del paciente. Si se dispone de etiqueta identificativa, ésta se pegará en el área correspondiente. Si no se dispone, se cubrirán a mano todos los apartados (número de historia clínica, apellidos, nombre, edad, sexo, origen y habitación sí está ingresado). Datos del médico. Los datos incluidos en el sello (Cias, nombre y apellidos, y número de colegiado), el Servicio y la firma. Sí no se dispone de sello, se cubrirán a mano todos los apartados. Datos clínicos. Se incluirá el diagnóstico de sospecha, la antibioticoterapia recibida por el paciente, así como otros datos que puedan considerarse de interés (estado inmunitario, datos epidemiológicos, etc.). Datos de la muestra. Se especificará el tipo de muestra así como el sitio anatómico de la toma cuando proceda (ej. exudados de herida) y si se ha seguido alguna técnica especial para la obtención. Se indicará claramente la determinación o determinaciones solicitadas para la muestra en las casillas existentes en el volante a tal efecto. 2) CONTENEDORES UTILIZADOS HABITUALMENTE - Envases de boca ancha y tapón a rosca estériles: orinas, heces, esputos, catéteres, biopsias. - Tubos con tapón a rosca estériles: LCR y otros líquidos orgánicos. 7

10 - Torundas estériles con medio de transporte: exudados - Viales para transporte de anaerobios (Portagerm): muestras en que se sospechen dichos microorganismos. - Frascos de hemocultivo: hemocultivos y cultivos de líquidos orgánicos. - Otros medios de transporte (virus, clamidias): se solicitarán en el laboratorio de microbiología. 3) TRANSPORTE Todas las muestras se enviarán lo más rápidamente posible al laboratorio. Los horarios y lugares de recogida son: - Lunes a sábado de 8 a 15 h. Entregar en el laboratorio de Microbiología. - Lunes a sábado a partir de las 15 h y festivos. Entregar en el laboratorio de Urgencias. Las muestras se conservarán hasta su procesamiento en nevera (4ºC), estufa (35ºC) o a temperatura ambiental, dependiendo de las características de cada muestra (especificado en el protocolo). 8

11 HEMOCULTIVOS La toma de muestra para el cultivo de sangre va a depender de dos factores: - Del sistema de hemocultivos que se utilice en el hospital. En cada hospital puede haber un sistema distinto de hemocultivos y aunque todos son similares varían ante todo en el volumen de muestra a extraer. Básicamente un hemocultivo consta de dos frascos, uno anaerobio y otro aerobio (frascos de colores distintos), y AMBOS constituyen UN hemocultivo. NO se considera aceptable un solo frasco excepto en neonatos y niños pequeños. - De los microorganismos que se pretendan aislar. Los frascos están ideados para el crecimiento de bacterias convencionales y levaduras. Por ello cuando se sospecha infección por otros microorganismos tales como, clamidias, Micoplasma, Legionella, Leptospira han de ponerse en contacto con el laboratorio de microbiología para utilizar otras técnicas diagnósticas como la serología. El cultivo de sangre para micobacterias utiliza frascos distintos a los convencionales que se han de solicitar a este laboratorio. Los hemocultivos por definición han de ser seriados, es decir, tres parejas (mínimo dos parejas) tomados cada minutos. Si la instauración de tratamiento antibiótico es urgente se pueden tomar simultáneamente de distintas localizaciones. 1) HEMOCULTIVOS CONVENCIONALES Es fundamental reducir la posible contaminación con una correcta desinfección de la piel. Es esencial realizar las tomas ANTES de instaurar el tratamiento antibiótico. En el caso que el paciente ya esté recibiendo terapia antibiótica, la sangre deberá extraerse inmediatamente antes de administrar la siguiente dosis. Los frascos han de conservarse a temperatura ambiente y protegidos de la luz solar directa. 9

12 La fecha de caducidad está impresa en la etiqueta de cada frasco. NO UTILIZAR frascos CADUCADOS. Cada hemocultivo para adultos constará de dos frascos, uno con atmósfera aerobia (azul) y otro anaerobia (púrpura). Los hemocultivos pediátricos constan de un solo frasco de color amarillo. Siempre que se pueda los hemocultivos también han de ser seriados. NUNCA extraer la sangre de catéteres salvo en los casos de sospecha de sepsis por catéter y en tal caso también ha de extraerse otro por venopunción. Indicar siempre en los frascos cual se ha extraído de una forma o de otra. a) Material necesario. - Frascos de hemocultivos - Compresor de goma - Jeringas de 20 ml y agujas de punción o palomillas. - Gasas estériles - Guantes de goma estériles - Clorhexidina alcohólica al 0.5% b) Obtención de la muestra en pacientes adultos - Etiquetar los frascos con los datos del paciente (preferible la pegatina) y distinguir los primeros de los segundos y éstos de los terceros. DEJAR LIBRE EL CODIGO DE BARRAS DEL FRASCO. - NO ESCRIBIR NI PEGAR LA ETIQUETA SOBRE EL CÓDIGO DE BARRAS DE LOS FRASCOS. - Retirar el tapón de plástico de los frascos y desinfectar el tapón de goma con solución yodada. Dejar secar. - Palpar la vena y desinfectar con clorhexidina alcohólica al 0.5% comenzando por el punto de inserción y trazando una espiral hacia fuera. Dejar secar 30. Los gérmenes mueren por desecación NO por ahogamiento. - Utilizar guantes estériles por si hay que volver a palpar la vena o desinfectar el dedo que palpa como se acaba de describir, y realizar la extracción transfiriendo la sangre primero al frasco aerobio (azul) y luego al anaerobio (rojo). El volumen de sangre 10

13 ideal y máximo para cada frasco es de 10 ml. Los frascos tienen marcas de 5 ml que ayudan a conocer el volumen inoculado. - Mover los frascos para que se mezcle la sangre con el medio. c) Obtención de la muestra en pacientes pediátricos - Etiquetar los frascos con los datos del paciente (preferible la pegatina) y si son hemocultivos seriados distinguir los primeros de los segundos y éstos de los terceros. DEJAR LIBRE EL CÓDIGO DE BARRAS DEL FRASCO. - NO ESCRIBIR NI PEGAR LA ETIQUETA SOBRE EL CÓDIGO DE BARRA DE LOS FRASCOS. - Retirar el tapón de plástico de los frascos y desinfectar el tapón de goma con solución yodada. Dejar secar. - Palpar la vena y desinfectar con clorhexidina alcohólica al 0.5% comenzando por el punto de inserción y trazando una espiral hacia fuera. Dejar secar 30. Los gérmenes mueren por desecación NO por ahogamiento. - Utilizar guantes estériles por si hay que volver a palpar la vena o desinfectar el dedo de la palpación como se acaba de describir, y realizar la extracción transfiriendo la sangre al frasco. El volumen de sangre ideal depende del peso del niño. Los volúmenes recomendados son: De 1 a 2 Kg.. 1 ml por hemocultivo De 2 a 13 Kg 3-4 ml por hemocultivo De13 a 36 Kg 10 ml por hemocultivo (frasco azul) Más de 36 Kg, como los adultos - Los frascos tienen marcas de 4 ml que ayudan a conocer el volumen inoculado. - Mover los frascos para que se mezcle la sangre con el medio. d) Transporte y almacenamiento Han de enviarse al laboratorio tan pronto como se hayan tomado. Mientras tanto, se han de mantener en estufa a 35-37ºC y si no se dispone de ella a temperatura ambiente. NUNCA se mantendrán en nevera ni se congelarán. 11

14 2) HEMOCULTIVOS PARA MICOBACTERIAS Los frascos (tapón negro) han de solicitarse a este laboratorio. Estas muestras sólo podrán tomarse de lunes a viernes y enviarse al laboratorio antes de las 12 horas para su procesamiento. Se realizarán tres hemocultivos seriados con un intervalo de minutos entre toma y toma. a) Material necesario. - Frascos de hemocultivos (tapón negro) - Compresor de goma - Jeringas de 20 ml y agujas de punción o palomillas. - Gasas estériles - Guantes de goma estériles - Clorhexidina alcohólica al 0.5% b) Obtención de la muestra - Etiquetar los frascos con los datos del paciente (preferible la pegatina) y distinguir los primeros de los segundos y éstos de los terceros. DEJAR LIBRE EL CÓDIGO DE BARRAS DEL FRASCO. - NO ESCRIBIR NI PEGAR LA ETIQUETA SOBRE EL CÓDIGO DE BARRA DE LOS FRASCOS. - Retirar el tapón de plástico de los frascos y desinfectar el tapón de goma con solución yodada. Dejar secar. - Palpar la vena y desinfectar con clorhexidina alcohólica al 0.5% comenzando por el punto de inserción y trazando una espiral hacia fuera. Dejar secar 30. Los gérmenes mueren por desecación NO por ahogamiento. - Utilizar guantes estériles por si hay que volver a palpar la vena o desinfectar el dedo que palpa como se acaba de describir, y realizar la extracción transfiriendo la sangre al frasco. El volumen de sangre a inocular es de 3-5 ml. - Mover los frascos para que se mezcle la sangre con el medio. 12

15 c) Transporte y almacenamiento Los frascos han de enviarse al laboratorio tan pronto como se hayan tomado y antes de las 12 horas para su procesamiento. 3) HEMOCULTIVOS DE LISIS-CENTRIFUGACIÓN La indicación principal de esta técnica es cuando se deseen hemocultivos cuantitativos. Como en el caso anterior, estos hemocultivos se tomarán los días laborables de lunes a viernes y a primera hora de la mañana puesto que tienen un procesamiento inmediato y laborioso en el laboratorio. Los tubos se han de pedir a este laboratorio. Se realizarán tres hemocultivos seriados con un intervalo de minutos entre toma y toma. a) Material necesario. - Frascos de hemocultivos (tapón negro) - Compresor de goma - Jeringas de 20 ml y agujas de punción o palomillas. - Gasas estériles - Guantes de goma estériles - Clorhexidina alcohólica al 0.5% b) Toma de muestra. - Desinfectar los tapones de goma con la solución yodada dejando secar al menos un minuto. - Palpar la vena y desinfectar con clorhexidina alcohólica al 0.5% comenzando por el punto de inserción y trazando una espiral hacia fuera. Dejar secar 30. Los gérmenes mueren por desecación NO por ahogamiento. - Utilizar guantes estériles por si hay que volver a palpar la vena o desinfectar el dedo que palpa como se acaba de describir, y realizar la extracción. Extraer 10ml de sangre, pinchar en el tapón de goma del tubo e introducir la sangre. - Inmediatamente invertir el tubo diez veces para que se mezcle la sangre con el contenido del tubo y no se coagule. 13

16 c) Transporte y almacenamiento Los tubos han de enviarse al laboratorio tan pronto como se hayan tomado y antes de las 12 horas para su procesamiento. TRACTO URINARIO. UROCULTIVOS 1) ORINA OBTENIDA POR MICCIÓN MEDIA a) Material necesario - Gasas estériles. - Jabón neutro. - Recipiente de boca ancha con tapa de rosca hermético y estéril. - Bolsas de plástico o colectores estériles para niños. b) Obtención del producto La muestra idónea es la primera micción de la mañana, ya que permite la multiplicación de bacterias durante la noche. Técnica para mujeres: - Lavar las manos cuidadosamente con agua y jabón, enjuagará con agua y secar con una toalla limpia. - Separar los labios mayores y menores durante todo el proceso de limpieza. - Con una gasa enjabonada se lavar bien la vulva pasándola de delante hacia atrás. Repetir el proceso un total de 4 veces. - Enjuagar cuidadosamente con agua abundante para eliminar los restos de jabón. Abrir el envase estéril. - Orinar desechando el primer chorro, tras lo cual y sin interrumpir la micción, recoger entre 10 y 15 mililitros (menos de la mitad del bote) de orina en el recipiente. - El frasco debe sujetarse para que no tome contacto con pierna, vulva o ropa del paciente. Los dedos no deben tocar el borde del frasco ni su superficie interior. Debe cerrarse bien inmediatamente después. 14

17 Técnica para hombres: - Lavar las manos con agua y jabón. - Retraer completamente el prepucio, que se mantendrá así en todo momento, hasta que se haya recogido la orina. - Limpiar el glande con jabón neutro. - Eliminar los restos de jabón enjuagándolo con agua abundante. Abrir el recipiente de recogida evitando tocar los bordes y superficies interiores del mismo. - Orinar desechando el primer chorro y sin interrumpir la micción, recoger los siguientes mililitros de orina en el recipiente estéril (menos de la mitad del frasco). Cerrar bien el recipiente de recogida. Técnica para niños: En niños y niñas mayores la orina se recoge de forma similar a los adultos. En niños y niñas más pequeños, la orina se recogerá en colectores o bolsas estériles especialmente diseñadas para ellos de la siguiente forma: - Lavar cuidadosamente los genitales y área perineal igual que en los adultos. - Colocar la bolsa de plástico o el colector. - Vigilar la bolsa cada 30 minutos y tan pronto como el niño haya orinado, debe retirarse, introducirla en un frasco estéril y enviar al laboratorio para su procesamiento. Evitar en lo posible la manipulación de la bolsa. - Si la micción no se ha realizado en una hora, se repite la operación colocando una nueva bolsa. c) Volumen mínimo de la muestra Para la mayoría de las técnicas es suficiente un volumen de orina de ml. Ante la sospecha de infección por micobacterias el volumen debe ser de 100 a150 ml. 15

18 d) Transporte y conservación Una vez recogida la muestra la tapa del envase debe cerrarse cuidadosamente. La orina debe llegar al laboratorio en el plazo de una hora. Cuando ésto no sea posible debe refrigerarse a 4ºC durante un tiempo máximo de 24 horas. e) Observaciones En pacientes ingresados con imposibilidad de recoger la muestra por sí mismos, se realizará sondaje vesical por personal sanitario experto con las medidas asépticas oportunas. 2) ORINA OBTENIDA POR PUNCIÓN SUPRAPÚBICA a) Indicaciones - Urocultivos repetidamente contaminados, con bajos recuentos o con dos o más tipos de colonias. - Neonatos, lactantes y niños pequeños en los que la recogida de orina por micción media es más complicada. - Pacientes con lesiones medulares. - Sospecha de infección vesical por anaerobios. b) Material necesario - Povidona yodada. - Anestésico local. - Algodón y gasas estériles. - Jeringa de 20 ml y aguja larga (calibres 19 ó 22) estériles. - Envase estéril para transporte de muestras de orina (opcional). c) Técnica - Colocar al paciente en decúbito supino. - Desinfectar con povidona yodada y anestesia local. 16

19 - Puncionar la vejiga a 1,5 cm. de la sínfisis pubiana, en la línea media con una jeringa con aguja larga y aspirar un volumen de 10 a 20 ml del contenido vesical. d) Transporte y conservación Enviar al laboratorio lo antes posible en la misma jeringa de la extracción, tras expulsar el aire de su interior. Si no es posible procesarla en ese momento pasarla a un tubo estéril. Indicar en volante adjunto la técnica empleada para su recogida (dato importante a la hora de valorar el recuento de colonias). 3) ORINA DE PACIENTES CON SONDAJE VESICAL PERMANENTE a) Material necesario - Gasas. - Alcohol 70º o solución yodada. - Jeringa o aguja estéril. - Recipiente estéril. b) Técnica - Limpiar la sonda tipo Foley con una gasa humedecida en alcohol o solución yodada el área de punción de la sonda (diafragma). Dejar secar unos minutos. - Pinchar directamente la sonda con la aguja por la zona desinfectada, aspirando entre 3-5 ml. c) Transporte Puede enviarse en la jeringa o pasar la orina a un recipiente estéril. Si no puede llevarse al laboratorio se debe refrigerar a 4ºC. 17

20 d) Observaciones Como regla general se considera que las sondas vesicales o puntas de sonda no son muestras adecuadas para cultivo y está justificado rechazar su procesamiento. Cuando la sonda vesical lleva mucho tiempo colocada desarrolla una flora microbiana propia y no representativa de la del tracto urinario. En este caso es preferible tomar una muestra una vez cambiada la sonda siguiendo el proceso antes indicado. Tampoco son muestras válidas para cultivo las bolsas de recogida de orina ni su contenido. 4) ORINA EN PACIENTES CON CATETERISMO URETERAL Y CISTOSCOPIA Estas técnicas consisten en la cateterización selectiva de vías urinarias que se realiza únicamente por el urólogo o el radiólogo. La toma de muestras se realizará en tubos estériles con tapón a rosca descartando los primeros ml de cada muestra de orina y tomando entre 5 y 10 ml de la misma. Lo más importante es rotular cada tubo indicando su procedencia: riñón derecho o izquierdo, uréter derecho o izquierdo, etc. Para el transporte y conservación de las muestras seguir las mismas instrucciones que en las muestras de orina obtenidas por micción media. 5) ORINA OBTENIDA POR LAVADO VESICAL Esta técnica se realiza habitualmente por el urólogo. Se utiliza para localizar el foco de infección dentro de las vías urinarias: si el foco es de origen renal la orina postlavado arroja recuentos bacterianos elevados pero si es vesical el cultivo de la orina postlavado es negativo. a) Técnica - Sondar la uretra con sonda tipo Foley y dejar fluir la orina, recogiendo la última porción de la misma en un envase estéril. - Introducir el volumen recomendado de solución de neomicina al 0.1-2%. Se le puede añadir fibrinolisina bovina y Dnasa a criterio 18

21 del urólogo. Dejar actuar la solución durante 30 minutos evitando la micción. - Lavar la vejiga con 2 litros de fluido de irrigación y drenar la vejiga. - Recoger 3 muestras de 5-10 ml de orina a intervalos de 10 minutos en envases estériles y numerando cada uno por orden de salida. 6) ORINA DE RESERVORIO ILEAL El reservorio ileal es un fragmento de íleon cerrado en su extremo proximal, al que se abocan los dos uréteres y que desemboca en la piel por medio de un estoma. Habitualmente el estoma está conectado a una bolsa que recoge la orina permanentemente (bolsa de ileostomía). a) Técnica - Quitar la bolsa de ileostomía y tirarla ya que su contenido no es apto para cultivo. - Con ayuda de un hisopo impregnado en alcohol o solución yodada limpiar cuidadosamente la entrada del estoma. - Insertar una sonda de ileostomía tipo Robnel (nº 10 o nº 12) a través del estoma hasta alcanzar el nivel de la fascia. - Recoger orina en un recipiente estéril y transportar rápidamente al laboratorio. 7) TOMA DE MUESTRAS DE ORINA EN SITUACIONES ESPECIALES Para la investigación de anaerobios es necesario que la orina se obtenga por punción suprapúbica. Para la búsqueda de micobacterias, la orina se recoge de la forma descrita anteriormente durante tres días consecutivos. En este caso el volumen de orina debe ser ml. y se elegirá preferentemente la primera micción de la mañana. 19

22 Para detección de antígeno de Chlamydia trachomatis en muestras de orina masculinas se deben tomar ml de la porción inicial de la micción (no del chorro medio) siguiendo las mismas normas que para la obtención de orina por micción media. En mujeres es preferible obtener muestras endocervicales para este fin. En caso de sospecha de neumonía bacteriana producida por S.pneumoniae y L.pneumophila se realiza la detección de antígenos de estas bacterias en muestras de orina. La toma de muestra se realiza de la misma manera que para urocultivo convencional. La toma de muestra de orina para la detección de hongos levaduriformes y filamentosos se realiza de la forma habitual. La detección de Citomegalovirus en muestras de orina se realiza mediante cultivo de virus y/o PCR. La orina debe enviarse en un envase habitual si ésta va a ser procesada en el mismo día. En caso de una demora mayor, contactar con el Laboratorio de Microbiología y conservar la muestra a 4ºC hasta su procesamiento. Ante la sospecha de parasitosis por Schistosoma haematobium en personas nativas o que han viajado a zonas endémicas, se deben remitir al menos 10 ml de orina en el envase habitual. Se deben recoger las dos últimas gotas de orina emitidas, que son las de mayor contenido en huevos. La muestra más adecuada es la recogida al mediodía y debe guardarse el envase tapado (en ausencia de luz) y a temperatura ambiente. Remitir lo antes posible al Laboratorio de Microbiología. 20

23 TRACTO GASTROINTESTINAL 1) HECES a) Material necesario - Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético para enviar la muestra. Puede ser válido el empleado para recoger orinas, aunque es preferible utilizar un recipiente que tenga espátula para tomar la muestra de las heces. - Espátulas, cucharillas o depresores. b) Técnica - Si son formadas o pastosas se toma una porción con ayuda de la espátula o de un depresor lingual desechable y se transfieren al bote para el envío al laboratorio. - Seleccionar zonas donde haya sangre, moco o pus. El contenedor debe cerrarse fuertemente para evitar derrames de la muestra. - No son válidas las muestras contaminadas con orina. No debe utilizarse para la recogida papel higiénico porque suelen tener sales de bario que inhiben algunas bacterias enteropatógenas. c) Volumen mínimo - Heces formadas o pastosas: al menos 1 ó 2 gr. Muestras del tamaño de una nuez son muy adecuadas pues permiten realizar la mayoría de las investigaciones posibles. - Heces líquidas: entre 5 y 10 ml. d) Transporte Para el estudio bacteriológico es suficiente enviar la muestra en un recipiente estéril. Mantener en refrigeración hasta el procesamiento, para evitar el sobrecrecimiento de la flora normal que puede enmascarar o destruir a los enteropatógenos. Para el estudio de toxinas de C.difficile, la muestra se puede mantener hasta 48 horas en refrigeración aunque congelada a -20ºC se puede mantener indefinidamente. e) Observaciones 21

24 Las muestras para coprocultivo deberán tomarse antes de la administración de antimicrobianos o antidiarreicos. Indicar siempre el juicio diagnóstico de presunción y si el paciente es menor de un año. La investigación de leucocitos en heces (diarreas inflamatorias), micobacterias, E.coli O157 H:7, toxinas A y B de C.difficile, antígenos de rotavirus y/o adenovirus debe solicitarse explícitamente en el volante de petición. Si con la primera muestra no se detecta la presencia de enteropatógenos, es necesario enviar en los días siguientes, dos tomas adicionales. f) Muestras inadecuadas - Heces contaminadas con orina. - Heces no refrigeradas cuando pasen más de 2 horas de su emisión. 2) TOMA DE MUESTRAS DE HECES ANTE SOSPECHA CLÍNICA DETERMINADA: La detección de leucocitos en heces se realiza ante la sospecha de diarrea inflamatoria. Su petición debe indicarse en el volante. La toma de muestras es la convencional. La detección de toxinas A y B de C.difficile se hace ante sospecha clínica de colitis pseudomembranosa. Su petición debe indicarse en el volante. La toma de muestras es la convencional. Ante la sospecha de diarrea del viajero siempre se debe indicar en el volante de petición el antecedente de viaje a zonas endémicas, anotando la zona geográfica. Ante la sospecha de diarrea por antibióticos siempre se debe indicar en el volante de petición el/los antibióticos que toma el paciente. La toma de muestras es la convencional. La sospecha de por virus gastroenteríticos debe indicarse en el volante de petición. La toma de muestras es la convencional. 22

25 En pacientes inmunodeprimidos y en VIH (+) puede ser procedente el cultivo de micobacterias. Debido a las altas tasas de contaminación se recomienda la extracción y cultivo de sangre para micobacterias (M.tuberculosis y M.avium complex). En estos casos se recomienda contactar con el Laboratorio de Microbiología. 3) HISOPADO RECTAL a) Indicaciones En general debe desaconsejarse su uso, aunque hay que recurrir a él si no se puede disponer de heces, como en neonatos o adultos debilitados. Se ha demostrado eficaz en el aislamiento de Neisseria gonorrhoeae, Campylobacter spp., Shigella spp. (protege de la desecación), C. difficile, especialmente en el hospital, virus herpes simplex y en portadores anales de Streptococcus pyogenes. No es válido para la búsqueda de antígenos virales. b) Material necesario - Torunda con medio de transporte. - Guantes. c) Técnica Para realizar la toma se introduce el hisopo sobrepasando un poco el esfínter anal y se rota para hacer la toma de las criptas anales, dejar 10 a 30 segundos para que se absorban los microorganismos y retirar. Una vez realizado se introduce en un medio de transporte. d) Transporte Enviar rápidamente al laboratorio. e) Observaciones 23

26 Cuando se sospecha una enfermedad de transmisión sexual deben seguirse las instrucciones para la toma de muestras de exudados genitales. 4) LAVADO GÁSTRICO a) Indicaciones Los lavados gástricos se emplean para aislamiento de M.tuberculosis en pacientes que no expectoran o en niños. Fuera de estas circunstancias se trata de una muestra que se contamina con facilidad con la flora bucofaríngea o con micobacterias usualmente contaminantes, por lo que no se recomienda. b) Material necesario - Tubo de lavado gástrico. - Recipientes estériles de boca ancha, tubo de tapón de rosca, tubo de vacío. c) Técnica - Tras un periodo de ayuno de unas 8 h. proceder a una aspiración gástrica convencional. - Tomar un volumen mínimo de 50 ml. y remitirlo lo antes posible al laboratorio. 5) ASPIRADO DUODENAL a) Indicaciones El aspirado duodenal es la muestra más adecuada para la búsqueda de trofozoitos de Giardia intestinalis, ooquistes de Cryptosporidium spp, Microsporidium spp. y larvas de Strongyloides stercoralis. b) Material necesario 24

27 - Tubo de lavado gástrico - Tubos estériles de tapón a rosca o contenedor de boca ancha y tapón a rosca. - Solución salina. c) Técnica - Introducir el tubo a través de la boca hasta alcanzar el duodeno y aspirar de 0,5 a 3 ml de aspirado duodenal. - Colocar el líquido directamente en el envase estéril. Para la búsqueda de G.intestinalis es necesario llegar hasta la tercera porción del duodeno. d) Transporte Enviar la muestra lo antes posible al laboratorio. No refrigerar, manteniendo las muestras a temperatura ambiente 6) MUESTRAS OBTENIDAS POR ENDOSCOPIA Y BIOPSIA Se trata de muestras tomadas por personal cualificado mediante instrumentación a) Tipos de muestra e indicaciones Biopsia esofágica: candidiasis e infecciones por Citomegalovirus y Virus Herpes simplex. Biopsia gástrica y duodenal: Helicobacter pylori. Biopsia de intestino delgado: G. intestinalis, Cryptosporidium, Microsporidium, PCR de Topherima wippeli. Biopsia por colonoscopia: Entamoeba histolytica, micobacterias y colitis pseudomembranosa por C.difficile. Biopsia rectal: Entamoeba histolytica, Balantidium coli y Virus Herpes simplex. b) Material necesario 25

28 - Endoscopio y material complementario. - Tubos estériles de tapón de rosca vacíos y con solución salina estéril. c) Toma de muestras - Introducir el endoscopio y recoger la biopsia mediante pinzas, cepillado reiterado de la lesión o lavado (25-30 ml de solución salina) con posterior aspiración del material. Las muestras sólidas y los gusanos se colocan en un tubo estéril de tapón a rosca con unas gotas de solución salina fisiológica. Los aspirados y lavados se depositan en el mismo tubo vacío. - En caso de sospecha de infección por H.pylori es fundamental obtener varias muestras de la base y márgenes de la úlcera. Como norma general deben enviarse 3 tomas de mucosa antral y 3 de cuerpo gástrico. Se deben colocar en 2 tubos (uno por cada triple toma) con unas gotas de solución salina fisiológica para que no se seque. - En biopsias rectales emplear pinzas para tomar muestras de las lesiones o de la mucosa rectal posterior a unos 7-10 cm del esfínter anal. d) Transporte Se debe enviar lo antes posible al laboratorio. No se recomienda el empleo de viales con medio de transporte para parásitos porque pueden interferir en la observación en fresco. Si la muestra es pequeña o se va a dilatar el envío se emplearán tubos con solución salina para evitar la desecación. e) Observaciones En todas las muestras obtenidas por instrumentación es fundamental indicar en el volante de petición la sospecha clínica para proceder al adecuado procesamiento de las mismas. Esto es fundamental en las muestras de biopsia por su pequeño tamaño. 7) EXAMEN PARASITOLÓGICO DE HECES 26

29 a) Indicaciones: Esta técnica detecta huevos de helmintos, nemátodos, tremátodos, larvas de nemátodos y quistes de protozoos. Debe indicarse siempre en el volante de petición la sospecha clínica, la procedencia geográfica del paciente o si ha viajado a zonas endémicas de las diferentes parasitosis. En casos de cooperación internacional, programas de acogida o adopciones internacionales es importante indicar el país de procedencia. b) Técnica: Se deben enviar tres muestras de heces tomadas en 3 días consecutivos en envase clínico debidamente etiquetado. La muestra debe introducirse directamente en el envase sin otros envoltorios (papel aluminio, etc..) ni aditivos, con ayuda de un depresor lingual o cucharilla estéril. No se admitirán muestras de heces remitidas en otros envases. El envase debe venir bien cerrado para evitar derrames durante el transporte. c) Transporte: Debe hacerse lo antes posible al Laboratorio de Microbiología. Hasta la obtención de las tres muestras, éstas pueden conservarse en nevera a 4ºC. Ante sospecha de Entamoeba hystolitica, las heces diarreicas deben colocarse en envase clínico y enviarse a la mayor brevedad y a temperatura ambiente al Laboratorio de Microbiología para poder observar la motilidad de los trofozoitos. d) Observaciones: Es conveniente evitar la utilización de antiácidos, laxantes oleosos y contrastes radiológicos digestivos (bario, bismuto) previamente a la toma de muestras.. 8) INVESTIGACION DE OXIUROS: TEST DE GRAHAM 27

30 a) Indicaciones El test de la cinta de celo o test de Graham, es una técnica indicada para la detección de huevos de oxiuros y especialmente cuando se sospecha parasitación por Enterobius vermicularis ya que la hembra del gusano deposita los huevos en los márgenes del ano. b) Material necesario - Un portaobjetos. - Cinta de celo transparente de anchura inferior a un portaobjetos. - Depresor lingual desechable. - Placa petri o sobre. c) Técnica - La toma de muestras debe realizarse por la mañana antes de levantarse y sin previa limpieza de los márgenes del ano. - En el extremo de un depresor lingual se coloca la cinta de celo transparente con la cara engomada hacia arriba. Se debe evitar el empleo de polvos de talco en la higiene de la zona ya que interfieren la visualización al microscopio. - Separar las nalgas y colocar el depresor con la parte adhesiva de la cinta en contacto con los márgenes del ano haciendo una ligera presión sobre las mismas. - La cinta adhesiva se coloca sobre un portaobjetos con la cara engomada adherida al cristal. d) Transporte Enviar al laboratorio en un sobre cerrado o placa petri cerrada con cinta adhesiva. 9) PARÁSITOS ADULTOS Y LARVAS: 28

31 a) Indicaciones: Cuando se produce la emisión espontánea de un parásito o de artefactos que pueden confundirse con ellos, éstos deben siempre recogerse para poder ser analizados en el Laboratorio de Microbiología, donde pueden ser debidamente identificados. La recogida y envío de los mismos puede ser de gran ayuda para el correcto diagnóstico y tratamiento del paciente. La emisión de un parásito o forma parasitaria puede ser vía anal o de otras localizaciones. b) Técnica: Si se trata de un gusano largo y plano (tenia), a la vez que se va extrayendo se va introduciendo en un recipiente limpio de boca ancha, junto a los restos de heces. Cerrar herméticamente y enviar lo antes posible al Laboratorio de Microbiología. No manipular ni lavar la tenia, ya que desprende huevos potencialmente infectivos. Si se trata de un gusano cilíndrico, éste se introducirá inmediatamente en un frasco limpio de boca ancha con un poco de agua para que no se deseque. Cerrar herméticamente y enviar al Laboratorio de Microbiología. Si se trata de un parásito de otras localizaciones o de una sospecha del mismo, se introducirá en un envase clínico o en su defecto en un recipiente limpio y se enviará lo antes posible al Laboratorio de Microbiología indicando el lugar de extracción y otros datos relevantes. c) Observaciones: No manipular el parásito en ningún caso. Enviar lo antes posible al Laboratorio de Microbiología. No añadir ningún tipo de líquido desinfectante o conservante y enviar lo antes posible al Laboratorio de Microbiología. Ante cualquier duda contactar con el Laboratorio de Microbiología. 29

32 TRACTO RESPIRATORIO TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR 1) EXUDADO FARINGO-AMIGDALINO a) Indicaciones Detección de estreptococo beta-hemolítico del grupo A y de Corynebacterium diptheriae. b) Material necesario - Depresor lingual. - Torunda con medio de transporte. c) Técnica - Bajo visión directa, con la ayuda de un depresor lingual, tocar con la torunda en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula. d) Transporte y conservación Enviar lo antes posible al laboratorio. e) Observaciones Se investigará rutinariamente la presencia de estreptococo betahemolítico del grupo A (S.pyogenes). En las sospechas de difteria deberán mandarse porciones de membrana, una torunda faríngea y una torunda nasofaríngea por vía pernasal. 30

33 2) EXUDADO NASAL a) Indicaciones Detección de portadores de Staphylococcus aureus o Neisseria meningitidis. También es de utilidad ante la sospecha de Bordetella pertussis y Corynebacterium diphteriae. El exudado nasal es válido también para la investigación de virus de la gripe A y B. b) Material necesario Torunda con medio de transporte. c) Técnica - Introducir la torunda unos 2 cm en la ventana nasal, girar suavemente contra la mucosa de la superficie nasal y extraer. d) Transporte Enviar lo antes posible al laboratorio. e) Observaciones Los microorganismos encontrados en fosa nasal no tienen por que ser los mismos que se aíslan en el seno en caso de sinusitis, por lo que los cultivos de exudados nasales no sirven para el diagnóstico etiológico de las sinusitis. Para investigación de virus de la gripe A y B, contactar con el laboratorio de microbiología que facilitará la torunda específica y las normas de recogida de muestra. 31

34 3) EXUDADO NASOFARÍNGEO a) Material necesario - Torundas con medio de transporte. - Para aspirados, tubo aspirador de teflón o jeringa y catéter. b) Técnicas - Frotis: pasar la torunda a través de la nariz suavemente, hasta llegar a la nasofaringe. Hay que mantener la torunda cerca del septum y suelo de la fosa. Rotar la torunda y extraerla. - Aspirado: Aspirar el moco, pasando el tubo de teflón o un catéter conectado a una jeringa por vía pernasal, de igual forma que la torunda. c) Transporte Enviar lo antes posible al laboratorio. d) Observaciones Si se quiere investigar Bordetella o VRS hay que ponerse en contacto con el laboratorio de microbiología y utilizar torundas SIN medio de transporte. 4) EXUDADO DE SENOS PARANASALES Se realiza la punción-aspiración de los mismos, lo que suele requerir un especialista en O.R.L. o personal especializado en dicha técnica. a) Material - Povidona iodada al 10%. - Contenedor estéril. - Medio de transporte para anaerobios. - Material quirúrgico de O.R.L. 32

35 b) Técnica - Desinfectar el lugar de la punción con Povidona. - Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete inferior, o en el seno frontal por debajo del marco supraorbital del ojo. - Aspirar el líquido del seno. Cuando no se obtenga líquido, instilar 1 ml de suero salino estéril y aspirarlo nuevamente. - Inyectar una parte de la muestra en un medio de transporte para anaerobios y enviar el resto en un contenedor estéril o en la propia jeringa. c) Transporte Deben enviarse inmediatamente al laboratorio 5) EXUDADO DE CAVIDAD ORAL Esta muestra se emplea habitualmente para el diagnóstico de la candidiasis orofaríngea. a) Material necesario - Torundas con medio de transporte. b) Técnica - Se pedirá al paciente que se enjuague la boca con agua. - Tras enjuagar la boca, frotar las lesiones con una torunda. - Se repetirá la toma con una segunda torunda para cultivo (sólo para la investigación de Candida albicans). c) Transporte Enviar lo antes posible al laboratorio. 33

36 TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR 1) ESPUTO. ESPUTO INDUCIDO. Es la muestra más sencilla y rápida de obtener. Sin embargo no es representativa del tracto respiratorio inferior porque durante su emisión se mezcla con secreciones del árbol traqueo-bronquial y con flora orofaríngea. Su utilidad depende de una buena técnica de obtención, de un control de calidad antes de iniciar su procesamiento, del tipo de agente que se pretenda detectar y de una adecuada interpretación del resultado. Por todas estas limitaciones su utilidad prácticamente se reduce a la detección de micobacterias por tinción y/o cultivo. a) Material necesario - Frasco estéril de boca ancha y cierre hermético. - Suero fisiológico estéril y nebulizador. b) Técnica - Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina. - Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal. - Esputo inducido: de no producirse expectoración espontánea puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril (15 ml durante 10 minutos), siendo útil además realizar un drenaje postural o fisioterapia respiratoria. c) Volumen mínimo - De 2 a 10 ml, si es posible. - Para investigación de micobacterias deben enviarse tres muestras de esputo matutino de tres días consecutivos. 34

37 d) Transporte y conservación Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas). Si no es posible, conservar en frigorífico a 4ºC. e) Observaciones La toma de muestras debe hacerse antes de instaurar el tratamiento antibiótico o bien suspenderlo durante 3 a 5 días antes de realizar la toma de muestras. Esta muestra no es útil ante la sospecha de neumonía por anaerobios. Evitar el envío de muestras contaminadas con pasta de dientes, restos alimenticios y cualquier tipo de aditivos. 2) TOMA DE MUESTRAS ANTE SOSPECHA CLÍNICA DETERMINADA: Ante la sospecha de infección respiratoria por Legionella pneumophila. o S.pneumoniae, se debe tomar una muestra de esputo de la mejor calidad posible y enviarla a la mayor brevedad al Laboratorio de Microbiología, indicando la sospecha clínica en el volante de petición. Es recomendable acompañar una muestra de orina para detección de los antígenos de estas bacterias, lo que aumenta mucho la sensibilidad y especificidad. Ante la sospecha de infección respiratoria por Pneumocystis jiroveci, se debe tomar una muestra de esputo de la mejor calidad posible y enviarla con la mayor brevedad al Laboratorio de Microbiología, indicando la sospecha clínica en el volante de petición. Son preferibles otras muestras de mayor calidad que el esputo como las obtenidas por fibrobroncoscopia. 3) JUGO GÁSTRICO Está indicado cuando no pueden obtenerse esputos fácilmente, sobre todo en niños pequeños o en pacientes que no expectoran. 35

38 a) Material - Sonda nasogástrica - Contenedor estéril con tapón a rosca. - Solución salina fisiológica. b) Técnica - Debe realizarse tras un ayuno de 8 horas. - Introducir la sonda nasogástrica e instilar un pequeño volumen de solución salina. - Aspirar un volumen mínimo de 50 ml. c) Observaciones Es una técnica no recomendable para cultivo bacteriano por ser con frecuencia negativo o contaminado. Unicamente tiene interés para cultivo de micobacterias en pacientes que no expectoran. 3) ASPIRADO TRAQUEOBRONQUIAL SIMPLE De valor análogo al esputo por su contaminación con la flora orofaríngea. No emplear anestésicos en su obtención por su poder bactericida. 4) PUNCION TRANSTRAQUEAL Es una técnica habitualmente realizada por el especialista en ORL o el neumólogo ya que requiere instrumentación. a) Material - Guantes, paños, gasa estériles. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Alcohol yodado al 1 ó 2% o un iodóforo al 10% como Povidona yodada. - Solución salina. - Jeringas estériles. - Aguja y catéter nº (de subclavia). - Anestésico local / lidocaína al 1-2% con adrenalina. 36

39 b) Técnica - Desinfectar la piel con alcohol yodado o Povidona yodada. - Tras efectuar la punción de la membrana cricotiroidea se introduce el catéter, se inyecta solución salina y se aspira la mayor cantidad posible. - Expulsar el aire de la jeringa y cubrirla con su tapón. c) Transporte y conservación Enviar la jeringa bien tapada lo antes posible al laboratorio. Si esto no es posible depositar la muestra en un medio de transporte para anaerobios y mantener a temperatura ambiente hasta su procesamiento. d) Observaciones Es una muestra útil ante la sospecha de neumonía por anaerobios. Está indicada en enfermos graves que no expectoran, en neumonías que responden mal al tratamiento empírico y en la sospecha de neumonía nosocomial. No es aconsejable en enfermedad obstructiva crónica ni en enfermos hospitalizados durante largo tiempo ya que pueden encontrarse muy colonizados. Está contraindicada en hipoxia severa y trastornos de coagulación y tiene posibles complicaciones como el enfisema subcutáneo o la hemoptisis. 6) MUESTRAS OBTENIDAS POR FIBROBRONCOSCOPIA Las muestras obtenidas por fibrobroncoscopia suelen estar contaminadas con flora orofaríngea salvo el cepillado bronquial por catéter telescopado (CBCT). Son técnicas realizadas por personal especializado y habitualmente por el neumólogo. a) Material - Material específico para broncoscopia. - Recipiente estéril hermético. 37

40 - Tubo estéril con 1 ml de solución Ringer. - Material de corte estéril. b) Técnicas Pueden emplearse las siguientes: 6.1. Broncoaspirado (BAS). Recogida de secreciones respiratorias a través de fibrobroncoscopio, pudiendo introducirse de 3 a 5 ml de suero fisiológico previo a la aspiración. Tiene un menor grado de contaminación que el esputo. 6.2 Cepillado bronquial con catéter telescopado (CBCT). Consiste en el cepillado de la mucosa bronquial del lóbulo afectado mediante un fibrobroncoscopio que dispone de un cepillo telescopado protegido por un doble catéter ocluido distalmente para evitar la contaminación de vías altas. 6.3 Lavado broncoalveolar (LAB). Consiste en llegar mediante broncoscopia a un segmento pulmonar (lóbulo medio o língula) y tras el anclaje del broncoscopio se introducen de 20 a 50 ml de suero fisiológico. Se aspira todo el volumen posible y se introduce en un envase estéril de tapón hermético preferentemente a rosca. Esta técnica es especialmente útil en procesos pulmonares intersticiales. Tiene escasas complicaciones pero no obvia la contaminación orofaríngea, que puede disminuirse si se inserta un tubo endotraqueal para pasar el broncoscopio. 6.4 Biopsia transbronquial (BTB). Consiste en la obtención de tejido pulmonar mediante fibrobroncoscopio dotado de pinza de biopsia. Se selecciona el área bronquial patológica para efectuar la toma de muestra. Existe riesgo de contaminación de la pinza de biopsia por flora orofaríngea. Las principales complicaciones que se pueden presentar son neumotorax y hemorragia. c) Transporte y conservación La muestra debe introducirse en un tubo estéril con tapón a rosca debidamente etiquetado. 38

41 En el caso de las biopsias, se deben introducir en un tubo estéril de tapón a rosca con unas gotas de suero fisiológico. Enviar inmediatamente al laboratorio. Cuando no sea posible, conservar en frigorífico a 4ºC. d) Observaciones Es aconsejable recoger tres esputos en días consecutivos tras la broncoscopia. 7) MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTÁNEO Son todas ellas técnicas invasivas que permiten la obtención de muestras representativas del parénquima pulmonar y pleuras. Al tratarse de técnicas invasivas no exentas de complicaciones sólo deben emplearse cuando fracasen otras técnicas menos invasivas o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diagnóstico etiológico. Ante la sospecha de tuberculosis pleural el envío de líquido pleural debe complementarse siempre que sea posible con la biopsia pleural. a) Material - Material quirúrgico específico para punción. - Recipiente estéril y hermético. - Suero fisiológico. b) Técnicas Pueden emplearse las siguientes: 7.1 Punción pulmonar aspirativa transtorácica o punciónaspiración con aguja fina (PAAF). Obtención directa del exudado de masas pulmonares por medio de punción transtorácica con aguja ultrafina guiada por control radioscópico o ecográfico. Debe aplicarse en los infiltrados pulmonares densos (no intersticiales), sobre todo si son periféricos. Esta técnica está contraindicada en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis. Existen posibles complicaciones como neumotórax y hemoptisis. 39

42 Es una muestra ideal para las infecciones graves por anaerobios en niños, especialmente en edades tempranas. 7.2 Biopsia pulmonar/pleural transtorácica (PTT). Es una biopsia transtorácica realizada con trocar. Se debe realizar sólo en casos excepcionales y cuando se trate de lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de neumotórax. 7.3 Biopsia pulmonar/pleural por toracoscopia. 7.4 Biopsia pulmonar/pleural por toracotomía. Consiste en la toma directa de muestras en el campo quirúrgico mediante toracotomía. Es la técnica reservada como última alternativa diagnóstica en casos graves ya que precisa cirugía. c) Volumen mínimo Si es un producto de aspiración, la mayor cantidad posible. Si es una pieza de biopsia bastará una cuña pequeña cuando sea posible y se introducirá en un tubo estéril de tapón a rosca con unas gotas de suero fisiológico para evitar la desecación. d) Transporte y conservación Los aspirados deben depositarse en tubos estériles con suero fisiológico y enviarse inmediatamente al laboratorio. 8) LÍQUIDO PLEURAL Debe obtenerse el mayor volumen posible y enviarlo en un tubo estéril de tapón a rosca. indicando la sospecha clínica. Ante la sospecha de tuberculosis pleural el envío de líquido pleural debe complementarse siempre que sea posible con la biopsia pleural. 40

43 LÍQUIDOS ORGÁNICOS 1) LÍQUIDO CEFALORRAQUIDEO a) Material necesario - Guantes estériles - Gasas estériles - Alcohol etílico al 70% o isopropílico - Povidona yodada - Tubos estériles de tapón a rosca verde. b) Obtención de la muestra - Siempre realizar la punción antes de instaurar el tratamiento antibiótico. - Una vez colocado el paciente en la posición adecuada, localizar la zona elegida para la punción por palpación de los espacios intervertebrales. La punción lumbar se realiza entre los espacios L3-L4, L4-L5 o L5-S1. - Desinfectar con alcohol al 70% la zona elegida haciendo círculos concéntricos del centro a la periferia hasta un diámetro de alrededor de 10 cm. Dejar secar y repetir la operación con povidona yodada. Dejar secar al menos un minuto. - Realizar la punción y al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir el líquido que se recogerá en tres tubos estériles de tapón de rosca verde. Normalmente, el primero es para el estudio bioquímico, el segundo para microbiología y el tercero para investigación de células. En cualquier caso el tubo más turbio se enviará a microbiología. Para el estudio microbiológico se necesitan 2ml de LCR pero si además se desea cultivo de micobacterias, 2 ml más, siendo deseable llegar a los 10 ml. c) Transporte y almacenamiento Los tubos junto con las peticiones se han de enviar inmediatamente al laboratorio. Si no se puede sembrar en el momento se conservará 41