CENTRO DE INVESTIGACIONES CEREBRALES UNIVERSIDAD VERACRUZANA RESPONSABLE: GENARO A. CORIA AVILA MVZ, MC, PHD

Transcripción

1 USOS Y CUIDADOS DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO PARTE 2 VÍAS DE ADMINISTRACIÓN Y PROFILAXIS CENTRO DE INVESTIGACIONES CEREBRALES UNIVERSIDAD VERACRUZANA RESPONSABLE: GENARO A. CORIA AVILA MVZ, MC, PHD GCORIA@UV.MX

2 Como cuidar a nuestros animales Se deberá conocer y dominar las vías de administración utilizadas para medicamentos: Subcutánea Intraperitoneal Intravenosa Se deberá conocer los principios básicos de Cirugía Antes de operar Durante la operación Despúes de la operación

3 Administración de Fármacos Cada vez que introduces una aguja a un frasco o cuando inyectas a un animal, hay posibilidad de estar introduciendo bacterias. Las agujas NO se deben dejar introducidas en el frasco. Cual es la lógica de tener un frasco con un tapón de goma si vas a dejar una aguja que permite el paso de basterias hacia adentro? Los tapones de plástico que están partidos o en malas condiciones deben cambiarse y fármacos de dudosa calidad que no te atreverias a introducir en ti mismo NO deben utilizarse en los animales. La manera correcta de sacar un fármaco del frasco contenedor incluye la limpieza previa del tapón de goma con alcohol antes de insertar la aguja. Esto previene la introducción de bacterias que podrían encontrarse en el tapón de goma. Se debe utilizar jeringas limpias y esteriles cada vez que inyectes a un animal. Se deben utilizar agujas esteriles y limpias por cada animal. NUNCA insertes una aguja en el frasco después de haberla utilizado para inyectar a un animal. Procura hacer las soluciones en cantidades pequeñas, así estarán siempre frescas y limpias.

4 administración de fármacos Los fármacos intravenosos o intracardiacos deben ser limpios y estériles. Si utilizas una cánula intra-yugular debes limpiarla con solución salina estéril después de cada uso. Las cánulas que NO están conectadas al animal pueden además ser limpiadas con alcohol antes de volver a utilizarse en un animal. Cualquier solución que inyectes debe ser limpia y estéril. Las jeringas NUNCA deben dejarse a la intemperie. Si son reutilizables asegurate de limpiarlas, esterilizarlas y almacenarlas en un lugar protegido. Las soluciones que se dejan abiertas pueden contener bacterias. Aunque tú no las veas. Nunca hagas tus mezclas de fármacos en un lugar donde haya heces, orina o consideres que no está adecuadamente limpio Cuando tengas jeringas con aguja listas para inyectar a un animal, mantén la aguja protegida con su tapa. Esto evitará que le caigan microorganismos. Especialmente si inyectas en el biotério. Las arenas de comportamiento deben limpiarse y desinfectarse periodicamente (preferentemente cada semana) (una solucion de agua con un poco de cloro funciona bien). Registra el peso de tus animales de manera constante. La pérdida de peso puede ser un síntoma de que tus animales no están bien.

5 Inyección Subcutánea Se debe poner alcohol antes de inyectar? No es necesario Como se inserta la aguja? paralelo a la columna vertebral (no perpendicular) Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio? Hasta 2 ml/100g p.v. Que tipos sustancias no puedo inyectar SC? Irritables, contaminadas

6 Dónde se realiza la inyección IP? Se debe poner alcohol antes de inyectar? no Como se inserta la aguja? En el lado A de la imagen izquierda Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio? Hasta 2ml/100 g p.v. Que tipos sustancias no puedo inyectar SC? Irritantes, contaminadas

7 Cuadrante inferior derecho para inyección IP Lab Anim (NY) Jul-Aug;36(7): Cecum location in rats and the implications for intraperitoneal injections. Coria-Avila GA, Gavrila AM, Ménard S, Ismail N, Pfaus JG.

8 Inyeccion intravenosa Se debe poner alcohol antes de inyectar? si Como se inserta la aguja? Dirigida hacia la cabeza Cuanto es lo máximo que puedo inectar en un sitio? 0.3 ml Que tipos sustancias no puedo inyectar SC? irritantes, Oleosas, contaminadas

9 En una Cirugía: Asegurate de que los animales han tenido por lo menos 3 dias de aclimatación al bioterio antes de someterlos a una cirugía. Los animales deben ser enjaulados en grupos donde pueden tener contacto social y en cajas de tamano adecuado para el número de ellos. Animales pueden estar en cajas individuales UNICAMENTE cuando lo require el experimento. Cualquier equipo que sea para implantarse en un animal debe estar limpio y estéril. Los instrumentos quirúrgicos deben limpiarse (libres de sangre y restos biológicos) y ponerse a limpiar en una solución germicida. Los estereotáxicos (barras) deben limpiarse con alcohol antes y después de utilizarlo en alguna rata. El area de incision quirúrgica debe estar RASURADA, Y LI MPIA antes de hacer la incisión. Gasa húmeda con SSF Gasa con alchol al 70% y después con Yodo 2 %, o gluconato de clorexidina (3 veces) El cráneo debe estar limpio de sangre y seco antes de poner una cánula o el cemento dental. Los ojos de las ratas deben ser lubricados con una solución para ojos o en su defecto aceite mineral. Esto evitara la irritación y deshidratación de la cornea.

10 Anestesia Antes de inyectar la anestesia has una evaluación del estado de salud general de tus animales. Observa su comportamiento, peso corporal y cualquier evidencia de anormalidades. Recuerda que la anestesia puede ser fatal para un animal debil y/o enfermo. Es el ayuno importante en ratas antes de ser anestesiadas? El ayuno no es necesario en ratas antes de anestesiarlas, ya que estas no pueden vomitar. Inyecta intraperitonealmente en el cuadrante inferior derecho de la rata. Ahí hay menos probabilidad de perforar o lastimar el ciego, y por lo tanto, de causar una peritonititis. Casi todos los anestésicos deprimen los centros de control de temperatura corporal. Los animales pierden calor durante la cirugía al exponer sus cavidades al medio más frio, inhalación de gases frios y contacto con superficies frias. La hipotermia deprime las funciones vitales, incluyendo respiración y función cardiaca. También disminuye el metabolismo, lo cual resulta en tiempos más largos de recuperación. Por lo tanto, se requiere poner al animal cerca de superficies proveedoras de calor. La pre-anestesia es un procedimiento común que disminuye los riesgos asociados con la anestesia. La Atropina se utiliza para reducir salivación y prenenir la bradicardia asociado con la anestesia. Dósis en Ratas y Ratones: Atropina 0.04 mg/kg Subcutáneo, aproximadamente 10 minutos antes de la anestesia

11 Anestesia con Ketamina-xilazina La combinación de ketamina (ketalar) y xilazina (rompum) sirve de anestesia segura para roedores. Dósis: Ratas Ketamina mg/kg Intraperitoneal (IP) Xilazina 5-10 mg/kg IP La combinación común es Ketamina (frasco de 50 mg/ml) y Xilazina (frasco de 4 mg/ml) mezclados en una proporción de 4:3 respectivamente. Inyectados intraperitonealmente. La mezcla queda lista para inyectar 1 ml por cada kg de peso (por ejemplo, una rata de 300 g se le inyecta 0.3 ml, IP) El effecto dura : minutos

12 COMO SABER SI LA RATA ESTÁ ANESTESIADA ADECUADAMENTE? Que tipos de reflejos debo ver? 1) Ausencia de reflejo de flexión de pata 2) Presencia de reflejo palpebral

13 Post quirúrgico A menos que tu experimento lo justifique, todos los animales deben ser inyectados con antibióticos y analgésicos después de una cirugía. Analgésia Meglumina de flunixin 2.5 mg/kg Ketoprofeno 5 mg/kg CUANTO TIEMPO? 3-5 días, SC Antibióticos Enrofloxacina mg/kg Ampicilina mg/kg Penicilina G 40,000-60,000 UI dos veces al dia Tetraciclina 100 mg/kg 5 días Rehidratación 1 ml de SSF 0.9 % por cada 100 g de peso

14 Reglas generales: Esterilidad-limpieza Termoregulación Profiaxis Antibióticos Anagésicos Rehidratación