PARÁSITOS. Diarrea osmótica ( malabsorción, elimin. solutos y macromoléculas) Diarrea secretora ( pédida de H2O y electrolitos)

Transcripción

1 ENFOQUE PARASITOLÓGICO DE LA DIARREAS INFECCIOSAS Hospital Nacional de Clínicas Departamento de Parasitología Rodolfo Casero-Florencia Mongi

2 Síndrome diarreico (OMS) Alteración en el contenido de agua, volumen o frecuencia de las deposiciones, disminución de la consistencia (blanda o líquida) y un aumento de la frecuencia ( 3 deposiciones /día) > 200grs /día Diarrea osmótica ( malabsorción, elimin. solutos y macromoléculas) Diarrea secretora ( pédida de H2O y electrolitos) Diarrea con sangre evacuaciones pastosas o líquidas sangre visible. PARÁSITOS Diarrea invasora Enteritis con invasión mucosa intestinal, inflamación y daño tisular; presencia de PMN Síndrome disentérico cólicos, pujo, tenesmo y fiebre, estado toxiinfeccioso. evacuaciones numerosas, de escasa cantidad, moco y sangre con poca materia fecal,

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4 Abordaje de las diarreas infecciosas Diarreas Persistentes Autolimitadas Búsqueda de patógenos Identificación del patógeno hallazgo es significativo? si se investigan 20 microorganismos (virus, bacterias, parásitos) tasa de identificación 50-70% (Laboratorios especializados) Generalmente alcanza el 5-10% (laboratorios no especializados) Tratamiento?

5 DOSIS INFECCIOSAS DE PATÓGENOS ENTÉRICOS Shigella spp Campylobacter jejuni Salmonella spp 10 5 Escherichia coli 10 8 Vibrio cholerae 10 8 Giardia lamblia quistes Entamoeba histolytica quistes Cryptosporidium spp 10 2 ooquistes

6 PARÁSITO HUÉSPED SISTEMA INMUNE DE MUCOSAS placa de Peyer Protege las membranas mucosas de microorganismos Controla la entrada de antígenos no degradados (alimentos y microorganismos) Evita una respuesta inmune potencialmente peligrosa. Secrecion de mucus Secrecion de IgA Reclutamiento de neutrófilos/ eosinófilos Fagocitocis Degradacion de cutículas de larvas

7 COMO SOBREVIVEN DENTRO DEL HUESPED??? GRACIAS A SUS MECANISMOS DE EVASION DE LA RESPUESTA INMUNE )Internalización celular Cystoisospora Microsporidia 2)Membranas parasitóforas Cryptosporidium sp

8 3) Transformación en quistes (Protozoos intestinales) 4)Variación antigénica (Giardia duodenalis ) 5) Mec. no identificados ( Dientamoeba, Blastocystis) 6) Secreción de proteasas (Entamoeba histolytica) 7) Act. Policlonal (helmintos) 8) Mimetizar y/o recubrirse con Ags del hu (Schistosoma). 9)

9 Animales ( domésticos y silvestres ) Epidemiologia de las diarrreas parasitarias Aguas contaminadas Alimentos Humano Humano Contaminación directa fecal-oral Interrogar minuciosamente al paciente!!!!!!

10 Situaciones en que se debe investigar enteroparásitos ante EDA ᴑ Disentería,diarrea debilitante, síntomas sistémicos ᴑ Paciente relata eventuales epiodios diarreicos alternados de: desórdenes en sus hábitos defecatorios cantidad de moco inusual cólicos, distensión abdominal, meteorismo, dispepsias ᴑDiarrea crónica o recidivantes (diferenciar infecciosas /no infecciosas) tumores,colon irritable, celiaquía, SMA, diarrea medicamentosa ᴑ Brotes epidémicos /diarreas del viajero ᴑInmunocomprometidos

11 Diarrea pastosa o líquida Macroscópico Incremento en la cantidad de moco ASPECTO de la diarrea Presencia variable de PMN (gralmente ), eosínófilos y/o cristales Charcot-Leyden Microscópico Formas tróficas, ooquistes y larvas >> quistes y huevos

12 Tipos de infección entérica Osmóticas Secretoras Invasivas Invasivas Invasivas Adherenciales Enterotóxicas Inflamatorias Mecanismo No inflamatorio No inflamatorio Invasión y destrucción del enterocito Penetrantes Invasión de la mucosa Localización Intestino delgado y grueso Intestino delgado proximal Intestino grueso Colon Intestino delgado distal Enfermedad Diarrea acuosa Diarrea acuosa Disentería diseminacion sistémica PMN no no Si sangre Si Diarrea del viajero Contaminacion Cryptosporidium C.belli G. lamblia D. fragilis C. Cayetanensis VIH Transplante Strongyloides stercoralis Microsporidios Balantidium coli S stercoralis T. spiralis E. histolytica accidental

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15 Paso Agua Negra, San Juan, Argentina. Muchas Gracias

16 DIAGNOSTICO DE DIARREAS INFECCIONES PARASITARIAS EN EPISODIOS DIARREICOS Bioq. Florencia Mongi Laboratorio de Parasitología- HNC

17 Cuando sospechar de infecciones parasitarias en episodios diarreicos? Pte sintomático + clínica + epidemiología: DIAGNOSTICO PRESUNTIVO Laboratorio + muestra adecuada + método apropiado: DIAGNOSTICO CERTERO

18 Etapas del diagnóstico Etapa pre-analítica Etapa analítica Etapa post-analítica Datos del paciente Indicaciones: Recolectar materia fecal en recipiente limpio y seco, NO del inodoro, NO contaminar con orina Muestra rotulada Identificación de trofozoítos, quistes, larvas, huevos y adultos Análisis macro y microscópico, método de concentración y cultivo Validación e informe de los resultados Observaciones y sugerencias

19 Toma de muestra Numero de muestras y frecuencia de recolección -Muestra fresca: 1 muestra remitida antes de las 2 horas de recolección CONCENTRAR!!!! IDEAL: 1 muestra fresca/ día Mínimo 4 muestras -Muestra conservada: 4 muestras, 1/día, días consecutivos en líquido conservante

20 Solución conservante preparada Kit comercial Ventaja Mayor volumen de muestra a analizar Relación conservante: muestra 3:1 Por qué muestra conservada? Comodidad para el paciente Comodidad para el analista

21 Conservantes Ventajas Preserva morfología de trofozoítos, quistes, huevos y larvas Apropiado para algunos métodos de concentración Desventajas Interfiere en la extracción de ADN: técnicas de biología molecular (PCR) No permite el cultivo ni desarrollo de estadios in vitro SAF (acetato de sodio-ácido acético- formaldheído) Solución salina o acuosa formolada (5 o 10 %) PVA (alcohol polivinílico)- Schaudinn Solución de dicromato de potasio (2,5%) Merthiolate-yodo-formaldehído (MIF)

22 Procesamiento de la muestra Método directo Métodos de concentración Macroscópico Microscópico Flotación Faust Willis Sheather Coloraciones húmedas Coloraciones permanentes Sedimentación Espontánea Centrifugación Ritchie Cultivo de larvas Baermann

23 Coloraciones: Húmedas * Lugol * Tionina * Azul de metileno Solución fisiológica (SF) MUESTRA FRESCA!! movilidad

24 Coloraciones: Permanentes Coccidios Protozoos Microsporidios Kinyoun Ziehl-Neelsen (ZN) Safranina Tricrómica de Wheatley (TCR) +/ Hematoxilina Férrica (HF) Weber - +/- +++ Gram Cromotropo (GC) - +/- +++

25 Coloraciones: Permanentes Coccidios Protozoos Microsporidios Kinyoun Ziehl-Neelsen (ZN) Safranina Tricrómica de Wheatley (TCR) +/ Hematoxilina Férrica (HF) Weber - +/- +++ Gram Cromotropo (GC) - +/- +++ Si no se cuenta con alguna de estas coloraciones y/o persisten dudas en el resultado DERIVAR A CENTROS DE REFERENCIA

26 Métodos de concentración Centrifugación Centrifugación- Flotación Flotación Sedimentación espontánea (SE) Cultivo de larvas: Baermann

27 Métodos de concentración Método de Telemann modificado/ Ritchie/ FAE Objetivo: Recuperar quistes, huevos y larvas Coloraciones: * Húmedas: Lugol * Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC Solventes SAF Sedimento

28 Métodos de concentración Objetivo: Recuperar trofozoítos, quistes y huevos Coloraciones: *Húmedas: Lugol *Permanentes: TCR, Kinyoun, Safranina, GC

29 Método sencillo Buena sensibilidad y especificidad EVALUACIÓN DE UNA TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA Y DEL EXÁMEN DIRECTO COMO MÉTODOS PARASITOLÓGICOS APLICABLES EN LABORATORIOS NO ESPECIALIZADOS Laconte L, Mongi F, Casero R. Departamento de Parasitología. Hospital Nacional de Clínicas, UNC Conclusiones: La técnica de sedimentación espontánea (SE) demostró valores aceptables de Sensibilidad y Especificidad como método de identificación tanto para helmintos como protozoos. Nuestros resultados indican que la técnica de SE es un método válido, sencillo y económico para concentración e identificación de parásitos si no se contara con otras técnicas para diagnóstico parasitológico

30 Otros métodos de concentración Sheather (sacarosa) Willis/Faust (Na Cl/ ZnSO4) Objetivo: concentración de ooquistes de coccidios concentración de huevos de bajo peso específico/ no operculados Observación: En fresco

31 Otros métodos de concentración Objetivo: recuperación de larvas rhabditiformes de Strongyloides sp Cultivo de larvas

32 Cultivo y aislamiento de larvas: Método Harada- Mori Objetivo: transformación de larvas Rabhditoides Filariformes (F1) (Strongyloides stercoralis)

33 Cultivo en Placa de agar (CPA) Objetivo: evidenciar larvas viables de S stercoralis y Uncinarias

34 Recomendaciones Métodos sencillos y de bajo costo Técnica de FAE (Formol-acetato de etilo) Sedimentación espontánea Técnica de Willis Técnica de Sheather Métodos específicos Cultivo de Baermann Harada Mori Cultivo en Placa de Agar DERIVAR Muestra fresca!!!

35 Fresco con Lugol Coloración Tricromica de Wheatley Blastocystis sp

36 Fresco con Lugol Fresco con Lugol Fresco con Tionina Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae

37 Coloración Tricromica de Wheatley Entamoeba histolytica/ dispar/ moshkovskii/ dysenteriae

38 Fresco con SF Fresco con Lugol Fresco con AM Dientamoeba fragilis Col Tricromica de Wheatley

39 Fresco con Lugol Giardia lamblia

40 Fresco con Lugol Fresco con SF ARTEFACTO Balantidium coli

41 Coloración Kinyoun Fresco con SF Cryptosporidium parvum

42 Fresco sin Lugol Fresco con Lugol Cystoisospora belli Coloración Kinyoun

43 Coloración: Kinyoun Cyclospora cayetanensis

44 Coloración Gram Cromotropo Microporidios

45 Fresco con SF Fresco con SF Fresco con Lugol Strongyloides stercoralis

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