Manual de Enfermedades Moluscos

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1 Boletín del Programa Nacional de Sanidad Acuícola y la Red de Diagnóstico Diciembre del 2001 Año 4, Volumen 4, Número 16 Manual de Enfermedades Moluscos Autores Jorge Cáceres Martínez Rebeca Vásquez Yeomans Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, B. C. Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos del Departamento de Acuicultura. 1 jcaceres@cicese.mx rebeca65@yahoo.com Índice Págs. Enfermedades en Moluscos Cultivados en México 2 Sanidad en Moluscos 2 Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos 3 Enfermedades que Afectan a los Moluscos en México 3 Sinopsis de los Principales Agentes Patógenos y Enfermedades en los Moluscos en México 3 Hipertrofia Gametofítica Viral 3 Rickettiosis 4 Vibriosis 4 Perkinsiosis 5 Enfermedad de los gametos 5 Infección por ciliados tipo Ancistrocoma 5 Infección por ciliado tipo Trichodina sp. 6 Gregarinas 6 Síndrome de deshidratación 7 Coccidiosis 7 Métodos de Control y Prevención de las Enfermedades 7 Diagnóstico de Enfermedades 8 Literatura Citada 9 Comité Editorial Alfredo Eliud Herrera Mesina* IBQ. Francisco Nieto* Dr. Fernando Jiménez* *Dirección General de Organización y Fomento CONAPESCA. SAGARPA Dr. Lucio Galaviz Silva Universidad Autónoma de Nuevo León M. en C. Martha Rodríguez Gutiérrez 1

2 BOLETÍN DEL PRONALSA ENFERMEDADES EN MOLUSCOS CULTIVADOS EN MÉXICO Los moluscos son uno de los grupos de animales más numerosos que existen actualmente. Estos organismos se han utilizado desde tiempos prehispánicos como alimento, así lo demuestran los depósitos de conchas llamados concheros que se encuentran en diversas partes del mundo, algunos de ellos datan de hace más de 8,890 años, como el descubierto en Punta Negra, Baja California. Los moluscos se fueron incorporando a la dieta del hombre aumentando el consumo de los ostiones, las almejas y los caracoles; sin embargo, en la mayoría de los casos, su explotación fue para consumo doméstico. Tiempo después, con el desarrollo de técnicas de pesca y de cultivo, se inició la utilización industrial de algunos de ellos, la cual se intensificó a finales de los siglos IX y XX. En la última década, se han producido cambios importantes en las pesquerías mundiales de moluscos, al incrementarse su explotación y el deterioro de su ambiente. Las poblaciones silvestres ya se encuentran al máximo de explotación o han entrado en fase de sobreexplotación, de aquí que se considere al cultivo de moluscos, como una actividad primordial para terminar con la sobreexplotación y así mismo cubrir la demanda de consumo. Por otro lado, el cultivo de moluscos ayuda a evitar la extinción de estos animales. En la actualidad se cultivan los ostiones, mejillones, abulón y los caracoles tanto marinos como dulceacuícolas. Fig. 1. Cultivo de ostión Japonés Crassostrea gigas en la Bahía Falsa, Baja California. En México, la acuacultura en general ha adquirido una gran importancia en los últimos años, ya que ha contribuido a generar alimentos de alto valor nutritivo, empleo, insumos para la industria alimentaria, divisas y la protección y conservación de especies en peligro de extinción; además, si sumamos el hecho de que el territorio nacional posee un litoral de alrededor de 11,500 kilómetros cuadrados de zona exclusiva; más de 2,900 millones de hectáreas de aguas interiores y 358,000 kilómetros cuadrados de plataforma continental, tendremos que en nuestro país existe un enorme potencial acuícola. Fig. 2. Ejemplares adultos de abulón azul Haliotis fulgens en preparación para análisis parasicológicos. Durante el año 2000 la producción acuícola nacional, tanto marina como de agua dulce, alcanzó un total de 188,000 ton y generó aproximadamente 2,500,000 miles de pesos; de éstos el 28% (50,000 ton) corresponde al cultivo de moluscos, principalmente moluscos bivalvos. Es importante destacar que uno de los factores que puede frenar o incluso impedir el avance en los cultivos de moluscos, lo constituyen los brotes de enfermedades. Diversas investigaciones se han llevado a cabo a fin de determinar la etiología, epizootiología y medidas de control adecuadas para dichas enfermedades. Durante los últimos 30 años, las enfermedades más importantes han sido causadas por virus, bacterias, hongos y protozoarios, que en ocasiones han llegado a acabar con la producción. Ejemplo de ello lo tenemos en nuestro país con Perkinsus marinus, agente causal de la enfermedad conocida como Dermo que ha causado elevadas mortalidades en el ostión americano, Crassostrea virginica, en el Golfo de México, o como el Síndrome de Deshidratación del abulón, Haliotis spp., presumiblemente causada por la rickettsia Candidatus Xenohaliotis californiensis, que está provocando severos daños a la pesquería del recurso en algunas islas de la costa de California, U.S.A. y Baja California. SANIDAD EN MOLUSCOS Dentro del manejo de un cultivo, la sanidad acuícola ocupa un lugar de interés primordial debido a la necesidad que existe de prevenir y controlar las enfermedades. La introducción de patógenos por medio de la transferencia de moluscos vivos, ha sido uno de los principales factores de dispersión de enfermedades. Desde esta perspectiva, es prioritario el establecimiento de programas efectivos para la transferencia segura de organismos, principalmente si los organismos provienen de áreas de cultivo en donde se ha presentado alguna enfermedad. 2

3 DICIEMBRE 2001 Un control efectivo de las enfermedades requiere de la supervisión rutinaria de las instalaciones y organismos en cultivo, la implementación de estrategias preventivas y llevar a cabo diagnósticos que sean rápidos y efectivos. Las técnicas que se pueden emplear en el diagnóstico de enfermedades de los moluscos son parasitológicas, histopatológicas, bacteriológicas, inmunológicas y de biología molecular. Todas ellas en conjunto ofrecen una poderosa herramienta para el diagnóstico preciso y oportuno. En la actualidad, la toma de decisiones acerca de las medidas sanitarias que se deben implantar para mejorar la producción de moluscos se basa, en la existencia de enfermedades infecciosas que requieren de prevención y control. Sin embargo, éstas decisiones no serán posibles si no existe la colaboración de productores, académicos y autoridades. LABORATORIO DE BIOLOGÍA Y PATOLOGÍA DE ORGANISMOS ACUÁTICOS El Laboratorio de Biología y Patología de Organismos Acuáticos surge en septiembre de 1994 con el nombre de Laboratorio de Biología y Patología de Moluscos, para satisfacer la necesidad de contar con una línea de investigación en patología de moluscos, que se tradujera en servicios de diagnóstico y asesoría sanitaria al sector productivo. Las primeras investigaciones, se enfocaron hacia determinar el estado sanitario de las poblaciones naturales y de cultivo del mejillón de California o Choro, Mytilus californianus y el mejillón azul M. galloprovincialis. Posteriormente, los estudios se dirigieron al estado sanitario del ostión Japonés, C. gigas, cultivado en la Bahía Falsa, la almeja arenera Chione fluctifraga en la misma Bahía y del Estado de Sonora, la almeja Pismo Tivela stultorum y las almejas mano de león Argopecten subnodosus y catarina Lyropecten ventricosus de Baja California Sur. Durante siete años de investigación y vinculación con el sector productivo, con resultados muy satisfactorios, el laboratorio ha sido pionero en el estudio de las enfermedades en moluscos, básicamente para las enfermedades certificables y notificables reportadas por la Oficina Internacional de Epizootias (OIE) y las Normas Oficiales Mexicanas (NOM- 010-PESC-1993, NOM-011-PESC-1993 y proyectos de Norma NOM-020-PESC-1993, NOM-021-PESC-1994 y NOM-022-PESC-1994), lo que ha constituido la base para establecer las medidas sanitarias que permiten un mejor control y desarrollo en el cultivo de estos organismos. ENFERMEDADES QUE AFECTAN A LOS MOLUSCOS EN MÉXICO La siguiente tabla resume los resultados obtenidos sobre la carga parasitaria, estado sanitario y diagnóstico de las diferentes especies de moluscos cultivados en México. Enfermedad Patógeno Hospedero Hipertrofia gametocítica viral (VHG) Cuerpos de inclusión basófilos Rickettsiosis Papillomavirus Crassostrea virginica Desconocido C. gigas, Bacterias tipo Rickettsias,C. gigas Mactra californica Vibriosis Bacterias tipo Vibrio C. gigas, M. Californica, Tivela stultorum Perkinsiosis Perkinsus marinus Crassostrea virginica Infección por ciliados tipo Ancistrocoma Infección por ciliados tipo Trichodina Enfermedad de los gametos Stegotricha enterikos y otros ciliados Trichodina sp y otros ciliados Steinhausiamytilovum C. gigas C. gigas Mytilus galloprovincialis Gregarinas Nematopsis sp. Mytilus galloprovincialis, M. californica Síndrome de Deshidratación Coccidiosis Candidatus Xenohalitosis californiensis Margolisiella (Pseudoklossia) haliotis Haliotis fulgens, H. rufescens H. rufescens Sinopsis de los principales agentes patógenos y enfermedades en los moluscos en México Hipertrofia Gametocítica Viral Infecta al ostión americano Crassostrea virginica y a otras especies de moluscos (Pincatada maxima y Mya arenaria) en Estados Unidos, Corea y Japón. En C. gigas la prevalencia es baja. Fig. 3. Cultivo de mejillón azul Mytilus galloprovincialis en Bahía Todos Santos, B. C. Etiología: La patología se ha asociado con un virus tipo Papillomavirus de la familia Papovaviridae, de simetría icosahédrica que es Feulgen positivo lo que indica la presencia de ADN. Las partículas virales sin cápsula miden entre 43 a 55 nm. 3

4 BOLETÍN DEL PRONALSA Vibriosis También se le conoce como necrosis bacilar o necrosis larval. Es una enfermedad que se presenta en los estadios larvales de la mayoría, si no es que en todos, los moluscos bivalvos de granjas de cultivo. Fig. 5. Gameto hipertrófico en la gónada del ostión Japonés Crassostrea gigas, rodeado por hemocitos. y restos celulares. Sintomatología: Se caracteriza por provocar una hipertrofia masiva de los gametos individuales y del epitelio germinal por replicación del virus en el interior del núcleo de la célula huésped. Aunque se aprecia una respuesta celular por parte del hospedero, su presencia no se ha asociado a mortalidades masivas. Rickettsiosis Etiología: La vibriosis es una enfermedad causada por patógenos oportunistas en las granjas de cultivo intensivo de moluscos. Se asocian a Vibrio tubiashi, Vibrio anguillarum, Vibrio splendidus, Vibrio alginolyticus y otros Vibrio spp. Sin embargo, V. tubiashi se ha reportado como una especie altamente patogénica en larvas del ostión Japonés C. gigas en concentraciones de 10 5 cél/ml en el agua del cultivo. Son microorganismos que pertenecen a la familia Vibrionaceae. Son bacterias móviles usualmente con un simple flagelo polar, gram-negativas, anaerobias facultativas, con forma de bastón, oxidasa positiva. Crecen en medio TCBS, incubadas a 35ºC, en donde las colonias que forman son lisas, circulares y de coloración amarilla. Sintomatología: Se presenta una infección sistémica en los tejidos blandos de semillas y larvas que resulta posteriormente en una necrosis del tejido. Las larvas enfermas presentan un rompimiento del velo y un nado anormalmente cercano al fondo del tanque de cultivo. Se encuentra en todas las especies de ostiones (C. gigas y C. virginica) y otros moluscos bivalvos como mejillones, almejas y escalopas de prácticamente todas las costas del mundo. Etiología: Son bacterias intracelulares pleomórficas, que miden de 0.5 a 2 mm, de forma ovoide con un diámetro de 0.45 a 0.60 mm. Pueden vivir fuera del hospedero por un corto período de tiempo. Sintomatología: Se observan inclusiones en el citoplasma de las células epiteliales de las branquias y glándula digestiva. Desaparecen las microvellosidades apicales y los cilios de las células epiteliales de las branquias y se manifiestan múltiples crecimientos tumorales en las lamelas branquiales. La presencia de estas bacterias no se ha asociado a mortalidades importantes, salvo en el caso de Tellina tenuis y del género Haliotis spp. Fig. 7. Semilla de ostión Japonés Crassostrea gigas afectada por vibriosis. Experimentalmente, la enfermedad se desarrolla muy rápidamente con un completo colapso de los cultivos larvarios dentro de las 48 horas de exposición a la bacteria. En otras especies, la enfermedad puede caracterizarse por pérdida de los cilios o un desprendimiento de las células epiteliales del velo. La pérdida de éstas células permite un crecimiento bacteriano a lo largo de la superficie interna de la concha hasta el manto y se reduce la actividad metabólica en general y la alimentación. Fig. 6. Inclusión bacterial tipo Rickettsia en divertículo digestivo del ostión Japonés Crassostrea gigas. La vibriosis puede, aparentemente, presentarse en cualquier proceso en la granja de cultivo, por lo que se considera al organismo causante como ubicuo. La enfermedad está asociada con condiciones de verano y temperaturas cálidas en ambientes templados. Se le considera de un gran impacto económico siempre y cuando no se tenga un apropiado manejo del cultivo. 4

5 DICIEMBRE 2001 Perkinsiosis Perkinsus marinus ha sido, desde 1949, la causa de importantes mortalidades en Crassostrea virginica en la costa Este Norteamericana de Massachusetts a Florida y en la costa del Golfo de México hasta Venezuela. También su presencia ha sido citada en Puerto Rico, Cuba y Brasil. Responsable de la enfermedad del Dermo en C. virginica y de otras especies de moluscos bivalvos. Experimentalmente se ha infectado a Crassostrea gigas, especie que es más resistente a este parásito. Etiología: Perkinsus marinus (denominado previamente como Dermocystidium marinum y Labyrinthomyxa marinus), protista del phylum Apicomplexa, aunque recientemente se sugiere una asociación con los dinoflagelados. Es un parásito intracelular (2 a 4 mm), que infecta los hemocitos de los bivalvos. Produce zooesporas biflageladas, con un complejo apical simplificado y el flagelo posee mastigonemas. Perkinsus olseni causa perkinsiosis en muchas especies de bivalvos en aguas tropicales y subtropicales. La forma vegetativa (trofozoíto) de P. marinus se multiplica en los tejidos (intra o extracelularmente) del hospedero por fisión múltiple, gemación interna o ambas. El parásito se encuentra en altas densidades en la hemolinfa siendo incluso fagocitado por los hemocitos, sin que la infección llegue a ser controlada. Posteriormente, los trofozoítos maduros realizan rápidas divisiones reductoras para formar una hypnospora, la cual esporula para liberar al agua un gran número de zoosporas biflageladas ( por hypnospora). Sintomatología: Perkinsus marinus se multiplica y causa liquefacción en los tejidos infectados del hospedero. Se observa retraso en el crecimiento con una marcada emaciación, las valvas se abren, la glándula digestiva tiene una apariencia pálida, la membrana basal desgarrada y se pueden observar lesiones en los tejidos en forma de abscesos. Se produce también una inhibición del desarrollo gonadal que conlleva una reducción de la capacidad reproductiva. P. olseni produce un desprendimiento del tejido conectivo y epitelial con ocasionales formaciones de abscesos. Enfermedad de los gametos Se encuentra en diversas especies de mejillón del género Mytilus, tales como Mytilus californianus y M. galloprovincialis Fig. 9. Infección en un oocito del mejillón azul Mytilus galloprovincialis, por el microsporidio Steinhausia mytilovum. Las flechas muestran a los estadios de esporangio (p) y esporas maduras Etiología: El agente patógeno, Steinhausia mytilovum, es un protozoario que pertenece al phylum Microspora que, como su nombre lo indica, presenta estadios de esporulación en su ciclo de vida. Miden de 3 a 6 mm. Las microsporas tienen paredes quitinosas y el estadio comúnmente observado consisten de quistes intracelulares ovoides o esféricos, de 18 a 20 mm y conteniendo de 40 a 60 esporas de 2.3 mm de diámetro. El número de esporas por quiste es variable y no se detecta ninguna respuesta evidente en asociación con las infecciones. Sintomatología: El microsporidio infecta el citoplasma de los oocitos maduros y provoca una fuerte reacción hemocitaria. La presencia de este patógeno tiene un efecto negativo en la producción de gametos y por lo tanto en el proceso reproductivo del hospedero. Infección por ciliados tipo Ancistrocoma La mayor parte de los ciliados son considerados sin efecto patológico sobre el organismo en que se asientan, sin embargo, cuando el número de estos organismos es extremadamente elevado, o el hospedador está bajo condiciones de estrés, pueden tener efectos adversos. Infestan a la especie de C. gigas y otros moluscos bivalvos como la almeja del género Mya spp. y al mejillón Mytilus galloprovincialis. Etiología: Protozoario ciliado identificado como Stegotricha enterikos. Posee cilios que cubren totalmente su superficie externa en forma de huso y dos núcleos (macronúcleo y micronúcleo). Además, tiene una estructura citofaríngea en el extremo anterior del cuerpo. Fig. 8. Tejido conectivo de la glándula digestiva del ostión Americano Crassostrea virginica infectado con Perkinsus marinus. Se observan trofozoitos dentro de un hemocito y un trofozoito maduro. Sintomatología: Se localizan en el lumen de los divertículos digestivos, intestino y estómago del huésped, sin embargo pueden ser embebidos parcialmente por las células epiteliales de los túbulos digestivos. 5

6 BOLETÍN DEL PRONALSA Aunque no se han asociado con mortalidades masivas, bajo condiciones de desarrollo adversas pueden tener un impacto negativo en el hospedero. Fig. 10. Stegotricha enterikos, en el lumen de los divertículos digestivos en el ostión Japonés Crassostrea gigas. Infección por ciliados tipo Trichodina sp. Se presenta en C. gigas y otros moluscos bivalvos como la almeja del género Mya spp. y la escalopa Placopecten sp. Etiología: Ectoparásito de las branquias aparentemente en forma discoidal, de acuerdo a las observaciones utilizando el microscopio electrónico y óptico. Mide alrededor de 60mm de diámetro y de mm de alto. En uno de sus polos posee una doble espiral de cilios que circunscribe la superficie oral. El disco adhesivo en el polo basal de los cilios, cubierto por el velo, puede estar rodeado por un cinturón de cilios locomotores consistentes de varios anillos concéntricos de cilios separados dentro de tres capas por pliegues cuticulares y un septo. En estudios histológicos y citológicos mostraron un macronúcleo en forma de c en el citoplasma, rodeado por una gran vacuola delimitada por una membrana plegada. Sintomatología: Los estudios histopatológicos revelan que los organismos severamente infectados con Trichodina sp. muestran una inflamación en las branquias con un epitelio superficial deformado y alterado cuando los ectoparásitos están presentes. Hay numerosa descamación de células epiteliales, hemocitos y restos de tejido de la superficie de la célula huésped. Por otro lado, los ciliados se pueden observar en el tejido conectivo por debajo del epitelio dentro de los filamentos branquiales. Una tinción especial para mucopolisacáridos (Ácido Peryódico y Azul Alciano) revelan una excesiva cubierta de mucus en las lamelas branquiales infestadas. Una severa infestación de éstos ectoparásitos en las branquias, puede interferir con la función respiratoria de las branquias, como resultado de la excesiva producción de mucus, la cual cubre la lamela. En el ostión portugués, C. angulata, la presencia de los mismos se asoció a la erosión de los filamentos branquiales, aunque podrían ser invasores secundarios en ostiones infectados por el virus tipo iridovirus de la Necrosis Branquial. Gregarinas Parásito protista que se encuentra en el ostión (C. gigas), en mejillón (M. galloprovincialis), almeja (Mactra californica) y escalopas (Argopecten spp.). Etiología: Protista perteneciente al phylum Apicomplexa, del género Nematopsis. Son estadios parasitarios que se caracterizan por la presencia de oocistos con pared hialina muy delgada conteniendo densos esporozoitos basófilos vermiformes. Los oocistos pueden medir 19 x 16 mm. Los moluscos son hospederos intermedios en el ciclo de vida de este protista y éstas completan su ciclo de vida en el tracto digestivo de artrópodos marinos. Fig. 12. Nematopsis sp. en tejido conectivo de la glándula digestiva del ostión americano Crassostrea virginica. Se observan los trofozoitos de la gregarina (cw). Fig. 11. Trichodina sp. asociadas al manto del ostión Japonés Crassostrea gigas, en donde puede producir erosión de epitelios. Sintomatología: La infección por estos protozoos provoca una leve inflamación de los tejidos afectados que básicamente son branquias y palpos labiales, aunque también se encuentran en el interior de los fagocitos, que se mueven dentro del tejido conectivo de los diferentes órganos. 6

7 DICIEMBRE 2001 Síndrome de Deshidratación Este síndrome es más evidente en el abulón negro Haliotis cracherodii, aunque también se presenta en el abulón azul, H. fulgens, abulón amarillo, H. corrugata y abulón rojo, H. rufescens. Etiología: El agente causal es un nuevo género y una nueva especie de un procariota intracelular con características morfológicas de la clase Proteobacteria, orden Rickettsiales y de la familia Rickettsiaceae, en el epitelio del tracto digestivo, que ha sido identificada como Candidatus Xenohaliotis californiensis. Inicialmente, se pensaba que infecciones coccidiales severas eran la causa de esta enfermedad, pero no se encontró correlación entre la infección por coccidios y el síndrome de deshidratación. Estas bacterias infectan a las células epiteliales del tracto digestivo. Son bacterias basófilas que se multiplican por fisión binaria en colonias ovales o redondas que se agrupan en el citoplasma y están limitadas por una membrana. La infección de los divertículos digestivos resulta en la pérdida de los gránulos enzimáticos y metaplasia de las células secretoras de enzimas. Presumiblemente la atrofia de los divertículos digestivos resulta en una pérdida en la capacidad de absorción del alimento y por lo tanto en la inanición del abulón. grado, que se prohibió la pesquería de este organismo en Esta enfermedad también se ha detectado en el abulón rojo que se cultiva en California y México y en poblaciones silvestres de abulón negro, azul y amarillo. Coccidiosis Infecta principalmente al abulón rojo (Haliotis rufescens), aunque otras especies de coccidios se han reportado para moluscos bivalvos (ostiones, mejillones, escalopas y almejas). Etiología: El agente causal es Margolisiella (Pseudoklossia haliotis). Protozoario del phylum Apicomplexa que son parásitos intracelulares obligados. Se caracteriza por presentar oocistos con muchos esporocistos conteniendo generalmente dos esporozoitos. Completan su ciclo de vida en un solo hospedero. Fig. 14. Microgametos de Margolisiella haliotis en el riñón del abulón rojo Haliotis rufescens. Sintomatología: Este protozoario se encuentra alojado en los riñones del abulón. Puede causar hipertrofia de las células renales, aunque no se ha asociado con mortalidades del abulón, aún cuando inicialmente, se pensó que este microorganismo pudiese ser el causante del Síndrome de Deshidratación. Fig. 13. Epitelio del post-esófago de abulón rojo Haliotis rufescens infectado por colonias de Rickettsias. Sintomatología: Es una enfermedad que afecta a todas las tallas del abulón y causa letargo, retracción de los tejidos viscerales y atrofia del músculo del pie (por lo tanto, reduce la capacidad del abulón para adherirse a un sustrato), además es letal. El incremento en la temperatura acelera la enfermedad y disminuye su sobrevivencia. En temperaturas de 18 a 20 ºC, la muerte ocurre usualmente al mes de que se presentan los síntomas clínicos. Hay severas alteraciones metabólicas antes de que se observe la atrofia del músculo del pie. A nivel de la hemolinfa, las concentraciones de hemocianina disminuyen, lo mismo que el glicógeno en el músculo del pie y se incrementan los hemocitos con morfología anormal. Esta enfermedad se detectó primeramente en el abulón negro en 1992, en las costas de California, E.U.A., en donde las poblaciones declinaron de forma dramática, a tal MÉTODOS DE CONTROL Y PREVENCIÓN DE LAS ENFERMEDADES La prevención efectiva, manejo y diagnóstico de las enfermedades en moluscos comercialmente explotables, se basan primordialmente en el conocimiento del mecanismo de infección y en la comprensión de los procesos de manejo en los sistemas de cultivo. La información sobre estos elementos lleva consigo la toma de muestras de organismos en diferentes fases del cultivo. Por lo tanto, la selección de una muestra debe cumplir el requisito fundamental de ser representativa de la población de la que se extrajo. Tanto el tamaño del lote y de la muestra para la identificación de agentes causales de enfermedades en moluscos, se basa en lo especificado en el proyecto de norma NOM-020-PESC

8 BOLETÍN DEL PRONALSA Para la toma de muestras en las granjas acuícolas, es necesario recolectar entre 60 y 120 organismos de talla juvenil y adultos. La frecuencia de los muestreos sería de acuerdo a los siguientes puntos: a. Lotes de organismos que por un lado vayan a ser movilizados de una granja acuícola a otra. b. Lotes de organismos que son capturados de poblaciones silvestres. c Lotes de organismos cuando se presenten brotes de enfermedades. Diagnóstico de enfermedades El diagnóstico de enfermedades en las granjas de cultivo se basa en observaciones clínicas, síntomas patológicos, información microbiológica y una combinación de éstas. La prevención de las enfermedades causadas por agentes patógenos oportunistas puede ser realizada controlando la entrada y diseminación de éstos agentes en el sistema. La prevención de infecciones bacterianas, por ejemplo, es efectuada previniendo la contaminación por patógenos de los cultivos algales y manteniendo bajos niveles de patógenos (o ausencia de los mismos) en los tanques y en la columna de agua. Para identificar la fuente de contaminación en un sistema es necesario examinar microscópicamente el agua y llevar a cabo cultivos bacteriológicos de varias fuentes potenciales de contaminación: cultivos de microalgas, aprovisionamiento de agua y almacenaje, tanques de cultivo y el stock de progenitores. Los cultivos larvarios son típicamente monitoreados para la tasa de crecimiento. El crecimiento reducido o asentamiento de larvas al fondo del tanque son observaciones muy útiles como indicador de alguna enfermedad. El conocimiento de la estructura normal larval y el movimiento en los organismos vivos también son herramientas muy válidas para un diagnóstico temprano de enfermedades en larvas. Las enfermedades en cultivos de juveniles son frecuentemente reconocidas por una baja tasa de crecimiento y una pérdida de coloración. La liquefacción del ligamento y el crecimiento de las bacterias dentro del manto se reconoce por el cambio de coloración y puede ser diagnosticada por exámenes bacteriológicos e histopatológicos. Los cultivos bacteriológicos en TCBS de cultivos de larvas o juveniles presuntamente enfermos, aportan una evidencia para implicar a los vibrios en un proceso de enfermedad. Sin embargo, hay que tomar en consideración que los patógenos oportunistas frecuentemente infectan secundariamente a los organismos como resultado de un estrés por factores menos aparentes. Estos factores (alta densidad larval, altas temperaturas o inapropiada tensión de oxígeno) pueden interactuar con los patógenos cuya patogenicidad puede ser determinada por los niveles de nutrientes en el agua, densidad de patógenos, susceptibilidad del hospedero y otros factores que favorecen la enfermedad. Cuando se reconozca una fuente de infección en la granja de cultivo, ésta debe ser inmediatamente aislada. Los stocks de larvas infectadas pueden ser eliminadas a menos que exista un programa específico de contención de la enfermedad y selección de sobrevivientes resistentes. El equipo, superficies de los contenedores, líneas de agua y otros materiales asociados con stocks infectados deben ser esterilizados. Los juveniles pueden ser, efectivamente tratados por infecciones bacterianas si el proceso de la erosión del ligamento no está demasiado avanzado. El uso de antibióticos en la prevención de infecciones bacterianas sugieren la utilización de algunos antibióticos tales como eritromicina, cloranfenicol y otros aprobados para su uso en acuicultura a nivel internacional. Para tratar de controlar o prevenir a las enfermedades es necesario identificar, aislar y caracterizar al agente causal, siendo capaz de desarrollar métodos de diagnósticos específicos para tales enfermedades. La correcta identificación de algunos patógenos marinos ha sido problemática porque no se tienen técnicas apropiadas de cultivo. El control sanitario de reproductores se logra mediante la certificación de los mismos y la aplicación de cuarentenas en aquellos casos que esto sea posible. Los métodos de control efectivos para la erradicación de las enfermedades consisten en la aplicación e planes o programas de prevención tales como: a. Determinación de carga parasitaria de poblaciones naturales. b. Certificación sanitaria de lotes a introducir o trasladar. c. Establecimiento de Planes de Saneamiento por granja. d. Aplicación de cuarentenas y tratamientos adecuados. e. Capacitación de personal y, f. Supervisión por la autoridad competente. Para un control efectivo de las enfermedades se requiere de la supervisión rutinaria de las granjas de cultivo. Es necesaria la aplicación de varias técnicas de diagnóstico de patógenos, ya que de forma aislada estas técnicas son limitadas. Los métodos basados en el ADN, que se han desarrollado recientemente, se necesitan validar, estandarizar y enfrentan serios problemas de reacciones cruzadas, contaminación y especificidad. Es así, que los métodos convencionales que utilizan el análisis clínico, la bacteriología, la histología, la inmunología y la microscopía electrónica continúan siendo indispensables porque proporcionan gran cantidad de información para el correcto diagnóstico y estudio de enfermedades. Actualmente, el fortalecimiento de programas de capacitación sobre las buenas prácticas sanitarias, es un recurso de vital importancia para la prevención de enfermedades en las 8

9 DICIEMBRE 2001 granjas. La elaboración de un manual que permita el manejo sanitario de los cultivos debe ser fundamental, además, la introducción de sistemas HACCP, en donde se identifiquen los puntos críticos de control, permitirá evidenciar oportunamente problemas de enfermedades. Es recomendable aplicar con rigor la Normatividad existente con referencia a la importación de organismos vivos dedicados a la acuicultura, solicitando la certificación zoosanitaria de origen de los organismos. También se necesitan establecer mecanismos de seguimiento, para que en las unidades de producción se dé aviso oportuno por si se presentara alguna anormali- dad. LITERATURA CITADA Albright, B. W. y G. R. Abbe Recent trends in infection of the eastern oyster Crassostrea virginica by the parasite Perkinsus marinus in the Patuxent River estuary. Journal of Shellfish Research, 18: 317. Alvarez-Tinajero, M. del C., Cáceres-Martínez, J. y J. G. 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COMISIÓN NACIONAL DE ACUACULTURA Y PESCA. DR. JERÓNIMO RAMOS SÁENZ PARDO. DIRECCIÓN GENERAL DE ORGANI- ZACIÓN Y FOMENTO. OCEAN. ALFREDO ELIUD HERRERA MESINA. DIRECTOR DE FOMENTO ACUÍCOLA. FRANCISCO NIETO SANCHEZ. DIRECTOR DE FOMENTO ACUÍCOLA. UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA: DR. LUIS MIER CASANUEVA, RECTOR GENERAL; CARLOS RICARDO SOLIS GONZÁLEZ, SECRETARIO GENERAL; DRA. PATRICIA ELENA ACEVES PASTRANA, RECTORA DE LA UNIDAD XOCHIMILCO; ERNESTO SOTO REYES GARMENDIA, SECRE- TARIO DE LA UNIDAD XOCHIMILCO; BEATRIZ GARCÍA, DIRECTORA DE LA DIVISIÓN DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y DE LA SALUD; CELIA LINARES. SECRETARIA ACADÉMICA; M. EN C. FRANCISCO ROMERO. JEFE DEL DEPARTAMENTO EL HOMBRE Y SU AMBIENTE; MARTHA RODRÍGUEZ GUTIÉ- RREZ, LABORATORIO DE BIOLOGÍA DE LA REPRODUCCIÓN Y GENÉTICA ACUÍCOLA. Directorio de Instituciones Participantes en el Sistema en Red de Diagnóstico Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Xochimilco (UAM-X) M. en C. Martha Rodríguez G. Tel. 01 (55) rogm0211@cueyatl.uam.mx Universidad Autónoma de Nuevo León (UANL) Centro Nacional de Sanidad Acuícola Dr. Lucio Galavíz Silva Tel/Fax. 01(818) lgalaviz@ccr.dsi.uanl.mx Universidad de Sonora (UNISON) Dr. León Armando Pérez Alvídrez DICTUS. Tel. 01(662) lperez@guayacan.uson.mx Universidad Autónoma de Tamaulipas (UAT) M. V. Z. Pablo González Tel. 01 (834) pablog@fmvz.uat.mx Universidad Autónoma del Estado de México (UAEM) CIESA M. en C. César Ortega Santana Tel. 01(722) orsc@coatepec.uaemex.x Centro de Ciencias Ciencias de Sinaloa (CCS) M. en C. Martha Zarain Herzberg Tel. 01(667) y fax 01(667) martha@computo.ccs.net.mx Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste (CIBNOR) Dr. Marco Linné Unzueta Tel. 01(622) y mlinne@cibnor.mx Universidad de Occidente (UDO) M. en C. Josefina Audelo del Valle Tel. 01 (668) jaudelo@mochis.udo.mx Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo (CIAD) M. en C. Leobardo Montoya Tel. 01(669) montoya@victoria.ciad.mx Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada (CICESE) Dr. Jorge A. Cáceres Martínez Tel. 01(646) ext jcaceres@cicece.mx 10