VII REPRODUCCION DE GAMITAMA Colos s om a macropom un

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1 VII REPRODUCCION DE GAMITAMA Colos s om a macropom un Coloss om a macropom un, llamado en el Perú Gamitana es una especie nativa de los ríos Amazónicos y Orinoco y sus tributarios, es un pez tropical y muere a los 15ºC., en los ejemplares adultos la parte dorsal de su cuerpo es gris oscuro, mientras que en la parte ventral presenta un color amarillo blancuzco, este patrón esta según el tipo de agua en que viven, sus escamas son pequeñas pero fuertemente adheridas a la piel, estos ejemplares pueden crecer hasta 90 cm de longitud total y pesar alrededor de 30 kg. Clasificación taxonómica Foto N 7.1 Ejemplar de Gamitana Phyllum : Chordata Clase : Pisces Orden : Cypriniforme Familia : Género : Especie : Characidae Colossoma Macropomun : Fuente; IIAP (2002) Como en todo proceso de cultivo, el agua es importante y por eso este debe ser de buena calidad que garantice el buen desarrollo sexual de los reproductores, a continuación ponemos referencia de algunos de estos: Temperatura 28ºC., Oxigeno disuelto 7.9 mg/l; CO 2 Total 10 mg/l ; Alcalinidad total 10 mg/l, Dureza total 160 mg/l; ph 6.8; transparencia (cm) 10. Amoniaco 0.1 mg/l; Nitritos 0.2 mg/l (Da Silva, A.B. 1981) La Gamitana en su ambiente natural tiene una amplia selección de alimentos, Algas filamentosas, partes de plantas acuáticas, tanto frescas como en descomposición, zooplancton, insectos terrestre y acuáticos así también caracoles, moluscos, frutas secas, granos duros, blandos, en cultivos aceptan muy bien el alimento balanceado, y estos deben estar de acuerdo a los requerimientos nutritivos de esta especie.la reproducción de Gamitana en el Perú se inicia desde Noviembre hasta Marzo (meses de lluvias ), 7.1 SELECCIÓN DE REPRODUCTORES La selección de reproductores generalmente obedece a criterios de madurez sexual, peso talla y edad de reproductores, se recomienda utilizar ejemplares con un peso mayor a 4 kg y una edad mayor de 4 años en el caso de las hembras y 3 años en el caso de los machos, Una hembra madura se caracteriza por poseer un abdomen abultado, blando a los costados, papila

2 genital ligeramente protuberante y enrojecida, aunque a ultima no es muy segura ya que el enrojecimiento se puede deber a un intestino cargado y próximo a evacuar, así como el enrojecimiento de la papila puede deberse a la red con utiliza para su captura. El macho maduro se caracteriza por emitir un semen color blanco, apariencia densa y fluye con facilidad y abundancia al presionar suavemente el abdomen en los costados con dirección cráneo-caudal La selección de La cantidad de reproductores necesaria es predetermina por el número de alevines que se desea obtener, así como e número de huevos, considerándose evidentemente, la pérdida por mortalida Para establecer el número de reproductores, pretendiéndose una cantidad de alevines es preciso basarse en el peso de cada hembra. Normalmente, una he bra de Coloss om a desova en media óvulos por kg de peso corporal, esto equivales a afirmar que una hembra de 6 kg podrá producir Dependiendo del índice de fertilización se podrá o no obtener una ificativa cantidad de larvas, consecuentemente de alevines.una densidad conveniente de peces irá FOTO Nº 7.2 ESTANQUES DE TIERRA PARA ACONDICIONAR REPRODUTORES a asegurar condiciones ideales que influenciarán en el desempeño de los progenitores. Para tal, una carga de 1 kg de peso corporal del pez por metro cuadrado (1 kg/m 2 ) es considerada buena. Para que esto se torne evidente, el vivero tendrá que poseer todas las condiciones de estabulación, tal como agua en calidad y cantidad, alimentación adecuada, etc. Fuente; IIAP (2002) Deberá tener una profundidad en torno de 1.5 m y contener agua en abundancia. Un vivero de 1 ha de área exigirá m 3 de agua por día, necesarios como para completar la pérdida de durante la estación de seca. De preferencia, la forma deberá ser lo cual facilitará la captura de los peces. Los estanques deberán ser de m 2 de tamaño Da Silva, A.B. 1981, PREPARACION DE REPRODUCTORES La preparación de reproductores se efectúa en estanques de tierra cuyas dimensiones depende de la cantidad de ellos, el tipo agua es variable, depende de los microorganismos plantónicos y de las condiciones climáticas de la temporada, pudiendo ser aguas claras, marrones, verdes etc. Es conveniente disponer de la suficiente cantidad de reproductores para atender una capacidad de producción.

3 l En los peces del sub-orden Charachoidei, el más importante de los peces de agua dulce, normalmente se utiliza la proporción de 2 chos para 1 hembra (2:1), lo cual sirve para garantizar una cantidad sufi semen durante los trabajos de reproducción inducida. Muchas veces un individuo macho no libera en el momento que se practica la fertilización artificial, la cantidad necesaria de esperma para fecundar los óvulos de una determinada he es evidente que un macho en buenas condiciones de desove proporciona volumen más que suficiente para fertilizar óvulos de una hembra o s DIFERENCIACIÓN DE SEXOS La diferenciación de los sexos en los peces del sub-orden Charachoidei sólo es posible en la época de desove. Los machos presentan vientre comprimido y dejan fluir el semen cuando se les presiona el abdomen. Se debe tener en cuenta que los machos en condiciones para el desove presentan el semen viscoso y de color lechoso; individuos con semen muy fluido y transparente deben evitarse. Las hembras sexualmente maduras muestran un vientre flácido, no siempre voluminoso, papila genital ligeramente dilatada. Debe utilizar peces con papila muy prominente y muy colorada, eso demuestra que tales peces están en un proceso adelantado de reabsorción de sus gónadas; forzar un desove en individuos en esas condiciones se tendrá un resultado negativo. Si ocurre un desove, el producto sexual será de pésima calidad comprometiendo así la sobrevivencia.. Origen y Cría de Repro ductores Los reproductores pueden obtenerse directamente de su ambiente natural o de viveros de la estación. Además de los traumas sufridos durante la captura, los reproductores naturales no se adaptan fácilmente a la en cautiverio, se ponen nerviosos, agitados o no se pueden alimentar. La ventaja de tener reproductores en cautiverio desde jóvenes y en condiciones favorables, es de que siempre se dispondrá de individuos capaces de desovar en el tiempo deseado. También la captura de ejemplares criados en c presentan menos tendencia al trauma, ésta es una de las razones de i ición de desove de los peces, principalmente de las hembras que dejan liberar los óvulos a pesar de estar en condiciones para tal proceso. La formación de futuros planteles de reproductores debe ser una preocupación constante de una estación de piscicultura. Así se hace necesaria la selección de individuos jóvenes que presenten las características ideales para ser buenos reproductores.

4 La cría de reproductores exige cuidado especial con el medio en que viven. La falta de espacio y una alimentación deficiente son responsables por la degeneración de los productos sexuales. El espacio restringido puede ocasionar fallas en el crecimiento, motivado por el desaparecimiento de ciertos trazos de substancias nutritivas o por la alteración de los mecanismos del metabolismo, ocasionado por los remanentes tóxicos del medio ambiente. La renovación periódica del agua de los viveros mantendrá los niveles de cualidad ambiental en armonía con la naturaleza del trabajo. Debe evitarse la excesiva luminosidad de los viveros, pues los peces pueden sufrir un efecto negativo sobre el desenvolvimiento de sus gónadas. Factores que influe nciaron el Potencial del Seme n y óvulos Alime ntac ión La alimentación de los peces es de fundamental importancia para obtener productos sexuales de buena calidad, para tal, la disponibilidad local de insumos de valor proteico y vitamínico es de vital necesidad. En falta de una buena alimentación, la fase de vitelinogénesis del desenvolvimiento del huevo es afectada, en caso de que haya deficiencia en nutrientes esenciales, particularmente en aminoácidos, vitaminas o minerales, el desenvolvimiento del huevo es fatalmente afectado en detrimento de una buena ovulación que tiende a fracasar. Es mejor criar un número de reproductores con dieta cualitativa y cuantitativa satisfactoria, de que mantener un plantel inmenso y mal nutrido. Los peces del género Coloss om a son omnívoros de una manera general, siendo que en el Amazonas el tambaqui se alimenta de frutas que caen al agua, zooplancton, algunos vegetales y pequeños peces. En los azudes del Nordeste brasilero, se alimentan de algas filamentosas ( S pirogyra ), moluscos gas te ropoda, zooplancton y pequeños peces. En cautiverio, son man s a base de ración para crecimiento de aves (23% de proteína), en forma peletizada siempre se evita el abastecimiento de ración molida. El tambaqui y la pirapitinga no tienen capacidad de aprehensión de alimento en esa forma, consecuentemente habrá sobra excesiva de ración en el fondo del vivero que se descompone ocasionando depleción de O 2, niveles bajos de O 2 conducen al pez a no desovar. Paralelamente al uso de pelets, los ces se abastecen con frutos como guayaba (Mirtacea), Mutamba (Esterculiacea), vegetales de hojas tiernas, restos de productos hortigranjeros, Sandillas, etc. En general, es preciso conocer el régimen alimenticio y los hábitos alimentarios del pez cultivado, se debe evitar el uso excesivo de alimentos ricos en carbohidratos, ya que producirá exceso de gorduras en detrimento de un buen desarrollo de las gónadas. Puede mantenerse en el vivero la vegetación acuática s mersa en forma controlada Hidrotix gardine ri (Pontaderiacea), muy semejante a Chara s p, ese vegetal posee un tenor de 23% de proteínas, constituyendo un excelente

5 alimento para esas especies, pero ante todo, debe evitarse la demasiada proliferación, porque en la noche se torna inevitable el excesivo consumo de O 2, ocasionando implicaciones negativas para los peces. Para el control parcial de esta vegetación se puede introducir un cierto número de machos de cualquier especie de tilapia ( S arothe rodon o Tilapia ) es suficiente ( /ha), el control mecánico puede ser hecho, sin embargo, es muy oneroso.. Tas a de alimentación Se tornó clásico el establecimiento de una tasa de alimentación de 1 a 1.5 % para la fase que comprende hasta las proximidades de la época de reproducción, cuando entonces los peces tendrían el al mento disminuido, pero como ambas especies poseen individuos aptos a desovar durante casi todo el año, sería difícil establecer una cantidad determinada de ración para los mismos. Desde el punto de vista práctico, la cantidad de ración a ser establecida será en función del grado de apetencia de los peces. Restos de alimento en el fondo del vivero, presentando olor característico de putrefacción, indica que está habiendo exceso de abastecimiento, eso será fácilmente detectado examinando periódicamente los locales de alimentación del vivero; constatando tal hecho se efectúa el inmediato cambio de agua, restableciéndose así las condiciones normales del vivero, el abastecimiento de n será gradual hasta que los peces se alimenten normalmente. Edad y Pes o Hembras de tambaqui están para el desove en el 4 año de vida, los machos alcanzan ese estadio a los 3 años de edad. En el caso de pirapitinga, las hembras y machos están n condiciones de desove a los 3 años de vida. Es evidente que eso ocurrirá si las condiciones ideales de alimentación. espacio y calidad de agua fueron establecidas. En la práctica, los mejores resultados son obtenidos con ejemplares de edad superior a las descritas encima. Ambas especies son fáciles de ser manipuladas en los trabajos de colección de productos sexuales. Entre tanto, se recomienda trabajar con individuos de 4 a 8 kg de peso; en determinado momento esos peces se movilizan bruscamente, dificultando su manejo, el uso de individuos de menor significará la economía de hipófisis. Después de 5 años de uso esos ejemplares pueden ser descartados/substituidos por otros más jóvenes y de menor porte.

6 Los pasos que se sigue para una selección adecuada son los siguientes: 1 rodear el estanque con mucho cuidado con una red de chinchorro el estanque para que no se escape los reproductores que se encuentran en época de fresa, y que estos se dañen con la red. 2. Colocar una colch en la orilla del estanque para examinar a los reproductores. 3. Se coloca a los reproductores extraídos FIG N 7.3 CAPTURA DE REPRODUCTORES 4. Aquello reproductores que estén listos para la reproducción, serán transportados en la hamaca dentro del hachery se medirá y pesara a los reproductores para poder determinar la cantidad o dosis que se le administrara en relación al peso que estos tengan se les colocara en tanques de 1m3 1hembra x 2 machos Fuente IIAP (2002) Cabe mencionar que aunque gamitana no es muy sensible, en el caso de los reproductores, todo el manejo para su captura, examen traslado y tratamiento debe hacerse con el cuidado y precaución que un animal merece para su reproducción exitosa. 7.2 VERIFICACION DE LA MADUREZ GONADAL En su estado natural en época de desove, La gamitana recibe estímulos de las condiciones medioambientales tales como Temperatura del agua, concentración de oxigeno, lluvias, corrientes inundación casos que no se percibe en cautiverio en este caso se recomienda la ovulación por inducción hormonal. Pero para tener éxito en el desove por inducción, es condición importante que el ovocito este maduro,(posición periférica del núcleo en el ovocito), mediante la verificación de la madurez gonadal, dentro de lo pasos a seguir para la verificación gonadal tenemos1 Anestesiamos a los reproductores con MS 222 diluido en agua a 80ppm durante 3 minutos. 2 pesamos a los reproductores. 3. se extrae los ovocitos de las hembras mediante una biopsia ovárica (ver foto N 7.4) 4 luego las muestras de oovocitos se lavan con una solución de cloruro de sodio al 0.7% luego los ovocitos se colocan en un frasco que contenga una solución clarificadora (60 ml de alcohol etílico, 30 ml de glicerina, 30 ml de formol, 10 ml de ácido acético glacial, se deja por unos 5 minutos y se llevan a examinar al estereoscopio y podremos apreciar la posición del núcleo en el ovo cito.

7 FIG.N 7.4 BIOPSIA OVARICA 1 La Punción se hace a 2/3 entre el inicio de la aleta ventral y la línea lateral Se utiliza aguja 21, conectada a jeringa de uso veterinario Fuente IIAP (2004) FIG N 7.5 BIOPSIA OVARICA La aguja se inserta 2.5 a 3.0 cm entre el vientre del pez, y con movimiento suave y rotatorio se ejecuta una succión, para extraer una muestra de óvulos Fig N 7.6 muestra de los óvulos después de la biopsia FUENTE IIAP (2004)

8 FIG N 6.7 POSICION DEL NUCLEO EN OVAS FUENTE IVITA UNMSM (Pucallpa,2002) Una vez verificada la madurez sexual del reproductor por posición del núcleo se procede a la inducción hormonal 7.3 INDUCCION HORMONAL A LA REPRODUCCION,OVULACION Y AL DESOVE Naturalmente, la ovulación de un pez es realizada a través de la acción de la glándula pituitaria, que produce y almacena sus propias hormonas que estimulan la ovulación. Cuando las condiciones exigidas se tornan favorables, la hormona almacenada es liberada en la sangre. En el proceso de hipofisación, entretanto, la hormona onadotrópica es obtenida de un pez (donador) para ser aplicada en otro pez (receptor). La hipofización sólo se tornará efectiva si los óvulos hubieran alcanzando la fase de latencia o de reposo que sigue inmediatamente s de la vitelogénesis, entonces con los óvulos estructuralmente prontos sigue la acción de la gonadotropina que los desarrollará posteriormente. Una condición para el éxito de una hipofisación, es la colección de hipófisis frescas de peces donadores; por consiguiente se hace necesario que las mismas contengan una cantidad adecuada de hormonas gonadotrópicas almacenada ( Bardach, J.E.; Ryther, J.H. y Mc Larney, W.O. 1973)

9 El papel de la hipófisis es de un agente intermediario entre el cerebro y las gónadas, sus células, producen y almacenan gonadotrofinas, y las liberan cuando la glándula recibe el comando necesario. La cantidad de gonadotrofina varía durante las diferentes estaciones y los diferentes estadios de la vida del pez. Los peces inmaduros poseen apenas cantidades míni s de esta hormona pituitaria, en cuanto los peces adultos presentan la pituitaria completamente agotada después del desove. A su vez, el nivel más alto de gonadotrofina en términos cuantitativos en la hipófisis de los peces sexualmente maduros, ocurrirá cuando sus gónadas alcancen la fase de reposo y durante toda esa fase. Como la migración para el desove es provocada por la gonadotrofina, esa substancia se encuentra en su nivel más bajo; de ese modo, es importante escoger el tiempo ideal para colectar hipófisis. Dos aje Durante una evolución natural el pez es capaz de regular con precisión el dosaje de su propia hormona. De esa manera, no hay nin perdicio. En el proceso de hipofisación en que la hormona procede de otra fuente externa (donador) hay un considerable desperdició. Se torna difícil determinar una dosis exacta resultando en una aplicación más que necesaria de hormona en los reproductores.( Da Silva, A.B.; Sales, A.C. y Moura, J.H.S. 1987) El proceso de ovulación es lento, durante varias horas, la duración es regulada por la temperatura. La ovulación puede ser diferenciada en 2 fases: preovulación y ovulación. En la fase de pre-ovulación, la migración del núcleo se completa y el huevo absorbe una cantidad de fluido (hidratación) siendo el tamaño el mismo que al final de la ovulación. En caso de que en la hipofisación no se obtenga éxito en el desarrollo de los óvulos, se interrumpe en esta fase y el pez podrá morir fácilmente, pues los mismos son necrosados pudieron causar un envenamiento interno. La ovulación se inicia con el desaparecimiento de la membrana del núcleo y el aparecimiento de los cromosomas, terminando con la primera división meiótica, al mismo tiempo, el folículo que mantiene el huevo fijo a la pared del ovario se rompe y se disuelve parcialmente, ocasionando la liberación de los óvulos en la cavidad del ovario; en ese momento se produce el desove con el flujo de lo óvulos a través de la abertura genial. La variación en el dosaje necesaria de la hormona puede variar significativamente para cada ejemplar de una misma especie, o bien, como por la técnica empleada. Realmente, un dosaje depende del grado de preparación de las hembras, edad, tamaño, sensibilidad y de muchos otros factores (Woynarovich, Horvath), según éstos, en áreas tropicales y sub-tropicales donde el metabolismo del pez es más alto (debido a la temperatura más elevada) y donde la probabilidad de desperdicio de las hormona es por tanto mayor que en regiones templadas, generalmente se administran 2 o más dosis, la introductoria y la final.

10 7,3,1 APLICACIÓN DE DOSIS EN LAS HEMBRAS - Dosis 10% de la dosis total (3 4mg de preparatoria: hipófisis/kg) - Dosis final: 90% de la dosis total Intervalo de aplicación entre 10 a 14 horas. Esto variara de acuerdo al grado de preparación de los peces. Aplicación e n los machos Se recomienda una dosis única (1 1.5 mg/kg). Muchas veces se hacen 2 aplicaciones en el intento de obtener una mayor liberación de semen, quedando con todos los machos sujetos a liberar espermas antes que las hembras estén prontas para ovular. Se debe evitar dosis excesivas en la aplicación preparatoria, pues la misma podrá inducir al pez a una ovulación parcial en detrim de la programación normal. En la dosis decisiva final, se puede aplicar un pequeño exceso com medida de seguridad en orden de 10 a 15%.( Castagnolli, N. y Cyrino, J.E.P. 1986) Diluye nte Puede ser usado suero fisiológico o agua destilada, para la dosis decisiva se debe usar una cantidad de solvente de 0.5 ml por cada glándula ( Omg). La cantidad de hormonas sólo es importante cuando es d masiado grande o pequeña. Cuando pequeña la pérdida de una gota de solu significaría la pérdida de una cantidad considerable de hormona en cuanto que la administración de un gran volumen de solución se transformaría en un problema difícil. Entonces, se recomienda que la cantidad varíe entre 1 5 ml PREPARACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE HIPÓFISIS Para determinar el dosaje tiene que ser considerado el peso, número y sexo de reproductores. Para macerar la glándula se usa un mortero y brazo de porcelana. Se colocan las glándulas y se van humedeciendo con el diluyente, se agrega más diluyente cuando se crea conveniente. Se usa jeringa graduada, retirar con la jeringa toda la mezcla que se lleva a la centrífuga. Hecha la ntrifugación se colecta con la jeringa la solución sobrante. Se puede también usar glicerina adicionando una pequeña cantidad de macerado. Después eso, se adiciona el diluyente en cantidad necesaria y se colecta la solución con una jeringa graduada, esta solución no precisa ser centrifugada, lo cual puede aplicar inmediatamente.

11 Dónde aplicar la s olución hipofis aria De manera general, se aplica la hormona en los músculos dorsales encima de la línea lateral y debajo de la parte anterior de la aleta dorsal. También se acostumbra aplicar la hormona en la parte dorsal del pedúnculo caudal en caso de peces sensibles. La hembra es colocada en una mesa cubierta con una colchoneta, se procederá a suturar la abertura genital con 4 puntos formando una X de adentro a afuera, para lo cual utilizaremos hilo de algodón ya que el sintético puede ocasionar desgarramiento de la abertura genital; después se procederá a aplicarle la hormona (ovudal o ovupet según sea el caso) en la cavidad abdominal al nivel de la aleta pectoral; es una inyección intramuscular. Fig N 6.7 SATURACION DE DE LA ABERTURA GENITAL PARA EVITARSE DERRAMEN LOS OVULOS DURANTE LA INDUCCION Fuente IIAP (2002) FIG N 6.8 INYECCION HORMONAL A UN REPRODUCTOR DE COLOSSOMA MACROPOMUN Fuente IIAP (2002)

12 En los peces de escamas, la introducción de la aguja se debe aplicar entre la superposición de las escamas. También es común la aplicación intraperitoneal, debajo de las aletas abdominales, en este lugar se evita el reflujo de la solución cuando comúnmente se aplica en los músculos. Para tener éxito en la hipofisación tiene que tomarse en consideración las condiciones ambientales que son importantes, tales como: temperatura adecuada, elevado tenor de O 2 libre y tranquilidad. Cuando un pez recibe tratamiento hormonal necesita de del 50% de O 2 que normalmente, pues su metabolismo es más acentuado, exigiendo ayor demanda de este gas, esto también es válido en relación a temperaturas elevadas. El exceso de manipulación resulta en mayor consumo de O 2, siendo por lo tanto necesario mantener a los peces en ambientes tranquilos evitándoles traumas y con renovación constante y abundante de agua. FIG 7.9 EJEMPLAR INYECTADO CON HORMONAS HIPOFISIARIA FUENTE IIVITA UNMSM, (PUCALLPA, 2002) 7.4 USO DE LA GONADOTROPINA CORIÓNICA HUMANA (GCH) La fase de pre-ovulación generalmente puede ser obtenida fácilmente administrándose GCH, sin embargo, es más difícil alcanzar la plena ovulación a través de este método en la mayoría de los peces, a pesar de que muchos peces reaccionan positivamente. Los peces bien preparados son los que ofrecen condiciones para desovar con el uso de GCH. El centro de investigaciones ictiológicas Rodolpho von Iherin, en el Nordeste de Brasil, obtuvo éxito con Prochilodus ciare ns is, con aplicación únicamente de

13 GCH. Con Prochilodus arge nte us se obtuvo desove con aplicación de hipófisis de peces en las dos primeras dosis, siendo que en la tercera, se hubo aplicado GCH. Ya con pirapitinga, se obtuvo desove en la primera dos con hipófisis, y en la segunda con GCH. Así, para Coloss om a, recomendamos: 1a. dosis: 2 mg de hipófisis/1 kg de peso corporal 2a. dosis: 5 U.I/g de peso corporal Se pude ir a una 3a. dosis con 5 U.I./g. Intervalo de aplicación: 12 horas. Los machos son inyectados cuando las hembras reciben su segunda aplicación con dosis de 5 U.I./g. (Huet, M. 1970) Hora grado Como normalmente el proceso final de maduración de los óvulos depende de la temperatura del agua, el mismo lleva determinado tiempo para tal. Desde el intervalo de tiempo entre la última aplicación de hormona y la ovulación total, ese intervalo de tiempo es expresado en hora grado. hora se mide después de la última inyección hasta la completa ovulación. Se suman las lecturas de cada hora para obtener la hora grado, esto ayuda al piscicultor a saber exactamente cuando se debe de la ovulación de la última inyección. El valor de la hora grado depende de la especie del pez, del tipo de tratamiento, del tamaño de la hembra y si el pez comienza a desovar inmediatam después de la ovulación o no. En el caso de Colos s om a a temperatura de 28 C, la hora grado es DESOVE, FERTILIZACION E INCUBACION DE LOS PRODUCTOS SEXUALES Algunos peces no desovan naturalmente, aun cuando son inducidos a desovar con aplicaciones de suero pituitario, como en el caso de tambaqui alcanza este estadio. Con todo, para un mejor aprovechamiento de los productos sexuales, la colección de este material puede ser realizado por extrusión. La ovulación o proceso final de maduración de los óvulos no puede ser interrumpido o anulado. Una vez iniciado el proceso lo óvulos tienen que ser expulsados o sometidos al proceso de extrusión; si eso no ocurre, se torna demasiado maduros, sin condición de ser fertilizados. De esta manera, toda hembra en esa condición tiene que sufrir esta proceso, pues los ovocitos ya alcanzan el estadio de maduración que ocurre inmediatamente.

14 Esta maduración sufre variaciones de acuerdo a la espe e, siendo que en los peces tropicales eso ocurre más temprano que en los pe de zonas templadas. La mayoría de los óvulos madura o se desarrolla y cae la cavidad del ovario al mismo tiempo, esto facilita la extrusión de modo que fluyen fácilmente. El conocimiento de hora-grado del pez, ayuda a establecer la hora exacta de la ovulación, dentro de una variación de minutos en media. En las hembras saturadas, la flacidez del vientre y la presencia de algunos óvulos entre las saturas indicarían la maduración, estando en condiciones de realizar la extrusión, a veces los machos son usados como indicadores para las hembras maduras, inician el cortejo a las hembras maduras flanqueándolas constantemente. (Santos, E. 1962) Foto N 7.10 hembras reproductoras de Gamitana inducidas hormonalmente ya ovuladas listas para el desove, se corta las suturas hechas en su abertura genital FUENTE IVITA UNMSM ( 2002) Para colectar los óvulos se hace uso de depósitos de plástico o de agata limpios y secos. Se seca la hembra con una toalla suave eliminándose la orina y cuidando de las suturas. Hembras maduras dejan fluir los óvulos en chorros firmes y espesos. Resta apenas la última camada de óvulos que precisan sufrir leve presión para su total retirada. Una extracción forzada indica que el pez no está en condiciones y eso debe ser evitado, pues los óvulos no se presentarían a fertilización.

15 FOTO N 7.11 DESOVE DE HEMBRAS DE GAMITANA FUENTE IVITA UNMSM 2002 Simultáneamente, se junta el semen de los machos con el uso de pipeta especial o cuchara. También se puede colectar el semen directamente de lo macho, depositando sobre los óvulos recogidos mezcland lentamente los productos con una pluma de pato o una cuchara de plástico; en ese caso tienen que limpiarse y enjugarse a los machos. FOTO N 7.12 ESPERMICION DE GAMITANA FUENTE IVITA UNMSM (2002) Poco después se va adicionando agua y con determinado de 5 a 10 minutos, se colocan los huevos ya fertilizados en incubadoras. Incubadoras con capacidad para 100 a 200 litros son las más indicadas. Nunca se debe colocar más de huevos en una incubadora de 200 litros. Al nacer, las larvas pueden tener problemas con O 2 disuelto en agua pudiendo morirse.

16 Incubación de los huevos Esa fase es de una importancia, pues la sobrevivencia los huevos dependerá de su buen desarrollo. Por lo tanto, la necesidad de cuidados, especiales durante ese desarrollo, con la temperatura, oxígeno, etc., que podrán intervenir en la calidad de los mismos es necesaria. Durante esa fase se exige una elevada concentración de oxígeno, siendo que en los estadios iníciales el consumo es insignificante, tornándose más acentuado a medida que su desarrollo avanza. La temperatura ejerce un papel muy importante, debiendo estar en niveles idénticos a los del ambiente de origen de los peces, evitando excesos mínimos o máximos, pues éstos irían a comprometer el éxito de su desarrollo mal. Otro requisito básico es la limpieza del agua exenta de plancton. Determinados tenores de materia orgánica favorecerá el aparecimiento de innúmeros problemas con adversas condiciones de control. De la misma manera, los organismos constitutivos de plancton, tales como Copépodos, Cyclops pueden destruir los huevos de manera considerable, pues al agarrarle a los huevos las partes de ese organismo de suma aspereza, destruyen la membrana del huevo matándola ( Woynarovich, E. y Horvath, A. 1983,) La manutención de un flujo contante de agua, eliminará las sustancias tóxicas producidas por las huevos, tales como CO 2 y NH 3 que podrían comprometer la vida de los mismos. De todas maneras el flujo del agua debe ser controlado para evitar los choques mecánicos que podrían en riesgo los huevos de los peces, en sus primeras fases de segmentación celular hasta mórula son extremadamente sensibles. Además los cambios gaseosos son más intensos cuando los huevos ingresan a la fase de blástula, necesitando de mayor concentración de oxígeno. Cuando se refiere a luminosidad, los huevos y larvas de algunas especies de peces, son sensibles a los rayos ultravioletas, como consecuencia, deben ser protegidos de los excesos de luz. 7.6 SISTEMAS DE REPRODUCCIÓN, INCUBADORAS Varios son los tipos de incubadoras que podrán ser usadas en la incubación de huevos y larvas de peces del género Coloss om a, que poseen huevos libres y de densidad mayor que la del agua. Con todo, la forma es la cónica, con parte del cuerpo cilíndrica (10 %) y la restante cónica (90%) ese formato ayuda considerablemente a mantener las larvas en constante movimiento, evitando así que los huevos se depositen en el fondo de la incubadora, lo cual sería perjudicial para los mismos. Antes de la absorción del saco vitelino el movimiento de larvas es en sentido vertical con impulsos periódicos. Es recomendable el uso de incubadoras hechas de fibra de vidrio, por ser resistentes y livianas, fáciles de ser transportadas, ncubadoras de zinc pueden

17 ser usadas siempre que la parte interna sea pintada neutra. Ambas pueden ser confeccionadas artesanalmente para disminuir considerablemente los costos. La entrada del agua deberá ser colocada en la parte inferior de la incubadora con el uso de ducha doméstica, de manera que el flujo del agua en movimiento sea en sentido vertical, de abajo para arriba. La salida del agua se dará por encima de la incubadora, teniendo cuidado de usar un tela de lla de micras, a fin de impedir la fuga de huevos o larvas permitiendo con esto que el flujo del agua no sea interrumpido. Mallas de e dimensión favorecer el pasaje de los residuos de la desintegración de la cámara de los huevos. El implemento de ese flujo ocasionará el rebalse de agua con la inevitable pérdida del material de incubación. FOTO N 7.13 INCUBADORAS PARA HUEVOS FERTILIZADOS DE GAMITANA Fuente IVITA UNMSM (2002) Filtrado de agua para la incubació n Unos de los problemas graves durante la fase de incuba es la presencia de organismos indeseables como Cyclops que ocasionan daños en los huevos y larvas de peces, causándoles la muerte. La construcc az de retener esos organismos se hace necesaria. Deberá ser construido en ladrillos y concreto, constando de secciones individuales con arena gruesa y varillas sólidas con dimensiones de acuerdo con las necesidades de uso el agua destinada a las incubadoras deberá pasar por ese filtro.

18 Permanencia de larvas en las incubadoras Larvas de peces del género Colos som a mantienen el saco vitelino hasta el 5 día de vida. Entretanto, en el 3 el mismo ya se reduc bastante en esa fase, pues el pez ya posee abertura bucal, alimentándose simultáneamente del medio interno y externo, nada en sentido horizontal y alimento del medio ambiente, pudiendo darse a las larvas, huevo cocido licuado varias veces al día. La ración del huevo no deberá pasar del 3 día, ya que ocasionará la muerte de las larvas que tendrían dificultad en digerirlos y cuyo uso se hace para distender el intestino facilitando el paso del alimento. Se puede ofrecer zooplancton filtrado en mallas de 60 a 80 micras, con o se trata de un trabajo lento y oneroso. La ideal sería que en el cual irán a residir las larvas, éstas encuentren abundante alimentación, indispensable para un rápido desarrollo, evitando posibles problemas por la deficiencia de alimentación. Cultivo de larvas en vivero Aquí reside básicamente el éxito de toda la crianza, e implica cuidados especiales. La colocación de larvas en vivero, se dará entre el 3 y 4 dóas de vida, muchas veces para evitar la predación de copépodos las larvas son mantenidas en incubadoras no mas de 48 horas. En esa fase la reserva nutricional todavía es suficiente para la manutención de la larva. La mejor hora para poblar de larvas el vivero, será por la mañana, cuando la temperatura esté baja y sin problemas de choque ambiental. La colecta de larvas será hecha mediante sistema de sifonaje y con mangueras de plástico, de la incubadora a baldes del mismo material, teniéndose cuidado de evitar choques mecánicos durante esa manipulación pueden ser utilizados también sacos plásticos. Al llevar los recipientes con las larvas para el vivero, se debe dejar fluir el agua lentamente en los anaqueles, a fin de equilibrar la temperatura del agua de esa manera, las larvas van siendo colocadas también en el vivero, Retornando del balde o saco de agua. Es evidente que para recibir las larvas, el vivero deberá estar debidamente preparado, consistiendo en: a. Graduación del lecho del vivero. b. Aplicación de abono orgánico e inorgánico esparcido en todo el área del vivero, la cantidad dependerá del tipo de suelo y edad de cada vivero, dos a tres toneladas por hectárea durante la primera aplicación. La experiencia de cada piscicultor establecerá la manera correcta de abonar y la frecuencia con que se haga. El abonamiento a base de fosfato es necesario para la formación de fitoplancton, que servirá de alimento a los rotíferos que, a su vez constituyen el limento inicial de las larvas durante los seis primeros días de vida en el vivero.

19 c. Se debe llenar el vivero gradualmente, para que haya una concentración gradual de zooplancton al alcance de las larvas, éstas, por su tierna edad, no poseen energía suficiente para su locomoción en volúmenes mayores para procurar su alimento por sí mismas. Cada día se eleva el nivel del agua de tres o cinco centímetros, de preferencia de noche, para que muy importante es el tamaño de los viveros para la crianza de larvas; éstos deberán ser con dimensiones de a m 2 cada uno, de mayores extensiones están sujetos a los viveros que causarían choques mecánicos con la consecuente mortalidad de las larvas. Después del surgimiento de organismos constituyentes de zooplancton, se hace una selección de los mismos con el uso de insecticidas; Dipterex (1 ppm), Folidol, etc., eliminando los copépodos y cladóceros; los cladóceros son consumidores en potencia de fitoplancton, alimento substancial de los rotíferos y los copépodos que son predadores de las larvas de peces. Tampoco pueden por su tamaño ser ingeridas por larvas de poca edad, pues la boca de las mismas no poseen la abertura suficiente para esa función. Los copépodos constituyen también predadores de rotíferos. Una manera de eliminar los organismos predadores de larvas de Coloss om a, es el uso de cal viva, sin tener que sufrir hidratación. De esta forma, el cuidado que debe tenerse en el momento su adquisición debe ser enorme; la cal hidratada no causa ningún efecto en los predadores de larvas de peces. La cantidad de cal usada es aproximadamente de 200 a 400 g / m 2, esparcida en el lecho húmedo del vivero. constatada la eliminación de predadores (ninfa de Odonata, disticida, rantara, peces, etc.) el residuo de cal podrá ser eliminado haciendo un lavado del vivero antes del relleno normal del mismo. con la cal efectuando la eliminación del zooplancton y pasado el efecto residual de la misma, se podrá efectuar la inoculación de rotíferos capturados en otros viveros, filtrados en mallas de 60 a 80 micras. En poco tiempo estará restablecida la fauna planctónica del vivero. d. La densidad es, generalmente, entre 100 a 100 larvas/m 2. Debe tenerse todo cuidado con cantidades excesivas de larvas, pues podría implicar en una reducción del crecimiento de las misma causado por el poco volumen alimenticio. También el exceso de larvas, puede traer consigo el consumo exagerado de oxígeno, el de la fauna planctónica que favorecería el aparecimiento de blooms de algas civas. Constada esa densidad elevada, deberá efectuarse previamente preparados para recibirlos. e. Algunos criadores prefieren alimentar a los pequeños alevines después de los seis días en los mismos viveros, pero la mayoría prefiere hacerlo después de completar de los seis días en los mismos vi pero la mayoría prefiere hacerlo después de completar el mes estabulado. Se usa una ración finamente molida, con alto poder proteico (42%) que

20 puede ser colocada en determinados puntos del vivero, inicialmente en márgenes humedecidos. La aplicación deberá ser varias veces al día, siempre el cuidado de no excederse para evitar poluciones con el vivero. Usase también cuando se retiran las larvas de las incubadoras, la yema de huevo cocida liquidificada para enjuagar el vivero, ello causará el mismo efecto explicado ya anteriormente. Después de una semana de vida en el vida en el vivero, las larvas ya estarán aptas para alimentarse con organismos mayores; a esa altura o nivel, la fauna de rotíferos ya deberá estar bastante reducida por la ción de los peces, bien como por la presencia de copépodos.

21 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS Da Silva, A.B. 1981, Cultivo de Espécies Nativas de Aguas Cálidas. Parte 1. Instituto del Mar del Perú. FAO, Proyecto PDUD/FAO-PER/76/022. Traducción y Edición del Editor Científico A. Landa C. Callao-Perú. Da Silva, A.B.; Sales, A.C. y Moura, J.H.S. 1987, Relatório sobre treinamento operacional em Psicicultura na Hungria. DNOCS, 2a. Directoria Regional. Datilografado. 13pp. Bardach, J.E.; Ryther, J.H. y Mc Larney, W.O. 1973, Aquaculture. The Farming and Husbandry of Freshwater an Marine Organisms. Wiley Interscience. A division of John Wiley & Sons, Inc. USA. Castagnolli, N. y Cyrino, J.E.P. 1986, Piscicultura nos Trópicos. Editora Malone. Huet, M. 1970, Text Book of Fish. Fishing News (Books). Translated by Henry Kahn. London, England. Santos, E. 1962, Peixes da Agua Doce. Zoologia Brasílica II. Briguiet & Cia. Editores. Rio Rio de Janeiro. 2a. Edidiçâo. Woynarovich, E. y Horvath, A. 1983, Propagaçâo artificial de peixes de águas tropicais. Manual de Extensâo. FAO/CODEVASF/CNPq. Traduçâo Vera Lúcia Mixto Chama. Brasília.

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