UNIVERSIDAD DE CALDAS VICERRECTORÍA DE INVESTIGACIONES Y POSTGRADOS

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1 UNIVERSIDAD DE CALDAS VICERRECTORÍA DE INVESTIGACIONES Y POSTGRADOS 1. Información general Título del proyecto: EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE POBLACIONES DE Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp., EN LA PRODUCCIÓN DE PLÁTANO DOMINICO HARTÓN (Musa AAB SIMMONDS) Nombre de los Grupos de Investigación: (registre la información de los grupos que participan) Nombre del Grupo: Fitotecnia Facultad/Departamento: Facultad de Ciencias Agropecuarias, departamento de Producción Agropecuaria Nombre: Clasificación A1 Clasificación Facultad/Departamento: Tipo de proyecto de I&D: Investigación Básica: X Investigación Aplicada: X Creación: Innovación Tecnológica 1 : Tipo de innovación: Innovación tecnológica de producto Innovación tecnológica de proceso Innovación organizacional Área Estrátegica del Plan de Desarrollo Biotecnología X Artes, Cultura y Humanidades Problemática Social Salud Ambiental No corresponde a ninguna de las áreas estratégicas INTEGRANTES DEL EQUIPO DE INVESTIGACIÓN (indicar cuál es el investigador responsable) NOMBRE/TIPO DE VINCULACIÓN EN LA UNIVERSIDAD DE CALDAS DEPARTAMENTO o PROGRAMA ÁREA DE CONOCIMIENTO ÓSCAR ADRIÁN GUZMÁN PIEDRAHITA Estudiante de doctorado en Ciencias Agrarias, Universidad de Caldas HORACIO LÓPEZ NICORA Director Tesis Doctorado CAROLINA ZAMORANO MONTAÑEZ Co-Director Tesis Doctorado Producción Agropecuaria Ph.D. en Fitopatología Universidad de Ohio Ph.D. en Malherbología. Producción Agropecuaria (según anexo 1) Agronomía, veterinaria y afines Agronomía, veterinaria y afines Agronomía, veterinaria y afines JAIRO LEGUIZAMÓN CAYCEDO Ph.D. en Fitopatología Agronomía, 1 Se refiere a aquellos proyectos que tienen como objetivo el desarrollo de nuevos productos o procesos, así como las modificaciones tecnológicas importantes en productos o procesos

2 Integrante Comité Evaluador Tesis Doctorado BERTHA LUCÍA CASTRO CAYCEDO Integrante Comité Evaluador Tesis Doctorado Ph.D. en Fitopatología veterinaria y afines Agronomía, veterinaria y afines Lugar de Ejecución del Proyecto: (Municipio/Departamento) Ciudad: Palestina Departamento: Caldas Presupuesto Valor total del proyecto: $ Valor solicitado en esta convocatoria: $ Fuentes de financiación: COLCIENCIAS Duración total (meses): 30 meses 2. Resumen ejecutivo En el mundo, las plantaciones de plátano (Musa AAB Simmonds) y banano (Musa AAA Simmonds), han sido tradicionalmente establecidas mediante propagación vegetativa o asexual como cormos, rizomas o plántulas (Aguas & Martínez, 2003; Tenkouano et al., 2006; Díaz et al., 2007), la cual ha sido la principal responsable de la diseminación a gran escala de plagas y enfermedades en la semilla contaminada, principalmente de nematodos fitoparásitos como Radopholus similis Cobb (Thorne) y Pratylenchus coffeae (Zimmermann, 1898) Filipjev & Schuurmans Stekhoven (Sarah et al., 1996; Gowen et al., 2005; Guzmán, 2011), y Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood, y M. javanica (Treub) Chitwood (De Waele & Davide, 1998; Gowen et al., 2005). En Colombia, hay desconocimiento de las pérdidas y daños que los nematodos fitoparásitos ocasionan en plantas de plátano Dominico Hartón en condiciones de almácigo y campo. Por tales motivos, el objetivo general de esta investigación será contribuir al conocimiento de la incidencia de los nematodos fitoparásitos en la producción

3 de plátano Dominico Hartón (Musa AAB). La investigación se realizará en la granja Montelindo de la Universidad de Caldas, ubicada en la vereda Santágueda, municipio de Palestina, departamento de Caldas. En condiciones de almácigo se evaluará el efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos sobre la producción de materia seca del plátano Dominico Hartón. Para ello, se tomarán plántulas de plátano Dominico Hartón que serán sembradas en bolsas de plástico color negro de 30 X 40 cm largo y ancho, respectivamente (6 kg de capacidad), cada una denominada como unidad experimental. A los 15 días después de sembradas las plántulas, serán asignadas aleatoriamente a cada uno de los tratamientos, cada uno con 10 unidades experimentales, donde serán inoculadas con cada una de las poblaciones de R. similis, P. coffeae, H. dihystera y Meloidogyne spp., al 25, 50, 75 y 100% y sus interacciones. A las 16 semanas después de la siembra, se evaluará la materia seca de raíces y parte aérea (g) en cada unidad experimental (variable de respuesta) y la población de nematodos en 100 g de suelo y de raíces (variable complementaria). En condiciones de campo se evaluará el efecto del nivel de población de nematodos fitoparásitos en la producción del plátano Dominico Hartón. Para lo cual se tomarán plántulas de plátano Dominico Hartón que serán sembradas en bolsas de plástico de 2 kg de capacidad, cada una denominada como unidad experimental. A los quince (15) días después de sembradas las plántulas, 340 de ellas serán inoculadas con R. similis, en donde 85 plántulas serán inoculadas con cada una de las poblaciones del nematodo al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente. El mismo procedimiento se realizará con los fitonematodos P. coffeae, H. dihystera y Meloidogyne spp. Los resultados esperados serán la generación de nuevo conocimiento sobre el

4 efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en producción de materia seca y la producción del plátano Dominico Hartón. 3. Conformación y trayectoria del equipo de investigadores (máximo 500 palabras) El grupo Fitotecnia, adscrito al Departamento de Producción Agropecuarias de la Universidad de Caldas, se conformó en el año 1996 y a partir de 2005 fue registrado en COLCIENCIAS. Actualmente se encuentra escalafonado en Categoría A1 ante COLCIENCIAS y conformado por siete investigadores, cinco con título de doctorado y dos con título de maestría. Desde su conformación ha venido realizando actividades en cuatro líneas de investigación: (1) Biología, hábitos y manejo integrado de nematodos fitoparásitos, (2) Estrategias de manejo integrado de artrópodos-plaga, (3). Manejo integrado de enfermedades y (4) Tecnología para el cultivo del plátano en la zona cafetera central colombiana. Hasta el presente y como resultado de la actividad investigativa los miembros del grupo han publicado 154 artículos científicos en revistas periódicas nacionales e internacionales. Asimismo, la actividad de investigación en el grupo ha permitido la graduación de 60 profesionales del programa Ingeniería Agronómica, 16 del programa de Maestría en Fitopatología y uno del doctorado en Ciencias Agrarias de la Universidad de Caldas.

5 Los principales logros del grupo han sido: El desarrollo de una técnica de campo y laboratorio para diferenciar los agentes causantes de las Sigatokas amarilla y negra. El establecimiento de las etapas de crecimiento de la planta de plátano con su respectiva identificación y descripción. La validación de la práctica del desmane para el mejoramiento de la calidad comercial del plátano. El establecimiento de una técnica de preaviso bioclimático para el manejo de las Sigatokas del plátano en la región Santágueda. El cálculo del balance hídrico para el cultivo del plátano en la región Santágueda. La generación de curvas y modelos matemáticos para describir distintos aspectos del desarrollo de la planta de plátano. La importancia de la limpieza sanitaria del cormo o material de siembra de las musáceas para el manejo de nematodos fitoparásitos y evitar su diseminación a nuevas zonas de cultivo. La determinación clara de las especies de virus que afectan los cultivos de musáceas en el eje cafetero. 4. Descripción del proyecto (máximo 15 páginas Letra Arial 12, espacio doble) 4.1 Planteamiento de la pregunta o problema de investigación y su justificación Planteamiento del problema:

6 En Colombia y en los países productores de musáceas, las plantaciones de plátano (Musa AAB Simmonds) y banano (Musa AAA Simmonds), han sido tradicionalmente establecidas mediante propagación vegetativa o asexual como cormos, rizomas o plántulas (Aguas & Martínez, 2003; Coyne et al., 2003; Tenkouano et al., 2006; Díaz et al., 2007; Hauser, 2007), la cual ha sido la principal responsable de la diseminación a gran escala de plagas y enfermedades en la semilla contaminada, principalmente de nematodos endoparásitos migratorios como Radopholus similis Cobb (Thorne) y Pratylenchus coffeae (Zimmermann, 1898) Filipjev & Schuurmans Stekhoven (Sarah et al., 1996; Gowen et al., 2005; Guzmán, 2011), y endoparásitos sedentarios como Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood, y M. javanica (Treub) Chitwood (De Waele & Davide, 1998; Gowen et al., 2005), bacterias como Ralstonia solanacearum raza 2 Smith, causante del Moko o Maduraviche (Granada, 2003; Gómez et al., 2005), y Dickeya chrysanthemi (Burkholder et al., 1953) Samson et al. (2005), causante de la pudrición acuosa del pseudotallo (Van Vaerenbergh et al., 2012), virus como el Rayado del banano Banana streak badnavirus (BSV) y el Mosaico del pepino Cucumber mosaic cucumovirus (CMV) (Lockhart & Jones, 1999; Daniells et al., 1995; Roossinck, 1999; Martínez, 2005) y el hongo Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F. Smith) Snyder & Hansen, agente causal del Marchitamiento por Fusarium o Mal de Panamá (Ploetz, 2006). En los cultivos de plátano y banano, después de las Sigatokas negra, ocasionada por Mycosphaerella fijiensis Morelet (sin. M. fijiensis var. difformis Mulder & Stover) [anamorfo Paracercospora fijiensis (Morelet) Deighton, sin.

7 Cercospora fijiensis Morelet y Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deighton], y amarilla causada por Mycosphaerella musicola Leach [anamorfo Pseudocercospora musae (A. Zimmerm) Deighton, sin. Cercospora musae A. Zimmerm.] causantes de lesiones foliares en musa ceas (Mourichon & Fullerton, 1990), el daño en raíces y cormo causado por los nematodos fitoparásitos son determinantes en reducir su rendimiento (Araya, 2003). En plantaciones con varios años de establecidas, lo común es encontrar comunidades poliespecíficas de fitonematodos, compuestas por Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus multicinctus o H. dihysteria, y Meloidogyne incognita o M. javania (De Waele & Davide, 1998; Araya, 2003; Guzmán & Castaño, 2004; Gowen et al., 2005; Moens et al., 2006). Según Araya (2004), evaluaciones precisas de los efectos de los nematodos en la producción de musáceas son escasas, pero algunas estimaciones que se reportan en la literatura indican que las pérdidas pueden llegar hasta el 100%, las cuales, dependen del cultivar, el tipo de suelo y las condiciones agroecológicas. Las pérdidas en la producción se estiman en un 20% (Sasser & Freckman, 1987). En plantaciones infectadas con control deficiente, las pérdidas en rendimiento pueden estar entre un 44 y 50% (Loos & Loos, 1960; Araya, 2003). En condiciones extremas, en suelos pobres y erosionados, las pérdidas acumulativas durante tres ciclos de producción pueden alcanzar hasta 75%, debido a la reducción del peso del racimo y a la caída de las plantas como ha ocurrido en Costa de Marfil (Sarah et al., 1996). Así mismo, Guzmán (2011) reportó pérdidas del 70% ocasionadas por R. similis, principalmente por efecto del volcamiento, en plátano Dominico Hartón en la Granja Montelindo de la

8 Universidad de Caldas (Colombia), en el primer ciclo de producción. Fogain (2000), encontró un mayor número de plantas caídas con 18,3 y 52,5%, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en áreas infestadas por R. similis sin tratar con nematicida, y un menor número de plantas caídas con 2,5 y 7,5%, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en las áreas tratadas con nematicidas. Lo anterior, disminuyó el rendimiento (t.ha -1 ) en 60 y 52% en las plantas enfermas, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en comparación con las plantas tratadas. El problema a tratar en esta investigación es el desconocimiento de las pérdidas y daños que los nematodos fitoparásitos como Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp., ocasionan en plantas de plátano Dominico Hartón en condiciones de almácigo y campo, lo cual será una importante información para la aplicación de tratamientos y para escoger medidas apropiadas de manejo. Debido a lo antes mencionado, las preguntas a resolver en esta investigación son: Pregunta 1: La disminución de la materia seca del plátano Dominico Hartón depende de las especies de nematodos fitoparásitos y de sus poblaciones? Pregunta 2: Independientemente de la especie de nematodo fitoparásito, a partir de qué nivel de población ocurre menor producción de plátano Dominico Hartón? Justificación: En Colombia, hay sembradas ha en cultivos de plátano con una producción de t y un rendimiento de 8,3 t/ha (Agronet, 2016)

9 generando empleos permanentes anualmente, convirtiéndose en un producto de gran importancia socioeconómica en el sector tradicional de economía campesina (Espinal et al., 2006). Así mismo, el plátano es un alimento básico de la canasta familiar debido a su calidad alimenticia como fuente de carbohidratos y posibilidad adquisitiva, con un consumo per cápita entre 105 y 160 y entre 50 y 64 kg/persona/año en las zonas rurales y urbanas, respectivamente, siendo de los mayores del mundo (Grisales & Lescot, 1999; Agronet, 2016). En nuestro país, los rendimientos del cultivo de plátano son muy bajos, con valores entre 7,1 y 8,3 t/ha desde el año 2000 hasta el 2014 (Agronet, 2016), mientras que en condiciones experimentales de campo se han reportado mayores rendimientos con valores de 15,7 t/ha (Corpoica, 1996) y 23,9 t/ha (Guzmán et al., 2012). Mediante investigación, se ha estimado que el potencial productivo del plátano Dominico Hartón puede alcanzar 30 t/ha, las cuales son difíciles de alcanzar como consecuencia principalmente de los problemas fitosanitarios antes mencionados y al desconocimiento de las pérdidas reales que estos problemas sanitarios ocasionan en los cultivos, en especial los nematodos fitoparásitos como Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp. En esta investigación se pretende generar conocimiento sobre el efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en la materia seca de las plántulas de plátano Dominico Hartón en condiciones de almácigo y su efecto en campo sobre la producción, los cuales son elementos fundamentales en la

10 implementación de medidas apropiadas de manejo. Adicionalmente, una vez que los agricultores colombianos conozcan las pérdidas y los daños ocasionados por los nematodos fitoparásitos en el cultivo del plátano Dominico Hartón, los resultados de esta investigación permitirán mejorar el rendimiento de los cultivos al sembrar material vegetal sano, obteniendo un mayor crecimiento de las plantas con mayor peso de los racimos y aumentando la vida útil de la plantación, optimizando los indicadores productivos del cultivo de plátano en el país, al igual que los ingresos del agricultor y la calidad de vida de las familias que sustentan ingresos con éste cultivo. 4.2 Marco Teórico (máximo 2000 palabras) El cultivo de plátano. En Colombia, hay sembradas ha de cultivo del plátano con una producción de t y un rendimiento de 8,3 t/ha (Agronet, 2016) generando empleos permanentes anualmente, convirtiéndose en un producto de gran importancia socioeconómica en el sector tradicional de economía campesina (Espinal et al., 2006). Así mismo, el plátano es un alimento básico de la canasta familiar debido a su calidad alimenticia como fuente de carbohidratos y posibilidad adquisitiva, con un consumo per cápita entre 105 y 160 y entre 50 y 64 kg/persona/año en las zonas rurales y urbanas, respectivamente, siendo de los mayores del mundo (Grisales & Lescot, 1999; Agronet, 2016). El plátano Dominico Hartón, grupo Musa AAB, perteneciente al tipo falso cuerno : bellota pequeña al florecer que se degenera y se seca antes de la

11 cosecha, predomina en Colombia, especialmente en los departamentos de Caldas, Quindío, Risaralda, Tolima y Valle del Cauca por su mejor aceptación gustativa y su valor comercial, en comparación con los plátanos Dominico, Hartón Enano y Hartón que son poco cultivados. Desde el punto de vista ecológico, el plátano Dominico Hartón se cultiva entre 650 y 1700 msnm (Grisales y Lescot, 1999) y se comporta como susceptible al nematodo barrenador R. similis y es considerado un material intermedio entre el Dominico y el Hartón (Belalcázar, 1991; Guzmán y Castaño, 2004; Guzmán et al., 2012). Nematodos fitoparásitos. En plantaciones de musáceas con varios años de establecidas, lo común es encontrar comunidades poliespecíficas, compuestas por los endoparásitos migratorios Radopholus similis y Pratylenchus coffeae, los ecto-endoparásitos Helicotylenchus multicinctus y H. dihysteria, los endoparásitos sedentarios Meloidogyne incognita y M. javanica y el semi-endoparásito Rotylenchulus reniformis (Araya, 2003; Gowen et al., 2005). Sin embargo, la frecuencia y abundancia de cada uno de los géneros de nematodos puede cambiar según sea el cultivo de banano o plátano y con las condiciones agroecológicas (Araya, 2003). En Colombia, los principales nematodos reportados parasitando plantas de plátano y banano son: Radopholus similis, Pratylenchus spp., Helicotylenchus spp., Meloidogyne incognita, M. javanica y M. arenaria (Guzmán & Castaño, 2004; Guzmán, 2011; ICA, 2014). En estudios realizados en el municipio de Palestina, Caldas, el nematodo barrenador, R. similis es el de mayor prevalencia

12 en plantas de plátano Dominico Hartón (Musa AAB) (Guzmán & Castaño, 2004; Alarcón & Castaño, 2006; Guzmán, 2011; Valencia et al., 2014). Así mismo, Grisales y Lescot (1999) identificaron que, en la zona cafetera central de Colombia, los principales problemas en el cultivo del plátano son: nutrición, deficiencia de manejo y necrosis radical en orden jerárquico; poniendo en evidencia la existencia de problemas nutricionales y puntualmente necrosis radicales, para los cuales no hay soluciones debido al desconocimiento de los elementos involucrados. Radopholus similis (Cobb) Thorne, nematodo barrenador. Este fitonematodo se encuentra en las regiones tropicales y subtropicales del mundo parasitando cultivos de banano y plátano (Thorne, 1961; Sher, 1968; Román, 1978; Araya, 2003), y es considerado como el cuarto más importante del mundo después de los nematodos formadores de nudos (Meloidogyne spp.), quistes (Heterodera spp. y Globodera spp.) y lesiones (Pratylenchus spp.) (Jones et al., 2013). Radopholus similis es un parásito obligado de tejidos de plantas, es decir, necesita de un hospedante vivo para sobrevivir (Siddiqi, 2000; Sarah et al., 1996). Su hábitat alimenticio es de endoparásito migratorio y realiza su ciclo de vida en el sistema radical y el cormo (Blake, 1961; Loos, 1962; Sarah, 2000). El nematodo perfora la pared celular e ingresa principalmente cerca a la cofia de las raíces, o lo largo de ellas, mediante su estomatoestilete y luego se alimenta del citoplasma. Tanto juveniles como adultos viven en el parénquima cortical donde se mueven activamente causando daño conforme se alimentan del

13 citoplasma de las células vecinas. Las células son destruidas y el nematodo migra intra e intercelularmente en el cilindro cortical de las raíces, y los cormos; en el primero, hace cavidades o lesiones que cuando hay altas infestaciones, las lesiones en la raíz se unen, anillándola completamente. Estas cavidades, semejan agujeros barrenados en las células, bajo esta condición se derivó el nombre de nematodo barrenador. Síntomas primarios. En las células del cilindro cortical, R. similis produce lesiones de longitud variable de 5 ó más centímetros con forma de estrías, éstas inicialmente tienen colores que varían desde amarillo claro hasta oscuro, luego rosado rojizas y finalmente marrón o negras. En algunos casos produce depresiones en el tejido que modifican la anatomía cilíndrica original de las raíces (Blake, 1961; Thorne, 1961; Blake, 1966; Valette et al., 1998; Oramas y Román, 2006). En infestaciones altas, las lesiones rodean completamente las raíces, hasta destruirlas totalmente (Sarah et al., 1996; Marín et al., 1998; Araya y De Waele, 2004; Gowen et al., 2005). Dicha coloración se caracteriza por estar infestada con todos los estados de desarrollo del nematodo (Sarah et al., 1996; Marín et al., 1998; Gowen et al., 2005). Blake (1966) y Oramas y Román (2006), encontraron que R. similis no sólo causa daño físico, sino que también, causa daño fisiológico al producir hipertrofia del núcleo y nucléolo de las células. Síntomas secundarios. En las plantas infectadas por R. similis se reduce la absorción de agua y nutrientes, resultando en varios síntomas como amarillamiento de hojas y disminución del tamaño y longevidad de las plantas, los cuales pueden ser fácilmente confundidos con deficiencias nutricionales. Los

14 colinos infectados por R. similis son de menor tamaño y vigor, con hojas más pequeñas y en algunos casos, sobresalen del suelo (envalconados) y con el peciolo de las hojas viejas necrótico, diferente a los colinos de las plantas sanas. Las diferencias en los síntomas, son también determinadas por las características químicas y físicas del suelo, disponibilidad de nutrientes, la especie hospedante y el género de fitonematodo involucrado (Thorne, 1961; Sarah et al., 1996). Lo anterior, se refleja en un menor número y tamaño de las hojas y menor peso del racimo, en un incremento del tiempo de siembra a floración, de floración a cosecha, entre floraciones y entre cosechas (Sarah et al., 1996; Araya, 2003; Gowen et al., 2005). Finalmente, las plantas pierden anclaje por el deterioro del sistema radical, por lo cual tienden a desraizarse o volcarse, esto puede ocurrir en plantas jóvenes, y adultas, principalmente entre la época de floración y cosecha debido al peso del racimo, particularmente durante vientos y lluvias fuertes, lo que causa pérdidas económicas altas (Loos Loos, 1960; Sarah et al., 1996; Montiel et al, 1997; Sarah, 2000; Araya, 2003; Guzmán, 2011). Las pérdidas en la producción de musáceas se estiman en un 20% (Sasser y Freckman, 1987). En plantaciones infectadas con control deficiente, las pérdidas en rendimiento están entre 44 y 50% (Loos Loos, 1960; Araya, 2003). En condiciones extremas, en suelos pobres y erosionados, las pérdidas acumulativas durante tres ciclos de producción pueden alcanzar hasta 75%, debido a la reducción del peso del racimo y a la caída de las plantas como ha ocurrido en Costa de Marfil (Sarah et al., 1996).

15 Fogain (2000), encontró un mayor número de plantas caídas (18.3 y 52.5%, en la primera y segunda cosecha, respectivamente) en áreas infestadas por R. similis sin tratar con nematicida, y un menor número de plantas caídas (2,5 y 7,5%, en la primera y segunda cosecha, respectivamente) en las áreas tratadas con nematicidas. Lo anterior, disminuyó el rendimiento (t ha -1 ) en un 60 y 52% en las plantas enfermas, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en comparación con las plantas tratadas. En plantas de Grande Naine, cultivar de banano Cavendish, R. similis redujo el peso de las raíces en un 66%, mientras que el daño ocasionado a las raíces fue más alto y el peso de los racimos más bajo, en plantas inoculadas con R. similis y P coffeae, en comparación con el testigo (Moens et al., 2004). Moens et al. (2003), cuando inocularon R. similis con incrementos de densidades desde 0,14 a 2,24 nematodos ml -1 de sustrato, correspondiendo a 254 y 2128 R. similis por vaso de 1,8 L, respectivamente, encontraron una reducción lineal del peso de las raíces. En ellas, por cada nematodos inoculados se redujo el peso en 3,9 g (16%). Así mismo, Fallas et al. (1995), inocularon 100 R. similis en plantas de banana variedad Valery en vasos de 0,8 L, encontraron una disminución en el peso de raíces entre 11 a 53% después de 12 semanas. Pratylenchus coffeae (Zimmermann) Filipjev & Schuurmans Stekhoven, nematodo lesionador. Pratylenchus coffeae es un endopara sito migratorio que coloniza los tejidos del córtex de la raíz y el rizoma de bananos diploides y triploides, plátano y abacá, en cuyos tejidos se alimenta y multiplica, razón por

16 la cual, es probable que se haya difundido por el mundo con el material de siembra contaminado. Tiene distribución mundial, en África del Sur, América Central y del Sur, P. coffeae esta ampliamente extendido ocasionando daños en Pisang Awak (Musa ABB) y cultivares Cavendish (Musa AAA) (Bridge et al., 1997). También parasita raíces de cultivos de café (Coffea spp.) en Brasil, Honduras, Puerto Rico, Martinica, China, India y Indonesia; al igual que cítricos en la India, Japón y Estados Unidos (Castillo y Vovlas, 2007). Todas las fases del ciclo biológico de P. coffeae las realiza al interior de los tejidos de las raíces y rizomas de musáceas, siendo menor a 30 días a 25-30ºC. Los síntomas primarios corresponden a lesiones de color rojo en el córtex de la raíz, las cuales son de color negro cuando están viejas; hay ruptura de la epidermis de las raíces, y también puede parasitar el rizoma ocasionando lesiones necróticas. Pratylenchus spp. no penetra en el cilindro vascular de la raíz, que permanece de color blanco (Bridge et al., 1997). Como consecuencia de lo anterior, se presentan síntomas secundarios como menor crecimiento de las plantas, disminución en el peso de los racimos, alargamiento del ciclo de producción y caída o desraizamiento de las plantas (Gowen & Queneherve, 1990; Castillo & Volvas, 2007; Ravichandra, 2014). Según Pinochet (1978) y Bridge et al. (1997), en Honduras, África del Sur y Ghana, P. coffeae ocasiona pérdidas de producción del 62% en cultivos de plátanos (Musa AAB). Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood, y Meloidogyne javanica (Treub) Chitwood, nematodo de los nudos radicales. Es un endoparásito sedentario, que se encuentra en las raíces de bananos y plátanos en todos los

17 lugares donde crecen estos cultivos, junto con otras especies de nematodos como Radopholus similis y Pratylenchus spp. Meloidogyne spp., penetra dentro de la endodermis de las raíces y después en el cilindro vascular donde induce la formación de células multinucleadas. El síntoma primario característico son nudos o agallas en las raíces primarias y en menor cantidad en raíces secundarias y terciarias, produciendo síntomas secundarios como amarillamiento en la parte aérea de las plantas, hojas más angostas, detención del crecimiento de la planta y menor producción (De Waele & Davide, 1998; De Waele, 2000; Perry et al., 2009). Radopholus similis y, en menor grado, Pratylenchus spp., tienden a superar las poblaciones de Meloidogyne spp. y finalmente, reemplazarlas. Existen indicaciones de que la importancia de Meloidogyne spp. en las raíces podría estar descuidada, especialmente en las áreas donde R. similis no esta presente (De Waele & Davide, 1998). En Filipinas, un experimento de evaluación del rendimiento de los bananos de postre de tipo Cavendish gigante bajo condiciones de campo infectados con M. incognita, mostro que un nivel de inoculó de estados juveniles (J2) por planta causó 26,4% de pérdida de rendimiento, con J2 ocasionó 45,4% de pérdida de rendimiento, y con J2, produjo 57,1% de pérdida de rendimiento en comparación con las plantas no inoculadas (Davide & Marasigan, 1985). Helicotylenchus multicinctus (Cobb) Golden y H. dihystera (Cobb) Sher, nematodo espiral. Después de R. similis, los nematodos espirales, H. multicinctus y H. dihystera, son los más diseminados y abundantes en los

18 cultivos de banano y plátano en el trópico, donde las condiciones agroecológicas son óptimas para el cultivo de musáceas (Luc et al., 2005; Gowen et al., 2005). Biológicamente y dependiendo del hospedante, el hábito alimenticio de Helicotylenchus spp., se caracteriza por ser ectoparásito o semi-endoparásito en las células parenquimatosas del córtex de la raíz de banano. Como síntoma primario, el nematodo produce lesiones pequeñas longitudinales, entre 3 y 10 cm, que generalmente no profundizan al parénquima cortical; son de color castaño rojizo a negro (Araya, 2004). Sin embargo, en altas infestaciones, estas lesiones pueden unirse, causando necrosis extensiva de la raíz en la capa más externa del córtex, las raíces terciarias aparecen necróticas, con coloración violeta (Gowen, 2000; Guzmán, 2011). Como síntoma secundario, Helicotylenchus spp. en banano y plátano ocasiona reducción en tamaño de la planta, enanismo, alargando el ciclo vegetativo y reduciendo la vida productiva de la plantación después de 3 años. Los componentes de las pérdidas incluyen menor peso del racimo, reflejado en reducido tamaño de los frutos, madurez retardada y pérdidas en el mercadeo (Quénéhervé et al., 1995). El volcamiento de las plantas puede también ocurrir con altas infestaciones del nematodo (Gowen et al., 2005). La mayoría de especies como H. dihystera y otras se reproducen por partenogénesis mitótica, es decir, reproducción asexual (Hirschmann & Triantaphyllou, 1968), mientras H. multicinctus, se reproduce por anfimixis, o sea

19 por unión de gametos masculino y femenino (Siddiqi, 1973; Luc et al., 2005). Helicotylenchus multicinctus y H. dihystera dañan el sistema radical del banano y reducen la producción entre 19 (Speijer & Fogain, 1999) y 34% (Reddy, 1994). Moens et al. (2006), en un experimento realizado en recipientes de 200 L conteniendo suelo esterilizado y plantas de Musa AAB cv. Grande Naine inoculadas con ± 50 H. multicinctus, encontraron que el sistema radical disminuyó en 0,40 kg (7,6%) y el peso del racimo en 0,42kg (7,6%) en relación con las plantas sin inocular; mientras que la presencia de H. multicinctus en vasos de 1,8 L, disminuyó en 13% el peso de raíces de la misma especie de Musa en comparación con el testigo, después de 16 semanas de exposición. 4.3 Objetivos Objetivo general: Contribuir al conocimiento de la incidencia de los nematodos fitoparásitos Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp., en la producción de plátano Dominico Hartón (Musa AAB). Objetivos específicos: 1. Evaluar el efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en la materia seca del plátano Dominico Hartón. 2. Determinar el efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos sobre la producción de plátano Dominico Hartón. Hipótesis: Las hipótesis de investigación a evaluar son:

20 Hipótesis 1: La disminución de la materia seca en plátano Dominico Hartón no depende de la interacción: especie de nematodo fitoparásito X tamaño de la población. Hipótesis 2: Independientemente de la especie de nematodo fitoparásito, a partir del 25% de la población, ocurre menor producción en las plantas de plátano Dominico Hartón. 4.4 Metodología propuesta (máximo 1000 palabras) Localización. La investigación se realizará en la granja Montelindo de la Universidad de Caldas, ubicada en la vereda Santágueda, municipio de Palestina, departamento de Caldas, ubicada en las coordenadas a 5º 05 N y 75º 40 W, altitud de 1050 msnm, temperatura promedio anual de 23ºC, humedad relativa del 74% y precipitación anual de 2100 mm. Material vegetal. Se utilizarán plántulas de plátano Dominico Hartón de 20g de peso, obtenidas a partir de cormos madre (ver procedimiento en actividades complementarias), las cuales serán sembradas en bolsas de plástico color negro de dos tamaños: 30 X 40 cm largo y ancho, respectivamente (6 kg de capacidad) para el experimento en condiciones de almácigo, y 17 X 23 cm, respectivamente (2 kg de capacidad) para la etapa inicial del experimento en condiciones de campo. Sustrato. Las bolsas de plástico se llenarán (serán llenadas) con el sustrato suelo más arena en relación 3:1, el cual se esterilizará con Dazomet (Basamid ) en dosis de 50g.m -2. El suelo de la granja Montelindo se clasifica

21 taxonómicamente como Andisoles, (ando: oscuros) del grupo Humic (alta presencia de ácidos húmicos) Udivitrands (régimen de humedad údico, o sea, cuando la sección del suelo se seca menos de 90 días acumulativos durante el año, vitrans significa presencia de vidrio volcánico), con buen drenaje, textura gruesa, suelos altamente fijadores de fósforo, altos contenidos de materia orgánica (Cuartas y Obando, 2010). Los suelos Andisoles, son formados a partir de cenizas volcánicas, caracterizados por minerales dominantes amorfos como la alofana y la imogolita; como consecuencia de lo anterior, poseen una alta capacidad de almacenamiento de humedad y habilidad para fijar grandes cantidades de fósforo (fósforo no disponible para las plantas) (Baillie, 2001). Posteriormente, se tomarán muestras del sustrato para verificar la ausencia de nematodos siguiendo la metodología de Jenkins (1964) y Meredith (1973) (ver procedimiento en actividades complementarias) y se le realizará un análisis de fertilidad de suelos que permitirá definir los macro y micro-nutrientes a utilizar. En el sitio donde se establecerá el experimento en condiciones de campo, se recolectarán 2 kg de suelo para realizar análisis de fertilidad de suelos que permitirá definir los macro y micro-nutrientes a utilizar, al igual que conteo e identificación de nematodos fitoparásitos. Las muestras se colocarán en bolsas de plástico debidamente identificadas y se trasladarán al laboratorio de Nematología del departamento de Producción Agropecuaria de la Universidad de Caldas para su análisis.

22 Procedimiento para alcanzar el primer objetivo específico y evaluar la primera hipótesis de investigación: Se tomarán plántulas de plátano Dominico Hartón que serán sembradas en bolsas de plástico color negro de 30 X 40 cm largo y ancho, respectivamente (6 kg de capacidad), cada una denominada como unidad de trabajo. A los quince (15) días después de sembradas las plántulas, serán asignadas aleatoriamente a cada uno de los tratamientos que incluyen las cuatro especies de nematodos, descritos en la Tabla 1, donde serán inoculadas con cada una de las poblaciones del nematodo al 25, 50, 75 y 100% y sus interacciones. La población del 100% serán individuos por planta. El efecto de los tratamientos será evaluado bajo el diseño experimental bloques completos al azar (Tabla 2), donde el factor de bloqueo será la condición ambiental del día a partir del cual se instalan las unidades experimentales. Se tendrán 15 bloques de tal manera que el primer día se instalará la primera unidad experimental de todos los tratamientos y así sucesivamente hasta que el décimo quinto día se instalará el último bloque, con la última unidad de trabajo de todos los tratamientos. Todas las plantas del experimento serán ubicadas en mesas de guadua de 4 X 2 X 0.5 m de largo, ancho y alto, respectivamente, a 50 cm de alto desde el suelo para evitar la contaminación de las unidades experimentales y a una altura de 1,80 m, en la parte superior del almácigo, se colocará una malla de color negro que produce 60% de sombra. Cuando sea necesario se aplicará riego a

23 las plántulas hasta el final del experimento, con un intervalo de 4-5 días, con el fin de mantenerlas a 60% de capacidad de campo. Con base en el análisis de suelos y las recomendaciones de Lardizábal y Gutiérrez (2006) y Coto (2009), las bolsas se fertilizarán semanalmente desde la segunda semana después del trasplante con una mezcla de urea: Fertilizante rico en nitrógeno (60% N); DAP: fosfato diamónico rico en fósforo asimilable (48% de P2O5); y KCl: Cloruro de potasio (60% de K2O). Información a registrar: A las 16 semanas después de la inoculación se realizará muestreo destructivo de las plántulas para evaluar la materia seca de raíces y parte aérea (g) en cada unidad experimental (variable de respuesta). Población (#) de cada especie de nematodos en 100 cm 3 de suelo y de raíces para lo cual se tomarán muestras de 1kg de suelo (variable complementaria). Altura (cm) de plántulas al final del experimento (distancia en centímetros desde el nivel del suelo hasta la base de hoja bandera) (variable complementaria). Evaluación de los daños (severidad) ocasionados por los R. similis, P. coffeae y H. dihystera en las raíces con base en la escala de severidad de Carlier et al. (2003), y el índice de nudos radicales o agallas ocasionados por Meloidogyne spp., con la escala propuesta por Bridge y Page (1980), al final del experimento (variables complementarias).

24 Análisis de la información Para cada tratamiento, estimación del promedio y error estándar, tanto con la variable de respuesta como con las variables complementarias. Análisis de varianza al 5%, con la variable de respuesta, de acuerdo con el modelo de análisis para el diseño bloques completos al azar, con la siguiente descomposición para la fuente de variación de tratamientos: 1. Con los tratamientos del 1 al 16: Nematodos, poblaciones del nematodo, y la interacción poblaciones de nematodos por dosis. 2. Con los tratamientos del 17 al 32: Efectos de ellos. 3. Con los tratamientos del 33 al 48: Efectos de ellos. 4. Con los tratamientos del 49 al 64: Efectos de ellos. 5. Con los tratamientos del 65 al 68: Efectos de ellos. 6. Con los tratamientos del 69 al 72: Efectos de ellos. En el caso que las interacciones sean significativas, se identificará la mejor combinación de la interacción, a través de la prueba de contraste al 5%. Si la interacción no es significativa, se evaluará el efecto de los factores por separado. En el caso que haya efecto de la poblaciones de nematodos, se aplicará la prueba de Tukey al 5%; en el caso que haya efecto de las poblaciones, se evaluará la tendencia lineal, cuadrática y cúbica, de acuerdo con el estadístico de prueba f al 5%. Se compararán los mejores tratamientos de cada una de la descomposición de la fuente de variación para los tratamientos (numerales 1-6), y con el testigo absoluto, con la prueba de contraste, al 5%.

25 Se evaluará la correlación lineal entre la variable de respuesta y cada una de las variables complementarias. Tabla 1. Descripción de tratamientos en condiciones de almácigo. Plántulas de plátano Dominico Hartón inoculadas con Radopholus similis (R.s), Pratylenchus coffeae (Pra), Meloidogyne spp. (Mel), y Helicotylenchus dihystera (Hel) y sus combinaciones. Tratamiento Nematodo fitoparásito Densidad de población (%) individual y sus combinaciones Radopholus similis Pratylenchus coffeae Helicotylenchus dihystera Meloidogyne spp R.s-25%*Pra-25% 18 R.s-25%*Pra-50% 19 R.s-25%*Pra-75% 20 R.s-25%*Pra-100% 21 R.s-50%*Pra-25% 22 R.s-50%*Pra-50% 23 R.s-50%*Pra-75% Combinación entre Radopholus similis (R.s) y Pratylenchus coffeae (Pra) 24 R.s-50%*Pra-100% 25 R.s-75%*Pra-25% 26 R.s-75%*Pra-50% 27 R.s-75%*Pra-75% 28 R.s-75%*Pra-100% 29 R.s-100%*Pra-25% 30 R.s-100%*Pra-50% 31 R.s-100%*Pra-75% 32 R.s-100%*Pra-100% 33 Combinación entre R.s-25%*Mel-100% 34 Radopholus similis R.s-25%*Mel-75% 35 y Meloidogyne spp. (Mel) R.s-25%*Mel-50%

26 36 R.s-25%*Mel-25% 37 R.s-50%*Mel-100% 38 R.s-50%*Mel-75% 39 R.s-50%*Mel-50% 40 R.s-50%*Mel-25% 41 R.s-75%*Mel-100% 42 R.s-75%*Mel-75% 43 R.s-75%*Mel-50% 44 R.s-75%*Mel-25% 45 R.s-100%*Mel-100% 46 R.s-100%*Mel-75% 47 R.s-100%*Mel-50% 48 R.s-100%*Mel-25% 49 R.s-25%*Hel-100% 50 R.s-25%*Hel-75% 51 R.s-25%*Hel-50% 52 R.s-25%*Hel-25% 53 R.s-50%*Hel-100% 54 R.s-50%*Hel-75% 55 R.s-50%*Hel-50% Combinación entre Radopholus similis y Helicotylenchus dihystera (Hel) 56 R.s-50%*Hel-25% 57 R.s-75%*Hel-100% 58 R.s-75%*Hel-75% 59 R.s-75%*Hel-50% 60 R.s-75%*Hel-25% 61 R.s-100%*Hel-100% 62 R.s-100%*Hel-75% 63 R.s-100%*Hel-50% 64 R.s-100%*Hel-25% 65 Combinación entre R.s-100%*Pra-100%*Mel-100% 66 Radopholus similis, R.s-75%*Pra-75%*Mel-75% 67 Pratylenchus coffeae y R.s-50%*Pra-50%*Mel-50% 68 Meloidogyne spp. R.s-25%*Pra-25%*Mel-25% 69 Combinación entre R.s-100%*Pra-100%*Hel-100% 70 Radopholus similis, R.s-75*Pra-75%*Hel-75% 71 Pratylenchus coffeae y R.s-50%*Pra-50%*Hel-50% 72 Helicotylenchus dihistera R.s-25%*Pra-25%*Hel-25% 73 Testigo absoluto (agua)

27 Tabla 2. Sorteo de tratamientos para ser asignados bajo el diseño experimental de bloques completos al azar, en condiciones de almácigo. El factor de bloqueo será la condición ambiental del día a partir del cual se instalan las unidades experimentales. Bloque TRATAMIENTOS I II III IV V VI VII VIII IX X XI XII XIII XIV XV

28 Procedimiento para alcanzar el segundo objetivo específico y evaluar la segunda hipótesis de trabajo: Los tratamientos a evaluar en campo se describen en la tabla 3. La unidad de trabajo será la planta de plátano y ellas serán asignadas a los tratamientos bajo el diseño en bloques completos al azar (Tabla 4) donde el factor de bloqueo es el gradiente de fertilización. Se tendrán 12 bloques. Cada unidad de trabajo (plántulas de plátano Dominico Hartón) será sembrada en bolsas de plástico color negro de 17 X 23 cm con 2 kg de capacidad, en el sustrato describió anteriormente. A los quince (15) días después de sembradas las plántulas, 340 de ellas serán inoculadas con diferentes poblaciones de R. similis. Así 85 plántulas serán inoculadas con el nematodo al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente. A otras 340 plántulas de plátano Dominico Hartón se les realizarán inoculaciones con las mismas poblaciones al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente, con P. coffeae, y finalmente, también se realizarán inoculaciones con las mismas poblaciones al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente, con Meloidogyne spp. Con base en los resultados obtenidos en el primer experimento (Objetivo 1), se seleccionarán las tres (3) interacciones de los fitonematodos que ocasionen la mayor disminución de materia seca a partir del 25% de la población de nematodos inoculados. Estos tratamientos (interacciones) se incluirán en el experimento de campo, utilizando 85 plántulas para cada uno de ellos. También, se incluirán 85 plántulas para conformar el testigo absoluto, e igual número para el testigo de referencia con aplicación del nematicida (Cadusafos, Rugby, aplicado 20 días

29 antes de la siembra de las plántulas, en dosis recomendada por área (m 2 ) = 15g/m 2 ). Con base en la anterior inoculación de las plántulas en el almácigo se realizará la asignación de los tratamientos en el campo como se describen en la Tabla 3. Antes del establecimiento de las plántulas en condiciones de campo, se recolectará una muestra de suelo para realizarle un análisis de fertilidad de suelos que permitirá definir los macro y micro-nutrientes a ser aplicados. A los 50 días después de la inoculación con los nematodos fitoparásitos, las plántulas serán sembradas directamente en el campo en hoyos de 30 cm de diámetro y 40 cm de profundidad. La distancia de siembra será de 3 m entre surcos y 2 m entre plantas. Los tratamientos se describen en la Tabla 3. La parcela experimental estará conformada por 5 plantas de Dominico Hartón y la parcela efectiva estará constituida por las 3 plantas centrales. El efecto de los tratamientos será evaluado bajo el diseño experimental bloques completos al azar, donde el factor de bloqueo será las condiciones edáficas. En principio se proponen 12 bloques, siempre y cuando la varianza asociada a la variable materia seca de la primera etapa no indique que el número de bloques sea mayor; en el caso que se requieran más bloques se disminuirá el número de plantas por parcela. El control de malezas y la aplicación de fertilizantes en condiciones de almácigo se hará de la misma manera como se explicó anteriormente en el procedimiento para

30 alcanzar el primer objetivo específico. En condicines de campo, se realizarán cada tres meses con base en los análisis de fertilidad de suelo y siguiendo las recomendaciones de (Aristizábal et al., 2006), el programa de fertilización incluirá aplicaciones de urea (100 g por planta) y de cloruro de potasio (200 g por planta). La presencia de las Sigatokas negra y amarilla será controlada únicamente mediante la eliminación parcial (despunte) o total (deshoja) de hojas agobiadas y manchadas o necrosadas con el fin de reducir la producción de inóculo, cada 15 días, según recomendaciones de Merchan (2000). Información a registrar: Peso (kg) del racimo/planta. La cosecha de las plantas se iniciará con el tratamiento correspondiente al testigo absoluto, y seguidamente los demás tratamientos (variable de respuesta). Altura de plántulas al final del experimento (distancia en centímetros desde el nivel del suelo hasta la base de hoja bandera) y al momento de floración (emisión de bellota) (variable complementaria). Circunferencia del pseudotallo (cm) a 1 m de altura al momento de floración (emisión de bellota) (variable complementaria). Cantidad (número) de hojas funcionales a floración (emisión de bellota) y a cosecha (variable complementaria). Cantidad (#) de manos por planta (variable complementaria). Días (#) a floración y días (número) a cosecha (variable complementaria). Evaluación de los daños (severidad) ocasionados por los R. similis, P. coffeae y H. dihystera en las raíces con base en la escala de severidad de Carlier et al. (2003), y el índice de nudos radicales o agallas ocasionados por

31 Meloidogyne spp., con la escala propuesta por Bridge y Page (1980), al final del experimento (variables complementarias). Límite de tolerancia al nematodo (variable complementaria); éste se calculará con la fórmula siguiente: T = C t (P x C d x E) donde: T: Límite de tolerancia Ct: Costo del control P: Precio de la cosecha Cd: Coeficiente de daño E: Eficacia del método de control El coeficiente de daño o de pérdida se calcula con la siguiente fórmula: Cd = (a b) a x 100 Donde: Cd: Coeficiente de daño a: Rendimiento de las plantas sanas b: Rendimiento de las plantas enfermas La eficacia (E) de un tratamiento se calcula con la fórmula de Abbott (1925), así: E (%) = Grado de ataque en el testigo Grado de ataque en el tratado Grado de ataque en el testigo

32 Tabla 3. Descripción de tratamientos en condiciones de campo. Plántulas de plátano Dominico Hartón inoculadas con Radopholus similis (R.s), Pratylenchus coffeae (Pra) y Meloidogyne spp. (Mel), y las tres (3) interacciones de los fitonematodos que presenten la mayor disminución en la materia seca a partir del 25% de población de nematodo en almácigo. Tratamiento Nematodo fitoparásito Densidad de población (%) individual y sus interacciones Radopholus similis Pratylenchus spp Meloidogyne spp Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo 14 Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo 15 Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo 16 Testigo absoluto (con agua) 17 Testigo con nematicida El efecto de los tratamientos se evaluará bajo el diseño experimental bloques completos al azar, donde el factor de bloqueo será las condiciones edáficas. En la tabla 4, se ilustra la asignación de las parcelas experimentales de cada tratamiento, en cada bloque. La información recolectada de las variables de respuesta se registrará en bases de datos en el programa Excel.

33 Tabla 4. Sorteo de tratamientos para ser asignados bajo el diseño experimental de bloques completos al azar, en condiciones de campo. El factor de bloqueo será las condiciones edáficas. Bloques Tratamientos I II III IV V VI VII VII VIII IX X XI XII

34 Análisis de la información en condiciones de campo - Promedio y error estándar por tratamiento, tanto con la variable de respuesta como las complementarias. - Análisis de varianza al 5%, con la variable de respuesta, de acuerdo con el modelo de análisis para el diseño bloques completos al azar, en arreglo factorial 3*4+5 (tres géneros de nematodos, 4 poblaciones de nematodos y 4 testigos relativos y 1 testigo absoluto). - Si el análisis de varianza muestra efecto de tratamientos: se aplicará la prueba de Dunnett al 5% para establecer la diferencia entre los promedios de los tratamientos con el testigo absoluto (cero poblaciones de nematodos). Si todos los tratamientos difieren del testigo absoluto, se procederá a evaluar la interacción nematodos por población de nematodos, con respecto a cada uno de los testigos relativos, es decir, los tratamientos del 1 al 14 vs 13, 14, 15 y 17 (tabla 3), según prueba de contraste al 5%. Evaluación de las hipótesis de investigación. La primera hipótesis de investigación será corroborada siempre y cuando, el análisis de varianza, sin contar con el testigo, no muestre efecto de tratamientos, con la variable de respuesta peso seco de la planta. La segunda hipótesis de investigación será corroborada siempre y cuando el análisis de varianza, indique efecto de las poblaciones del nematodo en la variable de respuesta peso del racimo y el daño en el sistema radical de las plantas a partir del 25% de población.

35 ACTIVIDADES COMPLEMENTARIAS Multiplicación masiva (producción) de semillas de plátano Dominico Hartón mediante técnica PIF (Plants Issues de Fragments de tige, por sus siglas en francés) o plantas cultivadas a partir de fragmentos madre. Esta técnica de multiplicación rápida de plántulas (cormos) de plátano, desarrollada en Camerún (África) por Moïse (2003), permite producir de entre y plantas.m -2 dependiendo de la variedad. La técnica consiste en separar 50 hijuelos (propágulos) tipo espada de menos de 40 cm de altura de plantas madre sanas y vigorosas; estos se lavan, se les cortan las raíces y se les eliminan desde la base de tres a seis de las brácteas presentes. En seguida, se corta el remanente de pseudotallo para dejarlo 1 a 3 cm por encima del nudo de la última bráctea removida. Los propágulos se colocan sobre una superficie de cemento, seca y limpia, y sin contacto con suelo, durante 72 h. Luego, en cada propágulo se elimina el pseudotallo remanente hasta una altura de 2 a 3 mm por encima del nudo de la última bráctea removida. En seguida y con un sacabocado, a cada propágulo se le extrae el punto de crecimiento, para eliminar el efecto de la dominancia apical durante el período de germinador. Los propágulos así preparados son colocados en un germinador levantado del suelo y ubicado en una cámara térmica con sistema automático de nebulización; se disponen verticalmente separados 10 cm, se cubren con una capa de aserrín fino de madera de 2 4 cm de espesor y se tapan con plástico, el cual se levanta cuando se va a suministrar riego y se quita en definitiva cuando inicie la brotación. El primer riego del germinador se realiza entre las 24 y 30 h después de la siembra. A las 4 semanas después de la siembra, se efectúa un primer registro del número de brotes por propágulo; 4 semanas después se debe dar inicio al trasplante de los brotes a bolsas plásticas. En este momento se hace un segundo registro del número de brotes por propágulo y se extraen cuidadosamente con un cuchillo los que tengan mínimo tres hojas, se siembran en bolsas plásticas de 2 Kg de capacidad y llenas con suelo esterilizado mediante tratamiento químico (basamid, 40 g por 200 dm 3 de suelo) y se colocan

36 en una estructura levantada 1 m del suelo y cubierta con polisombra para su aclimatación, en donde permanecerán hasta que desarrollen entre 6 y 8 hojas funcionales. Incremento de las especies de nematodos fitoparásitos. Éste se realizará en la granja Montelindo de la Universidad de Caldas, previamente descrita su ubicación, y la extracción e identificación de los nematodos se hará en el laboratorio de Nematología de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la misma Universidad. El procedimiento para la recolección de tejidos parasitados, aislamiento e incremento de los géneros Radopholus y Meloidogyne se describe a continuación: Ubicación de focos de plantas de plátano Dominico Hartón donde tradicionalmente se han tenido cultivos parasitados por los diferentes géneros de nematodos. Recolección de muestras de raíces y cormos de las plantas de plátano Dominico Hartón. Transporte de las muestras al laboratorio de Nematología de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de Caldas. Extracción de nematodos con base en el principio de flotación de los nematodos en azúcar realizado por Jenkins (1964) y Meredith (1973) e identificación de las especies con las claves taxonómicas de Mai et al. (1996), Siddiqi (2000), Castillo y Vovlas (2007), Perry et al. (2009) y Guzmán (2016). Incremento individual de los nematodos mediante inoculación de los géneros en raíces de plántulas de plátano Dominico Hartón sanas sembradas en las bandejas de multiplicación masiva (producción) de semillas de plátano mediante técnica PIF, descrita anteriormente. Aproximadamente 12 semanas. Finalmente, nuevamente se realizará la extracción de nematodos, procedimiento descrito anteriormente, para calcular las diferentes densidades de nematodos y realizar las inoculaciones en los experimentos en condiciones de campo y almácigo.

37 Para facilitar el incremento de los géneros Helicotylenchus y Pratylenchus, estos serán asilados de tejidos de raíces de maíz de la misma granja y de raíces y cormos de plátano Dominico de la finca El retiro I, vereda El Bosque, municipio de San José, Caldas. Posteriormente, para su multiplicación se realizará el mismo procedimiento antes descrito. Extracción e identificación de nematodos fitoparásitos. La extracción de nematodos se realizará con base en el principio de flotación de los nematodos en azúcar realizado por Jenkins (1964) y Meredith (1973); para lo cual se procede de la siguiente manera: las raíces se lavan con agua corriente, después de dejarlas secar a temperatura ambiente, se pesan 30 g de ellas en una balanza Analytical Plus, y con la ayuda de tijeras se cortan transversalmente en trozos de 1 cm, que luego se homogenizan*. Estos trozos se colocan en un vaso de licuadora Osterizer, modelo , con 500 ml de agua y luego se licuan, realizando prendido y apagó 3 veces por un período de 10 segundos y entre cada lapso de tiempo se deja reposar 5 segundos. El licuado se deposita en un tamiz de 250 µm colocado sobre un tamiz de 150 µm, y éste sobre otro de 25 µm. La muestra se lava con agua a presión para que ocurra el desprendimiento de los nematodos; y el material que queda en el tamiz de 25 µm se deposita todo el contenido en tubos de centrifugación de 50 ml de capacidad y se centrifuga a 3800g durante 5 minutos. Luego se elimina el sobrenadante. Seguidamente, los tubos se llenan nuevamente con solución de sacarosa al 50% (solución de azúcar) y de nuevo se someten a centrifugación a 3800g durante 5 minutos. El sobrenadante se deposita en el tamiz de 25 µm para lavar la sacarosa con agua corriente a presión baja, evitando que el azúcar los afecte. Finalmente, se recogen 20 ml en una caja de Petri para realizar los conteos e identificación. De acuerdo con el objetivo del trabajo se separan las raíces necróticas de las funcionales y se realiza la extracción de fitonematodos de éstas según el propósito.

38 En cada muestra se contabiliza el número de nematodos fitoparásitos en 100 g de raíces. La identificación de fitonemátodos se realizará recolectando 30 nematodos de cada caja de Petri, los cuales se colocan en un porta-objetos con una gota de agua que se cubre con un cubre-objetos; las observaciones se realizan con un microscopio compuesto de luz marca Nikon a través del objetivo 40X. La identificaron de nematodos fitoparásitos se realizará con claves taxonómicas antes descritas. Índices de severidad del daño por R. similis. Cuando se realice el muestreo destructivo en almácigo y al final del experimento en condiciones de campo, se evaluará el porcentaje de necrosis en raíces con la escala realizada por Carlier et al. (2003). Para lo cual se seleccionará al azar cinco raíces funcionales por plántula, cada raíz deberá tener al menos 10 cm de longitud; se cortará longitudinalmente cada raíz por la mitad y se descartará una de las mitades, el daño de la otra mitad de la raíz se estimará de acuerdo con el porcentaje que muestra necrosis. Cada raíz contribuirá un 20% al total de la muestra, que sumándolas se obtendrá el 100% para las cinco raíces. Así, si la mitad de la raíz muestra necrosis, se registrará como 10%, si la raíz no muestra necrosis, se registrará como 0% (Figura 1). Una vez se realice el registro de cada una de las cinco raíces, se sumarán los 5 índices para obtener la necrosis radical total de la muestra n porcentaje. Figura 1. Escalas para la evaluación del porcentaje de necrosis en raíces según Speijer y De Waele (1997).

39 Índice de nudos radicales o agallas para Meloidogyne spp. Se tomarán al azar ocho muestras de raíces por cada tratamiento para evaluar visualmente el índice de los nudos radicales, para lo cual se utilizará la escala de evaluación de infección de raíces con nudos causadas por Meloidogyne spp., propuesta por Bridge y Page (1980) (Figura 2 y Tabla 5). Figura 2. Diagrama del índice de los nudos radicales o agallas causadas por Meloidogyne spp., propuesto por Bridge y Page (1980). Tabla 5. Escala para evaluación de índice de nódulos radicales o agallas causadas por Meloidogyne spp., propuesto por Bridge y Page (1980). Escala Observación 0 No se observa agallas en las raíces. 1 Pocas agallas pequeñas difíciles de encontrar. Solo agallas pequeñas, claramente visibles, 2 raíces principales limpias. 3 Algunas agallas visibles y grandes Predominan las agallas grandes, pero las 4 agallas principalmente están limpias 50% de las raíces afectadas. Agallas en algunas 5 raíces principales y sistema radical reducido. 6 Agallas en las raíces principales. 7 La mayoría de las raíces principales con agallas Todas las raíces principales con agallas y se 8 observan pocas raíces limpias. 9 Todas las raíces gravemente agalladas. Todas las raíces gravemente agalladas, ya no 10 hay sistema radical, plantas generalmente muertas.