Normas para el Diagnóstico de la Infección por Trypanosoma cruzi

Transcripción

1 I.N.P. Dr. Mario Fatala Chabén Normas para el Diagnóstico de la Infección por Trypanosoma cruzi Versión preliminar en revisión Ministerio de Salud de la Nación Administración Nacional de Laboratorios e Institutos de Salud (ANLIS) Dr. Carlos G. Malbrán) Instituto Nacional de Parasitología Dr. Mario Fatala Chabén Secretaría de Programas Sanitarios Subsecretaría de Promoción y Prevención Dirección de Enfermedades Transmisibles por Vectores Coordinación Nacional de Control de Vectores Programa Nacional de Chagas Octubre 2012

2 1 Autoridades: Presidencia de la Nación Cristina Fernández de Kirchner Ministerio de Salud de la Nación Juan Luís Manzur Secretaría de Promoción y Programas Sanitarios Máximo Diosque Subsecretaría de Prevención y Control de Riesgos Mariana Kosacoff Dirección de Enfermedades Transmisibles por Vectores Héctor Coto Administración Nacional de Laboratorios e Institutos de Salud (ANLIS) Dr. Carlos G. Malbrán Jaime Lazovski Instituto Nacional de Parasitología Dr. Mario Fatala Chabén Sergio Sosa Estani

3 2 INTRODUCCIÓN La ley sancionada en 1980 declara de interés nacional la prevención y lucha contra la enfermedad de Chagas, asignándole carácter prioritario dentro de la política sanitaria nacional. En cumplimiento de esta ley el entonces Ministerio de Salud Pública y Medio Ambiente dicta la Resolución Nº 4 del 6 de enero de 1983, donde faculta al ex Instituto Nacional de Diagnóstico e Investigación de la enfermedad de Chagas, Dr. Mario Fatala Chabén a establecer las normas técnicas para realizar el diagnóstico de la infección producida por el Trypanosoma cruzi, agente causal de la enfermedad. El actual Instituto Fatala Chabén, convertido en Instituto Nacional de Parasitología, dependiente de la Administración Nacional de Laboratorios e Institutos de Salud, conserva la facultad de revisar y actualizar las normas de diagnóstico según lo establece la nueva ley de Chagas y su reglamentación. La presente modificación actualiza la última normativa aprobada por Resolución 523/97. 1 RECOMENDACIONES GENERALES PARA LA ORGANIZACIÓN DE LOS LABORATORIOS. 1-1 El diagnóstico de la infección por T. cruzi será realizado en los laboratorios habilitados por la autoridad jurisdiccional, bajo la responsabilidad de un profesional Bioquímico o egresado de carrera afín de al menos cinco años de duración y en conocimiento de estas normas. 1-2 Los laboratorios llevarán un registro de los resultados y de entrega de certificados según se indica en el punto Los laboratorios habilitados para efectuar diagnóstico serológico de Chagas deberán instalar un Programa de Control de Calidad Interno y participar en los Programas de Control de Calidad Externo. Este último debe ser coordinado por el Instituto Nacional de Paras itología "Dr. Mario Fatala Chabén", en su calidad de Referente Nacional. Las pautas para la organización de estas actividades están descriptas en el punto Los Bancos de Sangre deberán orientar a cada uno de los donantes que resultaran reactivos para confirmar el diagnóstico de Infección por T. cruzi. y para que realice la consulta médica correspondiente.

4 3 2 RECOMENDACIONES ESPECIALES PARA LOS LABORATORIOS OFICIALES Y PARA LAS JURISDICCIONES DE LAS CUALES DEPENDAN Se recomienda establecer una Red de laboratorios en cada jurisdicción. Para tal fin, se cuenta con el asesoramiento del Centro Nacional de Redes de Laboratorios de Salud, ANLIS Malbrán. La misma tiene como objetivos: 2-1 Capacitar y actualizar al personal técnico de los Laboratorios. 2-2 Asegurar el uso de reactivos controlados en los Laboratorios de la Red, 2-3 lmplementar el Control de Calidad Externo en cascada desde los laboratorios de mayor a menor complejidad, coordinado por el Laboratorio de Referencia Jurisdiccional y el laboratorio de Referencia Nacional. 3 NORMAS DE DIAGNÓSTICO DE LA INFECCIÓN POR Trypanosoma cruzi. La enfermedad de Chagas presenta una fase Aguda que solo es sintomática en 1 a 5% de los casos y se expresa clínicamente por síndrome febril, repercusión general, hepatoesplenomegalia y alteraciones propias de la puerta de entrada del parásito al organismo. En la mayoría de los casos el proceso suele resolverse en 4 a 8 semanas, ingresando el paciente en la fase crónica asintomática sin compromiso orgánico, constituyendo ésta, el grueso de la población afectada.en un 20 a 30% de los casos, entre la segunda y cuarta década de la vida desarrollan signos y síntomas de daño visceral (Etapa crónica con compromiso orgánico) cardíaco o digestivo. El diagnóstico de infección por T. cruzi se realiza por métodos parasitológicos directos o indirectos (ver Anexo Técnico n 3) y métodos serológicos. Los métodos directos implican la visualización del parásito en sangre del paciente y tendrán relevancia para el diagnóstico de infección por T. cruzi en fase aguda. Durante la fase crónica, la baja parasitemia hace que los métodos parasitológicos convencionales posean baja sensibilidad y, por lo tanto, sean de bajo valor diagnóstico en el manejo clínico de los pacientes. Los métodos serológicos implican la detección de anticuerpos específicos anti- T.cruzi en sangre

5 4 Por su practicidad y sensibilidad, la serologia es de elección entre las pruebas diagnósticas de la infección por T. cruzi. Para el diagnóstico deberán realizarse al menos dos pruebas de principios distintos que detecten anticuerpos diferentes, en simultáneo, sobre la misma muestra de suero. * * * A continuación, se describen los procedimientos de diagnóstico recomendados para cada etapa de la infección. La interpretación de los resultados, así como sus ventajas y limitaciones, se analiza en el punto INFECCIÓN POR T. cruzi: FASE AGUDA A- Métodos Parasitológicos. La fase aguda se inicia al momento de adquirir la infección por T. cruzi. Se manifiesta entre los 7 y 15 días y posee un período de permanencia que dura entre 2 y 4 meses. Se caracteriza por presentar un número de parásitos circulantes que facilita su demostración. La detección de parásitos en sangre es una señal inequívoca de la infección por T. cruzi. Durante esta fase, el diagnóstico de laboratorio se basa en la visualización del parásito en sangre de pacientes infectados. Los métodos directos recomendados para esta etapa, indicándose en orden creciente de complejidad y sensibilidad son los siguientes: Métodos de concentración: Micrométodo INP; Método de Capilares; Strout. Métodos parasitológicos de amplificación 1 : Hemocultivo posee una alta sensibilidad en fase aguda dado que se fundamenta en la multiplicación in vitro de los parásitos en diferentes muestras del paciente. La reacción en cadena de la ADN polimerasa es una técnica estandarizada, aún en proceso de validación, de utilidad en el diagnóstico y seguimiento. Es posible utilizarla tanto en la fase aguda como la fase crónica de la infección en: diagnóstico perinatal, monitoreo en tratamientos antiparasitarios y en el diagnóstico en pacientes inmunosuprimidos (SIDA trasplante otros) Como ventajas presenta: resultados más rápidos en el diagnóstico parasitológico convencional (hemocultivo), ayuda a definir los casos discordantes, incorpora 1 Xenodiagnóstico: Método que solamente puede realizarse en laboratorios especializados con fines de investigación o protocolos especiales.

6 5 un criterio parasitológico relevante en la confirmación de ausencia de infección (7,8). B- Métodos Serológicos La detección de los anticuerpos circulantes específicos Ig G anti T-cruzi ocurre entre los 15/30 días de instalada la primo-infección, alcanzando su máximo nivel al tercer mes. Por lo tanto, la serología tendrá valor diagnóstico en esta fase cuando se confirme la seroconversión por seguimiento del paciente en el tiempo. 3-2 INFECCIÓN POR T. cruzi: FASE CRÓNICA Los métodos parasitológicos no son los indicados para esta etapa por su baja sensibilidad. En los casos crónicos, la parasitemia disminuye significativamente respecto de los agudos por lo que se deben utilizar los métodos serológicos que detectan anticuerpos específicos. Los mismos emplean antígenos de composición muy variable y ninguno alcanza por sí solo el 100% de efectividad en el diagnóstico. Se deben utilizar dos técnicas con antígenos diferentes y distintos principios que permita alcanzar un rango de sensibilidad entre 98 y 99.5%. Las duplas serológicas que garantizan este rango de sensibilidad podrían ser: HAI IFI HAI ELISA ELISA IFI ELISA APG En todos los casos, los equipos comerciales que sean aprobados por el organismo competente para ser utilizados en el diagnóstico de Infección por T. cruzi deberán especificar la composición antigénica en el instructivo para el usuario. Se prevé la aparición de nuevos desarrollos tecnológicos para pruebas de laboratorio, que podrán incorporarse al diagnóstico de la infección siempre que cumplan con los requisitos establecidos y estén debidamente estandarizados y validados por el Instituto Nacional de Parasitología Dr. Mario Fatala Chabén, Centro Nacional de Referencia. 3-3 TRANSMISIÓN MATERNO- INFANTIL POR T. cruzi La mujer gestante se deberá estudiar serológicamente como indica el punto 3-2.

7 6 El niño recién nacido, hijo de madre con infección por T. cruzi, se estudia por los micrométodos parasitológicos señalados en el punto 3-1 A y serológicos descriptos en 3-1 B. Estos controles se realizan durante el periodo perinatal preferentemente antes del alta de la Maternidad o lo más cercano al nacimiento. Si el resultado parasitológico es positivo, se deriva para iniciar el tratamiento específico. RECOMENDACION: en el seguimiento de todo hijo de madre con infección confirmada por T. cruzi, ante resultados negativos por métodos parasitológicos al nacimiento repetir los controles con la evaluación clínica del niño sano con la finalidad de aumentar el diagnóstico temprano de la infección connatal. Si estos resultados son negativos se realiza un nuevo control serológico por dos técnicas entre los 10 y 12 meses. Si el resultado es no reactivo finalizar el seguimiento dado que se descarta la transmisión congénita, si es reactivo se deriva a tratamiento específico. 3-4 CONTROL DE LOS DONANTES DE SANGRE Y DE LA SANGRE A TRANSFUNDIR. Todos los dadores de sangre deben ser estudiados serológicamente para infección por T. cruzi. Se utiliza 2 métodos serológicos de selección o descarte (RSD) o bien los métodos serológicos descriptos en el punto 3-2. Se entiende por RSD a aquellas reacciones que permitan identificar rápidamente los sueros reactivos y que ofrecen un margen de seguridad en la detección. Según reporte técnico de OMS (2009 Recommendations Screening Donated Blood for Transfusion-Transmissible Infections) y Normas Técnicas de Hemoterapia (Resolución Ministerial 865/06) el uso de dos técnicas de Elisa (de antigeno de lisado u homogenato total y de antigenos recombinantes) es recomendable. Los bancos de sangre necesitan no solo de pruebas de alta sensibilidad relativa sino de métodos que puedan ser automatizados, asimismo estas técnicas presentan un valor de corte "no subjetivo", sino definido por calibradores, útiles para definir los resultados de tamizaje. Cuando se obtengan resultados reactivos por 1 o 2 métodos de descarte, se debe desechar la bolsa de sangre. El laboratorio que realice la selección o descarte de las muestras reactivas, debe derivar al donante encontrado reactivo, a un laboratorio que pueda confirmar el diagnóstico de infección. 3-5 DETECCIÓN DE LA INFECCIÓN DE T.cruzi EN PACIENTES INMUNOSUPRIMIDOS. Todo paciente susceptible de recibir o donar un órgano, que padezca enfermedades autoinmunes o inmunosupresión por HIV; deberá ser estudiado por métodos serológicos de acuerdo al punto 3-2.

8 7 Los pacientes en los que infección por T.cruzi exista en el receptor y/ o en el dador deben ser remitidos a un protocolo de monitoreo estandarizado que debe aplicarse en forma sistemática para detectar la reactivación o la infección por T.cruzi. Este monitoreo debe realizarse durante los dos primeros meses en forma semanal, el tercer mes en forma quincenal y de ahí en más en forma mensual. Si durante la evolución post-transplante mas allá de los tiempos sistemáticos de control, existe un nuevo proceso infeccioso en el receptor, hasta tanto se establezca la etiología del mismo, se debe continuar con el monitoreo explicado en el párrafo anterior. La forma de monitoreo se realiza por métodos parasitológicos descriptos en el punto 3-1 A y serológicos, descriptos en el punto 3-2, en aquellos receptores negativos que reciben un órgano de un donante positivo para infección por T. cruzi. La PCR es un método alternativo de seguimiento que a la luz del conocimiento actual puede usarse como predictor de la reactivación y/o la infección que debe ser validado en proyectos longitudinales. 3-6 LIBRO DE REGISTROS Y CERTIFICADOS DE ANÁLISIS Los laboratorios que efectúan el diagnóstico para Chagas llevarán un libro diario en el que consten los mismos datos que en el certificado entregado al paciente (El modelo se detalla al pié). El libro deberá estar a disposición para casos de auditoría. El paciente será registrado en el libro con el mismo número que llevará el certificado que se le entregará con los resultados de sus análisis. El certificado, confeccionado de acuerdo al siguiente modelo deberá estar firmado por el profesional responsable. CERTIFICADO OFICIAL DE REACCIONES SEROLOGlCAS PARA DETERMINAR INFECCIÓN por T. cruzi Ley Nacional Nº Certificado Nº: LABORATORIO Nombre del Organismo. Dirección y Teléfono Dependencia Oficial u Organización Privado DATOS PERSONALES Apellido y Nombre: Edad: Tipo y número de Documento de Identidad: INMUNODIAGNÓSTICO DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS Pruebas Serológicas efectuadas Resultados (Reactivo, con Título (Según 3-2) obtenidos, o No Reactivo) Interpretación de los resultados: El inmunodiagnóstico se considerará reactivo cuando el suero da resultados reactivos con por lo menos dos pruebas serológicas. DIAGNÓSTICO PARASlTOLÓGlCO Métodos empleados (según 3-1) Resultados (Positivo o Negativo) Día, mes y año en que se efectuó el análisis. Firma, sello aclaratorio de nombre y matrícula del profesional responsable.

9 8 Dado que esta es una Enfermedad de Notificación Obligatoria debe notificarse por la vía correspondiente al Sistema Nacional de Vigilancia Laboratorial- Sistema Nacional de Vigilancia de la Salud (SIVILA-SNVS). T.cruzi. 3-7 CONTROL DE CALIDAD DEL DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO DE LA INFECCIÓN POR La situación en Argentina del diagnóstico de la infección por T. cruzi es la siguiente: se realiza en laboratorios de muy diferente estructura y recursos, establecidos en lugares muy distantes uno de otros se trata de un diagnóstico serológico que debe realizarse con por lo menos dos métodos para cubrir un rango de sensibilidad lo más alto posible, pues se usan reactivos antigénicos variados (provenientes de lisado de cultivos de T. cruzi o mezcla de antígenos recombinantes.) El Instituto Nacional de Parasitología, Referencia Nacional, diseñó un Programa de Garantía de Calidad del Diagnóstico. El mismo contempla múltiples factores cuya variabilidad impacta en los resultados de las pruebas diagnósticas. Este diseño está basado fundamentalmente en: Operar con una Red de Laboratorios, con Centros de Referencia Provincial. Los mismos deben estar equipados para resolver la discordancia de los laboratorios intermedios respetando la autonomía de estos distritos para determinar su cabecera y estructura de red interna. Un enfoque de múltiples miradas para el control y el mejoramiento de la calidad del diagnóstico, según el siguiente esquema: Todo Laboratorio que realice el Diagnóstico de Chagas, cualquiera sea su tamaño y estructura, deberá tener un Programa de Control de Calidad Interno debiendo considerarse en el mismo: Política de organización. Capacitación técnica permanente del personal. Uso de Procedimientos Operativos Estándar validados por el Centro Nacional de Referencia para el Diagnóstico y Control de Calidad. Trabajo bajo Buenas Prácticas de Laboratorio. Trabajo con Reactivos controlados. Monitoreo de Calidad de Procesos Interno (curvas o registro de Sueros de Control diarios).

10 9 Control Externo de Calidad, realizado por el Centro Nacional de Referencia. A continuación se describen los procedimientos para confeccionar los sueros de control, las Curvas de Control y la orientación para la toma de decisiones en el trabajo diario de laboratorio. Confección de suero de control De los sueros analizados en la rutina diaria se seleccionarán aquellos REACTIVOS Y NO REACTIVOS por dos o tres técnicas, los que se conservarán a - 20ºC. Los sueros seleccionados deberán ser frescos, no lipémicos, no hemolizados, límpidos y sin coloraciones anormales. Cuando se cuente con suficiente cantidad de sueros, estos se descongelarán para hacer una mezcla de no más de 10 sueros. Luego de hacer la mezcla se les adicionará igual volumen de glicerina neutra y se lo fraccionará en alícuotas. Las mismas se conservarán a -20ºC hasta su uso en las determinaciones diarias. Es conveniente preparar sueros de control en cantidad suficiente para 4-6 meses como mínimo, tomando nuevas alícuotas cada día. Es aconsejable confeccionar 2 sueros de control reactivos, uno de baja y otro de alta reactividad. Confección de la Curva de Control y su uso Se toma el ejemplo de una Curva de control para ELISA. Diariamente deberán incluirse con el procesamiento de rutina de las muestras, alícuotas de sueros de control REACTIVO y otra de suero control NO REACTIVO. Con los resultados diarios de por lo menos 30 determinaciones se determinan la Media (X) y la Desviación Estándar (S), ver ejemplo en la figura adjunta para la reacción de ELISA. Los resultados diarios de los sueros de control deberán registrarse en una planilla designada para este fin y con los mismos datos se puede construir la curva, como se ejemplifica en la figura adjunta. Para aceptar los resultados de la analítica de cada día, los mismos deberán estar entre los siguientes límites: Suero de Control REACTIVO = entre X ± 2S. Suero de Control NO REACTIVO = no > que el Título de corte. En el ejemplo de la figura, la prueba de ELISA tiene un título de corte de 0,200 Densidad Óptica (lectura a 490 nm).

11 10 10 CONTROL DE LAS PRUEBAS CUALITATIVAS Para este tipo de pruebas también deben incluirse en la rutina sueros de control REACTIVOS y NO REACTIVOS. Se debe realizar un registro de los resultados en una planilla especialmente destinada para ello. Para aceptar el proceso de análisis, todos los días, estos sueros deberán cumplir la condición de dar resultados: REACTIVO para sueros de control REACTIVOS NO REACTIVO para los sueros de control NO REACTIVOS. ANÁLISIS FUERA DE CONTROL Y MEDIDAS CORRECTIVAS Cuando los resultados de los sueros de control caen fuera de los límites permitidos (o no cumplen las condiciones para pruebas cualitativas) se debe rechazar el proceso del día y proceder a detectar los errores para corregirlos, de la siguiente forma: 1- Revisar las posible causas de error, controlando si hubo cambios de operador, diluciones, buffers, conjugados, microscopio o espectrofotómetro, etc. Repetir el proceso, habiendo o no hallado la causa de error. 2- Si se reiteran estas situaciones deberá tenerse en cuenta si ocurren siempre hacia un mismo lado (sesgo de mayor o menor sensibilidad) y de todas maneras en este punto deberá revisarse todo el sistema de prueba. Deberán recalibrarse los materiales con nuevos sueros de referencia. 3- Si aún así no pudiera resolverse el problema, deberá solicitarse la visita de un experto al Laboratorio de Referencia. Ejemplo: Registro y curva de control de ELISA

12 11 11 Ejemplo con registros de Densidades Ópticas REACTIVO NO REACTIVO DIA NRO D.O (nm) D.O (nm) x= Ex1/n=0.72 S=0.027 X + 2 S = 0,77 X = 0,72 X-2S= 0.65

13 12 12 Ejemplo con registros de Relación de Positividad REACTIVO NO REACTIVO DIA NRO RP RP x= Ex1/n=3.58 S=0.114 RP (Relación de positividad) 3,9 3,8 3,7 3,6 3,5 3,4 3,3 3, Días X + 2 S = 3.84 X = 3.60 X-2S= 3.36

14 13 13 Ejemplo: Registro y Curvas de HAI e IFI

15 INTERPRETACIÓN DEL DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO, VENTAJAS Y LIMITACIONES. El resultado positivo del diagnóstico parasitológico es la certificación de infección por T.cruzi Sin embargo, por la modalidad de esta parasitosis, un resultado negativo no indica necesariamente ausencia de la infección. El resultado serológico reactivo es indicativo de infección y no del estado clínico del paciente. El mismo servirá de orientación al médico junto con el examen clínico y los antecedentes para conocer el estado de salud del paciente. Los resultados serológicos serán informados con títulos obtenidos para cada reacción utilizada. Si bien hasta ahora los títulos serológicos no han mostrado tener correlación con el compromiso orgánico de la enfermedad de Chagas se recomienda informarlos junto al resultado reactivo. Estos datos tienen significación diagnóstica en los casos de seguimiento del niño hijo de madre reactiva, en casos de tratamiento específico y de los pacientes inmunosuprimidos. En el caso de encontrar resultados No concordantes entre las dos pruebas serológicas empleadas, se recomienda: Repetir nuevamente ambos ensayos, para descartar errores operativos. Efectuar una tercera reacción serológica o remitir la muestra a un laboratorio de mayor complejidad, laboratorio de Referencia Provincial.o Nacional, para su resolución. En caso de persistir la discordancia de resultados analizar una nueva muestra en un lapso de 20 a 30 días. * * *

16 15 15 METODOS PARASITOLOGICOS ANEXO TÉCNICO METODO DEL MICROMETODO DEL INP Para el nuevo micrométodo, se utiliza un tubo Eppendorf de 1,5 ml de capacidad al que se le agrega una gota de heparina más 0,5 ml de sangre venosa, se mezcla por inversión y se centrifuga durante un minuto a 3000 rpm. Se toma una gota de la interfase, rica en glóbulos blancos, y se observa entre porta y cubreobjeto al microscopio con 400 aumentos. Se deben realizar como mínimo dos preparados que deben ser observados durante no menos de 15 minutos cada uno antes de considerarlos negativos. MICROMETODO DE LOS TUBOS CAPILARES Obtener la muestra del paciente en un tubo de eppendorf heparinizado o colocar una gota de heparina y 0.3ml de sangre en un tubo sin heparina (puede reemplazarse por EDTA). Con esta muestra cargar 6 tubos capilares en el laboratorio, cada uno con 50 ul de sangre. Se centrifugan en un rotor para microhematocrito a 3000 g durante 40 segundos. Luego de la centrifugación cada tubo se corta a la altura de la interfase entre la capa de blancos y el aglomerado de glóbulos rojos. La interfase se coloca entre porta y cubreobjeto y se observa al microscopio con 400 aumentos no menos de 15 minutos antes de considerar negativa a la observación METODO DE STROUT Extraer 10 ml de sangre venosa, sin anticoagulante. Dejar coagular y retraer el coágulo espontáneamente. Separar el suero. Centrifugar este suero a 800 rpm durante 2 minutos para descartar los glóbulos rojos que podrían interferir en la lectura. Centrifugar nuevamente el sobrenadante a rpm durante 10 minutos. Separar el sobrenadante (suero) y guardarlo para estudios serológicos. Observar el sedimento obtenido en el punto 5 entre porta y cubreobjeto en el microscopio con objetivos 20x o 40x de aumento. Es aconsejable observar cuidadosamente varias preparaciones (seis a ocho), en busca de formas móviles del parásito. REACCION EN CADENA DE LA POLIMERASA CONVENCIONAL La muestra de sangre se colecta en guanidina 6M EDTA 0,2M ph 8 relación 1:1. El volumen colectado depende del grupo etario: 0 a 1 año 0,5 ml de sangre, de 1 a 3 años 1ml de sangre, mayores de 3 años 2 a 5 ml de sangre, adultos de 5 a 10ml.

17 16 16 Extracción del ADN: Se recomienda el empleo de columnas comerciales por la rapidez y bioseguridad, además no es operador dependiente como la extracción con fenol/cloroformo (10) Dado que al momento de la elaboración de este documento no hay equipos comerciales aprobados por la autoridad competente, el INP recomienda para la PCR en niños menores de 1 año se utilicen primers satelitales, (Tcz1/Tcz2), y niños mayores de 1 año y adultos, debido a la baja parasitemia, se utilicen primers derivados de kineplasto (121/122). Se está estandarizando la PCR cuantitativa para su empleo en el seguimiento de pacientes tratados.

18 17 17 Vigilancia por laboratorio de Chagas a través del SNVS - SIVILA Objetivos de la Vigilancia Quiénes deben notificarse? Grupo de Eventos Evento MODALI- DAD DE VIGILAN- CIA PERIOD- CIDAD DE VIGILAN- CIA Informar acerca del riesgo de transmisión congénita, posibilitar su seguimiento y registrar la ocurrencia del evento con el propósito de estimar la tasa de transmisión e incidencia de la enfermedad. Todos los niños menores de 18 meses hijos de madres con serología reactiva. CHAGAS CHAGAS AGUDO CONGÉNIT O INDIVIDUAL NOMINALIZA DA ANTE LA SOSPECHA SEMANAL ANTE LA OCURREN- CIA DE CASOS Registrar y permitir el seguimiento de casos detectados Todos los casos crónicos detectados a través de la búsqueda Activa en estudios poblacionales CHAGAS CRÓNICO EN ESTUDIOS POBLACIO- NALES VARIABLE Registrar y permitir el seguimiento de casos detectados, especialmente en población de entre 18 meses y 15 años Registrar y permitir el seguimiento de posibles casos congénitos Todos los casos crónicos menores de 15 años que hayan accedido espontáneamente a los servicios de salud. Todas las embarazadas positivas para dos técnicas serológicas CHAGAS CHAGAS CRÓNICO A DEMANDA CHAGAS CRÓNICO EN EMBARAZA DAS INDIVIDUAL ANTE SEROLOGÍA REACTIVA SEMANAL ANTE LA OCURREN- CIA DE CASOS Alertar en forma temprana ante casos agudos vectoriales como insumo para las acciones de control y registrar la ocurrencia del evento. Registrar la ocurrencia del evento y posibilitar su seguimiento Todos los casos con parasitemia positiva donde se conozca que la vía de transmisión fue vectorial Todos los casos con parasitemia positiva donde se conozca que la vía de transmisión fue alimentaria, transfusional o por transplante CHAGAS CHAGAS AGUDO VECTORIAL CHAGAS AGUDO POR OTRAS VÍAS DE TRANSMIS IÓN INDIVIDUAL ANTE PARASITEMI A POSITIVA INMEDIA- TA SEMANAL ANTE LA OCURREN- CIA DE CASOS Estimar la prevalencia de Chagas en el grupo de embarazadas Todas las embarazadas positivas y estudiadas para Chagas por dos técnicas serológicas EMBARAZ ADAS Chagas estudiado por dos técnicas Estimar la prevalencia en el grupo poblacional estudiado en el momento y lugar definidos. Todos los casos estudiados y positivos a través de la búsqueda activa en estudios poblacionales CHAGAS Chagas crónico en estudios poblacional es AGRUPADA NUMÉRICA TODAS LA SEMANAS EPIDEMI- LOGICAS DEL AÑO Estimar la prevalencia en el grupo poblacional de donantes Todos los donantes positivos y estudiados por dos técnicas serológicas BANCO DE SANGRE Chagas estudiado por dos técnicas

19 18 18 Para mayor información, consultar en: travessivila-2010.pdf Por dudas y consultas, comunicarse al int 4788 o al correo electrónico sivilanacion@gmail.com

20 19 19 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA Abramo-Orrego L, JC Lansetti, PJ Bozzini y GJW de Martini. Hemocultivo como método diagnóstico de la Enfermedad de Chagas. Medicina (Buenos Aires). 40 (supl 1):56-62 Alvarez M, JA Cerisola y RW Rohweder. Test de Inmunofluorescencia para el diagnóstico de la Enfermedad de Chagas. Bol Chil Parasitol 23: 4-9, 1968 Britto CC. Usefulness of PCR-based assays to assess drug efficacy in Chagas disease chemotherapy: value and limitations. Mem Inst Oswaldo Cruz Jul;104 Suppl 1: Búa JE, Bontempi EJ, Ruiz AM y Segura EL. Antìgenos en Trypanosoma cruzi. Rev Arg Microbiol 22: 47-66, 1990 Camargo ME, Segura EL, Kagan IG, Pacheco Souza JM, de Rocha Cavalheiro J, Yanovsky JF and Guimaraes MCS. Three years of collaboration of the standardization of Chagas`disease serodiagnosis in the Americas: an appraisal. Bull Pan Ame health Org 20: , 1986 Cerisola JA. Valor del Inmunodiagnóstico en la Infección Chagásica. En: Simposio Internacional sobre la Enfermedad de Chagas (Soc Arg Parasitol Ed) Pàgs ,1972 Cerisola JA, Alvarez M, de Martini GJW y Bonacci H. La reacciòn de hemaglutinación cualitativa para el diagnóstico de la Enfermedad de Chagas. Bioq Clin 5: 94-97, 1971 Cerisola JA, Rohweder, Segura EL, Del Prado CE, Alvarez M y de Martini GJW. El xenodiagnóstico. Normatizaciòn, utilidad. Public Secretaría de Estado de Salud Pública, Ministerio de Bienestar Social. Buenos Aires, Argentina. 197 Conclusiones Grupo de Trabajo: Biología Molecular. V Congreso Argentino de Protozoología. 21 al 25 de septiembre Sierra de la Ventana Cura EN, Ruiz AM, Velazquez E, Malagrino N, Orn A, Segura EL. Estandarización de un Kit de confirmación (FATALKIT) para el Inmunodiagnóstico de la infección por el Trypanosoma cruzi. Medicina (Buenos Aires) 53: 82, 1993 Cura EN, Wendel S y col. Manual de Procedimientos de Control de Calidad para los Laboratorios de Serología de los Bancos de Sangre. De, PAHO/HPC/HCT/94.21, OPS, 1994 Guimaraes MCS. Chagas`disease serology. Specifications and evaluations methods for immunological reagents. Panam health Org/WHO Technical Report Series 811: 1-95, 1991 De Rissio AM, Cura E, Esteva M, Sosa Estani S, Segura EL y col. Manual de Laboratorio. Enfermedad de Chagas y otras Parasitosis. Instituto Nacional de Parasitologìa Dr. Mario Fatala

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23 22 22 Instituciones Coordinadoras: Instituto Nacional de Parasitología Dr. Mario Fatala Chabén Dr. Sergio Sosa Estani Bioq. Ana María de Rissio Bioq. Karenina Scollo Bioq. Mónica Esteva Dra. Adelina Riarte Dr. Gonzalo Tomás Dirección de Enfermedades Transmisibles por Vectores Dr. Héctor Coto Dr. Héctor Freilij Bioq. Cynthia Spillman Bioq. Miriam Martín García Dr. Lisandro Colantonio Instituciones y Expertos Invitados: Otras áreas del Ministerio de Salud invitadas: o Administración Nacional de Medicamentos, Alimentos y Tecnología Médica Dr. Carlos Chiale o Dirección Nacional de Regulación Sanitaria y Calidad en Servicios de Salud Dr. Guillermo Williams o Plan Nacional de Sangre Ana Del Pozo Mabel Maschio o Dirección Nacional de Maternidad e Infancia: Dra Ana Speranza

24 23 23 Referentes de Programas Provinciales de Chagas: o Córdoba Susana Guinard o Chaco Nilda Pacussi Alicia Robas o Jujuy María Laura Paredi o Salta Francisco García Campos Noemí Tortorici Sociedades Científicas e Instituciones o Sociedad Argentina de Infectología o Sociedad Argentina de Transplantes o Asociación Argentina de Hemoterapia e Inmunohematología o Sociedad Argentina de Pediatría o Sociedad Argentina de Cardiología o Sociedad Argentina de Protozoología o Sociedad Argentina de Ginecología y Obstetricia Expertos Invitados CONICET Dra. Elsa Segura INGEBI Dr. Alejandro Schijman Dra. Estela Gonzalez Cappa Dra. Estela Cura