Memorias del XXXI Encuentro Nacional de la AMIDIQ

Transcripción

1 ESTABILIDAD OXIDATIVA DE ACEITE DE LINAZA MICROENCAPSULADO CON MULTICAPAS DE BIOPOLIMEROS. G.M. Rendón Galindo a, J.G. Báez González a*, Ma. G. Alanís Guzmán a, A. Regalado-Méndeza b y E. J. Vernon-Carter c. a Autónoma de Nuevo León, Facultad de Ciencias Biológicas, Departamento de Ciencia de Alimentos. Av. Universidad s/n, Cd. Universitaria, San Nicolás de los Garza, Nuevo León. baezjuan@yahoo.com.mx. b Ingeniería Ambiental, Universidad del Mar-Puerto Ángel, Ciudad Universitaria S/N, Km. 1.5 Carretera Puerto Ángel Zipolite, Puerto Ángel, Oaxaca, 70902, México. c Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Iztapalapa, I.P.H., Ingeniería Química, Av. San Rafael Atlixco No. 186, Col. Vicentina, CP , Iztapalapa, México, D.F. Resumen En el presente trabajo se analizaron los efectos de diferentes concentraciones de biopolímeros utilizados como materiales de pared para retardar la oxidación del aceite de linaza microencapsulado. Los biopolímeros utilizados fueron goma de mezquite (GM) y quitosano (Q), los cuales fueron mezclados en diferentes proporciones en emulsiones realizadas por dos métodos distintos, el método tradicional (MT) y el método de deposición electrostática capa por capa (M2E). Se midió la eficiencia de encapsulación del aceite, la estabilidad oxidativa y las isotermas de sorción a 35 C. Donde las microcápsulas GM06QM2E mostraron la menor formación de hidroperóxidos, ya que presentó la mayor eficiencia de encapsulación en comparación con las demás formulaciones. Palabras clave: Aceite de linaza, microencapsulación, oxidación. 1. Introducción La linaza es una planta antigua, cuyo aceite es la fuente vegetal natural más importante del ácido graso alfa linolénico (ALA), correspondiente al tipo Omega 3 (n-3), los cuales son considerados como esenciales para el cuerpo e indispensables en la dieta. Sin embargo, son muy escasos en los alimentos comunes, resultando una gran deficiencia en la gran mayoría de las personas. El aceite de linaza revierte esta deficiencia contribuyendo a mejorar la salud. El ALA que contiene el aceite de linaza es precursor del ácido decoxahenóico (DHA), un ácido graso fundamental en la estructura de las membranas celulares e intracelulares, destacando su importancia en las neuronas, axiomas y retina. A su vez, el DHA es precursor de eicosanoides del grupo 3, que son substancias biológicas activas o mensajeros celulares, que regulan favorablemente diversas funciones del cuerpo incluyendo procesos inflamatorios; de reparación y curación; del sistema inmunológico; del sistema neuronal; del sistema circulatorio incluyendo lípidos sanguíneos; del sistema digestivo y reproductivo; y de los mecanismos energéticos y de consumo de calorías (Baylin, 2003) AMIDIQ

2 La oxidación de los lípidos es la principal causa de deterioro en la calidad de los alimentos, porque conlleva al desarrollo de olores desagradables y se generan productos potencialmente tóxicos. Para desarrollar métodos que retarden la oxidación de los lípidos, es necesario tener un entendimiento de los mecanismos que ocurren durante la oxidación y como estos son afectados por el ambiente fisicoquímico de los lípidos (Coupland y McClements, 1996). Una alternativa para la prevención de la oxidación del aceite de linaza es la microencapsulación. Existen varias técnicas de encapsulación entre los que destacan el secado por aspersión, extrusión, aspersión en frío, coacervación y lecho fluidizado. La selección del método de encapsulación estará en función de los costos, de las propiedades del material a encapsular, del tamaño deseado de las microcápsulas, la aplicación y de los mecanismos de liberación (Pedroza, 2002). Así como los materiales de pared utilizados, están íntimamente ligados con el método utilizado para encapsular (Shahidi y Han, 1993; King, 1995; Risch, 1995). La microencapsulación es una técnica ampliamente usada en la industria farmacéutica, cosmética, de salud, alimentaria y petroquímica secundaria. En el caso de la industria de los alimentos la microencapsulación de ingredientes alimenticios se emplea para disminuir su degradación debido a factores ambientales tales como oxígeno, luz, temperatura y agentes prooxidantes; para mejorar la estabilidad durante el procesamiento o uso, para lograr una liberación controlada, o simplemente para tener polvos que fluyan libremente y sean utilizados como un ingrediente alimentario. Generalmente las microcápsulas tienen la habilidad de proporcionar ciertas propiedades funcionales, modificando y mejorando la forma física y las propiedades de una sustancia (Shahidi y Han, 1993). En México casi toda la infraestructura de microencapsulación se basa en la técnica de secado por aspersión, esto se debe a la versatilidad de estos equipos que son ampliamente utilizados en la elaboración de bebidas en polvo, producción de maltodextrinas, leche en polvo, entre otros. Tradicionalmente los tres principales agentes encapsulantes utilizados en combinación con la técnica de secado por aspersión han sido la goma arábiga (Acacia senegal), almidones modificados y maltodextrinas (Shahidi y Han, 1993; Kenyon, 1995). 2. Metodología 2.1 Elaboración de emulsiones. Las emulsiones fueron formuladas para tener una fracción de fase dispersa ( = g aceite / g emulsión ), =0.15 y una relación de material emulsionante a aceite de linaza de 2:1 (p/p). Todas las emulsiones se prepararon con la solución de ácido acético al 1% (p/p) pues el quitosano es soluble en soluciones ácidas. Se formularon 3 emulsiones bajo el método tradicional (MT), y consistió en la mezcla previa de los biopolímeros en una solución acuosa al 1% de ácido acético. Se utilizó 10% de GM y 0.0, 0.3 y 0.6 % Q respecto de la emulsión total obteniéndose las siguientes emulsiones GM00QMT, GM03QMT y GM06QMT. El método de deposición electrostática capa por capa (M2E) consistió en dos etapas, en la primera se disolvió la goma en la solución acuosa de ácido acético, la emulsión primaria fue elaborada al agregar gota a gota el aceite, manteniendo una velocidad de homogeneización de 7600 rpm durante 5 minutos. La segunda etapa consistió en redispersar la emulsión primaria en una solución de quitosano a diferentes concentraciones (GM03QM2E y GM06QM2E) AMIDIQ

3 2.2 Elaboración de microcápsulas. Las emulsiones fueron secadas en un minisecador por aspersión Büchi modelo 190 (Büchi Laboratorio Technik AG, Flawil, Suiza) a una temperatura de aire a la entrada de 170 ± 5 C y una temperatura de aire de salida de 95 ± 5 C y una presión de atomización de 4.5 bar. 2.3 Eficiencia de encapsulación. Se determinó el contenido de aceite superficial realizando una extracción con isooctano y agitación magnética durante 15 minutos; el contenido de aceite interno se determinó rehidratando las microcápsulas y rompiendo la emulsión formada para cuantificar el aceite interno utilizando una mezcla de isooctano/2-propanol (3:1, v/v) y centrifugación por 10 minutos a 6000 rpm. 2.4 Isotermas de sorción. Las muestras se colocaron en pequeños desecadores de vidrio con soluciones saturadas de diferentes sales en el fondo de los desecadores en el intervalo de actividad acuosa (a w ) de 0.11 a 0.85 y se mantuvieron a una temperatura de 35 C. Las muestras se pesaron cada 2 días en una balanza, hasta que la diferencia de pesos entre dos muestras consecutivas fue menor a 1 mg/g de sólidos, y su actividad acuosa se medió con un medidor de actividad de agua Aqualab con compensador de temperatura (modelo series 4TE, Decagon Devices, Inc., Pullman, WA, EUA) hasta alcanzar el estado de pseudoequilibrio. 2.5 Almacenamiento y Estabilidad oxidativa de las microcápsulas. Se midió el grado de oxidación del aceite de linaza en las microcápsulas almacenadas en los desecadores de vidrio que contenían soluciones saturadas de diferentes sales en el fondo de los desecadores en el intervalo de actividad acuosa (a w ) de 0.11 a La oxidación se midió durante 3 semanas, a una temperatura de 35 C, por la técnica de p-anisidina (AOACS) y la técnica de hidroperóxidos (Shanta y Decker, 1994). 3. Resultados y Discusión Se obtuvieron microcápsulas a partir de emulsiones de aceite de linaza mediante secado por aspersión usando como agentes encapsulantes goma de mezquite y quitosano en distintas concentraciones GM00QMT, GM06QMT, GM06QMT, GM03QM2E, GM06QM2E, con relación de material de pared a material encapsulado de 2:1. Los resultados de la eficiencia de encapsulación se muestran en la grafica 1 donde se observa que para las microcápsulas GM06QM2E se presentó la mayor capacidad de encapsulación, debido a que la membrana interfacial compuesta por una concentración de 0.6% de quitosano y el 10 % de goma de mezquite elaborada por el método de deposición electrostática capa por capa formó una estructura mas fina y densa que disminuyó la difusión del aceite de linaza durante el secado por aspersión AMIDIQ

4 Datos experimentales Eficiencia de Encapsulacion (%) GM00QMT GM03QMT GM06QMT GM03QM2E GM06QM2E Figura 1. Eficiencia de encapsulación. Los resultados de las isotermas de sorción de las microcápsulas a 35 C obtenidas por el método gravimétrico de celdas de equilibrio en el intervalo de humedad entre 0.11 a 0.85 fueron ajustados al modelo de GAB y los resultados se muestran en la tabla 1, un valor menor de la monocapa para las microcápsulas que contenían mayor cantidad de quitosano, el valor de la mono capa fue encontrado en un intervalo de 0.4 a 0.5 de a w. Tabla 1. Parámetros del modelo de GAB para las microcápsulas T ( C) X m (kg H 2 O/100 kg s.s.) C K r 2 GM-00Q GM-03Q-MT GM-03Q-M2E GM-06Q-MT GM-06Q-M2E AMIDIQ

5 La oxidación del aceite de linaza depende de las condiciones de almacenamiento, la figura 2 muestra el comportamiento de la oxidación almacenado a diferentes actividades acuosas ( ). Los hidroperóxidos formados en las microcápsulas almacenadas a 35 C y diferentes actividades acuosas fueron medidos en las semanas 1, 6 y 12. En todos los casos se muestra que existe un valor mínimo en la formación de hidroperóxidos a una aw entre 0.4 y 0.5. Esto quiere decir que si se almacenan las microcápsulas a estas actividades acuosas la velocidad de degradación de los lípidos será menor mmol de hirdroperoxidos / kg de aceite Datos experimentales mmol de hidroperoxidos / kg aceite Datos experimentales a w a w a) Microcápsulas GM03QM2E b) Microcápsulas GM06QM2E Figura 2. Oxidación de microcápsulas almacenadas a diferentes a w. a) Microcápsulas GM06QM2E y b) Microcápsulas GM03QMT. En la gráfica 2 y 3, se muestra que las microcápsulas tuvieron una menor formación de hidroperóxidos a una actividad acuosa de 0.44, donde las microcapsulas GM00QMT, GM06QMT y GM03QM2E presentaron la misma tendencia. Estos datos coinciden con los valores encontrados para la monocapa adsorbida en las microcápsulas. Algunos investigadores como Karel (1967) y Labuza (1968) encontraron que la oxidación de los lípidos es menor a actividades acuosas (a w ) cercanas al valor de la monocapa de agua (a w entre para muchos alimentos), debido a que disminuye el efecto de quelación de radicales libres, el posible efecto catalítico de metales de transición, oxígeno singulete y la velocidad de la descomposición de los hidroperóxidos. Las microcápsulas GM06QM2E mostraron la menor formación de hidroperóxidos. 4. Conclusiones En este trabajo se encontró que las interacciones entre los biopolímeros (goma de mezquite y quitosano) modifican la membrana interfacial adsorbida de forma cooperativa o competitiva por los sitios activos en la interfase aceite-agua, esto se observó a través del efecto en la oxidación de los lípidos AMIDIQ

6 De acuerdo a los datos obtenidos se muestra que para las microcápsulas GM06QM2E tuvo la mayor capacidad de encapsulación debido a la formación de una estructura más fina y densa que disminuyó la difusión del aceite de linaza durante el secado por aspersión. Asi mismo en estas microcapsulas hay una menor formación de hidroperóxidos en comparación con las demás microcápsulas, siendo a una aw entre 0.4 y 0.5 donde se observa una velocidad de degradación de los lípidos menor. Referencias. 1. Coupland J.N. y McClements D.J Lipid oxidation in food emulsions. Trends in Food Science & Technology 7, Kenyon M.M Modified starch, maltodextrin, and corn syrup as wall materials for food encapsulation. En. Encapsulation and controlled release of food ingredients. Editores S.J. Risch S.J. y Reineccius G.A. Washington D.C.: ACS Symposium Series 590, American Chemical Society. pp King A.H Encapsulation of food ingredients: A review of available technology focusing on hydrocolloids. En: "Encapsulation and Controlled Release for Food Ingredients" Eds. Isch S.J. y Reineccius G.A. Cap. 3 ACS Symp. Ser Risch S.J Encapsulation: overview of uses and techniques. En: Encapsulation and Controlled Release of Food Ingredients. Eds. Risch, S.J. y Reineccius, G.A. Cap. 1. ACS Symp. Ser Shahidi F. y Han X Encapsulation of Food ingredients. Critical Reviews in Food Science Nutrition 33(6): Pedroza, R. Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los Procesos para la Microencapsulación de Alimentos para Larvas de Especies Acuícolas. Memorias del VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. México, AMIDIQ