Tablas de extracción de sangre:

Documentos relacionados
Tablas de inoculación:

Técnicas de obtención e inoculación de muestras

2-ÁMBITO Aplicable a la extracción de sangre de ratas, ratones, hámsters y cobayos.

TOMA DE MUESTRA SANGUINEA

TOMA DE SIGNOS VITALES

Extracción de Sangre Venosa Periférica

Procedimiento para Técnica de Punción Venosa

Laboratorio Cordobés de Diagnóstico Pecuario, S.C.

TEMA 3. RECOGIDA Y MANIPULACIÓN N DE MUESTRAS. COLORANTES EN HEMATOLOGÍA

UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA FACULTAD DE MEDICNA HUMANA

RECOGIDA Y MANIPULACIÓN N DE MUESTRAS COLORANTES EN HEMATOLOGÍA

EXTRACCIÓN DE SANGRE DE VENA PERIFÉRICA

5- PROTOCOLOS DE ANESTESIA PARENTERAL ACEPTADOS PARA ROEDORES ADULTOS

INSTRUCCIONES DE USO

GenPE: estudio Internacional de Genética en Preeclampsia

PULSO DEFINICIÓN: ENFERMERIA FUNDAMENTAL. La circulación depende de: Corazón. Vasos sanguíneos. Mecánica respiratoria. Musculatura esquelética

Se tiene que preparar el frotis con anticipación y debes enfocar con el menor aumento y asi

TÉCNICAS QUIRÚRGICAS EN URGENCIAS. Marta Honrado Mario de Francisco

Manual de. Obtención y Envío de Muestras para el Diagnóstico

CORPORACIÓN UNIVERSITARIA EMPRESARIAL Alexander von Humboldt FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD Programa de Enfermería LABORATORIO DE GASES ARTERIALES

NORMA DE INSTALACIÓN Y MANEJO DE VÍAS VENOSAS PERIFÉRICAS

PLAN DE ACCIÓN PARA CONTRIBUIR A LA DISMINUCIÓN DE LA MORTALIDAD MATERNA A TRAVÉS DE LA ESTRATEGIA DE CAJA ROSA

INTRODUCCION INDICACIONES CONTRAINDICACIONES TECNICA EQUIPO NECESARIO

Cuál es la función del sistema circulatorio?

La respiración. Del aire también se extraen nutrientes.

Importante obtención de muestras

GUÍA PARA EL EMPLEO DE HEPARINAS DE BAJO PESO MOLECULAR

Sistema Circulatorio

PROCEDIMIENTO ADMINISTRACIÓN DE HEPARINA DE BAJO PESO MOLECULAR

Biología 3º E.S.O. 2015/16

SISTEMA CIRCULATORIO:

PROGRAMA OFICIAL DE DIAGNOSTICO Y SANEAMIENTO DE TUBERCULOSIS BOVINA EN PREDIOS PROVEEDORES DE PLANTAS LECHERAS DE LAS REGIONES VIII, IX y X

Instrucciones para preparar y administrar una inyección subcutánea de ORENCIA:

Donde la lengua cae y obstruye la vía respiratoria. Donde se esta tomando el pulso carotídeo. Donde se abre la vía respiratoria por medio del

CONDICIÓN FÍSICA Y SALUD: EL APARATO CIRCULATORIO Y EL APARATO RESPIRATORIO

EQUIPO NECESARIO INTRODUCCION INDICACIONES CONTRAINDICACIONES

Serie: Cómo se hace? Introducción

Facultad de Ciencias Bioquímicas y Farmacéuticas. Universidad Nacional de Rosario

Protocolo de toma de muestra arterial MANUAL DE CALIDAD LABORATORIO CLÍNICO. PRO 08 D Ed 01 Protocolo extracción arterial

GUIA CLINICA TOMA DE HEMOCULTIVO

Código: PM-IS PT-7 Versión:1 Fecha de actualización: Lave y seque el termómetro con agua y jabón Evita infecciones cruzadas.

Prepara el material necesario. Explica al paciente lo que va a hacer

Materiales incluidos en el envase: - 1 o 28 viales con 5 mg de teduglutida en forma de polvo. - 1 o 28 jeringas precargadas con disolvente.

Sistema Circulatorio.

Atención Primaria Área 8 Departamento de Suministros, Obras e Instalaciones

PROCEDIMIENTO ADMINISTRACIÓN DE MEDICACIÓN POR VÍA SUBCUTÁNEA

Acceso venoso. manejo y complicaciones.

Prácticas fisiología sangre y sistema inmunitario.

SISTEMA CIRCULATORIO II

PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE HEMOGLOBINA MEDIANTE HEMOGLOBINOMETROS PORTATILES

POR QUÉ LLEVO UN CATÉTER?

TOMA DE MUESTRAS SANGUINEAS Q.F.B. ADRIANA O. PASTRANA ARROYO

TOMA DE MUESTRAS CON SISTEMA AL VACIO VACUTAINER Y CONDICIONES PREANALITICAS LEIDY DADIANA CAMARGO JEREZ JONHATAN FERRER

Laboratorio B. Tiempo de Coagulación y Sangría.

PROTOCOLO TOMA DE MUESTRA DE SANGRE EN PORCINOS

PRÁCTICAS OPERACIONALES REQUERIDAS

Es el componente de la sangre que contiene la hemoglobina:

INYECTABLES HELLEN GAMERO JURADO

TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN Y CONSERVACIÓN DE SANGRE

Línea Hipodérmica (Agujas y Jeringas)

EQUIPO NECESARIO I NTRODUCCION INDICACIONES CONTRAINDICACIONES

PROTOCOLO DE EXTRACCIÓN SANGUÍNEA VENOSA Y ARTERIAL

APARATO CIRCULATORIO ÍNDICE: 03/04/ Elementos de la sangre. 2.-Composición de la sangre 3.- Cómo se forma la sangre?

INTERCAMBIO DE GASES R. ANIMAL

FUNDACION PANZENU TOMA DE MUESTRAS EN EL LABORATORIO CLINICO. Claudia Isabel Bedoya C. Bacterióloga

TRATAMIENTO DE HEMORRAGIAS

QUIEN TRANSPORTA LOS NUTRIENTES? Profesora Cindy Díaz Colegio Alicante del Valle. 8º Básicos

Sistema circulatorio 5 básico.

Programa de detección precoz neonatal de enfermedades congénitas endocrinas y metabólicas. Técnica para obtención de la muestra

CATETER VENOSO CENTRAL:

Cómo funciona mi aparato circulatorio?

Procedimiento Extracción de Sangre en Donantes

PROCEDIMIENTO MEDICIÓN DE GLUCOSA CAPILAR POR PUNCIÓN PERCUTÁNEA

Este es solamente un formato con los puntos a calificar deberás crear tu propio formato. Protocolo de necropsias. Reseña. 2-3 años aproximadamente

Sistema circulatorio

DRENAJE TORACICO DE EMERGENCIA

NORMAS PARA LA EXTRACCIÓN DE MUESTRAS

PROTOCOLO PARA LA TOMA DE MUESTRAS DE CORZO

Transportando sustancias

PROTOCOLOS DE PRIMEROS AUXILIOS CRA VILLAS DEL SEQUILLO

Cómo hacer una Venoclisis: Instrucciones, técnicas y materiales necesarios

MANUAL DE NORMAS Y PROCEDIMIENTOS

9 años de experiencia clínica único aprobado por la FDA para vías arteriales Un SISTEMA COMPLETO para acceso cerrado sin agujas y sin tapones

5.- Inserción y retirada del catéter

I.E.S. SAAVEDRA FAJARDO Curso Murcia- Dpto. de Ciencias Naturales Profesor: Javier Pérez. 1º Bachillerato

Actividades del tema 6

Obtener una muestra biológica en condiciones óptimas para su proceso analítico de acuerdo al examén solicitado.

SIGNOS VITALES. La temperatura corporal

Cerrar esta ventana para volver a IVIS

Biología y Geología 3º ESO

PROCEDIMIENTO DE PRIMEROS AUXILIOS. Título Primero Finalidad

Los pulmones: Son dos órganos en los que se toma el oxígeno del aire y se expulsa el dióxido de carbono. Este proceso se llama intercambio gaseoso.

Catéteres venosos centrales de corta duración

UNIDAD 2: Cuidado integral del paciente a través del Proceso de Enfermería Instalación de catéter periférico

Anestesia/analgesia epidural

Programa de Medicina Preventiva del animalario de. la Estación Biológica de Doñana

Tema 5. Trastornos circulatorios

INTRODUCCION INDICACIONES CONTRAINDICACIONES EQUIPO NECESARIO. Anestesia local.

Transcripción:

Tablas de extracción de sangre: Tabla N 1: Volumen de sangre en pequeñas especies de experimentación Especie Volumen de sangre (ml/kg) Ratón 58.5 Rata 54-70 Volumen de sangre total del adulto (ml) Macho 1.5-2.4 Hembra 1.0-2.4 Macho 29-33 Hembra 16-19 Volumen seguro de un sangrado simple(ml) Volumen práctico para diagnóstico (ml) 0.1-0.2 0.1 Macho 2.9-3.3 Hembra 1.6-1.9 0.3 Volumen de exanguinación (ml) Macho 0.8-1.4 Hembra 0.6-1.4 Macho 13-15 Hembra 7.5-9 Tabla N 2 : Volúmenes máximo de extracción Especie Corte de Vena Vena de Submandibular Punción cola yugular la cola cardiáca Ratón 50-200µl 30-100µl 100-150µl 50-200µl 0,8-1,5ml Rata 50-200µl 1-2ml 1-2ml 1-2ml 7,5-15ml Tabla N 3: Volemia: volumen de sangre circulante y es el 7% del peso corporal; pero en animales obesos y/o viejos será aproximadamente 15 % menor. 10 % del volumen de sangre circulante se puede extraer de una vez y puede repetirse después de 3 4 semanas (tiempo requerido para que se regeneren los eritrocitos en sangre). 1 % del volumen sanguíneo circulante puede extraerse cada 24 hs.

Tabla N 4: SHOCK HIPOVOLEMICO Pulso rápido y débil Mucosas secas y pálidas Descenso de la temperatura corporal Hiperventilación ANEMIA Palidez de las mucosas Intolerancia al ejercicio Ritmo respiratorio aumentado en el reposo

Extracción de sangre de la vena de la cola: Anestesia: No requerida. Materiales: Cepo, agujas 27 30 G (ratón), 21 25 G (rata), jeringas, algodón, alcohol 70%, tubos recolectores, agua tibia (no más de 40 C), fuente de calor (caloventor o lámpara). Lugar de punción: Venas laterales. Volúmenes máximos de extracción: 100 150 µl (ratón), 1 2 ml (rata) 1- Introducir al animal en el cepo. 2- Realizar la vasodilatación de la vena, sumergiendo la cola en el agua tibia (aproximadamente por 15 ) hasta que los vasos sean visibles. 3- Realizar antisepsia en el lugar de punción con un algodón embebido en alcohol 70 %. 4- Una vez localizada la vena lateral ingresar la aguja acoplada a la jeringa con el bisel hacia arriba, casi paralelo al vaso. 5- Retraer el émbolo lentamente. Si fluye la sangre a través del cono de la aguja, tomar la muestra de sangre. Caso contario, retirar la aguja y elijir otro lugar de punción más cercano a la base de la cola. 6- Retirar la aguja. 7- Presionar la zona de punción por 30 con un algodón seco para realizar hemostasia. 8- Liberar al animal de la inmovilización. Rata Ratón

Extracción de sangre por corte de cola Anestesia: No requerida. Materiales: Tijera de cirugía, eppendorf, algodón o gasa, cepo, gradilla. Volúmen máximo: 50 200 µl (equivalente a 1 4 gotas). 1- Introducir al animal en el cepo. 2- Realizar la vasodilatación de la vena, sumergiendo la cola en el agua tibia (aproximadamente por 15 ) hasta que los vasos sean visibles. 3- Realizar el corte de la cola utilizando una tijera de cirugía. Debe realizarse 1 sola vez o 2 como máximo y la longitud del corte debe ser de 1 2 mm. 4- Colectar la muestra de sangre en el tubo. 5- Realizar hemostasia con un algodón seco o gasa durante 30 o hasta detener la hemorragia 6- Retirar el animal del cepo. Notas: Las amputaciones repetidas de la cola en cualquier especie, pero particularmente en ratas, pueden eliminar la capacidad natural del animal para controlar su temperatura corporal y equilibrio y causar granulomas. Lugar de punción

Anestesia: No requerida. Extracción de sangre Submandibular: Materiales: Agujas estéril 21 G o lancetas Goldenrod, eppendorf, gradilla, algodón. Sitio de punción: Vena superficial temporal. Volúmen máximo de recolección: 100 150 µl ( 5 10 gotas) 1- Sujetar e inmovilizar al animal por el pliegue nucal. 2- Ubicar el lugar de punción. Este se encuentra en la vena superficial temporal, que pasa justamente por el interior de la mandíbula, a unos 3 5 mm de profundidad. 3- Tomar con la otra mano el elemento punzante de elección (aguja o lanceta). 4- Ubicar la aguja sobre el sitio correcto a 90 del vaso sanguíneo. 5- Realizar una punción firme (no ingresar más de 5mm). 6- Retirar la aguja y recolectar la muestra con el eppendorf. Este paso debe realizarse lo más rápido posible, de lo contrario de perderán valiosas gotas de sangre. 7- Realizar hemostasia con un algodón seco o gasa presionando la zona de punción por 30 o hasta que se detenga la hemorragia. 8- Retornar al animal a la jaula. Nota: Otra buena opción es realizar la punción a pocos milímetros del tubo de recolección (fijado en la gradilla) y posicionar al animal sobre el mismo de modo que las gotas de sangre caigan dentro del tubo.

Punción intracardíaca: Anestesia: Si requerida. Materiales: Anestesia, agujas estériles 21 25 G, jeringas, tubos de recolección, gradilla, alcohol 70%, balanza, anticoagulante (para obtención de plasma). Sitio de punción: Ventrículo izquierdo o ventrículo derecho. Volúmenes máximos: 0.8 1.5 ml (ratón), 7.5 15 ml (rata) 1- Sujetar e inmovilizar al animal tomándolo del pliegue nucal y dorsal. 2- Anestesiar al animal inyectando por vía intraperitoneal (IP) la dosis correspondiente a su peso. Por ejemplo: Ketamina + Xilacina. 3- Una vez que el animal entró en plano anestésico (ausencia de reflejo podal y respiración localizada en la región abdominal) proceder a la extracción. 4- Desinfectar la zona con alcohol 70%. 5- Con el animal en decúbito dorsal realizar la palpación del corazón para buscar el latido cardíaco en la zona del tórax. 6- Introducir la aguja entre el espacio intercostal hacia ese punto (latido cardíaco) manteniendo un vacío en la jeringa durante la entrada de la misma. 7- Fijar le aguja y jeringa con los dedos para no retirarla del ventrículo inadvertidamente. 8- Retraer el émbolo lentamente siguiendo el pulso de la entrada de sangre a la jeringa. 9- Tomar la muestra y una vez finalizado retirar la aguja. 10- Sacrificar al animal con un segundo método (dislocación cervical). 11- Desacoplar la aguja de la jeringa y descargar la misma dentro del tubo de recolección. Esto se realiza para evitar la hemólisis de los glóbulos rojos. Nota: La punción cardíaca siempre deberá llevarse a cabo bajo anestesia general y como técnica terminal. Este procedimiento es utilizado para realizar sangrados totales.