Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para diagnóstico

Transcripción

1 Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para diagnóstico

2 Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para diagnóstico MUESTRA TOMA DE LA MUESTRA CONDICIONES PARA SU CONSERVACIÓN La toma de la muestra debe efectuarse por personal médico capacitado bajo condiciones Colocar la muestra en un recipiente de plástico con de asepsia rigurosa. Para diagnóstico de lepra, micosis, parasitosis y virosis cutáneas, el tapa y agregar solución de formol al 10% y ph médico deberá decidir la región de donde se debe tomar la biopsia, el tipo de biopsia, ya neutro, en cantidad suficiente para cubrirla y sea con bisturí o con sacabocado, de acuerdo con los criterios quirúrgicos o enviarla lo antes posible. dermatológicos. Se puede consultar el Manual de Procedimientos de Laboratorio de Lepra. Subsecretaría de Prevención y Control de Enfermedades. Centro de Vigilancia Epidemiológica. Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos. Dirección de Prevención y Control de Micobacteriosis. Noviembre ISBN: registro en trámite. Para diagnóstico post-mortem de Dengue y otros Arbovirus mediante RT-PCR Tomar un centímetro cúbico de bazo, cerebro, músculo, hígado, ganglios o riñón. Es necesario que la muestra está esté acompañada de la historia clínica completa del paciente. Para PCR de Tuberculosis la muestra deberá venir en solución salina fisiológica y mantener en refrigeración entre 4 a 8 C. BIOPSIAS Para el diagnóstico de Parálisis Flácida Aguda (post-mortem) se toma una muestra de médula espinal en la región cervical o lumbar de 1-3 cm o de colon descendente que contenga materia fecal de 3 a 5 g. Colocar en solución salina al 0.85%, utilizando un frasco de plástico estéril, bien etiquetados donde se indique el tipo de tejido y sellados con parafilm. Mantener entre 2 a 8 C y enviar de inmediato. Para los estudios histopatológicos colocar la muestra en un recipiente limpio con tapa con las siguientes características: Boca ancha para poder extraer la muestra sin deteriorarla. Tapa de rosca y cierre hermético, para evitar exponer al personal que manipula la muestra a los vapores y derrames de formalina (tóxico volátil). Capacidad de más de 10 veces el volumen de la muestra. Frasco rotulado, identificado con el nombre del paciente (apellido paterno, apellido materno y nombres). Fecha de toma de la muestra y el estado de procedencia. Colocar en solución de formol neutro al 10% en una proporción 10:1 (volumen del fijador/tamaño de la muestra) o mayor, hasta cubrir la muestra. El recipiente debe ser colocado en una bolsa de plástico, preferentemente de tipo ziploc.

3 Para el diagnóstico de Rabia tomar una muestra de medio centímetro cubico (5 mm 3 ) del cuero cabelludo en la región de la nuca. Colocar en un recipiente hermético sin ninguna solución conservadora. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Colocar en frasco de plástico estéril en solución salina al 0.85%. Mantener en refrigeración y enviar inmediatamente Colocar en recipiente hermético sin ninguna solución, mantener refrigerado entre 4 a 8 C y enviar de inmediato BIOPSIA Continuación Para el diagnóstico de Tuberculosis y Lepra por PCR. Si la biopsia está en parafina enviar el bloque completo o por lo menos 10 cortes. Si la muestra es en fresco enviar un fragmento de la parte afectada en un frasco con cierre hermético y solución salina. Cuando se requiera un estudio de anatomía patológica colocar la muestra en un recipiente plástico con tapa y agregar solución de formol al 10% y ph neutro, en cantidad suficiente para cubrirla y enviarla lo antes posible. Para estudios de bacteriología molecular (PCR) de tuberculosis la muestra deberá conservarse únicamente en solución salina fisiológica y mantener en refrigeración entre 4 a 8 C. En caso de no poderse enviar al laboratorio dentro de las primeras 2 horas, almacenar y transportar en refrigeración. Posterior a las 24 horas, en caso de no enviar la muestra y de no poder obtener una nueva muestra, se recomienda almacenar a -20 C y transportar en cadena fría. Bloque de parafina o cortes del mismo, transportar a temperatura ambiente.

4 BIOPSIAS Para el diagnóstico de leishmaniasis por Inmunohistoquímica (IHQ) tomar un fragmento de un centímetro cubico (1 cm 3 ) de la región afectada. Colocar en un recipiente con tapa y solución de formol al 10%, en cantidad suficiente para cubrirla y enviar de inmediato, mantener a 4 C. Para el diagnóstico de leishmaniasis por cultivo in vivo y/o in vitro se tomará un fragmento de 1 cm 3 de la región afectada. Para el aislamiento del parásito (primo aislamiento) se realizará una microbiopsia. Cargar una jeringa con aguja para insulina con 1 o 3 ml con de solución salina estéril. Introducir la aguja en el borde indurado de la lesión, previa asepsia de la misma. Girar la jeringa al tiempo que se succiona con el émbolo, esto es para desprender el tejido de la lesión, aspirarlo y recolectarlo en la aguja. Retirar la aguja de la lesión. Desinfectar el tapón del frasco con alcohol o solución concentrada de yodo. Inocular el aspirado en medio de cultivo N N N (Novy-Nicolle-McNeal) introduciendo la aguja en el tapón de hule. Se recomienda sembrar al menos 2 tubos de medio de cultivo por paciente. Para el diagnóstico de leishmaniasis por PCR si la biopsia está en parafina enviar el bloque completo o por lo menos 10 cortes, si la muestra es en fresco enviar un fragmento de la parte afectada en solución salina. Colocar en un recipiente con tapa y solución salina fisiológica en cantidad suficiente para cubrirla y enviar en un lapso no mayor de 24 h, mantener a 4 C. Los tubos se enviarán a temperatura ambiente de 19 a 21 C. Colocar la muestra en un criotubo estéril, mantener congelado hasta su entrega en el laboratorio. Para el diagnóstico del Virus del Oeste del Nilo tomar 1 cm 3 de riñón inmediatamente después del fallecimiento. Colocar en frasco con tapón de rosca y congelar. Enviar a -20 C. Para el diagnóstico (post-mortem) de rickettsiosis: tomar 2 cm 3 de hígado, bazo, pulmón, ganglios y riñón inmediatamente después del fallecimiento. Para PCR enviar en un contenedor adecuado con solución salina fisiológica estéril.

5 BIOPSIAS Continuación Para el diagnóstico de leptospirosis (post-mortem) tomar muestras de hígado, pulmón, riñón y colocar en frascos estériles de boca ancha con solución reguladora de fosfatos (PBS) o en solución salina estéril al 0.85% para evitar la desecación. Envió de inmediato al laboratorio, manteniendo las muestras protegidas de la luz y a temperatura ambiente. Para el diagnóstico de difteria cutánea, se toma una muestra de la lesión cutánea y se deposita en solución fisiológica estéril o en medio de transporte de PAI. Para el diagnóstico de ántrax se toma una muestra de nódulo linfático y se deposita en solución fisiológica estéril en un recipiente hermético. Para el diagnóstico de influenza por rrt-pcr tomar un fragmento de pulmón de 2 cm 3 de la región más afectada. La toma de la muestra debe efectuarse por personal médico capacitado. Para el diagnóstico de micosis, las muestras pueden ser ganglios linfáticos, hígado, pulmón, piel y cualquier otro órgano que el médico seleccione. Colocar las muestras en frascos de plástico con tapón de rosca conteniendo solución salina fisiológica estéril. El contenedor se envía sellado y rotulado, especificar el tipo de muestra y enviar en refrigeración Las muestras para cultivo de bacterias a partir de tejidos se remiten rápidamente al laboratorio en un recipiente estéril con tapas adecuadas. Las muestras en formol no son adecuadas para el cultivo. Colocar en tubo de plástico con 2.5 ml de transporte viral, mantener refrigerado a 4 C y enviar de inmediato. Mantener las muestras en refrigeración y enviar sin demora al laboratorio. CEPAS BACTERIANAS Enviar sólo cultivos puros sembrados en medio de agar base sangre (BAB) en tubos de 13 x 100 mm con tapón de rosca y cubiertos con parafilm. Para enterobacterias, Vibrio, Staphylococcus spp, Enterococcus spp y microorganismos Gram negativos no fermentadores. Enviar a temperatura ambiente lo más pronto posible. Si el envío se realiza en placas de Petri con medio de cultivo de agar base sangre, cuidar que este no venga deshidratado y sellar las placas con papel parafilm. Enviar inmediatamente a temperatura ambiente. Para la identificación de micobacterias por métodos moleculares, colocar en un criotubo de polipropileno (capacidad de 2 ml), un volumen de 1 ml de una suspensión del cultivo bacteriano en medio líquido MGTI o algún otro medio líquido para micobacterias. La cepa puede inactivarse desde el laboratorio por choque térmico colocando el criotubo en un termobloque a 95 C durante 1 h y posteriormente almacenar a congelación -20 C. Cepa activa transportar a temperatura ambiente y siguiendo las medidas de bioseguridad emitidas por la OMS para el transporte de cultivo de micobacterias. Para identificación de Legionella. Enviar la cepa en medio BCYE adicionado de cisteína.

6 CEPAS BACTERIANAS DE DIFICIL CRECIMIENTO CEPAS DE HONGOS CEPAS de Mycobacterium tuberculosis CEPILLADO URETRAL MASCULINO Para el control de calidad o referencia de Haemophilus spp, Neumococo, Bordetella spp, Neisseria spp, Corynebacterium spp Listeria spp y Streptococcus beta-hemolítico; enviar cultivos puros, cosechados con hisopo de dacrón o rayón y depositarlos en medio de transporte de Amies semisólido con carbón activado o en tubos con tapón de rosca con medio de cultivo inclinado de agar sangre de carnero al 5%, o agar chocolate enriquecido dependiendo del microorganismo de que se trate. El tubo tiene que estar perfectamente sellado con parafilm. Enviar sólo cultivos puros sembrados en medio de Sabouraud dextrosa agar (SDA). Utilizar tubos de vidrio de 16 x 150 mm con tapón de rosca y el medio de cultivo en posición inclinada. Las cepas o cultivos enviados por los estados deben cumplir las siguientes características: De preferencia sembradas en medio sólido de Lowenstein-Jensen o Stonebrink. Debe ser una cepa pura (libre de cualquier contaminación). Que sea el primo aislamiento y no una resiembra. Con buen desarrollo. Suficientes colonias para realizar las pruebas necesarias Para PCR de Micobacterium, colocar en un criotubo de polipropileno (capacidad de 2 ml), un volumen de 1 ml de una suspensión del cultivo bacteriano en medio líquido MGTI o algún otro medio líquido para micobacterias. Etiquetar con nombre del paciente y/o clave de identificación con marcador indeleble. Indicar si ha sido inactivada o no. Para búsqueda de lesiones intraepiteliales y daño citopático por virus del Papiloma Humano (VPH). El paciente debe estar sentado. Se introduce el cepillo (citobrush) en el meato urinario (uretra peneana) entre 2 a 4 cm y se gira 360 grados apoyándolo en las paredes. Se retira y se hace el extendido en monocapa sobre un portaobjetos de cristal de 25 x 75 mm. Para la prueba molecular, el cepillo colector se introduce al frasco con el medio de transporte, se cierra perfectamente y se envía al laboratorio o se almacena en refrigeración entre 4 a 8 C, hasta su envío. Enviar a temperatura ambiente lo más pronto posible al laboratorio y en caso de Bordetella spp enviar en red fría. Enviar a temperatura ambiente. Las cepas que desarrollaron en medio se envían en tubos de vidrio. Las que se desarrollaron en medio líquido en viales de plástico de 2.5 ml con tapa de rosca. La cepa inactiva debe de almacenarse a -20 C y transportarse en cadena fría. La cepa activa debe de transportarse a temperatura ambiente Se aplica una capa de citospray (base principal de alcohol isopropílico) a una distancia de 20 a 25 cm en una sola dirección, o en su defecto se cubre la muestra goteando alcohol del 96, se deja secar durante 25 a 30 min y se envía al laboratorio. El cepillo colector se coloca en el frasco para transporte y se envía al laboratorio. Las muestras pueden conservarse por 7 días en refrigeración.

7 ENCÉFALO La toma de muestra debe efectuarse por personal médico entrenado, quien seguirá en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Para el diagnóstico de Rabia se recomienda enviar los dos hemisferios cerebrales o de lo contrario las regiones de médula espinal, cerebelo, asta de Ammón y corteza cerebral, posterior al fallecimiento. Los fragmentos enviados deben de ser de más de 5 g de peso. En los casos en que no se autorice la autopsia, la muestra debe tomarse mediante una punción retrorbital o a través del orificio occipital esta técnica se aplica igual, en el caso de animales domésticos o silvestres en los que se sospeche encefalitis por el virus de la rabia. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Para el diagnóstico de virus del Oeste del Nilo: tomar un cm 3 de la corteza cerebral media inmediatamente después del fallecimiento, depositar en frasco con tapa hermética y congelar. El tejido debe enviarse dentro de las primeras 24 horas después de su extracción manteniéndolo en congelación hasta su envío. Para el Distrito Federal y el área metropolitana deben enviar las muestras a temperatura de 4-8 C. En especies silvestres pequeñas enviar el espécimen completo Nota: por ningún motivo debe sumergirse el encéfalo en disolventes (formaldehido, fenol, alcohol). Mantener y enviar de inmediato a temperatura de congelación.

8 EXPECTORACIÓN (ESPUTO) Recolectar la expectoración en un frasco estéril de polietileno con boca ancha, y capacidad de 30 a 50 ml, el volumen recomendado debe de ser de 5 ml o más. El tiempo transcurrido para la entrega de la muestra al laboratorio no debe ser mayor a 12 h. Para el diagnóstico de Tuberculosis, procurar que la muestra sea de contenido mucopurulenta y libre de saliva. Tomar tres muestras: una cuando el paciente acuda al centro de salud o cuando se produce el acceso de tos, la segunda en la mañana cuando el paciente despierte y la tercera al momento de hacer la entrega de la segunda muestra en el laboratorio. Para cada una se debe de recolectar un volumen de expectoración de 5 ml o más. Para el diagnóstico de Tuberculosis por la técnica de PCR hay que enviar solo una muestra de expectoración con la menor cantidad de saliva, en un recipiente de plástico y con un volumen mínimo de 2 ml. Debe enviarse etiquetado con el tipo de muestras, nombre del paciente y/o clave de identificación. Para el diagnóstico de Micosis, es indispensable realizar un aseo previo de la cavidad oral y que la muestra proceda de la vía aérea inferior, evitando que contenga saliva, y que el volumen enviado sea de 5 ml o más. Enviar la muestra lo más pronto posible. Si el tiempo de envío es menor de una hora se puede conservar a temperatura ambiente, protegida de la luz solar directa. En el caso de que se exceda este lapso de tiempo, se debe mantener la muestra a temperatura entre 4 a 8 C, hasta que sea entregada al laboratorio. En caso de no enviar al laboratorio dentro de las dos primeras horas, almacenar y/o transportar a temperatura de refrigeración. Si no es posible el envío de la muestra en las primeras 24 horas, y tampoco es posible la obtención de otra muestra, se debe de almacenar a temperatura de congelación a -20 C y transportar a esa temperatura. Enviar en frasco de plástico con tapón de rosca en condiciones de refrigeración. Para el diagnóstico de Ántrax se debe de obtener una cantidad mayor a 1 ml de muestra de la vía aérea inferior y que la expectoración se coloque en un recipiente estéril. Transpórtese en un contenedor estéril con tapa de rosca, a temperatura ambiente para tiempos menores de una hora y de 2 a 8 C para tiempos de transporte mayores de transporte.

9 EXUDADO DE LESIÓN CUTANEA ENDOSCOPIA Para los diagnósticos de difteria cutánea y lesiones causadas por estreptococos beta hemolítico, limpiar cuidadosamente el área alrededor de la lesión con solución salina estéril. Eliminar el exceso de exudado en la periferia de la lesión, y con un hisopo de algodón estéril tomar un raspado del borde interno de la lesión y depositarlo en el medio de transporte de Stuart o de Amies semisólido con carbón activado. Para el diagnóstico de ántrax cutáneo: a. Etapa vesicular: Utilizando un hisopo estéril; obtenga asépticamente fluido vesicular proveniente de vesículas que no hayan sido abiertas con anterioridad. Nota: Los bacilos del ántrax tienen una mayor probabilidad de ser observados mediante la tinción de Gram durante la etapa vesicular. b. Etapa de escaras o costras: Hay que levantar con cuidado el borde externo de una costra para obtener un poco de material; insertar un hisopo estéril por debajo del borde de la costra sin removerla y rotar lentamente por 2 o 3 segundos. Para el diagnóstico de Micosis: Recolectar la muestra con un asa bacteriológica o pipeta Pasteur. Colocar la muestra en tubo de plástico con tapón de rosca conteniendo solución salina fisiológica estéril. Para el diagnóstico de Micosis colocar la muestra en un tubo de plástico con tapón de rosca estériles, conteniendo solución salina fisiológica estéril. Enviar las muestras lo más pronto posible. Si el tiempo de envío es menor de una hora, conservar a temperatura ambiente. En el caso de exceder este lapso, hay que mantener la muestra entre 4 a 8 C hasta su entrega en el laboratorio. Enviar la muestra en condiciones de refrigeración. Enviar la muestra en condiciones de refrigeración

10 EXUDADO FARÍNGEO Sentar al paciente y colocar su cabeza hacia atrás e iluminar la cavidad oral y con un abatelenguas abatir la lengua lo que facilitara el acceso a la parte posterior de la orofaringe. Utilizando un hisopo de dacrón o de rayón con mango de plástico, realizar un raspado firme, haciendo girar el hisopo en las áreas lesionadas que se observan hiperémicas, purulentas o necróticas y también en las membranas formadas sobre las lesiones o de las manchas de Koplic. Hay que evitar tocar la lengua, la úvula o los carrillos. Introducir el hisopo con la muestra en un tubo con tapón de rosca que contenga el medio de transporte adecuado al microorganismo que se sospeche. Enviar las muestras lo más pronto posible. En caso de sospecha de etiología viral, mantener las muestras a temperatura de 4 a 8 C hasta su entrega en el laboratorio. En caso de sospecha de etiología bacteriana, mantener las muestras a temperatura ambiente y tomar las mismas por la mañana antes del aseo bucal y antes de ingerir alimentos. Para el diagnóstico de Enfermedad Febril Exantemática (EFE), tomar la muestra durante los primeros cinco días inmediatos a la aparición del exantema. Enviar la muestra en tubos de plástico con medio de transporte para agentes virales. El formato único de envío de muestras biológicas debe ser llenado con todos los datos del paciente, fecha de inicio de exantema, fecha de toma, sintomatología de acuerdo a la definición operacional de caso probable de EFE y fecha de vacunación. El tubo debe de enviarse rotulado con el nombre del paciente y el tipo de muestra. Las muestras que no cumplan con las especificaciones serán rechazadas. Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el gráfico correspondiente incluyendo controles y el formato único de envío de muestras biológicas. Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia. Enviar la muestra a temperatura de 4 a 8 C en un lapso no mayor a 48 horas. Medio de transporte para agentes virales: que contiene 2.5 ml de medio de transporte viral estéril o de solución salina isotónica estéril. Medio de transporte para agentes bacterianos: medio de Amies semisólido con carbón activado o de Stuart. Las muestras que se han recolectado en solución salina isotónica estéril se deben de entregar al laboratorio en un lapso no mayor de 24 horas. Enviar la muestra a temperatura ambiente lo más pronto posible. Para el diagnóstico de influenza y otros virus respiratorios tomar la muestra durante los primeros 5 días en pacientes ambulatorios y hasta 7 días en pacientes graves a partir del inicio de los síntomas. Se debe de sujetar la lengua del paciente con un abatelenguas y se frota con firmeza la pared posterior de la orofaringe con un hisopo de mango de plástico estéril con punta de rayón o dacrón. Al frotar la orofaringe se obtendrán las células infectadas por el virus, se debe tener cuidado de no tocar la úvula con la finalidad de no provocar el vómito. El hisopo se introduce en el tubo de ensayo que contiene el medio de transporte viral estéril, el tubo se debe de cerrar perfectamente y debe de mantenerse a temperatura entre 4 a 8 C hasta su procesamiento en el laboratorio. Se debe de entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas.

11 EXUDADO CONJUNTIVAL Para el diagnóstico de Adenovirus tomar la muestra durante las primeras 96 horas de haberse iniciado los síntomas. Hay que elevar un poco la cabeza del paciente y pedirle que fije la mirada hacia arriba, exponer la conjuntiva inferior aplicando una ligera presión del parpado inferior con el dedo índice para exponer la conjuntiva, posterior a ello introducir un hisopo de rayón o dacrón raspando con cuidado en ambas superficies conjuntivales y rotarlo para asegurar que toda la superficie de la conjuntiva se está muestreando, y con ello poder obtener células infectadas por el virus. Tomar muestra en ambos ojos si se presenta infección bilateral. El hisopo se introduce en el tubo de ensayo que contiene 2.5 ml de medio de transporte viral estéril, el tubo se cierra perfectamente y se mantiene a 4 C hasta su procesamiento en el laboratorio. Se deberán entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas Para el diagnóstico de Enterovirus utilizar medio de transporte para agentes virales o solución salina estéril al 0.85%. El médico debe de tomar la muestra de ambos ojos, utilizando un hisopo estéril para cada uno de los ojos e introducir cada hisopo en su tubo de medio de transporte correspondiente. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Las muestras que se han recolectado en solución salina estéril e isotónica se deben de entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas o mantenerse a temperatura de 4 a 8 C y enviar lo más pronto posible. Para el diagnóstico de Micobacterias por métodos moleculares, se puede enviar también exudado palpebral y/u ótico. Para la toma de exudado se debe de emplear un hisopo de dacrón o rayón que se introduce en un tubo de plástico, así como utilizar solución salina fisiológica al 0.85% como medio de transporte. Hay que etiquetar con el tipo de muestra, el nombre del paciente y/o clave de identificación. Para el diagnóstico de infección por Chlamydia trachomatis se debe de realizar un frotis de ambos ojos y fijar con metanol de calidad analítica. Si la muestra está en medio de transporte enviar de inmediato y mantener a temperatura entre 4 a 8 C. En caso de no enviar la muestra al laboratorio dentro de las dos primeras horas, almacenarla y transportarla a una temperatura entre 4 a 8 C. Rotular y envolver individualmente las laminillas con varias capas de papel absorbente. Enviar las muestras a temperatura ambiente, de modo que lleguen al laboratorio antes de las 24 horas. De no ser así, conservar en refrigeración hasta por 5 días.

12 EXUDADO NASOFARINGEO Sentar al paciente y colocar su cabeza hacia atrás. Introducir las tres cuartas partes de un hisopo de dacrón o rayón (nunca de algodón) por las fosas nasales hasta alcanzar la nasofaringe, sin tocar los cornetes, tratando de provocar un acceso de tos al rotar suavemente y mantener entre 10 a 15 segundos y retirarlo rápidamente e introducirlo en un tubo con tapón de rosca que contenga el medio de transporte adecuado de acuerdo a la etiología que se sospeche. Enviar las muestras lo más pronto posible al laboratorio. Medio de transporte para agentes virales debe de contener un volumen de 2.5 ml o puede contener solución salina isotónica estéril. Las muestras que se han recolectado en solución salina isotónica estéril se deberán entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas Para el caso de Enfermedad Febril Exantemática se debe de sentar al paciente y colocar su cabeza hacia atrás. Introducir las tres cuartas partes de un hisopo de dacrón o rayón con mango flexible de aluminio por las fosas nasales hasta alcanzar la región de la nasofaringe, sin tocar los cornetes, rotar suavemente el hisopo, retirarlo e introducir el hisopo en un tubo con tapón de rosca que contenga el medio de transporte viral. Tomar la muestra durante los primeros 5 días posteriores a la aparición del exantema e introducir el hisopo en un tubo de plástico con tapón de rosca. Acompañar la muestra con el formato único de envío de muestras biológicas perfectamente llenado donde se incluirá el nombre del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de la toma, sintomatología de acuerdo a definición operacional de caso probable de EFE y la fecha de vacunación. La muestra debe rotularse con el nombre del paciente y tipo de muestra. Las muestras que no cumplan con las especificaciones antes señaladas se rechazarán. Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el gráfico correspondiente, incluyendo controles y el formato único de envío de muestras biológicas. Enviar la muestra a temperatura entre 4 a 8 C en un lapso no mayor a 48 horas.

13 EXUDADO NASOFARINGEO Continuación Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia. Medio de transporte para Bordetella pertussis: un mililitro de solución salina estéril con cefalexina a una concentración de 40 µg/ml, el medio de transporte debe mantenerse en congelación hasta su utilización. Éste debe de almacenarse por no más de 2 meses. Este medio puede ser utilizado tanto para la técnica de PCR como para el cultivo, sin embargo el medio de transporte para cultivo es el Reagan Lowe (medio semisólido con sangre de caballo del 7 al 10 % o con sangre de carnero al 15% y cefalexina a una concentración final de 40 µg/ml. Para el diagnóstico de tos ferina, debe de conservarse la muestra entre 4 a 8 C hasta su entrega al laboratorio. Medio de transporte para otros agentes bacterianos: Medio de Amies o de Stuart Para el diagnóstico de influenza y otros virus respiratorios tomar la muestra durante los primeros 5 días en pacientes ambulatorios y hasta 7 días en pacientes graves a partir del inicio de los síntomas. Recostar al paciente y elevar un poco su cabeza, introducir suavemente el hisopo con mango de alambre flexible estériles (con punta de rayón o dacrón), paralelo al paladar casi en su totalidad hasta llegar a la nasofaringe (aproximadamente 2.5 cm en adulto y un poco menos en niños); una vez ahí, rotar suavemente el hisopo para frotar la pared de la nasofaringe (al frotar obtenemos células infectadas por el virus) y retirarlo cuidadosamente sin dejar de rotar. Esto se hace para ambas narinas con diferente hisopo. Entregar las muestras lo más pronto posible a temperatura ambiente. El hisopo se debe de introducir en el tubo de ensayo que contiene 2.5 ml del medio de transporte viral estéril, este tubo debe de cerrarse perfectamente y mantenerse entre 4 a 8 C hasta su procesamiento en el laboratorio. Se debe de entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas. Para el diagnóstico de infección por Chlamydia trachomatis se deben realizar dos frotis y fijarlos con metanol de calidad analítica. Cada laminilla se rotula correctamente, se envuelve con papel absorbente y se envía a temperatura ambiente siempre cuando lleguen al laboratorio antes de 24 horas. De no ser posible conservar en refrigeración hasta por 5 días.

14 EXUDADO NASAL EXUDADO URETRAL Muestras nasales (cultivo de fosas nasales) sólo se deben usar para apoyar una exposición confirmada de B. anthracis o durante una investigación epidemiológica activa. La tinción de esporas de B. anthracis provenientes de muestras nasales no se recomienda. 1. Selección a. La muestra a elección; es la tomada con un hisopo al menos a un centímetro dentro de la fosa nasal. b. Las muestras de lesiones nasales deben tomarse del borde creciente de las lesiones 2. Método a. Inserte cuidadosamente el hisopo humedecido con solución salina o agua estéril, al menos un centímetro dentro de la fosa nasal. b. Tome la muestra firmemente dentro de la fosa nasal, rotando el hisopo y dejándolo en un mismo lugar por 10 a 15 segundos. c. Retire el hisopo e insértelo en su contenedor de transporte y lleve la unidad de muestreo al laboratorio para su cultivo. 3. Etiquetado a. Etiquete el contenedor con el hisopo con la información del paciente. b. Indique si es posible, el grado o probabilidad de exposición. Recomendar al paciente que no orine por lo menos una hora antes de tomar la muestra. La toma debe de realizarse con un hisopo de alginato de calcio estéril. En casos de que el exudado uretral sea mucopurulento y abundante (probable gonorrea) se debe de tomar este con un hisopo, sembrar de inmediato en una placa de agar de Thayer Martin, y de no ser posible depositarlo en el medio de transporte de Stuart. Ante la sospecha de infección por Chlamydia trachomatis, introducir el hisopo de 2 a 4 cm en la uretra, frotar las paredes y girarlo durante 5 a 10 segundos. Con esta muestra realizar de inmediato dos frotis en portaobjetos limpios y fijarlos con metanol de calidad analítica. a. Transporte la muestra al laboratorio tan pronto como sea posible b. No refrigere las muestras que se destinen para cultivo. Envolver las laminillas en forma individual con varias capas de papel absorbente. Enviar las muestras a temperatura ambiente, de modo que lleguen al laboratorio antes de 24 horas. De no ser posible se debe de conservar en refrigeración hasta por 5 días.

15 EXUDADO VAGINAL Y ENDOCERVICAL FROTIS EXO Y ENDOCERVICAL (RASPADO DE CÉLULAS) (PAP) Utilizar un espejo vaginal para fijar el cérvix. Tomar la muestra con un hisopo de alginato de calcio o de dacrón, nunca con uno de algodón. En el caso de presencia de exudado mucopurulento (probable gonorrea), evitar cualquier tipo de limpieza. El hisopo con la muestra de exudado debe de sembrarse de inmediato en una placa de agar de Thayer Martin, en el caso de no ser posible se debe de transportar en medio de Stuart. Cuando el exudado es escaso se debe de presionar ligeramente la uretra para expulsarlo. Ante la sospecha de infección por Chlamydia trachomatis, se debe de eliminar el moco y el exudado del exocérvix con un hisopo, el cual se desecha, e introducir un nuevo hisopo o un cepillo vaginal unos 2 a 4 cm dentro del canal endocervical y rotarlo cuidadosamente; hay que presionar contra la pared endocervical y evitar el contacto con la superficie vaginal rotarlo durante 5 a 10 segundos. Con esta muestra se debe de hacer de inmediato dos frotis en portaobjetos limpios y fijarlos de inmediato con metanol. Para el diagnóstico de cáncer cérvicouterino (Papanicolaou), se debe de colocar a la paciente sobre la mesa de exploración en posición ginecológica, e introducir un espejo vaginal para fijar el cuello uterino, introducir una espátula de Ayre modificada: La muestra de exocérvix debe tomarse con el extremo bifurcado de la espátula y la de endocérvix, con el extremo triangular de la misma realizando una rotación horaria completa en toda la circunferencia del orificio cervical. El extendido debe ser longitudinal, uniforme, delgado y en monocapa en 2/3 de la laminilla, para cada uno de los lados de la espátula. En la mitad superior de la laminilla se extiende la muestra del ectocérvix y en la inferior, la del endocérvix. La muestra se debe de fijar de inmediato en alcohol etílico de 96 grados durante un tiempo mínimo de 30 minutos. Para el diagnóstico molecular Micobacterium enviar en un recipiente de plástico. Tomar el exudado empleando un hisopo de dacrón o rayón. Emplear como medio de transporte solución salina fisiológica al 0.85% Se debe de etiquetar las muestras con el tipo, nombre del paciente y/o clave de identificación. Envolver individualmente las laminillas con las preparaciones en varias capas de papel absorbente. Enviar las muestras en un paquete a temperatura ambiente, de modo que lleguen al laboratorio antes de 24 horas de la toma de muestra. Se rotulan correctamente y se envuelven individualmente las laminillas con papel absorbente. Enviar a temperatura ambiente dentro de 24 horas. De no ser posible se deben de mantener en refrigeración hasta por 5 días. Se debe de aplicar una capa de citospray (base principal de alcohol isopropílico) a una distancia de cm en una sola dirección, o en su defecto, el portaobjetos se sumerge en un frasco con alcohol al 96 y se debe de fijar por lo menos durante 30 minutos. Se debe de enviar al laboratorio en cajas de plástico porta laminillas. La laminilla (portaobjetos) debe de etiquetarse, en el extremo libre de muestra, con el nombre de la paciente. En caso de no enviar al laboratorio dentro de las dos primeras horas, se debe de almacenar y transportar a una temperatura de refrigeración.

16 FROTIS SANGUÍNEO GOTA GRUESA La toma de la muestra sanguínea se debe de realizar por punción capilar. Limpiar la yema del dedo o el lóbulo de la oreja con una torunda ligeramente humedecida con alcohol o merthiolate al 70%, secar con un algodón o gasa limpia y estimular la circulación, con una lanceta estéril se debe de puncionar, posteriormente presionar suavemente y eliminar con un algodón seco la primera gota, dejar que se forme una nueva gota esférica y situar en el portaobjetos desengrasado aproximadamente 10 a 20 µl de sangre, con un segundo portaobjetos el cual se coloca en un ángulo de 45 grados con el extremo de la gota hasta que la sangre se extienda por capilaridad a todo lo largo, con movimiento suave hacia el lado opuesto se debe de empujar la laminilla extensora, tirando de la sangre que queda por detrás de ella. Dejar secar el frotis a temperatura ambiente y en posición horizontal. Toma de muestra sanguínea por punción capilar. Limpiar la yema del dedo o el lóbulo de la oreja con una torunda ligeramente humedecida con alcohol o merthiolate al 70% y secar con un algodón o gasa limpia, estimular la circulación sanguínea por medio de la aplicación de masaje. Con una lanceta estéril puncionar, presionar suavemente, y eliminar con un algodón seco la primera gota, dejar que se forme una gota esférica de aproximadamente 10 a 20 µl. de sangre, y colocar en un portaobjeto, con un ángulo, realizar un movimiento en Z para extender la gota en forma de un cuadrado de tamaño aproximado de 1 a 1.5 cm. Dejar secar (la gota gruesa tarda en secarse de 8 a 12 horas). Para realizar la lámina combinada utilizar la mitad de la lámina para el frotis y la otra mitad para la gota gruesa. Dejar que la lámina combinada se sequé Envolver cuidadosamente en forma individual las laminillas con varias capas de papel absorbente. Enviarlas durante las primeras 24 horas a temperatura ambiente y proteger el paquete de la humedad, la luz solar y del calor excesivo. Envolver cuidadosamente en forma individual las laminillas con varias capas de papel absorbente. Enviarlas durante las primeras 24 horas, a temperatura ambiente y proteger el paquete de la humedad, la luz solar y del calor excesivo.

17 HISOPO RECTAL Emplear este tipo de muestra solamente en casos sospechosos de etiología bacteriana. Tomar la muestra introduciendo la punta de un hisopo de algodón, previamente humedecido en solución salina estéril o medio de transporte, en el recto y rotarlo ligeramente. La presencia de un ligero color café en el hisopo indica que la muestra ha sido bien tomada. Introducir el hisopo con la muestra hasta el fondo de un tubo de tapón de rosca con medio de transporte de Cary-Blair. Para el diagnóstico de infecciones bacterianas, enviar las muestras lo más pronto posible en un paquete a temperatura ambiente. Para diagnóstico de Ántrax gastrointestinal en pacientes que no pueden defecar, obtenga una muestra introduciendo cuidadosamente un hisopo rectal; una pulgada (2.5 cm) más allá del esfínter anal. Para el diagnóstico de infecciones virales debe tomarse la muestra con la punta de un hisopo de algodón humedecido con solución salina el cual se introducirá en el recto y se rotará ligeramente. Depositar la muestra en un tubo con solución salina estéril. Esto se hace únicamente en los casos en que el paciente no puede evacuar. De otro modo, debe obtenerse una muestra de materia fecal. Identificación de Poliovirus para los casos de Parálisis Flácida Aguda (P.F.A.) sólo en casos excepcionales que el paciente no pueda evacuar se debe de tomar una muestra de hisopo rectal, con la punta del hisopo de algodón humedecido con solución salina estéril se introduce en el recto y se rota ligeramente. La muestra se coloca en un tubo de ensaye con solución salina en condiciones de esterilidad. En casos de PFA que hayan fallecido tomar muestras de heces de cinco contactos menores de 15 años. Colocar las muestras individualmente en envases de plástico de boca ancha con cierre hermético. Para el diagnóstico de Chlamydia trachomatis insertar un hisopo en el canal anal a unos 3 a 5 cm por encima del esfínter y girar suavemente para obtener las células de la pared rectal, retirarlo y con esta muestra realizar dos frotis los cuales se fijarán con metanol de calidad analítica. Identificación de Enterovirus No Polio para casos de encefalitis sólo cuando el paciente no pueda evacuar. Se toma una muestra, con la punta de un hisopo de algodón humedecido con solución salina estéril introduciéndolo en el recto y rotándolo ligeramente. La muestra debe colocarla en un tubo de ensaye en condiciones de esterilidad. Transpórtese directamente al laboratorio a temperatura ambiente. Para tiempo de transportación mayor a una hora; mantenga de 2-8 C. Tanto el medio Cary-Blair u otro medio de transporte equivalente es aceptable. Para el diagnóstico de infecciones virales, enviar a temperatura de 4 a 6 C con refrigerantes Para el diagnóstico de casos de PFA se debe de mantener la red fría del envío a una temperatura de 0 a 10 C desde el momento en que se colecta hasta que llega al laboratorio. No utilizar medio de transporte Cary-Blair u otro medio de transporte equivalente ya que inactiva el virus Rotular correctamente y envolver individualmente cada laminilla. Enviarlas a temperatura ambiente dentro de 24 horas. De no ser así mantenerlas en refrigeración hasta por cinco días. Para el diagnóstico de enterovirus se debe de mantener la red fría desde el momento que se colecta hasta que llega al laboratorio. No utilizar medio de transporte Cary-Blair u otro medio equivalente ya que inactiva el virus.

18 HISOPO SUBLINGUAL IMPRONTA DE CÓRNEA IMPRONTA DE LESIONES CUTÁNEAS Para el diagnóstico de virus de la rabia con hisopo de dacrón preferentemente o en su defecto de algodón tomar la muestra introduciendo la punta del hisopo debajo de la lengua, y realizar un raspado suave y suficiente en las glándulas salivales, extraer el hisopo y sumergirlo en 2 ml de solución salina o medio de transporte estéril. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Para el diagnóstico del virus de la rabia se deben de tomar dos impresiones de la córnea de cada ojo, con un portaobjeto previamente desengrasado con una mezcla de alcohol etílico y éter. El material debe ser suficiente para circunscribir dos campos con el lápiz graso. Los portaobjetos se secan al medio ambiente y se empacan en un portalaminilla, si es posible fijar las improntas con acetona fría (-20 C) por 30 minutos, secar al aire y empacar. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Lesión ulcerosa: Lavar la lesión con agua y jabón, desinfectar la lesión y la piel circundante con una torunda embebida en alcohol al 70%. Raspar cuidadosamente el borde indurado de la lesión o la piel que cubre la lesión con uno de los lados de un portaobjetos, si se produce sangrado limpiar la lesión con una gasa estéril, esperar a que se produzca un exudado seroso. Aplicar la superficie de un portaobjeto desengrasado sobre el exudado. Tomar de 3 a 4 impresiones en cada portaobjeto. Repetir la operación con 5 portaobjetos, secar a temperatura ambiente, e identificar la lámina (con lápiz un diamante u otro medio) con los datos correspondientes. Fijar con metanol absoluto. Para el diagnóstico de virus de la rabia se envía la muestra en un tubo con tapón de rosca de 4 a 8 C Para el diagnóstico del virus de la rabia, colocar las laminillas cuidadosamente en un portalaminillas, evitando que se peguen una con otra. No hay que refrigerar el paquete, pero sí protegerlo de la humedad, la luz solar o del calor excesivo. Envolver las laminillas en forma individual con varias capas de papel absorbente. No hay que refrigerar el paquete, pero sí protegerlo de la humedad, la luz solar o del calor excesivo. Para el diagnóstico del Virus del Herpes Simple (VHS), raspar la úlcera con un hisopo para desprender la costra, y hacer de inmediato dos frotes sobre portaobjetos, limpios y desengrasados, en los círculos previamente dibujados con lápiz de cera o sobre los pozos de portaobjetos para inmunofluorescencia cubiertos con teflón. Fijar las laminillas con acetona y transportar. Lesión nodular: Pinchar la lesión con una lanceta y con ayuda de un portaobjetos nuevo y perfectamente desengrasado, presionar hasta obtener líquido tisular; hay que evitar en lo posible el sangrado durante la toma de la muestra. Una vez seca, fijar de inmediato con alcohol etílico absoluto. Costra: Levantarla cuidadosamente con el extremo de un portaobjetos nuevo y desengrasado, y tomar la muestra cómo se mencionó arriba.

19 LAMINILLA PARA CONTROL DE CALIDAD DE BACILOSCOPIA LAVADO BRONQUIAL Las laminillas (baciloscopías) enviadas por los estados deben cumplir las siguientes características: Cada laminilla debe estar identificada en uno de los extremos con las iniciales del paciente y el número que se le asignó a la muestra, así como la fecha. Las laminillas deben estar limpias, sin aceite de inmersión. Envueltas en un papel plegado que las separen entre sí (para que no se rocen). También siguiendo el mismo orden en el paquete que en la lista que las acompaña en el formato relación de re-lectura de frotis Hacer un paquete e introducirlo en una caja que proteja las láminas para evitar que se rompan. Se le debe adjuntar un oficio que refiera que son para control de calidad externo y una lista nominal de las laminillas y resultados, el periodo de tiempo al que corresponden, el laboratorio que hace el envío y la fecha. En el formato de relación de re-lectura de frotis, no se autocalifique en el extendido ni en la tinción, envíelo sin completar. Es conveniente que el laboratorio que hace el envío confirme la recepción del paquete. Se debe realizar por personal médico especializado Enviar las laminillas los primeros 15 días posteriores al mes siguiente del que se realizó la re-lectura, ej., laminillas leídas en los laboratorios locales en el mes de enero y releídas en febrero, deben enviarse al InDRE los primeros 15 días del mes de marzo. No se recibirán después de la fecha indicada. Para el diagnóstico de tuberculosis por cultivo, se debe de enviar el mayor volumen posible, y en refrigeración, sin conservadores ni heparina, el envió debe de ser de inmediato.

20 LAVADO FARÍNGEO Utilizar el dispositivo especial que incluye una sonda de teflón de 3 mm de diámetro exterior conectada a un recipiente adecuado por lo general un tubo de ensaye, donde se recoge el material. Solicitar al paciente que se siente cómodamente e incline la cabeza hacia atrás. Medir la distancia media entre la fosa nasal y la base del pabellón auricular, para calcular la profundidad a la que se debe introducir la sonda. A través de la sonda verter un mililitro de solución salina o PBS estéril y de inmediato recuperar el líquido de lavado, retirar la sonda y tapar el recipiente herméticamente. Enviar las muestras a temperatura ambiente. Debe arribar al laboratorio en un plazo no mayor a 6 horas después de haberse obtenido. En caso de sospecha de etiología viral, recibir el contenido de la sonda en 2 ml de medio de transporte viral Para el diagnóstico de Chlamydia trachomatis con el lavado se realizarán dos frotis y se fijarán con metanol. La toma de muestra debe efectuarse por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Depositar la muestra en un frasco estéril de boca ancha y tapar herméticamente. Enviar las muestras lo más pronto posible, mantenerlas en refrigeración hasta su entrega al laboratorio. Las muestras en solución salina isotónica estéril se deberán entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas. Las laminillas se rotulan y se envuelven individualmente con papel absorbente. Enviarlas a temperatura ambiente antes de 24 horas. De no ser así conservar en refrigeración hasta por 5 días Enviar las muestras a temperatura ambiente. Estas deben de arribar al laboratorio en un plazo no mayor a seis horas después de haberse obtenido, mantener en refrigeración LAVADO GÁSTRICO Para diagnóstico de tuberculosis por cultivo. Neutralizar la muestra con bicarbonato de sodio 0.1 g por ml de muestra Para el diagnóstico por PCR de Micobacterium sp se debe de inactivar la muestra de inmediato con 1 mg de carbonato de sodio por cada mililitro de muestra, en caso de no ser posible la neutralización se tienen 4 horas para poder procesarla sin que esta sufra alguna alteración. Etiquetar el tipo de muestra, nombre del paciente y/o clave de identificación. Indicar: si la muestra ha sido neutralizada (Neutralizada) o no (Sin neutralizar). Para la PCR de tuberculosis; en el envío del jugo gástrico se debe de mantenerse la cadena fría.

21 LÍQUIDO CEFALORRA- QUÍDEO (LCR) La toma de muestra debe efectuarse en un hospital por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Recuperar aproximadamente de 2 a 5 ml de LCR y verterlos en un tubo estéril con tapón de rosca. Para el diagnóstico de meningitis bacteriana (Haemphillus, Neumococo, Meningococo). Nunca refrigerar la muestra de LCR. Si este no se procesará durante las primeras tres horas de tomada la muestra, se debe de dividir el volumen del líquido en un mililitro, en tubo estéril de plástico, y refrigerar para la determinación de antígenos. El volumen restante (1 a 2 ml) depositarlo en un tubo con 2 ml de caldo con poli enriquecimiento al 1%, o bien en un frasco de hemocultivo pediátrico. Para la búsqueda de agentes bacterianos enviar las muestras rápidamente, al laboratorio (en las primeras 3 horas) a temperatura ambiente y procesarlo de inmediato para evitar pérdida de viabilidad de los microorganismos sensibles a los cambios bruscos de temperatura. Transportar la muestra en refrigeración. Para el diagnóstico de Cisticercosis. Para el diagnóstico de tuberculosis por PCR y cultivo recolectar la muestra en un tubo estéril de plástico o de policarbonato con un volumen mayor a un mililitro, etiquetado con el tipo de muestra, nombre del paciente y/o clave de identificación. En caso de no poderse enviar al laboratorio dentro de las primeras dos horas, almacenar y/o transportar en refrigeración Para el diagnóstico de Meningitis por Enterovirus a partir de LCR por la técnica de RT-PCR se requieren 0.5 ml, la muestra debe de ser tomada durante los primeros 5 días de haberse inicio los síntomas. En caso de no enviar al laboratorio dentro de las primeras dos horas, almacenar y/o transportar en refrigeración. Posterior a las 24 horas en caso de no enviar la muestra y de no poder obtener una nueva muestra, se recomienda continuar con el almacenamiento en refrigeración y transportar entre 4 a 8 C. Mantener en refrigeración, y llegar al laboratorio en un plazo no mayor a dos días posterior a su toma.

22 LÍQUIDO CEFALORRA- QUÍDEO (LCR) Para el diagnóstico de Leptospirosis la muestra debe de ser tomada entre los 4 a 7 días de haberse iniciado los síntomas, se requiere de un volumen de 3 ml de LCR en tubos de plástico de 13 x 100 mm con tapón de rosca estériles. Para diagnóstico de Encefalitis por Arbovirosis (VON, EEE, EEO, etc.) se requiere de 0.5 ml sin contaminación y conservar en viales de polipropileno tipo eppendorf o en crioviales debidamente etiquetados (nombre y/o folio) y mantener en estricta refrigeración. Se envía inmediatamente al laboratorio a temperatura ambiente y protegida de la luz, se debe procesar en un período máximo de 4 días a partir de su colección y envió. Mantener en refrigeración en refrigeración. Para diagnóstico de rabia la toma de muestra debe efectuarse en un hospital por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Recuperar aproximadamente de 3 a 5 ml y verterlos en un tubo estéril con tapón de rosca. Transportar la muestra en refrigeración y enviar de inmediato al laboratorio. Para el diagnóstico de Micosis utilizar el tubo de plástico estéril con tapón de rosca. LIQUIDO PLEURAL La toma de muestra debe efectuarse por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Recuperar aproximadamente de 3 a 5 ml de líquido pleural y verterlos en un tubo de vidrio estéril con tapón de rosca. Enviar las muestra en condiciones de refrigeración. Enviar las muestras a temperatura ambiente. Deben llegar al laboratorio en un plazo no mayor a 6 horas después de haberse obtenido. Para el diagnóstico de neumonía bacteriana nunca refrigerar la muestra que será destinada para el cultivo de microorganismos exigentes como Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae o Neisseria meningitidis En caso de no enviar al laboratorio dentro de las primeras dos horas, almacenar y/o transportar a 4 C. LÍQUIDO PERICARDICO Para la determinación de anticuerpos contra M. tuberculosis; diagnóstico de tuberculosis por PCR y bacteriológico; diagnóstico de micosis pulmonar debe de utilizarse un recipiente estéril de plástico y colocar un volumen mínimo de 2 ml. Etiquetarlo con el tipo de muestra, nombre del paciente y/o clave de identificación Para el diagnóstico de Micosis pulmonar utilizar tubo de plástico estéril con tapón de rosca. El médico deberá tomar la muestra y enviar 0.5 ml. Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa. Posterior a las 24 horas, en caso de no enviar la muestra y de no poder obtener una nueva muestra, se recomienda almacenar a temperatura de refrigeración y transportarla a temperatura de 4 a 8 C Enviar las muestras en condiciones de refrigeración. Enviar inmediatamente y mantener a 4 C.

23 MATERIA FECAL La muestra de materia fecal (diarreica, pastosa o formada) debe ser reciente (<48 h). Las heces obtenidas del suelo, excusado o pañal no son aceptadas por la contaminación ambiental a que fueron expuestas. Las muestras enviadas en frascos de vidrio, formato inadecuado y en general que no cumplan con los lineamientos del manual para la toma, envío y recepción de muestras para diagnóstico serán rechazadas. La muestra debe tomarse cuando el paciente esté en la etapa aguda de la enfermedad antes de iniciar el tratamiento con antibióticos y de acuerdo con el estudio que vaya a efectuarse: Para el diagnóstico de ántrax gastrointestinal transferir una cantidad mayor o igual a 5 g de heces, directamente a un recipiente de boca ancha, limpio, estéril, seco y a prueba de fugas. Estudios para agentes virales asociados con Enfermedad Diarreica Aguda (EDA), Diagnóstico, Control de Calidad, Referencia para Rotavirus y c (Norovirus, Astrovirus y Adenovirus entéricos): Si la materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no exceda el tamaño equivalente al de una nuez o de 5 a 10 g; si es líquida bastan de 5 a 15 ml para cualquiera de los diagnósticos previamente descritos. Además de los formatos debidamente requisitados Formato REMU-F-12 y Formato impreso de Plataforma NuTraVE- EDA respectivamente. Las muestras deberán depositarse en un frasco de plástico no estéril, de boca ancha y tapa de rosca con sello de seguridad para evitar su derrame. Agentes bacterianos: enviar las muestras a temperatura ambiente o en refrigeración en hisopo de Cary Blair. Transporte al laboratorio las heces dentro de un lapso de una hora. Para tiempos de transportación mayores de una hora, consérvese de 2 a 8 C. Tanto el medio Cary-Blair u otro medio de trasporte equivalente es aceptable. Agentes virales: Transportar la muestra en refrigeración. No enviar hisopo rectal Mantener la red fría del envío a una temperatura entre 0 a 10 C desde el momento que se colecta hasta que llegue al laboratorio. Mantener la red fría del envío a una temperatura entre 0 a 10 C desde el momento que se colecta hasta que llega al laboratorio. Para la Identificación de Poliovirus para casos de Parálisis Flácida Aguda (PFA) se debe tomar una muestra de 1 a 10 g. (como el tamaño de una nuez). Colocar una muestra en envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. En casos de PFA que hayan fallecido tomar muestras de heces de 5 contactos menores de 15 años. Colocar las muestras individualmente en envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. Para la identificación de enterovirus tomar una muestra de 1 a 10 g (como el tamaño de una nuez) y colocarla en un envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. Estudios parasitoscópicos: Colectar tres muestras durante tres días consecutivos. Si la materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no debe de exceder el tamaño equivalente al de una nuez, si es líquida bastan con 1 a 2 ml. Depositarla en un recipiente de plástico estéril de boca ancha con tapa hermética. Estudios parasitoscópicos: Las muestras diarreicas se envían de inmediato a temperatura ambiente. Si tarda más de una hora de traslado, mantener en refrigeración. Si va a demorar más de 24 horas, adicionar algún conservador. Las muestras diarreicas se deben observar de inmediato (30 minutos como máximo después de la deposición) en caso contrario se debe adicionar como preservador merthiolate yodo-formaldehido (MIF) e indicarlo en la etiqueta de identificación. Las muestras enviadas para diagnóstico de teniasis mantenerlas en refrigeración hasta su llegada al laboratorio y no adicionar conservadores.

24 MEDULA ÓSEA La toma de muestra debe efectuarse por personal médico entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia y antisepsia. Recuperar aproximadamente de 0.25 a 0.3 ml, girar la jeringa cuidadosamente para mezclar el material aspirado, cambiar de inmediato la aguja y substituirla con otra nueva. Inocular el aspirado a través del tapón de un frasco con medio bifásico para hemocultivo, que previamente se desinfectó con alcohol o solución concentrada de yodo, o depositar el aspirado en un tubo estéril con 0.5 ml de solución salina fisiológica. Enviar las muestras lo más pronto posible. En el caso de sospecha de etiología viral, mantener las muestras en refrigeración hasta su entrega en el laboratorio. En caso de sospecha de etiología bacteriana, mantener las muestras a temperatura ambiente. Si se va a realizar PCR depositar la muestra en un tubo estéril con tapón de rosca Si se van a buscar hongos depositar la muestra en tubo estéril con tapón de rosca Para la PCR mantener las muestras en congelación Transportar la muestra en refrigeración durante las primeras 12 horas Si la muestra es para seguimiento del trasplante de médula ósea, depositar 5 ml del aspirado medular en un tubo con EDTA o ACD como anticoagulantes. Nunca enviar en tubos con heparina. La recolección de sangre de médula ósea la deberá hacer el hematólogo tratante en quirófano y bajo los estándares indicados por el especialista. Para la criopreservación de médula ósea se debe mantener la unidad en la bolsa de cosecha del hospital con ACD-A como anticoagulante., La unidad debe llegar al Laboratorio en no más de 24 h después de haberse tomado Para el diagnóstico de micosis depositar en tubo de plástico estéril con tapón de rosca, que contiene solución salina fisiológica estéril. Para diagnóstico de Leishmania, se deberá hacer un frotis y fijar con metanol. Para el aislamiento e identificación del parásito, se transferirá el aspirado de médula ósea a un frasco con medio axénico bifásico para hemocultivo agar-sangre de conejo al 15%, conocido como N N N (Novy-Nicolle-McNeal). Desinfectar previamente el tapón del frasco con alcohol o solución concentrada de yodo. Para seguimiento del trasplante de médula ósea: Enviar la muestra el mismo día de la toma, en posición horizontal a temperatura ambiente. Nunca en refrigeración. La unidad debe recibirse a temperatura ambiente en posición horizontal, y en contenedor con refrigerantes aislados con gasas, para no estar en contacto directo con la bolsa de la unidad, que a su vez deberá colocarse en una bolsa zip-plock estéril. Mantener a 4 C en posición horizontal y enviar con todos los formatos solicitados por el programa de criopreservación del departamento de inmunología. Deberá enviarse dentro de las primeras 24 h. Enviar la muestra en condiciones de refrigeración

25 MUESTRAS PARA BROTES O EMERGENCIAS EPIDEMIOLÓGICAS Para diagnósticos especiales, las investigaciones de brotes y emergencias epidemiológicas, el manejo de muestras puede requerir otros lineamientos. En estos casos el solicitante debe comunicarse directamente con el (los) responsable(s) del (de los) laboratorio(s) involucrado(s) quien(es) deberá(n) proporcionar la información respectiva. Las condiciones para envío y el tipo de muestras varían dependiendo del diagnóstico que se trate.

26 ORINA Tomar una muestra de la micción espontánea después de una cuidadosa limpieza de la región urogenital con agua y jabón y luego con benzal al 1%. Instruir al paciente para que deseche la primera parte de la micción y se colecta el chorro medio en un recipiente estéril, de boca ancha con tapa de rosca. Sólo en caso de sospechar parásitos, se usa la primera parte de la micción. Para diagnóstico de infección por agentes bacterianos. Tomar una muestra de la micción espontánea con los requisitos de higiene ya referidos. Para el diagnóstico de Enfermedades Febriles Exantemáticas tomar la primera muestra de la mañana entre el día 0 a 5 después de la aparición del exantema, se recomienda recoger de 10 a 50 ml en un frasco estéril. Para tratar la orina, centrifugar a 1500 rpm durante 10minutos, decantar y al sedimento adicionar 2 ml de medio de transporte viral. Enviar en un tubo de plástico con tapón de rosca, acompañado del formato único de envío de muestras biológicas llenado con los datos personales del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de la toma, sintomatología de acuerdo a la definición operacional de caso probable de EFE y fecha de vacunación. El tubo debe venir rotulado con el nombre del paciente y el tipo de muestra. Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el gráfico correspondiente incluyendo controles y el formato único de envío de muestras biológicas. Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia. Las muestras que no cumplan con las especificaciones serán rechazadas. Los frascos con las muestras se empaquetan en una caja de poliestireno esponjoso con refrigerante congelado para protegerlos del calor excesivo. El tiempo entre la toma de muestra y su llegada al laboratorio nunca debe exceder las 24 horas. Se envían las muestras a temperatura ambiente durante las dos primeras horas. Se envía en refrigeración, y el tiempo de llegada al laboratorio no debe de exceder de 48 horas. Para el diagnóstico de tuberculosis por PCR se requiere un volumen mínimo de 2 mililitros de la primera micción de la mañana en recipientes de plástico estéril. Se recomienda el chorro medio siguiendo los requisitos de higiene ya referidos. Para el diagnóstico bacteriológico de tuberculosis se deben tomar de 4 a 6 muestras matinales de orina de días consecutivos con los requisitos de higiene ya referidos. La muestra debe ser enviada al laboratorio en el menor tiempo posible. Para el diagnóstico de Leptospirosis se requieren de 50 a 100 ml, se recomienda el chorro medio de la primera micción de la mañana y colectarla en un frasco estéril, de boca ancha, de plástico, bien sellado y rotulado, especificar el tipo de muestra, fecha y hora de la toma. La orina debe ser tomada entre los 7 a 28 días después del inicio de los síntomas. Cada muestra debe ser enviada al laboratorio dentro de las primeras 2 horas, posterior a este tiempo almacenar y transportar a 4 0 C. De no enviar la muestra y de no poder obtener una nueva, posterior a las 24 horas almacenar a C.Se envía a temperatura ambiente y tiempo de llegada al laboratorio debe de ser no mayor a 8 horas. Se envía de inmediato a temperatura ambiente y protegido de la luz, con un tiempo estipulado de no más de 2 horas.

27 PIEL, PELO, UÑAS Para el diagnóstico de micosis superficiales, los pacientes no deben haberse aplicado ningún medicamento tópico por lo menos cinco días antes de la toma de la muestra. Limpiar la zona afectada con una gasa humedecida con solución salina estéril, y con un portaobjeto estéril en posición vertical realizar un raspado franco de los bordes de las lesiones. Las escamas obtenidas se depositan en la parte central de otro portaobjeto. Si las lesiones están en piel cabelluda se deberá retirar con pinzas los cabellos cortos y las costras. Envolver los portaobjetos de manera individual cuidadosamente con varias capas de papel absorbente. No hay que refrigerar el paquete, pero si protegerlo de la humedad, la luz solar o del calor excesivo. De las uñas, no recolectar detritus celulares externos. Se pueden emplear agujas de disección Enviar lo más pronto posible al laboratorio. o bisturí para tomar la muestra. RASPADO DE Lavar bien el sitio de la lesión, primero con agua y jabón y luego con alcohol al 70%, Agentes virales: El material debe congelarse. LESIONES Y/O utilizando gasa (no debe utilizarse algodón) y se deja secar. Con un bisturí estéril, raspar el COSTRAS borde de la lesión y recoger el material que se desprenda. Si la epidermis está desprendida tomar porciones de ésta. Para la búsqueda morfológica del agente, colocar las costras o escamas en una caja de Petri Agentes bacterianos: la muestra se envía a estéril y asegurar la tapa con cinta adhesiva para que no se abra, o colocar en sobres de papel temperatura ambiente en las primeras 12 horas. sellados. SALIVA Para el diagnóstico de rabia extraer con una jeringa sin aguja en la región sublingual de 1 a 3 Transportar la muestra en refrigeración y enviarla ml de saliva y recolectarla en un tubo estéril con tapón de rosca. de inmediato al laboratorio.

28 SAGRE La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente sentado. Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en la parte media del brazo. Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70% e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontáneamente y se está utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. Al empezar a fluir la sangre retirar el torniquete y una vez que se haya obtenido la cantidad de sangre requerida por lo general de 6 a 10 ml, retirar la aguja y colocar una torunda con alcohol sobre el sitio de punción ejerciendo presión para detener la hemorragia. Si la toma se efectuó con jeringa, retirar la aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para evitar hemólisis. Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total utilizar el anticoagulante adecuado según el proceso que vaya a seguirse, consultar con el laboratorio correspondiente, ya que algunos anticoagulantes pueden interferir con algunas pruebas. Si la toma de sangre es para la obtención de suero, no utilizar anticoagulante. Si la toma de sangre es para métodos moleculares, utilizar EDTA como anticoagulante, y si el tubo tiene gel, centrifugar lo más pronto posible. La muestra debe llegar al laboratorio para su procesamiento en un máximo de 20 horas después de la toma. Para estudios de inmunología enviar el mismo día de la toma de. Enviar los tubos en posición horizontal a temperatura ambiente. Si la temperatura es mayor colocar una capa gruesa de gasa o apósito sobre los tubos y encima un gel refrigerante frío. Nunca en refrigeración. Cuando se va a enviar el tubo con la sangre total, con o sin anticoagulante para evitar la hemólisis se debe de utilizar una aguja adecuada, evitar la agitación el calentamiento o el enfriamiento excesivos ya que deja de ser útil y habría que tomar y enviar una nueva muestra. Muestras para el departamento de inmunología: Tomar las muestras en ayunas, excepto para la donación altruista que puede tomarse en cualquier momento.

29 SANGRE Continuación La tipificación de genes HLA clase I y II para selección de donador para trasplante de médula ósea (TMO), paternidades o donadores altruistas: Enviar dos tubos con anticoagulante EDTA por persona. Para niños menores de 3 años solo un tubo: ** Nota: si requiere de prueba cruzada para TMO incluir adicionalmente: dos tubos con anticoagulante ACD, de cada persona. Un tubo con suero del paciente (sin anticoagulante). Trasplante Renal: Tipificación de genes HLA clase I y II y prueba cruzada, detección de anticuerpos anti-hla por ELISA o luminometría: Enviar dos tubos con anticoagulante EDTA de 7 ml por persona, dos tubos con anticoagulante ACD, de cada persona y un tubo con suero del paciente (sin anticoagulante). Cultivo de Mezcla de Linfocitos (CML): Enviar dos tubos de 10 Ll con heparina de 10 ml, de cada persona. Si el paciente está en recaída o tiene bajo conteo leucocitario enviar 3 tubos con anticoagulante heparina de 10 ml. Seguimiento molecular del injerto post-trasplante de CPHs: enviar un tubo con anticoagulante EDTA de 7mL del paciente, un tubo con anticoagulante EDTA de 7 ml del donador, este sólo en el caso de no haber sido tipificado para los genes HLA.

30 SANGRE (CONTINUACIÓN) Carga Viral Las muestras de VIH para la determinación de carga viral deberán tomarse con un ayuno mínimo de 10 horas en tubos con EDTA como anticoagulante, deben transportarse a una temperatura de entre 2 a 25 C y centrifugarse dentro de las 6 horas siguientes a su recolección. El volumen de sangre solicitado es de 5 ml y en el caso de que se envié el plasma ya separado el volumen mínimo será de 1.2 m L. El plasma de preferencia debe congelarse una vez separado pero puede almacenarse como máximo un día a temperatura ambiente (18 a 25 C), o a una temperatura de 2 a 8 C hasta por 5 días. Linfocitos CD4, CD8 y CD3 Las muestras de sangre para la determinación de Linfocitos CD4, CD8 y CD3 deberán tomarse con un ayuno mínimo de 10 horas en tubos con EDTA como anticoagulante, deben transportarse a una temperatura de entre 18 a 25 C y tener un máximo de 24 horas de haberse obtenido. El volumen de sangre solicitado es de 5 ml. Las muestras de sangre para la carga viral y genotipificación de virus de hepatitis C y de carga viral para virus de hepatitis. Recolectar la sangre completa en un tubo Vacutainer que contenga EDTA como anticoagulante, un volumen de 5mL de sangre, agitar suavemente el tubo para que se mezcle con el anticoagulante, mantener en refrigeración, tubo debe de estar rotulado con el nombre del paciente. Para la identificación directa de Trypanosoma cruzi (hematocrito fluorescente QBC) Tomar 3 ml en un tubo con EDTA Para la identificación de Trypanosoma cruzi por PCR, tomar 3 ml en tubo con EDTA Para la identificación de Plasmodium por PCR, tomar 3 ml en un tubo con EDTA Para el diagnóstico de Leptospirosis se requieren de 3 a 5 ml de sangre con anticoagulante EDTA, heparina u oxalato de sodio, no utilizar citrato de sodio, la muestra debe ser tomada durante los 10 primeros días de iniciados los síntomas y antes de suministrar antibióticos. Es procesada inmediatamente, se recomienda que sea tomada en el laboratorio si el objetivo es realizar cultivo. Los tubos o contenedores de la muestra deberán estar perfectamente etiquetados, sellados, sin que exista evidencia de derrames, los viales de polipropileno con tapón de rosca donde vendrá contenido el plasma. La muestra debe trasladarse de inmediato al laboratorio para su procesamiento. La muestra debe trasladarse de inmediato al laboratorio para su procesamiento; ya que el diagnóstico se hace mediante la observación de las formas vivas de tripomastigotes de T. cruzi La muestra debe trasladarse de inmediato al laboratorio para su procesamiento. La muestra debe trasladarse de inmediato al laboratorio para su procesamiento. El manejo es directo e inmediato, debe ser transportada a temperatura ambiente y protegido de la luz.

31 SANGRE DE CORDÓN UMBILICAL SANGRE PARA HEMOCULTIVO Para la recolección de sangre de cordón, el Banco de Células de Cordón Umbilical (BACECU) proporcionará la bolsa para la recolección. Se deberá insertar la aguja de la bolsa (100 o 250 ml) en la vena umbilical, después de desinfectar el área con una torunda impregnada en alcohol. Colocar la bolsa en un nivel más bajo que la placenta con el fin de que la sangre fluya por gravedad. Es recomendable colectar al menos 100 ml de sangre. Al terminar el procedimiento mezclar homogéneamente. Para la criopreservación de sangre de cordón se debe mantener la muestra en la bolsa de colecta de 100 ml o 250 ml con CPD-A como anticoagulante en un lugar fresco, es requisito indispensable cumplir con los criterios de inclusión y exclusión del BACECU para poder criopreservar la unidad. La muestra debe llegar al Laboratorio en no más de 24 h después de haberse tomado. Para el diagnóstico de Salmonella spp, Brucella spp, Neumococo, Meningococo y Haemophilus influenzae. Desinfectar el sitio de punción con una torunda de algodón impregnada con etanol al 70% realizando giros concéntricos del centro hacia fuera, posteriormente realizar lo mismo con otra torunda humedecida con una solución de yodo al 2% y dejar secar por un minuto. Si se trata de un adulto, tomar de 5 a 8 ml de sangre. En el caso de niños extraer de 2 a 3 ml de sangre. Cambiar de inmediato la aguja y substituirla con otra nueva. Inocular la sangre a través del tapón de un frasco con medio bifásico para hemocultivo, previamente desinfecte el tapón con alcohol o solución concentrada de yodo, retirar el exceso de yodo con alcohol antes de inocular la muestra. Si la muestra proviene del interior de la República Mexicana, deberá mantenerse en refrigeración y en posición horizontal. Enviar con todos los formatos solicitados por BACECU. Si proviene del D F deberá mantenerse en un lugar fresco hasta que BACECU mande por ella o la transporte el hospital. La unidad deberá llegar a BACECU dentro de las primeras 24 h. Enviar lo más pronto posible en un paquete, conservar a temperatura ambiente hasta su entrega al laboratorio. Para diagnóstico de Ántrax gastrointestinal extraiga un volumen adecuado de sangre de acuerdo a la edad del paciente: para recién nacidos de 1 a 2 ml, lactantes de 2 a 3 ml, niños mayores de 2 años de 3 a 5 ml y para adolescentes y adultos 10 ml; la muestra de sangre puede ser tomada en etapas tardías de la enfermedad de 2 a 8 días después de la exposición inicial, los cultivos de sangre pueden contener organismos, especialmente si las muestras se obtienen antes del tratamiento con antibióticos. Para el diagnóstico de micosis inocular la muestra en el medio de cultivo convencional Enviar al laboratorio a temperatura ambiente Enviar al laboratorio a temperatura ambiente

32 SANGRE PERIFÉRICA Para la recolección de sangre periférica, se debe colectar la muestra en una bolsa con ACD-A por medio de aféresis con previa movilización de células progenitoras hematopoyéticas. El protocolo de cosecha puede ser elegido por el médico y/o el BACECU de acuerdo al diagnóstico del paciente. Se deberá enviar plasma antólogo y biometría hemática del producto tomado de la bolsa de cosecha directamente. Mantener en refrigeración y en posición horizontal. Enviar todos los formatos solicitados por el programa de crio-preservación del departamento de inmunología y deberá de enviarse dentro de las primeras 24 h. Para la crio-preservación de sangre periférica se debe mantener la muestra en la bolsa de cosecha del hospital con ACD-A como anticoagulante. La unidad debe llegar al laboratorio en no más de 24 h después de haberse cosechado. La unidad debe recibirse a temperatura ambiente y en posición horizontal, y en un contenedor con refrigerantes aislados con gasas, para no estar en contacto directo con la bolsa de la unidad, que a su vez deberá colocarse en una bolsa zip-lock estéril SEMEN Enviar 3 ml en un frasco estéril con tapón de rosca Mantener en refrigeración, y enviar de inmediatamente

33 SUERO Seguir la misma técnica que para la obtención de sangre total, utilizar un tubo sin anticoagulante. Una vez tomada la muestra dejar el tubo a temperatura ambiente durante 15 minutos para permitir la retracción del coágulo, separar el coágulo formado con un aplicador de madera estéril. Centrifugar a 2,500-3,000 rpm durante 10 min. El suero no debe estar contaminado, hemolizado, ni lipémico y se debe conservar refrigerado o congelado, a menos que se dé otra indicación. Existe un equipo comercial de tubos al vacío con un gel especial, con el que se puede separar el suero directamente en los tubos centrifugando a 3,000 rpm por 5 minutos. El suero se conserva en los mismos tubos por varios días. Este procedimiento tiene la ventaja de que no se destapan los tubos en ningún momento, así el contenido se conserva estéril y además representa un riesgo mínimo. En el caso de influenza se requiere de muestras pareadas: La primera en la etapa aguda (tomar durante los primeros 7 días en que inició el padecimiento) la segunda se tomará durante la etapa de la convalecencia, 15 a 20 días después de iniciado los síntomas. Si es necesario que el suero se transporte congelado, hay que utilizar suficiente hielo seco y un recipiente con doble cubierta. Si el suero muestra indicios de contaminación debe desecharse de inmediato. Las muestras se envían a 2-8 C. Colocar en tubos estériles con tapón de rosca y mantener en refrigeración, enviar de inmediato. Para diagnóstico de tuberculosis por PCR enviar 3 ml solo en los casos en que se sospeche tuberculosis ósea o de articulación. Para la detección de anticuerpos circulantes de enfermedades causadas por protozoarios o helmintos se requiere como mínimo de un mililitro de muestra. Para el diagnóstico de sífilis se requiere un mínimo de 0.5 ml de suero. Para el diagnóstico de Herpes simple se requiere un mínimo de 0.5 ml de suero. La muestra lipémica, hemolizada, contaminada o con menor volumen será rechazada. Para el diagnóstico de Brucelosis se requiere un mínimo de 0.4 ml de suero, enviar en tubo o en un vial, la toma se realiza en condiciones de asepsia, la conservación y el envío se efectuará en refrigeración, nunca en congelación. Para diagnóstico de arbovirosis (Dengue, VON, EEE, EEO, etc.) y otros virus hemorrágicos (Hantavirus), se requiere como mínimo de un mililitro. Para la determinación de anticuerpos vibriocidas, antitoxina colérica y LPS de V. cholerae O1 deben tomarse muestras de suero pareadas, la primera en el inicio de la enfermedad, la cual se conservará en refrigeración y la segunda entre los 15 y 20 días después de haber tomado la primera. Ambas serán enviadas al InDRE en el mismo paquete en condiciones de refrigeración. Para el diagnóstico de leptospirosis se requiere de un mínimo de 0.8 ml de suero en un tubo de 13 x 100 mm estéril con tapón de rosca, la toma se realiza en condiciones de asepsia. Se requieren muestras pareadas la primera a los 7 días iniciados los síntomas y la segunda 15 días después. El suero se debe transvasar a un tubo estéril y enviarse de inmediato al laboratorio. Si el envío se va a realizar en los próximos 3 días, la muestra se debe refrigerar. Si el tiempo de envío es mayor, la muestra se debe congelar a -20 C. En ambos casos se debe mantener la red fría o de congelación respectivamente. El suero se debe enviar en criotubos correctamente etiquetados. Las muestras se envían entre 2-8 C. Enviar entre 4-8 C en tubo estéril con tapón de rosca Conservar en viales de polipropileno tipo eppendorf o en crioviales debidamente etiquetados (nombre y/o folio) y mantener en estricta red fría (2-8 C) Se envían en red fría Enviar entre 4-8 C en tubo estéril

34 SUERO (CONT) La determinación de anticuerpos rábicos no son de valor diagnóstico, son únicamente para monitoreo del personal expuesto al virus, previamente inmunizado. Utilizar tubo sin anticoagulante, y enviar únicamente de 3 a 5 ml de suero que no debe estar hemolizado, ni lipémico y se debe conservar refrigerado, a menos que se dé otra indicación. El suero se debe trasvasar a un tubo estéril y enviarse inmediatamente al laboratorio. La muestra se debe refrigerar a entre 4 a 8 C. Para la determinación de anticuerpos antitoxina Pertussis por ELISA se requiere por lo menos de 1.5 ml de suero en niños y 3 ml en adultos. La muestra debe de ser tomada a partir de la segunda semana de haber iniciado con la tos, hasta un máximo de 8 semanas. La muestra debe de ser enviada en criotubos de 2 a 3 ml con los datos de fecha de inicio de tos y la fecha de toma de la muestra. Para la determinación de anticuerpos anti-toxina tetánica y/o diftérica se requieren de muestras pareadas de 1 a 3 ml. Para la identificación de Leptospira spp por medio de la técnica de PCR, enviar muestras pareadas con 15 días de diferencia. Cada muestra de ser de al menos de un mililitro. Para el diagnóstico de Enfermedad Febril Exantemática se requiere de 1 a 3 ml de suero con un rango de 0-35 días de evolución, no lipémico y no contaminado en un tubo de plástico con tapón de rosca. Acompañar la muestra con el formato de envío bien requisitado con el nombre del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de toma, sintomatología y fecha de vacunación. Para control de calidad: Enviar el 2% de negativos y 100% de positivos, marca del estuche, lote, fecha de caducidad, resultado con lecturas e interpretación (negativos o positivos), acompañar la muestra con el formato único de envío de muestras biológicas con la información completa como se mencionó anteriormente. Para referencia: Enviar las muestras indeterminadas acompañadas del formato único de envío de muestras biológicas. Para el diagnóstico de parvovirus B-19, parotiditis, Epstein Barr y varicela acompañar la muestra con el formato único de envío de muestras biológicas llenado con la información del paciente, fecha de inicio de síntomas, fecha de toma y sintomatología. Las muestras que no cumplan con las especificaciones antes señaladas, serán rechazadas. Nota: todas las muestras referidas al InDRE deberán especificar la razón del envío: diagnóstico, confirmación, referencia o control de calidad. Cuando se trate de confirmación, referencia o control de calidad, deberán indicar técnica utilizada, valores de corte y características del equipo que utilizó. Para el diagnóstico de micosis pulmonar usar tubo de plástico estéril con tapón de rosca. La muestra de suero debe ser enviada en criotubo estéril, se transporta en red fría solamente sí la muestra llega al laboratorio el mismo día en que fue tomada. Sí la muestra se envía después de 24 horas de haber sido tomada enviar congelada con hielo seco. La muestra de suero debe ser recolectada en tubo estéril, sin anticoagulante y se transporta en refrigeración (4-8 C), evitar la congelación. Tubo de ensayo estéril con tapón de rosca con cierre hermético o tubo tipo eppendorf. A cualquier hora en ayuno de al menos 6 horas y en red fría. El suero se debe enviar de 4 a 8 C en un lapso no mayor a 5 días.

35 OTRAS MUESTRAS (LÍQUIDO SINOVIAL, LÍQUIDO PERITONEAL, EXUDADO ÓTICO, EXUDADO OCULAR) MUESTRAS DE ENDOSCOPIAS MACERADO DE MOSQUITOS EJEMPLARES preservación en alcohol etílico al 70% Para el diagnóstico de micosis sistémicas (histoplasmosis y coccidioidomicosis) se requieren muestras de 2 a 3 ml, no contaminadas, hemolizadas ni lipémicas. Colocar la muestra en tubo de plástico estéril con tapón de rosca. Para el diagnóstico de micosis colocar las muestras en tubo de plástico con tapón de rosca estéril, conteniendo solución fisiológica. Para la vigilancia entomo-virológica de arbovirus, se requiere 0.5 ml del clarificado del macerado de mosquitos. Los ejemplares se colectan de manera directa o indirecta en el ambiente natural, excepto aquellos grupos que presentan una etapa de desarrollo parasitaria que puede ser facultativa u obligatoria. Por el método directo, los ejemplares son colectados directamente en los hábitats naturales (condiciones apropiadas donde puede vivir un organismo, especie o comunidad animal). En el método indirecto se obtienen por medio del empleo de alguna trampa especializada (por ejemplo, trampa CDC de luz, trampa Malaise, etc.), y dependiendo del tipo de trampa, y grupo taxonómico, se preservarán los ejemplares en seco o en alcohol. En el caso de las formas parasitarias facultativas u obligatorias, se deberán obtener del huésped (por ejemplo, las larvas de moscas que causan miasis se obtienen del cuerpo de un animal o del hombre). De no cumplir con las especificaciones la muestra será rechazada. Los siguientes grupos de artrópodos deberán preservarse en alcohol etílico al 70%, se colocaran en frascos de vidrio o plástico con tapa de rosca de tamaño adecuado a los ejemplares. Arácnidos (arañas, alacranes, ciempiés, ácaros, garrapatas, etc.). Insectos (larvas y pupas de mosquitos, simúlidos-todos los estados de desarrollo-, lutzomias, pulgas, piojos y larvas de moscas miasigenas, etc.). La etiqueta de colecta (usar una por cada muestra del hábitat donde se colectó) deberá llevar como mínimo los siguientes datos: país, estado, municipio, localidad, fecha (día/mes (con letra)/año (los cuatro números), sitio de colecta, nombre del colector y huésped (cuando aplique). Deberá ser escrita con lápiz, y se colocará en el interior del tubo. Enviar la muestra en condiciones de refrigeración. Enviar la muestra en condiciones de refrigeración Conservar en viales de polipropileno tipo eppendorf o en crioviales debidamente etiquetados (folio) y mantener en estricta red fría (2 a 8 C) No requiere de condiciones especiales, pero debe considerarse que los frascos tengan rosca para evitar en lo posible la evaporación del alcohol.

36 EJEMPLARES conservación en seco Los ejemplares generalmente se pueden obtener por métodos indirectos, como fue mencionado anteriormente, y en algunos casos de manera directa, en los sitios de reposo o resguardo de los insectos adultos. Los siguientes grupos de insectos deberán conservarse en seco: Insectos adultos-(mosquitos, tábanos, moscas mucoides, chinches, abejas, avispas, etc.). Los ejemplares se colocan en una cajita pastillero de metal o plástico, o en cajas de Petri de plástico, de la manera siguiente: se coloca una capa de algodón y una capa de papel (tipo cebolla) de acuerdo al tamaño y diámetro de la cajita, ambos materiales se colocan en el interior de ambas partes de la cajita. Los ejemplares quedaran en medio, cubiertos por las capas de papel. En la parte inferior de la cajita se recomienda colocar naftalina o p- diclorobenceno mezclado con un agente desecante (silica gel) para evitar el desarrollo de hongos que pueda afectar el material. De ninguna manera se utilizará medio líquido para su preservación, ya que pueden afectar el patrón de coloración del cuerpo de los ejemplares, y en consecuencia no se podrán identificar los ejemplares. El número de ejemplares colocados en la cajita deberá ser adecuado al tamaño de ésta, el exceso de ejemplares puede conllevar al deterioro de los mismos, estos deberán distribuirse de tal forma que no se toquen ni empalmen entre sí. Los datos de la etiqueta de colecta serán los mismos que se mencionaron anteriormente, se colocaran en la parte interior de la cajita, de preferencia arriba de la capa de algodón colocada en la tapa. Es necesario incluir otra etiqueta y pegarla en la parte exterior de la cajita. De no cumplirse las condiciones para la toma, conservación y envío, las muestras serán rechazadas. No requiere de condiciones especiales, pero debe considerarse que las cajitas deberán ser empacadas adecuadamente con materiales de embalaje para muestras con características de frágil-

37 EJEMPLARES VIVOS, Chinches Reduviidae, Triatominae y búsqueda coproparasitologica de Trypanosoma cruzi Los ejemplares se pueden obtener de manera directa en áreas silvestres, refugios y lugares de resguardo, como pueden ser gallineros, corrales, madrigueras y viviendas humanas con ciertas características. Las chinches Triatominae deberán preservarse vivas para su estudio coproparasitológico, bajo las siguientes condiciones: Los ejemplares deben colocarse en frasco de plástico de tamaño adecuado al número de organismos. Es importante utilizar un frasco para cada colecta. En el interior del frasco se debe colocar un círculo de papel en la base y sobre éste una tira de papel plegado en forma de acordeón, el cual no deberá alcanzar la tercera parte de la altura del frasco. La tapa deberá estar perforada para facilitar la respiración de los insectos, cuidando que los orificios no sean tan grandes como para permitir que se salgan o escapen del envase. La manipulación de los chinches debe hacerse con pinzas y guantes, nunca directamente con las manos. Cada muestra debe contar con una etiqueta de datos de colecta: país, estado, municipio, localidad, dirección, nombre del jefe de familia (en el caso de que se colecten en una vivienda), lugar de colecta, fecha de colecta y colector. Si los organismos a enviar están muertos, deberán empacarse en seco, -ver método en la forma ya descrita para la conservación de ejemplares -en seco. Nota: La muestras remitidas para control de calidad se deberán considerar el 10% de las especies positivas y el 5% de las negativas. El material deberá ser remitido con etiqueta de datos de colecta, formatos electrónicos vigentes de la RNLSP de entomología. Los resultados de control de calidad de la RNLSP de cada muestra deberá indicar la determinación taxonómica a nivel de especie o subespecie dependiendo del grupo taxonómico. Las muestras se deberán colocar en el interior de una caja de cartón o unicel y estas a su vez puede ser envueltas en papel, exceptuando la tapa del frasco, posteriormente se rellenaran los espacios entre cada una de las muestra, para evitar en lo posible que se muevan al transportarse. También es importante considerar el tiempo de envió, para el cual no deberán pasar más de dos semanas. De igual manera, las cajas deben ser empacadas adecuadamente con materiales de embalaje para muestras con características de frágil-

38 EJEMPLARES PARA PRESERVARSE EN ALCOHOL ETÍLICO O ISOPROPILICO AL 70% o 75% Preservación de un arácnido Preservación de larvas de mosquitos