NMX-F-416-S PRODUCTOS ALIMENTICIOS PARA USO HUMANO MIEL DE ABEJA. MÉTODOS DE PRUEBA. NORMAS MEXICANAS. DIRECCIÓN GENERAL DE NORMAS.

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1 RECOPILADO POR: EL PROGRAMA UNIVERSITARIO DE ALIMENTOS NMX-F-416-S PRODUCTOS ALIMENTICIOS PARA USO HUMANO MIEL DE ABEJA. MÉTODOS DE PRUEBA. NORMAS MEXICANAS. DIRECCIÓN GENERAL DE NORMAS. 1. OBJETIVO Y CAMPO DE APLICACIÓN El objeto de esta Norma es dar a conocer los métodos de prueba para verificar las especificaciones de la Norma Mexicana NMX-F-036. Miel de Abeja Envasada vigente. 2. PREPARACIÓN DE LA MUESTRA 2.1 Toma de muestra Miel líquida o colada: Si la muestra está libre de gránulos, mezclar perfectamente, removiendo o agitando; si tiene gránulos, meter el envase cerrado en baño María, sin sumergirlo, y calentar durante 30 minutos a 333 K (60 C); luego, si es necesario, hacer llegar la temperatura a 338 K (65 C) hasta que la miel se licue, es esencial agitar de vez en cuando. Tan pronto como la muestra se licue, mezclar perfectamente y enfriar rápidamente. Cuando lo que se desea determinar es el hidroximetilfurfural, no se debe calentar la miel. Si está presente alguna sustancia extraña como cera, palillos, abejas, partículas de panal, etc., calentar la muestra en baño María hasta 313 K (40 C) y filtrarla a través de una estopilla colocada en un embudo con circulación de agua caliente, antes de tomar la muestra Miel en panales: Cortar la parte superior del panal, si está operculado y separar completamente la miel del panal filtrándola por un tamiz, cuya malla tenga un reticulado cuadrado de mm por mm. Si algunas porciones del panal o de cera pasan a través del tamiz, calentar la muestra como se indica en el punto y filtrar a través de una estopilla. Si la miel en el panal está granulada, calentar hasta que la cera se licue, remover, enfriar y separar la cera. 3. MÉTODOS DE PRUEBA. 3.1 Determinación del contenido de humedad Principio del método. Se basa en el método refractométrico de Wedmore Aparato Refractómetro Toma de la muestra: La miel se prepara para la toma de muestra como se indica en Procedimiento: Determinar el índice de refracción de la muestra utilizando un refractómetro a temperatura constante 293 K (20 C). Obtener el porcentaje correspondiente de humedad utilizando la tabla Núm. 1. Si la determinación se hace a una temperatura diferente de 293 K (20 C) corregir la lectura a la temperatura patrón de 293 K (20 C), de acuerdo a las siguientes correcciones:

2 Para temperaturas superiores a 292 K (20 C), sumar por cada K ( C). Para temperaturas inferiores a 293 K (20 C), restar por cada K ( C). 3.2 Determinación de glucosa y sacarosa Métodos de glucosa - oxidasa Principio del método: La enzima glucosa oxidasa a un ph determinado actúa sobre la glucosa oxidándola con formación de ácido glucorónico y peróxido de hidrógeno, éste por acción de la peroxidasa deja libre oxigeno activo que se hace reaccionar con la o-toluidina formando un complejo colorido que absorbe en la región visible a 530 mm Reactivos Glucosa oxidasa: Tipo II, purificada de U/s Sigma Chemical Co. G-6125 o equivalente. Peroxidasa: Tipo I P 8125 Diclorhidrato de o-toluidina Solución de glucosa oxidasa-peroxidasa. En 200 cm 3 de solución reguladora de ph 7.6, disolver 60 mg de glucosa oxidasa y 16 mg de peroxidasa. Agregar una solución de 135 mg de diclorhidrato de o-toluidina en 260 cm 3 de agua destilada. Guardar en refrigeración en frasco oscuro. De ser necesario, filtrar antes de usar. Esta solución es estable 6 semanas. Solución reguladora tris ph 7.6. disolver g de tris (hidroximetil) amino metano en 500 cm 3 de agua destilada, añadir 384 cm 3 de ácido clorhídrico 0.8 M; ajustar el ph a 7.6, si es necesario, y llevar a un libro con agua destilada. Acido clorhídrico 4 N En 200 cm 3 de agua destilada agregar cm 3 de HCI concentrado (densidad = 1.19 g/cm 3, pureza = 37.2 %) moviendo constantemente y aforar a un litro con agua destilada. Acido clorhídrico 6 N En 200 cm 3 de agua destilada agregar 500 cm 3 de HCI concentrado moviendo constantemente y llevar a un litro con agua destilada. Acido clorhídrico 0.8 N En 200 cm 3 de agua destilada agregar cm 3 de HCI concentrado, moviendo constantemente y aforar a un litro con agua destilada. Hidróxido de sodio 5N Disolver en 500 cm 3 de agua destilada 200 g NaOH y llevar a un litro con agua destilada. Solución patrón de glucosa 0.1 mg/cm 3. En una matraz volumétrico de 250 cm 3 disolver 25 mg de glucosa con 25 cm 3 de agua. Hervir durante 2 minutos y llevar al volumen con

3 agua. Indicador de fenolftaleína 0.1% En 50 cm 3 de etanol disolver 0.1 g de fenolftaleína y llevar a 100 cm 3 con etanol Aparato Espectrofotómetro Procedimiento: Pesar un gramo de miel, disolver en agua destilada, transferir a un matraz volumétrico de 100 cm 3 y completar el volumen con agua destilada. Diluir una alícuota de 5 cm 3 a 100 cm 3 en un matraz volumétrico. En cada uno de dos tubos de ensaye de 18 x 150 mm pasar con pipeta 2 porciones de 2 cm 3 de la muestra diluida. En una gradilla poner un tubo con 2 cm 3 de agua, seguido de un tubo conteniendo 2 cm 3 de la solución patrón de glucosa, 2 tubos conteniendo la muestra diluida y otro tubo con 2 cm 3 de solución patrón de glucosa. Repetir esta secuencia se hacen más determinaciones. Agregar a cada tubo 5.0 cm 3 de reactivo glucosa-oxidasa (llevado a temperatura ambiente) a intervalos apropiados dependiendo de la técnica de medición que se va a emplear (por ejemplo, de segundos con celdas de flujo continuo; para celdas normales serán necesarios tiempos más largos) comenzando con el tubo de agua que será el testigo de reactivos. Después de 60 minutos de la adición del reactivo, agregar al primer tubo 0.15 cm 3 de ácido clorhídrico 4 N, mezclar perfectamente con un agitador vortex. Continuar con la misma secuencia de tiempo en las otras soluciones. Ajustar el cero del instrumento con el tubo que contenga agua y determinar la absorbencia del contenido de cada tubo a 530 mm un minuto después de la adición del ácido, empleando celdas de 1 cm de paso de luz Para determinar el % en peso de glucosa se hará de acuerdo a la siguiente fórmula: µg de glucosa antes de la hidrólisis = (Absorbancia de la muestra) (µg de estándar) (Absorbancia estándar) % de glucosa = (µg de glucosa antes de la hidrólisis) (factor de dilución) (peso de la muestra) Hidrólisis (para obtención de sacarosa): En un matraz de 50 cm 3 poner 25 cm 3 de la solución de miel, agregar 5 cm 3 de ácido clorhídrico 6N y poner en baño María a 333 K (60 C) por 17 minutos, enfriar la solución a temperatura ambiente y neutralizar con hidróxido de sodio 5 N y ácido clorhídrico 0.8 N, utilizando fenolftaleína como indicador. La determinación se efectúa en la misma forma que para glucosa, utilizando 3 tubos para la muestra y 2 para el estándar Para determinar el % en peso de sacarosa se hará de acuerdo con las siguientes formulas: µg de glucosa antes de la hidrólisis = (Absorbancia de la muestra) (microgramos de estándar) (Absorbancia estándar) % de glucosa = µg de glucosa (después de la hidrólisis) µg de glucosa (antes de la hidrólisis) (peso de la muestra) Separación de azúcares por cromatografía en columna.

4 Principio: La muestra es adsorbida en columna de carbón, seguida de la elución de monosacáridos, disacáridos y polisacáridos, eliminando las interferencias de los disacáridos en la determinación de glucosa y fructosa. La elución se lleva a cabo con concentraciones cada vez mayores de alcohol, seguido por la determinación individual de los monosacáridos, la sacarosa y los disacáridos reductores colectivamente como maltosa después de la hidrólisis Preparación y estandarización de la columna de adsorción: Se utilizan columnas de 22 mm de diámetro exterior y 370 mm de largo con una sección esférica de un litro y tapón de vidrio del No. 35/20 con unión esférica en la parte superior. El adsorbente es una mezcal de carbón Darco G-60 y filtro ayuda (Celite 545 o Dicalite 4200). En la parte baja de la columna insertar un tapón de lana de vidrio y agregar suficiente adsorbente seco al tubo seco (aproximadamente de cm), aplicar vacío para comprimir hasta 17 cm. Separar el exceso de carbón de las partes del tubo y agregar una capa de filtro ayuda en la parte superior con empacado suave (1-1.5 cm.). Lavar la columna con 500 cm 3 de agua destilada y 250 cm 3 de alcohol al 50% y dejar reposar toda la noche con el alcohol al 50% sobre ella. El gasto debe ser de cm 3 /minuto con agua bajo una presión de kg/cm³. Una velocidad menor de flujo retrasa excesivamente el análisis. El contenido de alcohol de las soluciones eluyentes debe ajustarse de acuerdo al poder retentivo del carbón utilizado. Lavar la columna con 250 cm 3 de agua libre de alcohol, cuantitativamente agregar 10 cm 3 de una solución de g de glucosa anhidra en la parte superior y arrastrar en la columna con succión (sin dejar secar la columna). Agregar 300 cm 3 de agua e interrumpir la succión, aplicar una presión máxima de Kg/cm³ y colectar 5 fracciones de lavado de 50 cm 3 en vaso de precipitado tarado. Incluir los 10 cm 3 de la muestra introducida en la primera fracción de 50 cm 3. Evaporar las fracciones en baño de vapor, secar a 353 K-373 K (80 C- 100 C), en horno con vacío y pesar. Decantar el agua sobrante de la parte superior de la columna, pasar 50 cm 3 de alcohol al 50% y después 250 cm 3 de agua a través de la columna y repetir la cromatografía, utilizando una solución de g de glucosa anhidra en 10 cm 3 de alcohol al 1% lavando con 250 cm 3 de alcohol al 1% como se indico anteriormente. Seleccionar como disolvente 1, aquel que eluya la glucosa en 150 cm 3. Si fuera necesario, repetir la cromatografía con alcohol al 2%. Lavar la columna con 250 cm 3 de agua y después con 20 cm 3 de alcohol al 5 %. Agregar en la parte superior 10 cm 3 de una solución que contenga 100 mg de maltosa y 100 mg de sacarosa en alcohol al 5%. Eluir con 250 cm 3 de alcohol al 5% como se describió anteriormente, pesando el evaporado de 50 cm 3 de filtrado. Si es necesario, repetir con alcohol al 7, 8 y 9%. El disolvente 2, será aquel que eluya aproximadamente el 98% de disacáridos en 200 cm 3. El disolvente 1, previamente seleccionado no debe eludir los disacáridos. (Las combinaciones más satisfactorias encontradas con diferentes carbones fueron 1% - 7%; 2% - 8% y 2% - 9%). Para terminar, pasar 100 cm 3 de alcohol al 50% a través de la columna y guardar con una capa de este disolvente.

5 Preparación de las fracciones: Lavar la columna con 250 cm 3 de agua y decantar cualquier sobrenadante. Pasar 20 cm 3 de disolvente 1 a través de la columna y desechar. En un vaso de 50 cm 3 disolver un gramo de muestra con 10 cm 3 de disolvente 1. Pasar la muestra (utilizando un embudo de tallo largo) por la columna y forzarla a través de ella. Lavar el vaso y el embudo con 15 cm 3 de disolvente 1 y agregarlos a la columna. En un matraz volumétrico de 250 cm 3 colectar todo el eluato empezando con la introducción de la muestra. Agregar 250 cm 3 de disolvente 1 y recolectar exactamente 250 cm 3 en total (fracción 1, monosacáridos). Decantar el exceso de disolvente de la parte superior, agregar cm 3 de disolvente 2 y recolectar 250 cm 3 en un matraz volumétrico (fracción 2, disacáridos), decantar el exceso, agregar 110 cm 3 de alcohol al 50% (disolvente 3) y recolectar 100 cm 3 en matraz volumétrico (fracción 3, azúcares superiores). Mezclar perfectamente cada fracción. La columna puede guardarse por tiempo indefinido bajo alcohol al 50%. Desechar la columna después de 8 determinaciones Glucosa Reactivos:- Solución de tiosulfato de sodio 0.05 N. Prepararse de una solución patrón estandarizada N. Solución de yodo 0.05 N Disolver 13.5 g de yodo puro en una solución de 24 g de yoduro de potasio en 200 cm 3 de agua y diluir a dos litros. No estandarizar. Solución de almidón. Amasar 2.5 g de almidón soluble y aproximadamente 10 mg de yoduro mercúrico en un poco de agua, disolver en aproximadamente 500 cm 3 de agua hirviendo Procedimiento: Pasar con pipeta por duplicado 20 cm 3 de la fracción uno en matraces Erlenmeyer de 250 cm 3. Evaporar a sequedad en baño de vapor y corriente de aire. Agregar 20 cm 3 de agua, 20 cm 3 de solución de yodo 0.05 N y lentamente agregar 25 cm 3 de hidróxido de sodio 0.1 N en 30 segundos. Inmediatamente poner los matraces en un baño de agua a 291 ± 0.1 K (18 ± 0.1 C). Exactamente 10 minutos después de la adición de álcali, agregar 5 cm 3 de ácido sulfúrico 2N, quitar del baño y titular con tiosulfato de sodio 0.05 N, usando solución de almidón como indicador. Hacer testigos por duplicado utilizando agua. Restar el gasto de titulación del problema del de testigo y calcular glucosa. % glucosa = Gasto - ( x f.c.) x 100 mg de muestra En donde f.c.= corrección de fructosa de la determinación de fructosa. La ecuación es válida para un rango de mg de glucosa en 20 cm 3. En presencia de glucosa 1 mg de fructosa requiere cm 3 de tiosulfato de sodio 0.05 N para contenidos de fructosa de mg Fructosa

6 Reactivos. Solución de yodo 0.05 N. Disolver 13.5 g de yodo puro en una solución de 24 g de yoduro de potasio en 200 cm 3 de agua, llevar a dos litros con agua. No estandarizar. Solución verde de bromocresol. Disolver 150 mg de verde de bromocresol en 100 cm 3 de agua. Solución de sulfato de sodio al 1%. Disolver un g de sulfato de sodio en 100 cm 3 de agua. Prepararla diariamente Procedimiento: Dentro de un matraz volumétrico de 200 cm 3 pasar con pipeta una alícuota de 20 cm 3 de la fracción 1. Agregar con pipeta 40 cm 3 de solución de yodo 0.05 N, agitando vigorosamente, agregar 25 cm 3 de hidróxido de sodio 0.1 N en 30 segundos e inmediatamente poner el matraz en baño de agua a 291 ± 0.1 K (18 ± 0.1 C). Exactamente 10 minutos después de la adición del álcali, agregar 5 cm 3 de ácido sulfúrico 1 N y quitar del baño. Neutralizar exactamente el yodo con solución de sulfito de sodio, utilizando 2 gotas de solución de almidón como indicador cerca del punto final; si es necesario, titular por retroceso con solución de yodo, agregar 5 gotas de verde de bromocresol y neutralizar exactamente con hidróxido de sodio 1 N; después, acidificar al primer cambio del indicador. Diluir al volumen y las alícuotas de 5 cm 3 determinar el valor reductor por el método de Shaffer - Somogyi (ver punto ). Hacer por duplicado dos determinaciones y los blancos. Para calcular la fructosa restar los cm 3 gastados en la titulación de las muestras de los gastos para el testigo. % de fructuosa = 500 (Gasto x ) x 100 mg de muestra. Corrección de fructosa para la determinación de glucosa = f.c. f.c. = (Gasto x ) x 40 La cantidad encerrada en el paréntesis corchete con mg de fructosa en una alícuota de 5 cm 3, válida entre 0.5 y 1.75 mg de fructosa Método de Shaffer - Somogyi Reactivos: - Reactivo Shaffer - Somogyi En un vaso de 2 litros disolver con aproximadamente 500 cm 3 de agua, 25 g de carbonato de sodio anhidro y 215 g de tartrato de sodio y potasio tetrahidratado (sal de Rochelle), agregar con agitación a través de un embudo con la punta bajo la superficie 75 cm 3 de una solución de 100 g de sulfato cúprico pentahidratado por litro. Agregar 20 g de bicarbonato de sodio, disolver y agregar 5 gramos de yoduro de potasio, pasar la solución a un matraz volumétrico de un litro. Agregar 250 cm 3 de yodato de potasio 0.1 N (3.567 g/1), diluir al volumen y filtrar a través de lana de vidrio. Dejarlo toda la noche antes de usar. Solución de yodo-oxalato. Disolver 2.5 g de yoduro de potasio y 2.5 g de oxalato de potasio en agua y llevar a 100 cm 3. Preparar cada semana.

7 Solución estándar de tiosulfato N. Prepararse a partir de una solución patrón estandarizada 0.1 N, diariamente. Indicador de almidón. Amasar 2.5 g de almidón soluble y aproximadamente 10 mg de yoduro de mercurio en un poco de agua. Disolver en aproximadamente 500 cm 3 de agua hirviendo Procedimiento: Es un tubo de ensaye de 25 x 200 mm pasar con pipeta una alícuota de 5 cm 3 de solución que contenga mg de glucosa, agregar 5 cm 3 del reactivo de Shaffer. Somogyi y mezclar bien por agitación. Preparar un testigo usando 5 cm 3 de agua y 5 cm 3 de reactivo. Colocar los tubos tapados con un bulbo o embudo en un baño de agua en ebullición durante 15 minutos, retirar cuidadosamente los tubos y sin agitar pasarlos aun baño de agua fría por 4 minutos, retirar los tapones y agregar resbalando por las paredes de cada tubo 2 cm 3 de la solución de yodo-oxalato y después 3 cm 3 de ácido sulfúrico 2N (56 cm 3 /L) (no agitar las soluciones), mezclar hasta que todo el oxido cuproso se disuelva y dejar reposar en baño de agua fría 5 minutos, agitador 2 veces en ese tiempo. Titular con tiosulfato de sodio N, usando almidón como indicador. Restar los cm 3 gastados para titular la muestra de los cm 3 gastados para titular el testigo y calcular la cantidad de glucosa en 5 cm 3 de solución según la TABLA NUM Sacarosa: A un matraz volumétrico de 50 cm 3 pasar con pipeta una alícuota de 25 cm 3 de la fracción 2, agregar 5 cm 3 de ácido clorhídrico 6 N y 5 cm 3 de agua, dejar reposar 17 minutos en un baño de agua a 333 K (60 C), enfriar y neutralizar con hidróxido de sodio 5 N (103 g/500 cm 3 ), utilizando verde de bromocresol como indicador. Ajustar al calor ácido del indicador usando ácido sulfúrico 2 N para corregir el excedente. Diluir al volumen y en una alícuota de 5 cm 3 determinar el valor reductor para el método de Shaffer- Somogyi ( ). Restar la titulación del blanco y calcular la sacarosa por referencia a la curva construida de la TABLA NUM Disacáridos reductores como maltosa Procedimientos: En un tubo de ensaye de 25 x 200 mm pasar con pipeta una alícuota de 5 cm 3 de la fracción 2 y determinar el valor reductor por el método de Shaffer-Somogyi, excepto que los tubos se hierven 30 minutos. Se pueden usar 15 minutos para el blanco con agua. Calcular el % de disacáridos reductores como maltosa. % maltosa = 50 (Gasto x ) x 100 mg de muestra. Corrección de maltosa para la determinación de sacarosa = 0.92 m.c. = Gasto de maltosa x 0.92 La cantidad encerrada en el paréntesis corchete son mg de maltosa en una alícuota de 5 cm 3, válido entre 0.15 y 3.80 mg de maltosa. El valor reductor de la maltosa en 15 minutos es de 92% del valor final.

8 Azúcares superiores o dextrinas Procedimientos: En un matraz volumétrico de 50 cm 3 pasar con pipeta una alícuota de 25 cm 3 de la fracción 3, agregar 5 cm 3 de ácido clorhídrico 6 N y 5 cm 3 de agua, calentar 45 minutos en un baño de agua hirviendo, enfriar, neutralizar como se indica para sacarosa, llevar al volumen y determinar el valor reductor por el método de Shaffer - Somogyi. Restar el gasto de la muestra del gasto del testigo y obtener el equivalente de glucosa de la curva construida de la Tabla Núm. 4. mg. de glucosa TABLA NUM. 4 cm 3 gastados % de azúcares superiores = 40 (glucosa equivalente) x 100 mg de muestra. 3.3 Determinación de acidez Reactivos y Materiales Reactivos:- Solución de Hidróxido de sodio 0.05 N Solución de ácido clorhídrico 0.05 N Material Vasos de precipitado de 250 cm 3 Microbureta de 10 cm 3 Pipetas volumétricas de 10 cm Aparatos e instrumentos Agitador magnético Potenciómetro Procedimiento En un vaso de precipitado de 250 cm 3 pasar 10 g de miel, agregar 75 cm 3 de agua destilada libre de dióxido de carbono, disolver por agitación con un agitador magnético. Introducir los electrodos del potenciómetro en la solución anotando la lectura. Titular con hidróxido de sodio 0.05 N a una velocidad aproximada de 5 cm 3 /minuto deteniendo la adición cuando el ph sea de 8.5, inmediatamente después, agregar 10 cm 3 de hidróxido de sodio 0.05 N y titular por retroceso con ácido clorhídrico 0.05 N hasta alcanzar el ph de 8.3.

9 Hacer un testigo con 75 cm 3 de agua destilada libre de dióxido de carbono Los datos se expresan en miliequivalentes/kg de miel Acidez libre = (cm 3 NaOH 0.05 N muestra) (cm 3 de NaOH 0.05 N blanco) x 50 g de muestra Lactona = (10 - cm 3 de HCl 0.05 N) x 50 g de la muestra 3.4 Determinación de cenizas (substancias minerales) Material: - Cápsula de platino Equipo: - Mufla Procedimiento: En una cápsula de platino tarada, pesar de 5 a 10 g de miel, poner bajo una lámpara infrarroja de 375 Watts hasta carbonizar la muestra y evitar las pérdidas por formación de espuma y derrame. Calcinar la muestra en un mufla a 873 K (600 C) hasta peso constante Cálculos % de cenizas = peso de cenizas x 100 peso de muestra 3.5 Determinación de sólidos insolubles en agua Procedimiento: Disolver 20 g de miel en una cantidad adecuada de agua destilada a 353 K (80 C) y mezclar bien, filtrar a través de un crisol fino de vidrio sinterizado (tamaño del poro de micras) previamente secado y tarado, y lavar a fondo con agua caliente a 353 K (80 C) hasta eliminación de los azúcares. Dejar secar la cápsula durante una hora a 408 K (135 C), enfriar y pesar con aproximación de 0.1 mg Cálculos: % sólidos insolubles en H 2 O = Peso de sólidos insolubles x 100 peso de la muestra 3.6 Determinación de Dextrinas Procedimientos: En una cápsula de porcelana disolver, con aproximadamente 4 cm 3 de agua, 8 gramos de miel (4 g para miel obscura), transferir a un matraz volumétrico de 100 cm 3, en caso de quedar residuos en la cápsula, disolver con 2 cm 3, de agua, agregar esta solución al matraz y lavar la cápsula con 2 porciones de un cm 3 de agua, agregando 5-6 cm 3 de alcohol absoluto antes de cada decantación. Llevar el matraz al volumen con alcohol absoluto, agitando constantemente. Dejar que las dextrinas se sedimenten y el líquido sea claro. Decantar al líquido claro a través del papel filtro y lavar el residuo del matraz con 10 cm 3 de alcohol, pasando los lavados a través del filtro. Disolver las dextrinas en el matraz con agua hirviendo y filtrar en el papel ya usado, lavar recibiendo el filtrado en una cápsula tarada conteniendo arena seca, el matraz y el filtro varias

10 veces con pequeñas porciones de agua caliente. Evaporar en baño de agua y secar hasta peso constante a 343 K (70 C) bajo una presión de aproximadamente 50 mm de mercurio. Disolver las dextrinas con agua y llevar a volumen conocido con agua, usando 50 cm 3 de agua por cada 0.5 g de precipitado. Determinar los azúcares reductores antes y después de la inversión (ver punto 3.2) Cálculos; Calcular el peso de azúcar invertida antes de la inversión y el de sacarosa como se indica en 3.2 Cálculos para dextrinas: Gramos de dextrinas=gramos filtrado-(g azúcares reductores + g azúcar invertida + sacarosa). g de dextrinas % de dextrinas = g de muestra 3.7 Determinación de hidroximetilfurfural (HMF) Principio del método: se basa en el método de Winkler Material:- Matraces volumétricos. - Tubos de ensaye Instrumentos y aparatos: Espectrofotómetro Baño María Reactivos:- Acido acético glacial- Isopropanol - Acido barbitúrico Pasar a un matraz volumétrico de 100 cm 3, 500 mg de ácido barbitúrico, disolver en aproximadamente 70 cm 3 de agua destilada en baño María, enfriar y completar hasta el volumen. p-toluidina Disolver en un matraz volumétrico de 100 cm 3, 10 g de p-toluidina con 50 cm 3 de isopropanol, calentando suavemente en baño María, enfriar, agregar 10 cm 3 de ácido acético glacial. Completar al volumen con isopropanol.- Guardar en frasco ámbar en la oscuridad Preparación de la curva estándar de HMF: Preparar diluciones de HMF que contengan 1, 2, 3, 4 y 5 µg/cm 3, agregar 5 cm 3 de p-toluidina y un cm 3 de ácido barbitúrico, agitar por 2 minutos. Transferir rápidamente a celdas de un cm de paso de luz y leer la absorbencia a 550 nm cuando haya alcanzado su máximo desarrollo de color (1 a 4 minutos, utilizando agua tratada de igual manera como en el testigo Preparación de la muestra: Disolver 10 g de miel con 20 cm 3 de agua, pasar a un matraz volumétrico de 50 cm 3 y llevar a volumen. La muestra deberá ser analizada inmediatamente Procedimiento: En cada uno de 2 tubos de ensaye, pasar con pipeta 2 alícuotas de 2.0 cm 3 de solución de miel y agregar a cada uno 5.0 cm 3 de p-toluidina. A uno de los tubos agregar 1.0 cm 3 de agua (testigo) y al otro 1.0 cm 3 de ácido barbitúrico, agitar por 1 a 2 minutos. Transferir rápidamente a celdas de un cm y leer la absorbencia de la muestra a 550 mm ajustados a cero con el testigo. Cálculos:

11 Determinar el contenido de HMF interpolando el valor de absorbencia obtenida en la gráfica preparada con las absorbencias de la curva de calibración. 4. BIBLIOGRAFÍA: Norma Regional Europea Recomendada para la Miel. No. CAC/RAS A.O.A.C. 12a. edición (1975) Dextrose Determination in Honey a Rapid Photometric Determination Agricultural Research Service, U. S. Departamet of Agricultural For Official USE Winkler O., A. Lebensm Determination of H.M.F. Untersuch U. Forsch Page México, D. F., a 28 de enero de El Director General de Normas Comerciales de la Secretaría de Comercio, Héctor Vicente Bayardo Moreno.- Rúbrica.- El Director General de Normas, Román Serra Castaños.- Rúbrica.

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