LAS SECUENCIAS REPETITIVAS Y EL ORIGEN PARENTAL EN Tympanoctomys barrerae

Transcripción

1 Profesor Patrocinante Dr. Milton Gallardo Narcisi. Facultad de Ciencias. Institución de Zoología Profesor Co-Patrocinante Dr. Jaime Figueroa. Instituto de Bioquímica. Facultad de Ciencias. LAS SECUENCIAS REPETITIVAS Y EL ORIGEN PARENTAL EN Tympanoctomys barrerae Tesis de Grado presentada como parte de los requisitos para optar al grado de Licenciado en Bioquímica y Título Profesional de Bioquímico CRISTIAN LEONARDO MARCHANT SOTO. VALDIVIA CHILE 2011

2 Los únicos regalos del mar son golpes duros, y ocasionalmente la oportunidad de sentirse fuerte. No conozco mucho el mar, pero sé que así es. Y también sé, lo importante que es en la vida no necesariamente ser fuerte, sino sentirse fuerte. Medirse uno mismo aunque sea una vez. Encontrarse aunque sea una vez en las condiciones humanas más primitivas, sin nada que te ayude excepto tus manos y tu propia cabeza. Dedicada a mis Padres, Sergio Marchant (Q.E.P.D) y María Soto.

3 AGRADECIMIENTOS. Por medio de estas palabras quisiera agradecer a las siguientes personas, sin ellas mis estudios de pregrado no hubiesen sido posibles: A mi difunto padre (Q.E.P.D) que gracias a él, todo esto que he logrado hasta la fecha ha sido gracias a sus grandes sacrificios y esfuerzos durante su vida. Gracias por creer en mí, por su apoyo y afecto. A mi gran madre, por sus palabras, consejos, compañía, perseverancia y sacrificio constante por verme titulado. A mi maestro y amigo, Dr. Milton Gallardo, por aceptarme en su grupo de investigación desde marzo del Por sus sabio consejos y apoyo en los momentos difíciles. Gracias por transmitirme su conocimiento, formarme en la ciencia y guiarme en los momentos de incertidumbre y crisis vocacional. Es un honor para mí haber formado parte de su grupo y haber aportado en su investigación. Al resto de mi familia, Hermanos, Cuñados y sobrinos. Ellos siempre me brindaron su apoyo y cariño. Gracias por su preocupación constante. A mis grandes amigos y compañeros de carrera, Jorge (fisho), Rodrigo (siber), Agustín (sapo), Paulina (Paly), Rodrigo (sandro), Magdalena (lena). Gracias por hacer los días en valdivia más agradables y llevaderos. Por compartir grandes momentos de fiestas y estudio. Por el cariño, la confianza y la amistada verdadera.

4 AGRADECIMIENTOS. Por medio de estas palabras quisiera agradecer a las siguientes personas, sin ellas mis estudios de pregrado no hubiesen sido posibles: A mi difunto padre (Q.E.P.D) que gracias a él, todo esto que he logrado hasta la fecha ha sido gracias a sus grandes sacrificios y esfuerzos durante su vida. Gracias por creer en mí, por su apoyo y afecto. A mi gran madre, por sus palabras, consejos, compañía, perseverancia y sacrificio constante por verme titulado. A mi maestro y amigo, Dr. Milton Gallardo, por aceptarme en su grupo de investigación desde marzo del Por sus sabio consejos y apoyo en los momentos difíciles. Gracias por transmitirme su conocimiento, formarme en la ciencia y guiarme en los momentos de incertidumbre y crisis vocacional. Es un honor para mí haber formado parte de su grupo y haber aportado en su investigación. Al resto de mi familia, Hermanos, Cuñados y sobrinos. Ellos siempre me brindaron su apoyo y cariño. Gracias por su preocupación constante. A mis grandes amigos y compañeros de carrera, Jorge (fisho), Rodrigo (siber), Agustín (sapo), Paulina (Paly), Rodrigo (sandro), Magdalena (lena). Gracias por hacer los días en valdivia más agradables y llevaderos. Por compartir grandes momentos de fiestas y estudio. Por el cariño, la confianza y la amistada verdadera.

5 i INDICE GENERAL. Pág. 1.-Resumen Summary Introducción Hipótesis de trabajo Objetivos generales Objetivos específicos Materiales y Métodos Materiales Material Biológico Enzimas Reactivos Metodología Extracción de ADN Genómico Obtención de placas metafásicas de T. barrerae Preparación de sondas genómicas de T. barrerae, P. 15 aures, O. mimax y O. gliroides Electroforesis de sondas y ADN genómicos. 15

6 ii Pág Cuantificación ADN genómico Experimentos controles Hibridación Genómica Comparada Total (W-CGH) Pre-Hibridación Hibridación Post-Hibridación, Montaje y Captura de Imagen Resultados Cuantificación y Calidad de ADN Genómico Electroforesis de sondas y ADN genómico Ensayo Controles Hibridación Genómica Comparada Total (W-CGH) Discusión Conclusión Bibliografía 44

7 iii INDICE DE FIGURAS. Pág. Figura 1.- Modelo explicativo en el origen de Tympanoctomys barrerae 8 mediante hibridación interespecífica. Figura 2.- Esquema de metodologia de W-CGH utilizada 18 Figura 3.- Gel de electroforesis de los DNA extraídos. 21 Figura 4.- Gel de electroforesis de las sondas fluorescentes. 22 Figura 5.- Experimento de Self-GISH, Sonda O. mimax y O. gliroides 24 sobre sus placas metafasicas. Figura 6.- Experimento de Self-GISH, Sondas de T. barrerae y P. aureus 25 hibridadas sobre sus placas metafásicas. Figura 7.- Experimentos de W-CGH sobre placas metafásicas de 27 T. barrerae. Figura 8.- Experimentos de W-CGH sobre placas metafásicas de 29 T. barrerae con sondas de O. mimax y P. aureus Figura 9.- Experimentos de W-CGH sobre placas meióticas y nucleos 30 interfásicos de T. barrerae con sondas de O. mimax y P. aureus Figura 10.- Esquema representativo para la co-evolución de las secuencias 36 repetitivas y proteínas centroméricas en T. barrerae

8 iv LISTA DE ABREVIATURAS. DAPI 4`,6-diamino-2-fenilindol. EDTA Ácido Etilendiaminotetraacetico. EtBr Bromuro de Etidio. F-12-UTP Fluoresceína-12-Uridina trifosfato. FISH Hibridación Fluorescente in situ. GISH Hibridación Genómica in situ. H 0 Hipótesis Nula. H 1 Hipótesis Alternativa. NOR Región Organizadora del Nucleolo. PBS Tampón fosfato salino. R-11-UTP Rodamina 11 Uridina trifosfato SBF Suero Bovino Fetal. SDS Dodecílsulfato Sódico. SSC Citrato Salino Sódico. W-CGH Hibridación Genómica Compara Total. % p/v Porcentaje Peso volumen

9 1 1.- RESUMEN Tympanoctomys barrerae (2n=102) es un roedor con duplicación genómica y con un aparente origen alotetraploide derivado de la hibridación interespecífica entre Pipanacoctomys aureus (2n=92) y Octomys mimax (2n=56). Estudios de pintura cromosómica señalan que T. barrerae es diploide y que su alto número cromosómico y contenido de ADN (16,8 pg) se debe a acumulación de secuencias repetitivas. Esta hipótesis se puso a prueba mediante hibridación genómica comparada in situ (W-CGH) hibridando sobre placas meióticas y mitóticas de T. barrerae con sondas de sus posibles ancestros, sin ADN bloqueador. De este modo es posible discriminar la proveniencia, el tamaño y localización del ADN repetitivo en T. barrerae. Los resultados indicaron que hay cromosomas cuya secuencias repetitivas tiene homología con el ADN de P. aureus mientras otros tienen homología con el ADN de O. mimax. Una tercera fracción muestra homología mixta. Estos resultados apoyan la condición alotetraploide de T. barrerae y descartan un incremento masivo de secuencias repetitivas, pues dicho ADN se limita a las regiones pericentroméricas y algunas teloméricas. Adicionalmente P. aureus tiene un mayor numero y diversidad de secuencias repetitivas a pesar de presentar menor tamaño del genoma. Por lo tanto la alotetraploidía es la explicación más parsimoniosa para explicar el doble número de cromosomas bibraquiados y el efecto gigas en T. barrerae. Estos atributos no tienen explicación bajo la hipótesis de adición de secuencias repetidas.

10 SUMMARY. Tympanoctomys barrerae (2n=102) is a rodent with genome duplication and an apparent allotetraploid origin derived by interspecific hybridization between Pipanacoctomys aureus (2n=92) and Octomys mimax (2n=56). Nevertheless, chromosome painting suggests that T. barrerae is diploid and that it is high chromosome number and DNA content (16,8 pg) is due to accumulation of repetitive sequences. This hypothesis was tested through Whole Comparative Genome Hybridization (W-CGH) on meiotic and mitotic plates of T. barrerae, using probes of its possible ancestors, without blocking DNA. Thus, it was possible to discriminate the origin, size and location of repetitive DNA in T.barrerae. These findings support the allotetraploid status of the species and discredited a massive increase of repetitive sequences to explain its large genome size since it DNA is limited to pericentromeric and telomeric regions. Therefore allotetraploidy is the more parsimonious explication for the double chromosome number of biarmed chromosome and for the gigas effect in T. barrerae. These attributes have no explication under the hypothesis of addition of repetitive sequences and corroborate the hybrid origin of the species.

11 3 2.- INTRODUCCION. En el genoma de organismos eucariontes las secuencias repetitivas son los principales constituyentes, pues comprenden más que el 50% en humanos (Shapiro et al., 2005). Las secuencias repetitivas contribuyen a la complejidad del genoma incluso entre especies estrechamente relacionas. Inicialmente, estas secuencias no eran del todo conocidas y se especulaba que no tenían función dentro del genoma, por ello se les denominó ADN basura o ADN parásito (Doolittle y Sapienza, 1980; Orgel y Crick, 1980). Actualmente, se han clasificado en dos grandes grupos, las secuencias dispersas y las repeticiones en tándem. El primer grupo lo componen secuencias repartidas de forma azarosa en el genoma, siendo las más abundantes los elementos móviles transponibles. Este grupo de secuencias se encuentra presente tanto en genomas procariontes como en eucariontes y su importancia evolutiva radica en que pueden producir mutaciones al momento de desplazarse de un punto a otro en el genoma (Alberts, 2006). Por su lado, las secuencias repetidas en tándem presentan una organización que consiste de una sucesión de copias (una al lado de la otra), de una determinada secuencia. Existen tres clases de secuencias en tándem: a) los microsatélites conformados por secuencias cortas entre 1 a 5 pares de bases y 10 a 100 repeticiones, b) los minisatélites son secuencias con 10 a 100 pares de base y 10 a 100 repeticiones. Finalmente c) el ADN satélite, corresponde al ADN repetido en tándem con tamaños que oscilan desde cientos hasta miles de pares de base (Charlesworth et al., 1994). Este ADN satélite se localiza principalmente en las regiones centroméricas y pericentroméricas donde

12 4 también se encuentra la heterocromatina constitutiva reconocida por el bandeo C (Redi et al., 2001). La heterocromatina corresponde a material genético transcripcionalmente inactivo y presenta dos principales componentes. El primero está formado por histonas y proteínas heterocromáticas como HP1, descrita en Drosophila (Belyaeva et al., 1993). El segundo, se compone de las secuencias repetidas satélites, caracterizadas por endonucleasas de restricción (Lica y Hamkalo 1983; Lohe et al., 1993). Se ha documentado una gran variedad de familias de secuencias satélites con diferencias en longitud, número de repeticiones y variantes nucleotídicas (Charlesworth et al., 1994). Esta gran variación está presente incluso entre especies estrechamente emparentadas (Pita et al., 2003). En primates, la familia del Satélite-α es la mejor caracterizada y en humanos, consta de una unidad de repetición de 171 pb, duplicada en tándem (Willard y Waye, 1987; Waburton et al., 1993). En Mus musculus domesticus se han identificado cuatro familias de ADN satélite: satélite mayor, satélite menor, satélite 3 y satélite 4. Estas secuencias satélites tienen distinta localización, longitud y número de repeticiones (Kuznetsova, et al., 2004). El satélite menor (MiSat) tiene localización centromérica mientras el satélite mayor (MaSat) se encuentra en regiones pericentroméricas (Wong y Rattner, 1988; Joseph et al., 1989; Garagna, et al,. 2001). La localización de las secuencias altamente repetitivas es primordialmente centromérica y se ha argumentado un rol funcional importante en el metabolismo celular, como la estructuración y ensamblaje de los centrómeros, (Pidoux y Allshire 2000). La heterocromatina centromérica tiene una constitución diferente a aquélla

13 5 localizada en otras regiones cromosómicas debido a que sus histonas están generalmente hipoacetiladas (Jeppesen et al., 1992). La detección de HP1 (proteina heterocromatica 1) mediante inmunofluorescencia y FISH (Fluorescence in situ Hybridization) han demostrado su contribución en la función del centrómero (Eissenberg y Elgin, 2000). Al respecto, se acumula específicamente sobre MaSat, mientras que la distribución de las proteínas centroméricas (CENP) están asociadas sólo con el MiSat (Guenatri et al., 2004). La detección citológica de las secuencias ha sido posible con advenimiento de la hibridación in situ usando sondas fluorescentes. Actualmente, la técnica de hibridación genómica comparada total (Whole- Comparative Genomic Hibridization; W-CGH), ha permitido la identificación de polimorfismos cromosómicos relacionados con el ADN repetitivo localizado en las regiones centroméricas y pericentroméricas. (Bloom et al., 2007). Tales polimorfismos son detectables estableciendo competencia entre dos ADNs genómicos en igual concentración y en un ambiente de hibridación in situ. A diferencia de la Hibridación genómica in situ (GISH), esta técnica no utiliza ADN bloqueador, de modo que no hay sustracción de las secuencias repetitivas, en comparaciones interespecíficas o intraespecífica (Pita et al., 2003). Esta estrategia consiste en cohibridar placas cromosómicas de la especie en estudio con las sondas genómicas totales de las especies con que se compara. Así, ambas sondas compiten por sus regiones de mayor homología produciendo tinciones diferenciales. Se obtiene un color intermedio cuando ambas sondas colocalizan en un mismo lugar debido a su homología. Esta técnica ha permitido identificar las diferencias en cuanto a la amplificación, distribución y localización de secuencias repetitivas en insectos y mamíferos. Por

14 6 ejemplo, se utilizó W-CGH para determinar la distribución de secuencias repetitivas en tres razas de ovejas (Dávila-Rodríguez et al., 2009). Igualmente, la técnica permitió concluir que tres razas de cerdos de origen independiente comparten familias con secuencias similares en sus regiones centroméricas. No obstante, el numero de copias está expandido diferencialmente entre las razas (Pita et al., 2008). Adicionalmente, la W-CGH permitió discriminar los cromosomas homólogos provenientes de cada progenitor (Hepperger et al., 2008). Considerando la utilidades de la W-CGH, se utilizará esta técnica para mapear citológicamente y discriminar los subgenomas que supuestamente forman el genoma de Tympanoctomys barrerae. Este roedor tiene un genoma de 16.8 pg de ADN por núcleo cuyo valor duplica el de sus especies filogenéticamente más cercanas como, Octodontomys gliroides (2n = 38) y Octomys mimax (2n = 56) cuyos genomas contiene 8.2 y 7.6 pg de ADN respectivamente (Gallardo y col., 2003, 2004). Como resultado de la duplicación de su genoma esta especie muestra incremento en el tamaño celular (efecto gigas) sugiriéndola como especie tetraploide. La directa relación en el contenido del ADN con las dimensiones celulares es bien conocida en plantas poliploides, como resultado, se observan estructuras reproductivas más grandes (Stebbins et al., 1971). La tetraploidía de T. barrerae fue corroborada por análisis de FISH, usando como sonda una fracción del enhancer temprano del gen Hoxc8 (Gallardo et al., 2006). Por otra parte, la meiosis diploidizada y estudio de genes ribosomales de esta especie ha sugerido un origen alotetraploide. Dado la cercanía filogenética, se ha sugerido un modelo en el origen de T. barrerae mediante hibridación interespecífica (figura 1). Este modelo propone a Octomys mimax como especie ancestral (2n = 56), la cual habría producido

15 7 gametos no reducidos durante la meiosis. La fusión de estos gametos, unidos a los 46 cromosomas de P. aureus, habrían dado origen a T. barrerae (2n =102). Este modelo ha sido corroborado mediante análisis de GISH al mostrar que el genoma de O. mimax y P. aureus están completamente contenidos en el genoma de T. barrerae (Suárez, tesis; 2007) Dado que la pintura cromosómica no corroboró la tetraploidía T. barrerae, se concluyó que esta especie es diploide y su gran tamaño del genoma se debe principalmente a un aumento y dispersión de secuencias repetitivas (Svartman et al., 2005). De estos resultados surge la necesidad de poner a prueba tal hipótesis mediante W-CGH (Pita et al., 2008; Dávila-Rodríguez et al., 2009). Para estos ensayos se utilizarán sondas genómicas de sus posibles progenitores con el fin de evaluar su potencial contribución al genoma de T. barrerae. Con todo, el presente trabajo tiene por objetivo poner a prueba la hipótesis de Svartman (2005) para contrastarla con la hipótesis de alopoliploidía propuesta por Gallardo (2006).

16 8 Figura 1. Modelo explicativo del origen de Tympanoctomys barrerae, mediante hibridación interespecífica.

17 HIPOTESIS DE TRABAJO. H 0 : T. barrerae es diploide y el gran tamaño de su genoma se debe a una expansión generalizada de las secuencias repetitivas. Esta hipótesis predice que se detectarán señales fluorescentes en brazos y cromosomas completos, producto del aumento de secuencias repetitivas. H 1 : Debido a la condición alotetraploide de T. barrerae, las secuencias repetitivas en tándem se distribuirán preferentemente en las regiones centroméricas y pericentroméricas. Esta hipótesis además predice que debido a la variación de estas secuencias se podrá discriminar los centrómeros provenientes de cada uno de sus parentales.

18 OBJETIVOS GENERALES. 1.- Determinar el origen y distribución de las secuencias repetitivas en el genoma de T. barrerae mediante la hibridación de sus cromosomas con ADN genómico total, marcado con fluoresceína y sin bloqueador (W-CGH).

19 OBJETIVOS ESPECÍFICOS. 1.- Realizar W-CGH sobre placas metafásicas de T. barrerae utilizando sondas fluorescentes de ADN genómico de cada uno de sus especies parentales y sin ADN bloqueador. 2.- Realizar W-CGH sobre placas meióticas de T. barreare utilizando sondas fluorescentes de ADN genómico de cada uno de sus especies parentales y sin ADN bloqueador. 3.- Determinar los cromosomas de T. barreare que presenta mayor homología por las secuencias repetitivas de sus taxa filogenéticamente más cercanos, O. mimax, P. aureus y O. gliroides. 4.- Identificar la existencia de distintas familias de secuencias repetitivas en el genoma de T. barrerae. 5.- Determinar citológicamente si el gran tamaño del genoma de T. barrerae se debe a un incremento de las secuencias altamente repetitivas. 6.- Corroborar la hipótesis de alotetraploidía de T. barrerae.

20 MATERIALES Y MÉTODOS MATERIALES MATERIAL BIOLÓGICO. Para la extracción de ADN genómico se utilizaron individuos de T. barrerae, O. mimax, O. gliroides, P. aureus, que fueron colectado en su hábitat natural. Los órganos utilizados de estas especies se encuentran preservados en alcohol o congelados en la Colección de Mamíferos del Instituto de Ecología y Evolución, de la Universidad Austral de Chile. Los cromosomas T. barrerae utilizados corresponden a la línea celular 1755 (hembra) y 1807 machos. Se realizaron experimentos controles en placas metafísicas de O. mimax, O. gliroides, P. aureus.

21 ENZIMAS Número de catálogo. Taq ADN polimerasa (Invitrogen) RNasa A (Invitrogen) Proteinasa K (Invitrogen) Pepsina (Sigma-Aldrich) P REACTIVOS. GelRedTM Nucleic Acid Gel Stain (Biotium) ADN λ HindIII ladder (NEB) Agarosa (Sigma-Aldrich) N3012L A9539 Etanol absoluto (Merck) Isopropanol (Sigma-Aldrich) Cloroformo (Merck) Fenol (Merck) Alcohol isoamílico (Merck) EDTA (Merck) Ácido clorhídrico (Merck) Paraformaldehido (Merck) Formamida (Merck) Dextran sulfato (Sigma-Aldrich) D8906 Fluoroceina-12-UTP (Invitrogen) C-7604 DAPI (Invitrogen) D1306 Vectashield (VectorLabs) H-1400

22 METODOLOGÍA EXTRACCIÓN DE ADN GENÓMICO. El ADN genómico se extrajo a partir de las muestras de tejido de hígado de P. aureus, O. mimax, T. barrerae, O. gliroides, según métodos estándares descrito por Sambrook y cols. (1998) con algunas modificaciones detalladas en Gallardo y cols. (2004) OBTENCIÓN DE PLACAS METAFÁSICAS DE T. barrerae. Para la obtención de cromosomas se utilizó la técnica de explante primario (Fershney, 2000) a partir de tejido pulmonar. El cultivo se incubó en una cámara de CO 2 al 10% a 37ºC, en medio de cultivo MEM EARLES. NEAA con 10% de suero bovino fetal (SBF). Cuando las células alcanzaron el 100% de confluencia, se procedió a la obtención de cromosomas de la siguiente manera: el cultivo se dividió en 3 frascos con aproximadamente 2 a 3 ml de medio de cultivo nuevo. Cumplidas las 24 h. se aplicó una solución de colchicina al 0,01 ug/ml a cada frasco, posteriormente transcurridas entre 3 a 4 h. las células se removieron por tratamiento con tripsina y se llevaron a un tubo de 15 ml para luego realizar el tratamiento de hipotonía. La hipotonía se realizó por 20 minutos en una solución 0,075 M de KCl a 37ºC. Finalmente el producto se centrifugó y el sedimento se fijó con una solución de metanol acido acético 3:1. Los cromosomas se almacenaron en dicha solución.

23 PREPARACION DE LAS SONDAS GENOMICAS DE T. barrerae, P. aureus, O. mimax y O. gliroides. Del ADN obtenido en el procedimiento 3.2.1, se tomaron 1 a 2 ul y se aforó a 15 ul con agua destilada para someterse a shock térmico a 95ºC por 10 minutos. Posteriormente se marcó con fluoresceína 12-UTP mediante el método de random primers. Este procedimiento se basa en la desnaturación y posterior hibridación de los fragmentos de ADN genómico con exameros al azar de ADN (cebadores). Posteriormente, la ADN polimerasa I, cataliza la adición de nucleótidos trifosfatos en dirección 5-3 hidroxilo. La presencia en esta reacción de fluoresceína 12-UTP, análogo a dutp permite que entre el 50-60% de dttp sean reemplazados por fluoresceína 12-UTP. Esta reacción produce sondas entre 200 y 400 pb (Lieu y cols., 2005) ELECTROFORESIS DE SONDAS Y ADN GENÓMICO. Con el fin de conocer el tamaño de las sondas preparadas, los productos obtenidos del procedimiento anterior se fraccionaron electroforéticamente en geles de agarosa al 1,5%. La preparación de los geles se realizó con TAE 1.0X (20 mm tris-acetato, ph 8,0; 1 mm EDTA y 10 mm de acetato de sodio) como tampón gel y tampón de corrida. Los productos de sonda de ADN se mezclan con 3 ul de buffer de carga 6X (xilencialol 0,25% p/v más azul de bromofenol 0,25% p/v en glicerol; Sambrook et al., 1989). El tamaño de los fragmentos se determinó fraccionando las muestras en un gel, junto aun estándar de tamaño molecular y concentración conocida (ADN 100 pb, invitrogen). Los geles se tiñeron con bromuro de etidio (EtBr) a una concentración de

24 ug/ml, que como agente intercalante del ADN permite la visualización de bandas de ácidos nucleicos en un transiluminador UV (Vilbert Loumart modelo TFX- 20.M). Los geles de agarosa al 0.8% se realizaron a fin de verificar la calidad del ADN genómico extraído CUANTIFICACIÓN DEL ADN GENÓMICO. El ADN extraído se cuantificó mediante un espectrofotómetro NanoDrop-1000 calibrado a 260 nm, para medir concentración de ácidos nucleicos. La razón de absorbancia 260/280 nm, se usó para verificar la pureza del ADN EXPERIMENTOS CONTROLES Los experimentos controles se realizaron por medio de la técnica Self-GISH, que consiste en hibridar sondas genómicas con placas metafísicas pertenecientes a una misma especie, con el fin corroborar si las muestras de ADN sondas corresponden realmente a secuencias repetitivas. Así en el self-gish se hibridaron sobre placas metafásicas de O. mimax, P. aureus, T. barrerae y O. gliroides sus propio ADN marcado con fluoresceína en ausencia de ADN bloqueador. El ambiente de hibridación se logra transcurrido 24 h de incubación en cámara húmeda a 37ºC. La rápida cinética de reasociación permite determinar la localización de estas secuencias en el genoma de O. mimax, P. aureus, T. barrerae y O. gliroides.

25 HIBRIDACIÓN GENÓMICA COMPARATIVA TOTAL (W-CGH). Con el fin de poner aprueba si el tamaño del genoma de T. barrerae se debe a la acumulación de secuencias repetitivas. En este experimento las señales verdes (fluoresceína) corresponden a O. mimax y las señales en rojo (rodamina) corresponde a P. aureus (Figura 2). La colocalización de ambas se observará de color amarillo. La W-CGH consta de 5 pasos: Pre-hibridación Las placas cromosómicas de T. barrerae obtenidas a partir del procedimiento descrito anteriormente, se envejecen por shock térmico de 95ºC por 10 seg según protocolo de Henegariu (2001). Posteriormente las placas se someten a tratamientos consecutivos de HCl (10mM) por 5 minutos, pepsina (5mg/ul) por 1 min a 37ºC, formaldehído al 1% por un minuto y dos lavados con 2X SSC por 5 minutos. Posteriormente se transfieren a una batería de etanol al 50%, 70% y 100% por 5 minutos cada uno, formamida al 70% por 3 minutos, 2X SSC por 3 minutos y una deshidratación final con la batería de alcoholes mencionadas anteriormente. (Traut et al., 1999; Gallardo et al., 2006).

26 18 Figura 2. Esquema de metodología de W-CGH utilizada. El ADN extraido de O. mimax y P. aureus es marcado con fluoresceína y utilizado como sonda. La solución de hibridación contiene ambas sondas en concentración equimolar de rodamina (rojo) y fluoresceína (verde). Además, contiene 20XSS, formamida y dextrán sulfato. Paralelamente, se trabajó la placa metafásica con lavados de etanol y 2XSSC en etapas de pre-hibridación. La etapa de hibridación se realizó a 37ºC por 24 h. En post-hibridación, se realizaron lavados con 4XSSC+tween % y etanol para finalmente capturar las imágenes en microscopio de epifluorescencia.

27 Hibridación: Consiste en la aplicación de la mezcla de hibridación (30 ul por portaobjeto), la cual se desnatura previamente a 83ºC por 6 minutos. La mezcla contiene 100 ng de sonda de hibridación de O. mimax y P. aureus equimolar, 50% formamida desionizada (v/v), 2X SSC y 10% de dextran sulfato. La hibridación se lleva a cabo en una cámara húmeda por 24 h a 37ºC Post-hibridación, montaje y captura de imagen. Cumplidas la 24 h, los portaobjetos son sometidos a los siguientes tratamientos de lavados post-hibridación: formamida al 50% por 3 min a 37ºC, 2X SSC por 3 min a 37ºC y 4X SSC preparado con tween 20 (0,1%) tres veces por 5 minutos (Zhan 2004; Gallardo et al., 2006). El contrateñido se realizó con DAPI, una sustancia que se une fuertemente al ADN y que al ser excitada a 345 nm emite un color azul (488 nm) en todos los cromosomas. Posteriormente se realiza el montaje de la placa con una solución antifade (vectashield). Las placas mitóticas se visualizaron en microscopio de epifluorescencia Zeiss AxioLAB modelo 50/AC equipado con una cámara fotográfica Axiocam MRC. Las fotografías fueron tomadas con cada uno de los filtros, azul, verde y rojo.

28 RESULTADOS CUANTIFICACIÓN Y CALIDAD DEL ADN GENÓMICO. A fin de verificar la calidad del ADN genómico extraído se realizó una electroforesis en gel de agarosa al 0.8%. Una gruesa banda de alto peso molecular bien definida en el gel, refleja un ADN en buen estado e integro para obtener sondas genómicas apropiadas. El ADN utilizado se observa en los carriles 2, 3, 4 y 5 de P. aureus, O. mimax, O. gliroides y T. barrerae, respectivamente (Figura 3). La concentración de ADN adecuada para realizar nuestro trabajo corresponde a valores mayores de 1000 ng/µl, presentando además un índice de pureza mayor o igual a 1,8. Las concentración de ADN que se utilizaron fueron de ng/µl, ng/ µl, 1223 ng/ µl y 1374 ng/ µl para P. aureus, O. mimax, O. gliroides y T. barrerae, respectivamente. Sus índices de pureza fueron 1.82, 1.81, 1.84 y 1.87 para P. aureus, O. mimax, O. gliroides y T. barrerae, respectivamente ELECTROFORESIS DE LAS SONDA GENÓMICAS. Los tamaños aproximados de las sondas (Figura 4) obtenidos por comparación con el estándar de tamaño molecular (100 bp) se encontraron entre pb.

29 21 Figura 3. Electroforesis en gel de agarosa 0,8% de ADN genómico extraído de 3 especies de octodóntidos. Carril 1, estándar de tamaño molecular correspondiente al ADN del fago lambda digerido con HindIII. Carril 2, ADN genómico de P. aureus. Carril 3, O. mimax. Carril 4, O. gliroides y Carril 5, T. barrerae.

30 22 Figura 4. Electroforesis en gel de agarosa al 1,5%, de sondas ADNs fluorescentes, marcadas con F-12-UTP (fluoresceína) y R-11-UTP (Rodamina) por medio del método random primer. Carril 1, marcador de tamaño molecular 100 bp. Carril 2 sonda ADN genómico de T. barrerae. Carril 3, sonda ADN genómico de P. aureus. Carril 4, sonda ADN genómico de O. mimax y Carril 5, sonda ADN genómico O. gliroides.

31 ENSAYOS CONTROLES. Se empleó Self-GISH como técnica de control y para conocer la localización de las secuencias repetitivas en los genomas de las especies en estudio. Esta consiste en hibridar placas metafásicas con sondas genómicas totales del mismo individuo. Al hibridar las sonda genómica de O. mimax y O. gliroides (Figura 5), P. aureus (Figura 6b) sobre sus propias placa metafásicas, las sondas fluorescentes identificaron las secuencias repetitivas pericentroméricas en la totalidad de los cromosomas, exceptuando dos pares cromosómicos en O. mimax (Figura 5). Además las sonda genómica de P. aureus detectó 26 señales fluorescentes adicionales, con ubicación telomérica (Figura 6b, flecha verde). Los experimentos Self-GISH sobre T. barrerae mostraron que la sonda detectó todos los cromosomas de la especie, (2n = 102). La detección se ve reflejada por la fluorescencia de color verde sobre todos los cromosomas, generada por el marcaje con fluoresceína 12-UTP en placas de hembra (Figuras 6a).