LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA EXPERIMENTAL Grupo 2 (10:00 13:00 hrs) Semestre Profesores: Guadalupe Tsuzuki Reyes y Rosalba Esquivel-Cote

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1 Semana 2 Semana 1 LABORATORIO DE EXPERIMENTAL Grupo 2 (10:00 13:00 hrs) Semestre Profesores: Guadalupe Tsuzuki Reyes y Rosalba Esquivel-Cote CALENDARIO DE ACTIVIDADES UNIDAD Lunes 28 ENERO Miércoles 30 ENERO Presentación. Organización. Forma de evaluación. P1 Bioseguridad. Discusión del Reglamento Explicación acerca del Formato para de Seguridad e Higiene. entregar Reportes 1. BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO AUDIOVISUAL 12:00 a.m. Revisión de los siguientes videos: Técnica aséptica Trabajo en el laboratorio Y si no cumplo con el reglamento? Lectura del Reglamento de Seguridad e Higiene para discutir en clase. Conseguir candado y material básico de limpieza Ejercicio de lavado de manos, siembra en placas Petri con Agar Nutritivo. Reconocimiento de recipientes para desechar colorantes y vidrios rotos. P2.3 Control de calidad de Zona y Técnica Aséptica. Ejercicio (siembra en placas). El Microscopio El uso del microscopio Frotis Tinción simple VIERNES 1 FEBRERO Guardar placas en refrigeración Traer candado y material básico para limpieza UNIDAD Lunes 4 FEBRERO Miércoles 6 FEBRERO Revisión y registro de resultados de las placas del ejercicio de lavado de manos. P2.2 Preparaciones microbiológicas. P2.2.3 Preparaciones fijas. P2.2.4 Tinción simple. Afirmar el manejo de la zona aséptica. 1. BUENAS PRÁCTICAS DE LABORATORIO NO HAY LABORES P2.3 Control de calidad de Zona y Técnica Aséptica. Revisión y registro de resultados. Traer una letra muy pequeña y asimétrica (a, e, f, t, r, p) recortada de periódico o revista el lunes 11. Tinción de Gram Tinción de Ziehl Neelsen MAESTRAS: Pedir pulque para miércoles 13 y lunes 18 de febrero (100 ml). Poner el domingo 10, azúcar al pulque Material: 20 min para organizar en gavetas.

2 Semana 4 Semana 3 UNIDAD Lunes 11 FEBRERO Miércoles 13 FEBRERO P2.1 Uso y cuidado del microscopio de campo claro. Presentación del microscopio. Enfoque de letra asimétrica. Observación de preparaciones fijas con tinción simple (sesión anterior) P2.2 Preparaciones microbiológicas. P2.2.5a y P2.2.5b Tinciones diferenciales (Tinción Gram y Ziehl-Neelsen). Tinción de endospora Tinción negativa de cápsula P2.2 Preparaciones microbiológicas. P2.2.6a Tinción selectiva (tinción de endospora). P2.2.6b Tinción negativa (tinción de cápsula). Preparación de material para su esterilización MAESTRAS y ALUMNOS: Pedir material de vidrio para preparación de medios de cultivo. Una letra muy pequeña y asimétrica (a, e, f, t, r, p) recortada de periódico o revista. JUEVES 14 o VIERNES 15 Lavar material Cuestionario del Tema Reglamento de Bioseguridad e Higiene. Traer pulque (100 ml) UNIDAD Lunes 18 FEBRERO Miércoles 20 FEBRERO P2.2 Preparaciones microbianas Concluir con tinciones diferenciales, selectiva y negativa P2.3 Esterilización y preparación de medios de cultivo. Preparar material de vidrio, previamente lavado para su esterilización (poner filtro y envolver pipetas y cajas Petri) REPORTE 2: Uso y cuidado del microscopio de campo claro. Traer pulque (100 ml). Traer latas forradas con papel P2.3 Esterilización y preparación de medios de cultivo. Preparar medios de cultivo y tubos con SSI. Esterilización. Utilizar controles biológicos Siembra por estría en tubo Siembra por extensión superficial Recoger, el jueves 21, el material esterilizado e incubarlo en gaveta (28 C). MASTRAS: Pedir para el miércoles 27, un alimento (vegetal, pan o tortilla) enmohecido. A partir de la siguiente semana, los laboratoristas del L 1A, no proporcionarán el siguiente material: asas bacteriológicas, gradillas, mecheros, portaobjetos y cubreobjetos

3 Semana 6 Semana 5 UNIDAD Lunes 25 FEBRERO Miércoles 27 FEBRERO P2.3 Esterilización y preparación de medios de cultivo.. 3. ESTUDIO DE CULTIVOS BACTERIANOS PUROS 4. ESTUDIO MICROSCÓPICO Y CULTIVO DE HONGOS P2.3 Control de calidad de esterilización, (controles biológicos) y Técnica aséptica.. P3.1 Técnicas de cultivo de bacterias: Inoculación de bacterias no filamentosas. Tinción de Gram a partir de cepas. P3.1 Técnicas de cultivo de bacterias: Inoculación de bacterias filamentosas (actinobacterias). Tinción de Gram a partir de cepas. Siembra con asa micológica REPORTE 3: Preparaciones fijas, tinciones simple, diferenciales, selectiva y negativa. P3.1 Técnicas de cultivo de bacterias: (desarrollo de bacterias no filamentosas). Tinción de Gram a partir de los cultivos obtenidos. EXPOSICIÓN POR EQUIPO de las estructuras morfológicas de las actinobacterias (Streptomyces sp.). P4.1 Técnica de cultivo de hongos. Inoculación de hongos (mohos y levaduras) a partir de cultivos puros y de una muestra natural. Observación por impronta (diurex) MAESTRAS: Pedir para el miércoles 6 de marzo el material para la instalación de la columna de Winogradsky. Alimento enmohecido UNIDAD Lunes 4 MARZO Miércoles 6 MARZO (0) 3. ESTUDIO DE CULTIVOS BACTERIANOS PUROS 4. ESTUDIO MICROSCÓPICO Y CULTIVO DE HONGOS P3.1 Técnicas de cultivo de bacterias: (desarrollo de bacterias filamentosas). Tinción de Gram a partir de los cultivos obtenidos. P4.1 Técnica de cultivo de hongos.. Observación por impronta (diurex) a partir de cultivos puros y de la muestra natural. EXPOSICIÓN DE MODELOS POR EQUIPO de las estructuras morfológicas de hongos filamentosos (Aspergillus sp., Alternaria sp., Fusarium sp., Geotrichum sp., Mucor sp., Penicillium sp., Rhizopus sp.) Revisar el video de la técnica: Preparaciones húmedas Tinciones vitales REPORTE 4: Esterilización y control de calidad P2.2.1 Preparaciones microbiológicas (Preparaciones húmedas a partir de muestras de agua de florero, lago). Observación de protozoarios y algas ESTUDIO DE PROTOZOARIOS Y ALGAS Características básicas de protozoarios y algas 9.2 Instalación de la Columna de Winogradsky Observaciones macroscópicas de la apariencia de la Columna, y microscópicas de la diversidad microbiana (bacterias, hongos, protozoarios y algas). Primera observación. Toma de fotos. MAESTRAS: Pedir tarea acerca del aislamiento de microorganismos y la composición y uso de los medios de cultivo selectivos y diferenciales. Agua de florero Material para instalar columnas de Winogradsky Prepara tubos con SSIE para siguiente clase

4 Semana 8 Semana 7 UNIDAD Lunes 11 MARZO Miércoles 13 MARZO (1) 5. TÉCNICAS DE AISLAMIENTO DE P5.1 Técnicas de aislamiento de microorganismos. Aislamiento de: bacteria G+, G- (cultivo mixto), esporulada, mohos, levaduras y actinobacterias (muestra natural). REPORTE 5: Cultivo de bacterias y hongos. Tarea de Aislamiento y medios de cultivo selectivos y diferenciales EXAMEN I. Desde Buenas prácticas de laboratorio hasta Cultivo de Bacterias y Hongos. Proyección de Fotos. P5.1 Técnicas de aislamiento de microorganismos. (comparación de la diversidad de colonias desarrolladas en los diferentes medios de cultivo y condiciones de incubación, tinción Gram, simple o Impronta. Selección de colonias). Aislamiento primario. 9.2 Observación macroscópica de la Columna de Winogradsky Registro de la apariencia física de la Columna. Primera observación. Toma de fotos. UNIDAD Lunes 18 MARZO Miércoles 20 MARZO (2) 5. TÉCNICAS DE AISLAMIENTO DE P5.1 Técnicas de aislamiento de microorganismos. Lectura de resultados (comprobación de pureza de colonias desarrolladas en los medios de cultivo, selección de colonias). Resiembra en medio general. NO HAY LABORES 9.2 Observaciones macroscópicas de la apariencia de la Columna, y microscópicas de la diversidad microbiana (hongos, protozoarios y algas). Segunda observación. Toma de fotos. Viernes 22 MARZO P5.1 Técnicas de aislamiento de microorganismos. Lectura de resultados (comprobación de pureza de colonias desarrolladas en los medios de cultivo, selección de colonias). Conservación de cepa pura. MAESTRAS: Pedir a los alumnos $80.00 p/p para la compra de la Tira Api (8 de abril) DEPARTAMENTAL 16:00 hrs SEMANA SANTA 25 AL 29 DE MARZO

5 Semana 10 Semana 9 UNIDAD Lunes 1 ABRIL Miércoles 3 ABRIL (4) 6. NUTRICIÓN MICROBIANA Y CARACTERIZACIÓN FISIOLÓGICA DE BACTERIAS de oxígeno (cepas de referencia). Inoculación en medio líquido (tubo): A, B, C, D, E y F. Incubar en condiciones de luz natural medios para microorganismos fotoautótrofos Esterilizar pipetas Pasteur Pagar Tiras Api de oxígeno. (desarrollo bacteriano) 48 hrs. 9.2 Observaciones macroscópicas de la apariencia de la Columna, y microscópicas de la diversidad microbiana (hongos, protozoarios y algas). Tercera observación. Toma de fotos. DISCUSIÓN DE TAREA DE AISLAMIENTO MAESTRAS: Pedir pipetas Pasteur, serológicas y SSI para esterilizar para siembra de tiras Api. VIERNES 5 Resembrar cepa G- aislada e Incubar en gaveta. UNIDAD Lunes 8 ABRIL Miércoles 10 ABRIL (5) de oxígeno. (desarrollo bacteriano) 7 días. 6. NUTRICIÓN MICROBIANA Y CARACTERIZACIÓN FISIOLÓGICA DE BACTERIAS P6.2 Uso de pruebas bioquímicas y técnicas rápidas para la caracterización fisiológica de bacterias (Pruebas en tubos y cajas e Inoculación de tiras Api) Siembra en diferentes medios de cultivo e inoculación de tiras Api. MARTES 13 Revelar tiras Api. P6.2 Uso de pruebas bioquímicas y técnicas rápidas para la caracterización fisiológica de bacterias de pruebas en tubos y cajas. Revisar tiras Api 9.2 Observación macroscópica de la Columna de Winogradsky Registro de la apariencia física de la Columna. Toma de fotos. Pedir frasco de vidrio (del Valle) para esterilizar, para traer muestra de agua.

6 Semana 12 Semana 11 UNIDAD Lunes 15 ABRIL Miércoles 17 ABRIL (6) 6. NUTRICIÓN MICROBIANA Y CARACTERIZACIÓN FISIOLÓGICA DE BACTERIAS de oxígeno. (desarrollo bacteriano) 14 días. 9.2 Observaciones macroscópicas de la apariencia de la Columna, y microscópicas de la diversidad microbiana (hongos, protozoarios y algas). Cuarta observación. Toma de fotos. ESTUDIO DE PROTOZOARIOS Y ALGAS diversidad microbiana. Inoculación de microorganismos que participan en los ciclos biogeoquímicos (N, P, S) y con actividad antagónica. Esterilizar el Frasco de vidrio (del Valle) para traer muestra de agua. MARTES 16 Resembrar cepa G+ aislada e incubar. P6.2 Uso de pruebas bioquímicas y técnicas rápidas para la caracterización fisiológica de bacterias (Vitek) diversidad microbiana. Lectura de resultados (desarrollo microbiano) de 48 horas. RETIRAR COLUMNAS WINOGRADSKY MAESTRAS: Pedir hielo, aprox 250 ml (deshielado en el refrigerador) en UN FRASCO DE VIDRIO ESTÉRIL, para el lunes 22 de abril. MAESTRAS: Pedir leche bronca (cruda) y pasteurizada (producto nuevo y sin abrir) para el miércoles 24 de abril. REPORTE 6: Aislamiento e identificación de bacterias. Llevar a casa frasco de vidrio estéril UNIDAD Lunes 22 ABRIL Miércoles 24 ABRIL 6. NUTRICIÓN MICROBIANA Y CARACTERIZACIÓN FISIOLÓGICA DE BACTERIAS 7. TÉCNICAS PARA LA ENUMERACIÓN DE de oxígeno. (desarrollo bacteriano) 21 días. (NMP). Cuantificación de coliformes fecales. Siembra en caldo lauril sulfato de sodio (CLSS 3X) diversidad microbiana. Lectura de resultados (desarrollo microbiano) de 7 días. (NMP).. Resiembra a partir de tubos con CLSS 3X a tubos con CBVB y caldo EC. P7.1 Método de RedOx con azul de metileno (Reductasas en leche) MAESTRAS: Pedir 7 cajas de Petri estériles, desechables, y muestra de agua potable (250 ml) en UN FRASCO DE VIDRIO ESTÉRIL, y una muestra sólida para el lunes 29 de abril. Preparar un tubo con SSIE (BQ de P7.5) Preparar matraz con SSIE para UFC JUEVES 25 Lectura de resultados (CBVB y EC). A partir de EC sembrar en EMB (incubar a 37 C). Traer muestra de hielo deshielado en un frasco estéril EXAMEN II. Desde. Buenas prácticas de laboratorio hasta Nutrición microbiana y caracterización fisiológica de bacterias. VIERNES 26 Resembrar en GN a partir de EMB (incubar en gaveta) Traer leche bronca (cruda) y pasteurizada (producto nuevo y sin abrir). Aprox. 250 ml Frasco de vidrio para esterilizar

7 Semana 14 Semana 13 UNIDAD Lunes 29 ABRIL Miércoles 1 MAYO P7.3 Técnica de dilución y vertido en placa (UFC) Pseudomonas y Hongos. 7. TÉCNICAS PARA LA ENUMERACIÓN DE Siembra de pruebas bioquímicas a partir de siembra GN. diversidad microbiana. Lectura de resultados (desarrollo microbiano) 14 días. MARTES 30 P7.3 Técnica de dilución y vertido en placa. Lectura de resultados (UFC) Refrigerar sólo placas de Pseudomonas. Lectura de resultados de pruebas bioquímicas. Integración de resultados. Cuantificación de coliformes fecales. NO HAY LABORES Pedir equipo Millipore. REPORTE 7: Nutrición microbiana y requerimientos de oxígeno. Pedir hielo deshielado o agua potable para el 6 de mayo. UNIDAD Lunes 6 MAYO Miércoles 8 MAYO P7.2 Método turbidimétrico Graficar resultados 7. TÉCNICAS PARA LA ENUMERACIÓN DE 8. CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL DESARROLLO, INHIBICIÓN Y DESTRUCCIÓN DE LOS P7.4 Técnica de Filtración Filtración y siembra P7.3 Técnica de dilución y vertido en placa. Interpretación de resultados diversidad microbiana. Lectura de resultados (desarrollo microbiano) 21 días. P7.4 Técnica de Filtración Lectura de resultados. P8.1 Determinación del efecto de ph, temperatura y concentración de solutos. Inocular dos cepas de referencia. P8.2 Determinación del efecto letal y mutagénico de las radicaciones UV Inocular dos cepas de referencia. MAESTRAS: Pedir agentes químicos (limpiadores, desinfectantes, antisépticos, etc.), 30 discos de papel filtro, 4 hisopos estériles y 8 cajas de Petri desechables estériles para lunes 13 de mayo. Traer hielo deshielado o agua potable Material de vidrio de adeudo VIERNES 10 Registrar turbidez en tubos y desarrollo bacteriano en placas. Tomar fotos.

8 Semana 16 Semana 15 UNIDAD Lunes 13 MAYO Miércoles 15 MAYO P8.1 Determinación del efecto de ph, temperatura y concentración de solutos. Lectura e integración de resultados. Elaboración de gráficas correspondientes. P8.2 Determinación del efecto letal y mutagénico de las radicaciones UV Determinación del efecto de Fotorreactivación. 8. CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL DESARROLLO, INHIBICIÓN Y DESTRUCCIÓN DE LOS P8.3 Determinación del efecto de agentes químicos en el crecimiento microbiano. Inoculación de dos cepas de referencia. Traer 8 cajas de Petri desechables estériles y agentes químicos (limpiadores, desinfectantes, antisépticos, etc.) MARTES 14 Medir halos de inhibición REPORTE 8: Técnicas para la enumeración de microorganismos. NO HAY LABORES UNIDAD Lunes 20 MAYO Miércoles 22 MAYO 8. CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL DESARROLLO, INHIBICIÓN Y DESTRUCCIÓN DE LOS P8.3 Determinación del efecto de agentes químicos en el crecimiento microbiano. Lectura e integración de resultados. EXPOSICIÓN-REPORTE Integración y discusión de resultados obtenidos en la Unidad IX (Columna de Winogradsky). Microorganismos que participan en los ciclos biogeoquímicos (N, P, S) REPORTE 9: Condiciones ambientales para el desarrollo, inhibición y destrucción de los microorganismos. EXAMEN III (FINAL)