UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N.

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1 UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO OBJETIVOS: CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N. 1 GENERALIDADES Conocer y poner en practica las normas básicas de bioseguridad impartidas en el laboratorio clínico Adquirir destreza en la lectura del frotis de sangre periférica y conocer su forma de reporte FUNDAMENTO: NORMAS DE BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO CLINICO El bacteriólogo cada día tiene mas exigencias en su profesión para dar un resultado de óptima calidad, pero de igual manera es un riesgo mayor que corre con la manipulación de las muestras que tiene que procesar. Por ello es de gran interés conocer el conjunto de normas y procedimientos que garantizan el control de los factores de riesgos físicos, químicos y biológicos que pudieran afectar al personal vinculado al laboratorio clínico o a los miembros de la comunidad. Normas básicas de bioseguridad que debe cumplir un trabajador en el laboratorio son: Lavarse las manos con agua y jabón (o el antiséptico necesario) antes de iniciar cualquier procedimiento, después de terminado el procedimiento (sobre todo si manipuló material y/o especímenes de carácter infeccioso) e incluso en el momento de abandonar el área de trabajo. Limpiar y desinfectar previamente el área de trabajo así no se valla a trabajar con materiales de carácter infeccioso. Una vez limpia, debe lavarse nuevamente las manos. En los mesones no se debe colocar material personal que sirva de vehiculo infeccioso como bolsos, chaquetas, libros, etc. Utilizar el equipo de protección para todo tipo de proceso: Bata, uniforme, guantes, gorro, tapabocas, zapatos de suela no deslizable.

2 Todo el material a colocarse debe estar estéril en el momento de uso y una vez termina el procedimiento debe descartarse aquel material que es descabale y desinfectar y/o esterilizar las prendas contaminadas mediante procesos adecuados. No se debe llevar la ropa de laboratorio fuera de este y debe tenerse a la mano otra bata o juego de ropa limpioestéril para salir del mismo El personal no debe introducir ni consumir alimentos en las áreas del laboratorio. No se debe guardar comida ni bebidas en los refrigeradores ni en ninguna de las zonas de trabajo. Tampoco se debe permitir la aplicación de cosméticos ni el uso de anillos dentro del laboratorio. Se recomienda que las damas aseguren por detrás su cabello, de forma tal que no entren en contacto con superficies contaminadas. No pipetear con la boca, usar ayudas mecánicas tales como dispensadores, bulbos y/o pipetas automáticas. Evitar la exposición a gases, vapores y aerosoles por medio de la campana de gases y extracción, especialmente con sustancias volátiles y toxicas Utilizar las diferentes cabinas de seguridad para trabajar tanto elementos infecciosos como tóxicos. Cada laboratorio debe tener un equipo de emergencia para derrames con el fin de neutralizar reactivos ácidos, bases y solventes cuando estos se derramen, e instruir a los empleados sobre su uso. Cada laboratorio debe tener materiales y reactivos necesarios para realizar los procesos de desinfección y esterilización necesarios No permitir la entrada de niños y animales a las áreas de trabajo Autorizar el paso a áreas del laboratorio, solo a las personas que hayan sido informadas sobre los posibles riesgos y que satisfagan los requisitos que se exigen para entrar Terminado el proceso técnico se deben lavar las manos bajo las condiciones de asepsia que tenga estandarizadas el laboratorio Una vez terminada las labores el estudiante debe recoger todo el material de trabajo, descartar cada material en su sitio y condición apropiada, limpiar y desinfectar nuevamente los mesones, dejar las sillas debajo de los mismos, ordenar el sitio de trabajo, asegurarse que las llaves de gas, agua y otros estén perfectamente cerradas y lavarse las manos antes de abandonar el sitio de trabajo Cada laboratorio de acuerdo con su perfil ocupacional, va agregando normas a sus trabajadores con el fin de garantizar su seguridad en el laboratorio Las agujas y las jeringas usadas antes de descartarlas debe pasar por el Guardián; nunca vuelva a colocar la aguja en su funda, y deben ser incineradas

3 Al manipular muestras biológicas utilizar guantes siempre y con mucha precaución, marcar correctamente todos los reactivos que se utilicen. PRACTICA: ANALISIS DE EXTENDIDO DE SANGRE PERIFERICA FROTIS DE SANGRE PERIFERICA El frotis de sangre periférica es un modelo evaluativo de las diferentes líneas sanguíneas que sirve para valorar el funcionamiento general de la mėdula ósea a través de sus componentes celulares, lo cual implica la evaluación de las líneas eritrocíticas, leucocitaria y megacariocítica, determinando anormalidades en forma, tamaño, color e inclusiones citoplasmáticas, dando una medida cuantitativa y cualitativa de los elementos que lo conforman El FSP es un reflejo del buen funcionamiento de la mėdula ósea y de los diferentes factores que influyen en la presencia de células maduras en calidad y cantidad normal en el tejido sanguíneo. Es necesario realizar una evaluación acertada para poder conducir con acierto los hallazgos patológicos. Para un buen examen del FSP es necesario realizar un buen extendido de sangre periférica realizado con muestras de sangre obtenidas por punción venosa y/o capilar SIN ANTICUAGULANTE MATERIALES Y EQUIPOS: Aceite de inmersión Microscopio Láminas de colección. PROCEDIMIENTO: Escoja una lamina y enfóquela en el microscopio En un aumento de bajo poder (10x) y mirando el cuerpo del extendido, escoja 10 campos microscópicos uniformes y homogéneos donde los eritrocitos se encuentren bien distribuidos para la observación de la morfología de glóbulos rojos, glóbulos blancos y plaquetas Realizar el informe de forma correcta teniendo en cuenta lo siguiente: VALORACION DE GLOBULOS ROJOS: Los glóbulos rojos que no presentan anormalidades se informa como: NORMALES EN MORFOLOGIA. En aquellos FSP en los que se encontramos anormalidades se reporta cada patología.

4 ANISOCITOSIS: El término anisocitosis implica presencia de células de diferente tamaño, para evaluarla se tiene en cuenta el número de estas en el promedio de 10 campos y se reporta así: NORMAL LIGERA MODERADA MARCADA Mayor de 30 ADE Mayor de 20.1 Los contadores automatizados actuales nos informan el grado de dispersión en tamaño en el eje X de los glóbulos rojos contados, utilizando el histograma de frecuencias de hematíes calcula el ADE (ancho de distribución de eritrocitos) o RDW. Por lo tanto, un ADE mayor de 15,5 (valor normal encontrado para nuestra población) podría relacionarse con anisocitosis, si esta acompañado de VCM disminuido, podríamos pensar en anisocitosis con microcitosis, y si esta aumentado este VCM, la relacionaríamos con macrocitosis. Se debe tener cuidado con estas apreciaciones, ya que en la practica se puede observar el ADE aumentado por causas diferentes a la anisocitosis, como es el caso de poiquilocitosis con microesferocitosis, esquistocitos, anulocitos, leptocitos, debido a que estas células son de menor tamaño y pueden tener un registro en volumen menor que en un discolito, llegando incluso a ser menores de 30 f. También se puede encontrar un VCM aumentado por el diámetro de ovalocitos, eliptocitos, sin necesidad de hablar de células macrocíticas, o detectar el ADE aumentado con un VCM normal en pacientes con anemias dimorfas, en los que vamos a encontrar poblaciones tanto de micro como de macro en el FSP. La importancia es corroborar los resultados que arrojan los equipos con la observación minuciosa del FSP Para evaluar la intensidad de micro y macrocitosis se tiene en cuenta los siguientes parámetros: Se informa por cruces dependiendo de la cantidad de glóbulos rojos microcíticos o macrocíticos en un promedio de 10 campos. Para realizar la macrocitosis y la microcitosis con el VCM tenemos en cuenta los siguientes parámetros: INDICE NORMAL LIGERA (+) MODERADA (++) MARCADA (+++) Mayor de 30 Micro: VCM (fl) Menor de 60

5 Macro: VCM (fl) Mayor de 120 POIQUILOCITOSIS: Hablamos de poiquilocitosis cuando encontramos variaciones en la forma de los glóbulos rojos. Se informa como ligera, moderada o marcada con presencia de y se especifica a expensas de que esta dada y en que intensidad cada una. NORMAL LIGERA (+) MODERADA (++) MARCADA (+++) Mayor de 30 Ejemplo: moderada poiquilocitosis con presencia de codocitos (++) y eliptocitos (+) El anterior dato se obtiene del promedio de cada una de las diferentes formas y el valor total de la poiquilocitosis será la sumatoria de todas. Se tendrá en cuenta tanto la sumatoria de todas las células de diferente forma como el dato individual de cada una de las formas. Es necesario corroborar todo dato de los equipos con la observación del FSP. Por ejemplo, los esferocitos, a pesar de tener un tamaño menor que los discocitos, el volumen es muy semejante a estos, por lo tanto no afecta el VCM. En la siguiente tabla se observa las diferentes formas con la nomenclatura estandarizada y su relación con el VCM: FORMA ANORMAL NORMAL LIGERA (+) MODERADA (++) MARCADA (+++) RELACION CON EL VCM Esferocito Mayor de 15 No afecta Acantocito Mayor de 15 No afecta Drepanocito Mayor de 15 Disminuye Codocito Mayor de 15 Disminuye Leptocito Mayor de 15 Disminuye Eliptocito Mayor de 15 Aumenta Equinocito Mayor de 15 No afecta Esquistocito Mayor de 15 Disminuye Ovalocito Mayor de 15 Aumenta Anulocito Mayor de 15 Disminuye Estomatocito Mayor de 15 Disminuye Dacriocito Mayor de 15 Disminuye HIPOCROMIA:

6 Se considera los glóbulos rojos hipocrómicos, cuando su contenido de hemoglobina es inferior al normal. La carencia de hemoglobina severa o marcada, por lo general, trae como consecuencia que los glóbulos rojos se deforman produciéndose formas anormales y carentes de hemoglobina, como los codocitos, anulocitos, y leptocitos entre otros. Para evaluar la hipocromía se debe contar diez campos, sacar el promedio de glóbulos rojos hopocrómicos y compararlo con la tabla que presenta a continuación: INDICE NORMAL LIGERA MODERADA MARCADA (+) (++) (+++) Mayor de 30 HCM (pg) Menor de 24 POLICROMATOFILIA: Un aumento en la policromatofilia observada en FSP es reflejo de una medula ósea en estrés que esta respondiendo a la hipoxia generada por la no disposición de oxigeno en los tejidos. Estos glóbulos rojos policromáticos del estrés tienen un tamaño superior a los policromáticos de respuesta medular normal. La policromatofilia se relaciona directamente con reticulocitos revelados con la coloración supravital. Observamos policromatofilia en anemias hemolíticas congénitas o adquiridas, anemias deficitarias en tratamiento. Para informar la policromatofilia se debe contar diez campos, sacar un promedio y comparar con la siguiente tabla INDICE NORMAL LIGERA MODERADA MARCADA (+) (++) (+++) Mayor de 3.6 Reticulocitos (%) Mayor de 6 NORMOBLASTOS: Sin importar el estado de maduración, su informe se realiza en porcentaje en 100 células blancas contadas INCLUSIONES ERITROCITARIAS: 1. PUNTEADO BASOFILO:

7 El punteado basófilo fino se observa generalmente en trastornos caracterizados por la alteración en la biosíntesis de la hemoglobina como en los síndromes diseritropoyėticos, hemoglobinopatias. El punteado basófilo grueso se observa en procesos tóxicos como en intoxicaciones por plomo, no obstante, cualquiera de los dos fino o grueso se puede encontrar indiscriminadamente en cualquiera de los casos mencionados. 2. CUERPOS DE HOWELL JOLLY: Los observamos en todas las anemias hemolíticas graves, anemias diseritropoyėticas. Un pequeño número de estas inclusiones aparece tras la esplenectomía, la asplenia congénita, en la mielofibrosis avanzada y en la eritroblastosis fetal 3. ANILLOS DE CABOT: El anillo por lo general se encuentra asociado a otras inclusiones como el punteado basófilo. 4. CUERPOS DE PAPPENHEIMER: Son indicativos de alteraciones en la eritropoyesis, especialmente en la observada en las anemias sideroblásticas, talasemias, alcoholismo grave y otros procesos diseritropoyėticos. Lo podemos observar también en los síndromes postesplenectomía 5. PARASITOS INTRACELULARES: Hablamos especialmente de Plasmódium vivax y falciparum. Se informan como positivo, dejando explicita la especie del Plasmódium Las inclusiones eritrocitarias deben ser informadas individualmente por cruces en los campos observados así: INDICE NORMAL LIGERA MODERADA MARCADA C.Howell - jolly 0 (+) (++) (+++) C Mayor de 6 Pappenheimer Punteado basófilo Mayor de 6 Anillos de cabot Mayor de 6 FENOMENO DE ROULEAUX:

8 El fenómeno de rouleaux, o pilas de monedas, se observa frecuentemente en hiperproteinemias (mieloma múltiple) y macroglobulinemias, también se puede observar en enfermedades inflamatorias crónicas. La valoración del fenómeno de rouleaux (promedio en diez campos) y como lo indica la siguiente tabla: NORMAL LIGERA MODERADA MARCADA (+) (++) (+++) Mayor a 15 AUTOAGLUTINACION: La autoaglutinación, es provocada especialmente los autoanticuerpos tipo crioaglutininas, se detecta desde el momento de realizar el extendido, ya que se presenta un grado de dificultad al extender la sangre y en los bordes hay evidencia clara de aglutinación. Se informa como paciente autoaglutinado sin tener en cuenta la intensidad. VALORACION DE GLOBULOS BLANCOS: 1. Se debe realizar la apreciación de cantidad en 10x, observando campos donde los glóbulos rojos apenas se toquen entre si. Se cuentan 10 campos, se saca promedio y el resultado se multiplica por 300. Este es un método indirecto pero que no se compara con la exactitud de su recuento en cámara de neubauer. Este cálculo le da un número aproximado de leucocitos pero nunca de un valor numérico en su informe. Sin embargo la observación en 10x le sirve como parte de su control de calidad, ya que la apreciación de número disminuida, aumentada o normal se debe relacionar directamente con el recuento total de leucocitos. 2. Se debe dar el reporte del recuento diferencial incluyendo células inmaduras, las cuales se informan en orden, de la más inmadura a la más madura. 3. En cuanto a las anormalidades, a medida que se realiza el recuento diferencial se observa la morfología de células encontradas y se anota cualquier tipo de alteración en su morfología. Dentro de las principales anormalidades tenemos: FENOMENO DE PELGER HUET O PSEUDOPELGER_ HUET:

9 Anormalidad en los PMN, los cuales se encuentran hiposegmentados. Hablamos de perder cuando todos los PMN son hiposegmentados y de pseudopelger cuando algunos PMN presentan segmentación normal. Se considera como precursor de un proceso mieloide agudo MACROPOLICITOS: Son PMN hipersegmentados y de mayor tamaño. Los macropolicitos obedecen a un proceso megaloblástico GRANULACIONES TOXICAS, VACUOLAS TOXICAS Y CUERPOS DE DOHLE: Las granulaciones toxicas son gránulos hipertrofiados, especialmente de los neutrófilos. Las vacuolas tóxicas se encuentran en neutrófilos y monocitos. Los cuerpos de Dohle no son exclusivos de los PMN, también se pueden encontrar en los monocitos, pero se encuentran con mayor frecuencia en los neutrófilos. La presencia de estas inclusiones indica hiperactividad celular, se encuentran en condiciones tóxicas como escarlatina, septicemia, neumonía, quemaduras y exposiciones a drogas citotóxicas LINFOCITOS ATIPICOS: Se debe anotar su presencia en porcentaje del total de los linfocitos contados en el recuento diferencial. Se considera normal encontrar hasta un 30% de los linfocitos atípicos en la población de adultos. Se sugiere que cifras menores a un 30% no se informan. El porcentaje se saca tomando como un 100% el porcentaje total de linfocitos y a partir de estos se saca el porcentaje de los linfocitos atípicos encontrados así: 55 linfocitos totales 9 linfocitos atípicos % 9 X X: 16% El porcentaje de linfocitos atípicos es de 16 % SI LOS LEUCOCITOS NO PRESENTAN NINGUNA ANORMALIDAD SE INFORMAN NORMALES EN NUMERO Y MORFOLOGIA VALORACION DE PLAQUETAS:

10 1. Para el cálculo de las plaquetas se realiza un recuento indirecto, observando 10 campos, sacar el promedio y se multiplica por , y concluir si las plaquetas están aumentadas, disminuidas o normales. Se considera normal encontrar entre 7 y 21 plaquetas por campo donde los glóbulos rojos apenas se toquen entre si. 2. Para las características morfológicas y tintoriales, a medida que vaya realizando el recuento analice si las plaquetas tienen la agrupación, característica, gránulos y color adecuado. 3. Para anisocitosis a medida que va haciendo el recuento cuente cuantas plaquetas grandes observa y saque el porcentaje de las plaquetas grandes. Por ejemplo: En 10 campos observo 450 plaquetas y de las 450, 28 son plaquetas grandes % 28 X X: 6% Si se observa un porcentaje Mayor al 30%, se informa la presencia de Macroplaquetas. Si da más del 5% y menos del 30% con aumento del número total en el recuento se informa presencia de anisocitosis plaquetaria. SI LAS PLAQUETAS NO PRESENTAN NINGUNA ANORMALIDAD SE INFORMA NORMALES EN NUMERO Y MORFOLOGIA CUESTIONARIO: 1. El recuento de leucocitos por milímetro cúbico se calcula teniendo encuenta: volumen del área contada, numero de células contadas y la dilución empleada; como se realiza este cálculo para obtener el resultado final. 2. Realice un cuadro comparativo teniendo encuenta las circunstancias fisiológicas y patológicas que se presentan en una leucocitosis y leucopenia diferenciando cada una de las células: Neutrófilos, eosinófilos, linfocitos, basófilos y monocitos

11 3. Cuales son los valores de referencia de cada uno de los parámetros que conforman el cuadro hemático normal, teniendo encuenta el sexo y la edad de los pacientes UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO OBJETIVOS: CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N. 2 SISTEMA RENAL Determinar el comportamiento de cada uno de los parámetros que conforma un cuadro hemático, en las diferentes patologías del sistema renal Conocer las características de las generaciones del cuadro hemático automatizado Identificar los coeficientes de variación entre la técnica manual y electrónica Interpretar los histogramas y dispersogramas en sus parámetros normales y sus variaciones frente hallazgos hematológicos. FUNDAMENTO: Al hablar de tipo de tecnología utilizada para realizar el cuadro hemático, es usual emplear el término generación, para agruparlos de forma acorde con el grado de automatización inherente al equipo: PRIMERA GENERACION: Cuadro hemático manual SEGUNDA GENERACION: Cuadro hemático semiautomatizado TERCERA GENERACION: Cuadro hemático automatizado; presenta gráficos de histogramas de glóbulos rojos, plaquetas y un recuento diferencial de glóbulos blancos en tres partes

12 CUARTA GENERACION: Cuadro hemático automatizado, con perforación de tapa, entrega graficas de histograma para glóbulos rojos y plaquetas y un informe de dispersograma para glóbulos blancos, a los que agrupa en cinco tipos de células. Estos equipos automatizados para recuentos celulares han sido diseñados teniendo en cuenta algunas propiedades de las células, entre otras: Son malas conductoras de la electricidad Tienen variedad de tamaños Tienen una densidad caracterizable y diferente para cada una Cada una refracta la luz con una intensidad diferente Tienen una composición citoquímica diferente y caracterizable para cada una La relación núcleo-citoplasma es diferente para cada célula. Teniendo en cuenta estas propiedades, se han venido desarrollando desde 1956 diferentes principios que permiten contar y medir partículas, las casas comerciales emplean para el diseño uno o varios de estos, unos mas utilizados que otros, dado los altos costos de algunos. En nuestro medio encontramos los siguientes: Impedancia eléctrica Dispersión y absorción de luz La tecnología que utiliza radiofrecuencia o luz electromagnética de alta frecuencia constituye la base para la fabricación de equipos de cuarta y quinta generación. INFORME GRAFICO 1. HISTOGRAMA: Son graficas de frecuencias de volúmenes celulares representados en el eje X graficado contra un numero relativo representado en el eje Y; por ser relativo no tiene un equivalente numérico real. El eje X se expresa en fl. En condiciones normales, en el informe se observan curvas cónicas o cóncavas, que en su mayoría son modales, excepto la de plaquetas. HISTOGRAMA DE GLOBULOS ROJOS:

13 La curva normal de glóbulos rojos es cónica, modal y se encuentra representada en tamaños de 60 a 110 fl, con un pico o curva secundaria modal de plana a ligeramente cóncava con muy poca altura que llega a 200 fl. Algunas alteraciones mas frecuentes de la curva de eritrocitos son: Desplazada a la izquierda Desplazada hacia la derecha Curva bimodal ADE aumentado Arranque extenso en Y Aumento de pico secundario HISTOGRAMA DE GLOBULOS BLANCOS: Los glóbulos blancos se agrupan formando tres curvas claramente definidas y estas configuran la arquitectura normal del histograma de glóbulos blancos. Curva de linfocitos cónica: fl Curva de mononucleares plana a cóncava : fl Curva de granulocitos cóncava: fl Algunas de las alteraciones mas frecuentes son: Arranque extenso en Y Unión con granulocitos Unión con linfocitos Unión con mononucleares Aumento cónico con pėrdida de arquitectura Aumento cónico sin pėrdida de arquitectura Curva cónica modal Distribución no normal a la derecha HISTOGRAMA DE PLAQUETAS: La curva normal de plaquetas es cónica, sin distribución normal y con una representación amplia en tamaños que va de 2 a 20 fl, dado que el recuento de plaquetas se realiza en la dilución mayor, la misma de glóbulos rojos, el equipo realiza un doble recuento de plaquetas, disminuyen de esta forma el coeficiente de variación. Algunos equipos grafican el doble recuento donde muestran si ha existido o no coincidencia en los mismos. Algunas de las alteraciones que se presentan en el recuento de plaquetas son: No arranque en Y

14 Extendida fl Aumento celular en la terminación Tope recto Conformación de bloques Curvas negativas 2. DISPERSOGRAMAS: Los dispersogramas son otro tipo de representación grafica utilizada para el recuento diferencial de glóbulos blancos, donde se mezclan diferentes tecnologías y tienen en cuenta diferentes propiedades de los grupos celulares. En estos sistemas vemos interactuar volumen, refracción, conductividad, opacidad celular y absorción de luz. Las células se grafican según su dispersión en un cubo, teniendo en cuenta algunas de las propiedades individuales de los grupos celulares. Se trata de un análisis tridimensional de las células, donde las diferentes casas comerciales utilizan mínimo tres parámetros que hacen coincidir con las propiedades específicas celulares, permitiendo de esta forma su clasificación en cinco grupos: neutrófilos, eosinófilos basófilos, linfocitos y monocitos. Así mismo permite sospechar con un alto grado de certeza la presencia de células diferentes a las mencionadas. La interpretación del dispersograma es mas sencilla comparada con la del histograma, ya que al ubicar las cinco poblaciones celulares, el grado de coincidencia de los tres parámetros debe haber sido total; por lo tanto el grado de confiabilidad es mas grande y las células inmaduras, así como a las anormales y las consideradas como no blancas se ubican en zonas no establecidas. Las alteraciones de los dispersogramas se relacionan con aumento o disminución de los cinco tipos de glóbulos blancos que reporta o con la aparición de células que obedecen a diferentes patologías, sean malignas o no. Aumento de neutrófilos Aumento de eosinófilos Sospecha de granulocitos inmaduros Sospecha de blastos de la línea mieloide Presencia de células viejas Aumento de linfocitos Sospecha de blastos de la línea linfoide Sospecha de linfocitos atípicos Aumento de monocitos

15 Sospecha de blastos de la línea monocítica Sospecha de núcleos de normoblastos Sospecha de gametocitos de Plasmódium Sospecha de macroplaquetas. PRACTICA: CUADRO HEMATICO AUTOMATIZADO PROCEDIMIENTO: Analice los casos clínicos llevados por el profesor con los resultados de Cuadro hemático automatizados impresos Anote los parámetros que encuentre anormal y normal en la parte numérica como hematocrito, hemoglobina, plaquetas e índices corpusculares. Interprete resultados teniendo en cuenta los valores de referencia. Analice los histogramas y dispersogramas, informe si concuerdan con el caso clínico y los datos numéricos De acuerdo a todo lo anterior, como estaría el extendido de sangre periférica. Realice un diagnóstico del caso clínico y anote las posibles causas de su alteración. CUESTIONARIO: 1. Que condiciones debe tener la muestra para ser utilizada en un equipo para la realización de un cuadro hemático automatizado 2. Que parámetros calcula el equipo directamente y en que dilución. Cuales parámetros son arrojados de forma indirecta 3. Como es el comportamiento de cada uno de los parámetros del cuadro hemático en las patologías del sistema renal como: Litiasis. Insuficiencia renal. Glomerulonefritis. Síndrome nefrótico y nefrítico. 4. como se graficarían los histogramas y dispersogramas en cada una de las patologías mencionadas. 5. Que parámetros posee un paciente diabético con diálisis peritoneal

16 UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO OBJETIVOS: CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N. 3 SISTEMA RESPIRATORIO Identificar morfológicamente los reticulocitos mediante una coloración supravital e interprete los resultados. Conozca el procedimiento para determinar los eosinófilos en moco nasal y determine cuando son característicos como patología del sistema respiratorio Realizar la velocidad de sedimentación globular y determinar en unidades de longitud y tiempo la propiedad que tienen los glóbulos rojos en formar pilas de monedas. PRACTICA: RECUENTO DE RETICULOCITOS, RECUENTO DE EOSINOFILOS EN MOCO NASAL Y VELOCIDAD DE SEDIMENTACION GLOBULAR FUNDAMENTO: RECUENTO DE RETICULOCITOS

17 Los reticulocitos son eritrocitos jóvenes que representa de 0.5 a 1.5% de los eritrocitos totales, se forma cuando se pierde el núcleo del normoblasto ortocromático. Su tamaño varia de 10 a 15ul. Tienen una vida media de dos días en medula ósea, de allí salen a la circulación donde requieren de un dia para convertirse en células rojas maduras. Su nombre proviene de que contiene una red de material basófilo: acido ribonucleico (RNA) ribosomal y demás organelas citoplasmáticas que se precipitan, observándose como gránulos amorfos intracelulares que se tiñen de azul profundo con colorantes supravitales como el azul de cresilo brillante. Su abundancia en la circulación periférica es un índice de la actividad eritropoyėtica. Así pues, se encuentran cifras altas en los primeros días de vida, después de una perdida de sangre o hemorragia y después de tratar la anemia carencial con sustancias especificas (vitamina B12 en la anemia perniciosa, acido fólico con la anemia megaloblástica o hierro en la anemia ferropėnica por la deficiencia de hierro). En general, la intensidad de la respuesta reticulocitaria en estas condiciones es directamente proporcional a la gravedad de la anemia. Coloreado con wright, el reticulocito se identifica por una basofília difusa llamada policromatofília y por poseer un tamaño ligeramente más grande que el eritrocito maduro. MATERIALES Y EQUIPOS: Tubos de ensayo Baño Maria a 37 o C Pipeta pasteur Portaobjetos limpios Aceite de inmersión Microscopio Colorante Azul de Cresilo Brillante Sangre venosa con EDTA PROCEDIMIENTO: Colocar en el tubo de ensayo dos gotas de sangre previamente mezclada Agregue dos gotas de colorante azul de cresilo brillante (filtrado) y mezcle suavemente Incube en el Baño Maria a 37 o C durante 10 a 15 minutos. Al finalizar este tiempo mezcle bien el contenido del tubo

18 Realice un extendido en lamina un poco mas delgado y deje secar al ambiente Coloque el extendido en la platina del microscopio y enfoque en bajo poder (10X) para localizar el área donde los eritrocitos no estén superpuestos Pase el objetivo a 100X cuidadosamente y agregue una gota de aceite de inmersión Inicie el conteo. Las células rojas toman una coloración grisácea verdosa. El RNA presente en los reticulocitos se colorea de azul intenso. El retículo puede ser abundante o escaso dependiendo del estado de desarrollo de la célula. El mas joven muestra mayor cantidad de RNA. Busque el área mas adecuada para realizar el recuento, donde los glóbulos rojos estén separados y se tengan 100 hematíes por campo, se cuentan los reticulocitos encontrados en diez campos microscópicos observados. Para calcular los reticulocitos corregidos, se tienen valores ideales de Hb para: Hombres: 15 g/dl Mujeres: 14 g/dl Niños: 12 g/dl Formula: 1. Hb del paciente 2. Reticulocitos en % 3. Hb ideal HB paciente X % de reticulocitos HB ideal Ejemplo: (Hombre) 1. HB: 8 g/dl 2. Reticulocitos: 8% 3. Hb ideal: 15 g/dl 8 g/dl X 8% de reticulocitos 15 g/dl = 4.2 % Tomando este valor se puede hallar el índice de reticulocitos, el cual indica el índice de eritropoyesis en medula ósea. Con el valor de los reticulocitos corregidos los relacionamos con un factor de corrección, para saber si la respuesta medular compensa la destrucción.

19 Hemoglobina g/dl Factor de corrección Menor de Ejemplo: Hb del paciente: 8 g/dl Reticulocitos corregidos: 4.2% Factor de corrección: 2.0 por el rango de Hb esta entre / 2.0 = 2.1 (normoproliferativa) Valor de la eritropoyesis: MO 0.2 Hipoproliferativa 2-5 Normoproliferativa 5 o mayor Hiperproliferativa Otra forma de obtener el IPR es: Reticulocitos corregidos en % sobre periodo de maduración en medula ósea es de 2 días. 4 / 2 = 2 El IPR: Mayor de 3: Indica aumento de la actividad eritropoyética Menor de 2: Indica escasa actividad CALCULOS: Reticulocitos en %: Numero de reticulocitos contados X 100 Numero de Hematíes contados 1000 Para calcular los reticulocitos absolutos los datos requeridos son: 1. RBC/ml 2. Reticulocitos en % 3. Relación a 1000 GR Formula: 1000 GR % de reticulocitos RBC/ml X Ejemplo:

20 /ml 2. 8% GR 1000 GR 8% de reticulocitos RBC/ml X X: /ml Valores normales: y / ml Este valor es importante en las anemias hemolíticas y en pacientes con tratamiento de anemias carenciales Porcentaje de reticulocitos corregidos: Tiene por objeto establecer los reticulocitos reales teniendo en cuenta la concentración de células rojas en sangre periférica, ya que la volemia del paciente afecta su número. En otras palabras esta corrección debe hacerse cuando se encuentra un hematocrito por debajo del establecido como normal, aplicando la siguiente formula: % de reticulocitos corregido =: % de reticulocitos X hematocrito del paciente Hematocrito normal Se acoge un valor medio del hematocrito para hombres de 45% y para mujeres del 42%. Otra forma de corrección a partir del dato de HB: Se tiene en cuenta que solo se realiza si la Hemoglobina es menor de 11 g/dl. Constituye un índice indirecto de la eritropoyesis en medula ósea y son de gran valor para: Conocer la eficacia de la eritropoyesis Clasificar las anemias en regenerativas o arregenerativas Conocer lo antes posible, la eficacia de un tratamiento con Hierro, Vitamina B12 y Acido fólico. 0bservaciones: El recuento se puede efectuar en sangre capilar

21 Se recomienda repetir el conteo cuando se obtienen valores por encima del 3% Los extendidos coloreados pueden guardarse por 24 horas sin afectar los resultados La relación sangre/colorante no tiene que ser exactamente igual. Para mejores resultados use una mayor proporción de sangre cuando el paciente tenga un hematocrito bajo. Añada una menor cantidad de muestra cuando el hematocrito sea inusualmente alto El tiempo de coloración de los reticulocitos no es critico, pero no debe ser menor de 10 minutos La presencia de altos niveles de glucosa en sangre y el uso de heparina como anticoagulante pueden producir, en los reticulocitos, una coloración pálida. Es extremadamente importante que la sangre y el colorante se mezclan bien antes de realizar los extendidos. VALORES DE REFERENCIA: Valor relativo: Hombres y Mujeres: 0.2 2% Recién nacido: 2.0-6% En dos semanas es igual al adulto Interpretación: El conteo de reticulocitos es una herramienta diagnostica importante puesto que es el reflejo de la cantidad de células rojas efectivas viables que se producen en la medula ósea. Su utilidad real es conocer la capacidad de respuesta de la medula en aquellos casos en los cuales hay disminución de las células en sangre periférica y es necesario que la medula aumente su producción para así compensar el déficit de dichas células. Esta información es de fundamental importancia en el diagnostico de anemias por falla en la producción (anemia aplásica) o por aumento en la destrucción (anemia hemolítica). VELOCIDAD DE SEDIMENTACION GLOBULAR: Los eritrocitos poseen una carga electrostática negativa en su membrana, lo cual genera fenómenos de repulsión que llevan a mantener los glóbulos rojos suspendidos, conservando su individualidad. Esta fuerza de repulsión se denomina potencial zeta. En condiciones normales si se coloca la sangre en un tubo vertical, las células, debido a la fuerza de la gravedad caen por que son más densas que el plasma.

22 Si la carga electrostática disminuye, por alguna causa, los eritrocitos producen mayor cantidad de pilas de monedas que aumentaran la masa de la partícula y en consecuencia, la velocidad de sedimentación. La velocidad de sedimentación se expresa como la distancia en milímetros que recorren los eritrocitos al caer por unidad de tiempo, generalmente una hora. La sedimentación se puede determinar por métodos manuales o automatizados. El método manual recomendado por el comité Internacional de Estandarización en hematología, es el de Westergreen y entre los métodos automatizados esta el Coulter Zetafuge y el Ves-matic. METODO DE WESTERGREEN MATERIALES Y REACTIVOS: Sangre venosa anticuagulada con EDTA Tubo de Wintrobe Aguja de Pasteur Soporte para velocidad Jeringa de 2 ml PROCEDIMIENTO: Mezclar suavemente la sangre, por inversión, durante un minuto para homogenizar la muestra Llenar el tubo Wintrobe con la ayuda de aguja Pasteur y una jeringa teniendo en cuenta que no queden burbujas, que la sangre no este hemolizada y que quede exactamente hasta la marca cero (0) Colocar en el soporte especial y dejar 1 hora, al cabo de la cual, se lee en escala descendente, la cantidad de mm cúbicos que descendió. Se da lectura en mm/hora. VALORES DE REFERENCIA: Hombres: 0 10 mm/h Mujeres: 0-20 mm/h Estos valores son constantes entre los 10 y 50 años EOSINOFILOS EN MOCO NASAL

23 Se realiza mediante un frotis de sangre periférica de la mucosa del cornete inferior, usando un hisopo; obtenida la muestra se colorea con Wright o Giemsa y se realiza un conteo celular diferencial. Si la cantidad de leucocitos es adecuada se hace el recuento diferencial de 100 células. PMN. Si la cantidad de leucocitos es excasa, los eosinófilos se deben reportar los observados en 10 campos microscópicos y en este caso se reporta por campo. Los eosinófilos en el moco > 20/campo confirman la alergia Los neutrófilos aumentados están relacionados con las infecciones bacterianas agudas Los linfocitos sugieren procesos infecciosos de tipo crónico CUESTIONARIO: 1. En que patologías encontramos eosinofíllia en moco nasal. 2. Informe los resultados obtenidos en la clase, realice con este resultado, una corrección de reticulocitos con un hematocrito de 28% y halle el IPR 3. Que se entiende por desviación reticulocitaria. 4. Que factores influyen en la eritrosedimentación. 5. Como realiza usted una VSG por punción capilar.

24 OBJETIVO: UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N. 4 SISTEMA DIGESTIVO Identificar que parámetros son característicos de un cuadro hemático manual que identifique la salmonelosis y la apendicitis FUNDAMENTO: SALMONELOSIS La salmonelosis es un conjunto de enfermedades producidas por el género microbiano Salmonella. No todas las especies, cepas o serotipos reconocidos tienen igual potencial patogénico. Los principales agentes etiológicos corresponden a Salmonella typhi, Salmonella paratiphi, Salmonella thyphimurium y Salmonella enteritidis 2.

25 Son bacilos Gram negativos, anaerobios facultativos de la familia Enterobacteriaceae. Se encuentran fundamentalmente asociados a la flora intestinal y, por ello, a aguas y alimentos que hayan contactado con material fecal. Producen grandes cantidades de gas durante la fermentación de azúcares, y llevan a cabo una fermentación ácido mixta, produciendo gran cantidad de productos ácidos y gases. Aparecen escalofríos, cefalea, náuseas, anorexia, tos y diarrea o estreñimiento. La fiebre es prolongada y varía de 38,5ºC a 40ºC. Entre un 20-40% presentan dolor abdominal. APENDICITIS Es la inflamación del apéndice, ubicado en el ciego, que es la porción donde comienza el intestino grueso. Normalmente los casos de apendicitis leves se pueden curar sin cirugía, sin embargo, la mayor parte de ellos requieren de un procedimiento quirúrgico llamado apendicectomía o laparotomía en caso de apendicitis con extirpación del apéndice inflamado. En casos sin tratamiento, el índice de mortalidad es elevado, principalmente debido a una peritonitis y un shock séptico cuando el apéndice inflamado se rompe PRACTICA: CUADRO HEMATICO MANUAL MATERIALES Y REACTIVOS: Sangre total con EDTA Microhematocritos Tabla de lectura o reglilla Cubetas Porta cubetas Pipeta de Salhi Pipeta de glóbulos blancos Tubos de 13 x 100 mm Gradilla, pipeta de 5 ml, pipeteadores Pipetas automáticas, puntas azules y amarillas Tapones de caucho Cámaras de Neubauer Cajas de petri, papel filtro Reactivo de Drabkin Reactivo de Turk Estándar o patrón de hemoglobina

26 Aceite de inmersión Colorante de Wright Solución Buffer, agua destilada Microcentrífuga Espectrofotómetro Microscopio PROCEDIMIENTO: 1. MEDICION DEL HEMATOCRITO: Llenar el capilar con sangre bien mezclada hasta las 2/3 partes aproximadamente Limpiar el exceso de las paredes del capilar con toalla absorbente Selle bien la parte inferior del capilar con plastilina Colóquelo debidamente calibrado en la Microcentrífuga y tenga en cuenta el numero correspondiente en esta Cierre bien y coloque a centrifugar de 5 a 10 minutos entre 1000 y 5000 rpm respectivamente Cuando la microcentrífuga pare, lea el Microhematocrito en la tabla y obtenga el valor directamente y reporte en porcentaje. 2 MEDICION DE LA HEMOGLOBINA: Prenda el espectrofotómetro y espere a que alcance la temperatura adecuada para su funcionamiento Servir en un tubo de ensayo de 13 x 100, 5 ml de Drabkin, con ayuda de un pipeteador Mezcle cuidadosamente la sangre por inversión unas 30 veces para obtener una buena homogenización de la muestra Llene la pipeta de salhi con 0.02 ml con ayuda de la boquilla o con 20 ul utilizando la pipeta automática, teniendo la precaución de limpiar bien con una gasa las paredes externas de la pipeta cuando finalice el llenado Colocar la pipeta hasta el fondo del tubo y deposite la sangre, soplando bien, enjuagar la pipeta con el reactivo en la parte superior (evitando la formación de espuma). Tape y mezcle muy bien el tubo por inversión Dejar en reposo por 10 minutos para que se produzca la hemólisis total de las células rojas y se complete bien la reacción Transfiera la solución a las cubetas del espectrofotómetro y lea a 540 nm, usando como blanco el reactivo de Drabkin

27 Tome nota de la absorbancia de la muestra y del estándar 3 RECUENTO DE GLOBULOS BLANCOS: A. DILUCION EN TUBO: Mezclar la muestra de sangre con EDTA y mézclela suavemente por inversión unas tres veces Tomar 20 ul de sangre y deposítela en un tubo que debe contener 380 ul de liquido de turk (dilución 1/20). Mezcle por inversión Deje el tubo en reposo al menos por 5 minutos Prepare la cámara de Neubauer con su laminilla, completamente limpios Tome el tubo con la sangre diluida, mézclelo nuevamente y con la pipeta de 0.1 ml deposite 1-2 gotas entre cámara y laminilla Deje en reposo por 8 minutos la cámara para que sedimente la preparación. Para evitar que se seque coloque sobre el mesón papel filtro húmedo, encima de la cámara y tápela con una caja de petri Seque por debajo la cámara, móntela con mucho cuidado en el carro del microscopio Realice el recuento en los 4 cuadrantes grandes de los extremos B. DILUCION EN PIPETAS DE BLANCOS: Mezclar la muestra de sangre con EDTA y mézclela suavemente por inversión unas tres veces Llene la pipeta con la muestra de sangre hasta la marca 0.5 exactamente, haga uso del pipeteador Limpie las paredes extremas de la pipeta para que no contamine el liquido diluente Aspire el liquido de Turk hasta la marca 11 exactamente Sujete la pipeta entre los dedos pulgar e in dice, desprenda el microaspirador y agite la pipeta en forma horizontal, durante 3 minutos para obtener hemólisis total de las células rojas Descartar las 4 primeras gotas de la dilución, para eliminar el contenido del capilar que no contiene leucocitos Llene la Cámara de Neubauer controlando la gota que sale de la pipeta Realice el recuento en los 4 cuadrantes grandes de los extremos 4. EXTENDIDO Y COLORACION:

28 Realizar el frotis y dejarlo secar Cubrir con el colorante de Wright y dejarlo actuar por 1 minuto Sin lavar agregar buffer fosfato o agua destilada, soplando hasta que aparezca una escarcha metálica. Dejar actuar de 3 a 10 minutos Lavar con agua corriente limpiando la superficie posterior del frotis Dejar secar la preparación 5. RECUENTO DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS: Totalmente seco el extendido enfóquelo en objetivo de bajo poder (10X) para localizar el cuerpo del extendido Localizada esta área del extendido pase a 100X. agregue una gota de aceite de inmersión Realice el recuento en sentido que al mover el carro no se repitan células haciendo un zigzag sobre el cuerpo del extendido Cuente 100 leucocitos y vaya estableciendo un diferencial de cada una de las células usando un sistema manual de recuento, aunque también existen los tabuladores mecánicos. CUESTIONARIO: 1. Que parámetros son característicos del cuadro hemático frente a las patologías tratadas en clase. 2. Que dilución se realizaría en el caso de una leucocitosis y cual seria su procedimiento. 3. Con que patologías podemos encontrar similitud teniendo encuenta los mismos parámetros del cuadro hemático de las patologías tratadas.

29 UNIVERSIDAD DE PAMPLONA FACULTAD DE SALUD PROGRAMA DE BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO OBJETIVOS: CORRELACION CLINICA HEMATOLOGIA UNIDAD N. 5 SISTEMA HEPATOBILIAR Determinar la función plaquetaria mediante pruebas de tamizaje que requieren una detallada historia clínica, manifestaciones hemorrágicas y evaluación del riesgo hemorrágico. Realizar el recuento de plaquetas por el método directo e indirecto Determinar la importancia del recuento de plaquetas en los procesos de coagulación PRACTICA: RECUENTO DE PLAQUETAS

30 FUNDAMENTO: HEMOSTASIA PRIMARIA En la hemostasia primaria interviene los vasos sanguíneos y las plaquetas para detener la hemorragia. Los vasos lesionados contribuyen por medio de constricción y secreción de una variedad de mediadores bioquímicos que afectan todos los pasos subsecuentes de la hemostasia. Las funciones de las plaquetas consisten en adherirse a las áreas lesionadas de las paredes de los vasos sanguíneos, agregarse mediante la adhesión entre si y también secretar las sustancias almacenadas en sus gránulos. Las sustancias secretadas ayudan a atraer y activar a unas plaquetas que se adicionan al agregado y ayudan al crecimiento del tejido nuevo el cual repara permanentemente la herida. Se requiere de la superficie de las plaquetas agregadas para las reacciones de la hemostasia secundaria. Las pruebas de laboratorio para la evaluación de la hemostasia primaria incluyen un conteo de la plaquetas, evaluación de la función plaquetaria medidas como el tiempo de sangría (prueba de tamizaje), la prueba de la agregación plaquetaria (prueba especializada) y la prueba de retracción del coagulo (procedimiento clínico poco usado). TIEMPO DE SANGRIA El tiempo de sangría es una medición in vivo de la función de las plaquetas. Existen varios factores que afectan el tiempo de sangría, los cuales incluyen el número de plaquetas, su función y la integridad vascular. En 1910, Duke describió el método de tiempo de sangría como una pequeña incisión en el lóbulo de la oreja (valor normal de 1 a 3 minutos) y relaciono la prolongación de este tipo de hemorragia con trombocitopenia. Mas tarde IVY modifico esta prueba para hacerla mas fidedigna y establece una técnica estandarizada que incluye tres aspectos fundamentales: Zona apropiada de la cara volar proximal del antebrazo Presión por encima del antebrazo a 40 mm Hg para conseguir una presión constante, creando estasis venosa. La venostasia producida por la presión hace que los vasos permanezcan llenos de sangre Bisturí (simplate) que permita una incisión de 5 mm de longitud y 1 mm de profundidad. METODO ESTANDARIZADO IVY:

31 La hemorragia provocada en la piel, al lesionar pequeños vasos, se detiene por la constricción de estos (vasoconstricción) y por la formación del tapón plaquetario en el sitio de la lesión. MATERIALES: Tensiómetro Cronometro Lancetas desechables (Simplate) Papel de filtro Algodón Prepodine PROCEDIMIENTO: Colocar el tensiómetro, en el tercio superior del brazo, elevándolo a una presión de 40 mm Hg. Esta presión es mantenida durante la prueba Seleccionar un área de la parte extrema del antebrazo, libre de venas y cicatrices Limpiar con prepodine esta zona y dejarla secar Realizar una incisión horizontal con el Simplate, que realiza dos incisiones (estandarizadas) de 1 mm de profundidad por 5 mm de longitud. (la dirección de la incisión en el antebrazo tiene un efecto sobre el resultado. Se registran tiempos ligeramente mas largos cuando la incisión es horizontal que cuando es vertical) Poner en marcha el cronometro Cada 30 segundos limpiar la sangre con papel filtro, tener cuidado de no tocar el sitio de la lesión Detener el cronometro en el momento en que la hemorragia cese y retirar el tensiómetro. Valores Normales: 1 a 9 minutos OBSERVACIONES: El tiempo de sangría es mas corto en niños recién nacidos que en adultos; tiende a ser mas prolongado en mujeres y disminuye con la edad El tiempo de sangría es inversamente proporcional al numero de plaquetas, al volumen de las paquetas y al hematocrito (la anemia aumenta el tiempo de sangría y la eritrocitosis lo disminuye)

32 Pacientes con recuentos de plaquetas inferiores a lmm 3 no se les debe practicar la prueba Pacientes que estén recibiendo tratamiento a base de acido acetil salicílico deben esperar mínimo de siete a nueve días de ser suspendido el medicamento para poder realizarle la prueba La prueba de tiempo de sangría es ordenada prequirurgicamente para determinar el riesgo de hemorragia perioperatoria y posoperatoria. Sin embargo, esta prueba mide la formación adecuada del tapón plaquetario en el sangrado superficial de la piel y no necesariamente en los órganos internos Estudios realizados recientemente han demostrado que el tiempo de sangría no es confiable cuando se usa como una prueba de tamizaje para evaluar el riesgo de sangrado excesivo perioperatorio. Un tiempo de sangría anormal puede llevar a posponer innecesariamente una cirugía, a realizar pruebas adicionales, y posiblemente, a un tratamiento inapropiado para normalizar el tiempo de sangría Se demuestra una vez mas, que una prueba única no reemplaza una buena historia clínica ni el estudio integral prequirúrgico, dentro del contexto clínico y de lógica medica. Desde el punto de vista técnico, el tiempo de sangría es muy difícil de controlar a no ser que se utilice un método estandarizado. RECUENTO DE PLAQUETAS Las plaquetas representan fragmentos citoplasmáticos derivados de los megacariocitos. Están rodeados por la clásica membrana celular de doble capa lipídica que contiene diversos receptores y fosfolípidos funcionalmente importantes. Las plaquetas en circulación no se adhieren unas a otras, ni a la superficie endotelial, pero pueden ser estimuladas a agregarse por varios mediadores, jugando un papel importante en la hemostasia. Para ello forman nudos en la red de fibrina, liberan substancias importantes para acelerar la coagulación y aumentan la retracción del coagulo sanguíneo. En las heridas las plaquetas aceleran la coagulación, y además al aglutinarse obstruyen pequeños vasos, y engendran substancias que los contraen. El recuento de plaquetas se realiza en sangre periférica, las plaquetas se observan con una tonalidad levemente basofila lo cual permite detallar una zona central granular llamada cronomero y una zona periférica mas clara denominada hialomero. MATERIALES Y EQUIPOS: Sangre con EDTA

33 Oxalato de amonio al 1% o Citrato de sodio al 3.8% Pipeta de Glóbulos rojos Cámara de neubauer Laminilla de cuarzo Microaspirador Caja de petri Papel filtro Laminas Colorante de wright Agua destilada Aceite de inmersión Microscopio PROCEDIMIENTO: METODO INDIRECTO: Realizar extendido de sangre periférica Colorear el frotis con colorante de wright Dejar secar la coloración Primero observar en objetivo de 10X para buscar la zona ideal Pasar a objetivo de 100X, colocar aceite de inmersión Identificado el sitio donde se observan 100 glóbulos rojos por campo, contar las plaquetas en 10 campos microscópicos y sumar el numero total, sacar el promedio dividiendo por diez Luego el resultado lo multiplicamos por una constante que es y el resultado se da en mm 3. Si el resultado es muy bajo contar en 20 campos. METODO DIRECTO: Mezcle cuidadosamente la sangre anticuoagulada por inversión, por lo menos 30 veces, con el fin de obtener una muestra homogénea Llene la pipeta con la muestra de sangre hasta la marca 1.0 exactamente, haga uso del microaspirador Elimine el exceso de sangre de las paredes extremas de la pipeta para no contaminar la solución diluente. Aspire el liquido diluente hasta la marca 101 exactamente Sujete la pipeta entre los dedos índice y pulgar, desprenda el microaspirador y agite la pipeta en forma horizontal durante tres minutos