PRINCIPALES ENFERMEDADES ENFERMEDADES DE LA VID CAUSADAS POR VIRUS ENRULAMIENTO ( LEAF ROLL ) HISTORIA SÍNTOMAS VIRUS DE LA VID A NIVEL MUNDIAL

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1 ENFERMEDADES DE LA VID CAUSADAS POR VIRUS Maestría de Ciencias Agrarias Curso: Protección Sanitaria en Viña Diego Maeso PRINCIPALES ENFERMEDADES ENRULAMIENTO ( LEAF ROLL ) DEGENERACIÓN INFECCIOSA ( FAN LEAF, COURT NOUE ) PROBLEMAS DE MADERA ( CORKY BARK, LEGNO RICCIO, STEM PITTING ) FLECKING ( MARBRURE ) VIRUS DE LA VID A NIVEL MUNDIAL TOTAL (AÑO 2004): 58 AGENTES REPORTADOS PERTENECIENTES A 21 GÉNEROS LOS MÁS IMPORTANTES: NEPOVIRUS: Grapevine fan leaf virus (GFLV). CLOSTEROVIRIDAE: Grapevine leaf roll associated virus 1-9 (GLRaV 1-9). VITIVIRUS: Grapevine virus A, B, C y D (GVA, GVB, GVC y GVD). FOVEAVIRUS: Grapevine Rupestris Stem Pitting associated virus (GRSPaV). MACULAVIRUS: Grapevine fleck virus (GFkV). ENRULAMIENTO ( LEAF ROLL ) Enfermedad de amplia distribución mundial y gran importancia. HISTORIA 1935 Scheu. Transmisión por injerto Goheen. Varias enfermedades son sinónimos Goheen. Termoterapia Namba. Closterovirus en plantas enfermas Sasahara et. al. Cultivo in vitro Gugerli et. al. Purificación de virus y ELISA Rosciglione & Gugerli. Tipos I, II y III Rosciglione & Gugerli. Vector GLRaV 3 chanchito blanco. 2002: 7 virus relacionados y el octavo en estudio. Martelli et. al. Revisión Familia Closterovirus, Género Ampelovirus, Especie tipo: GLRaV-3. Genomas de GLRaV 2 y 3 caracterizado completamente y parcialmente los de los demás. 2004: GLRaV 9. SÍNTOMAS Cultivares tintos: hojas basales fin de enero manchas rojizas que se agrandan y al final queda solo nervadura verde. Enrollamiento. Cultivares blancos: Enrollamiento. Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda, <enraizamiento). Maduración irregular, tardía, menor azúcar, menor rendimiento. PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS 1

2 SÍNTOMAS Cultivares blancos: Enrollamiento. SÍNTOMAS Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda, <enraizamiento). Maduración irregular, tardía, menor azúcar, menor rendimiento. PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS 2

3 CONFUSIÓN CON OTRAS CAUSAS Def. Mg Perjuicios Disminución en rendimientos: 15-20% Enraizamiento Prendimiento de Injertos Vigor Daños mec., etc. Problemas en floema, traslocación de carbohidratos desde hoja a otros órganos. TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR LEAF ROLL LUGAR VARIEDAD EFECTO RENDIMIENTOS ACIDEZ AZUCAR ALCOHOL VIGOR AUTOR % -16% Demora Goheen EEUU (Cal.) Varias en vegetación & Cook (1959) VARIACIÓN EN EL PESO DE PODA EN TRES PORTAINJERTOS ( ) (Credi & Balbini 1996) Suiza Gamay % -9 Oechsle Bovey (1970) EEUU Varias < N y tamaño Goheen (1970) Australia racimos Antcliff et al (1979) bayas más chicas TRATAMIENTO 420A KOBER 5BB TELEKI 5A Varios Varias aumento disminución disminución < Peso de poda, < vigor Bovey (1970) Goheen (1970) Lider et al 1975, etc. Alemania Pinot Noir -19% prom. en 7 años Bruckbauer (1981) efecto año -68% Sin efecto en el mosto Hoffman (1984) N. Zelandia Baco 22A -44% -9% Over & Chamberlain (1970) Mission -66% -30% EEUU C. sauvignon Sin efecto Whiting & Hardy (1981) (cepas suaves?) Sin infectar 12,94 9,16 9,8 GFLV + GLRaV3 1,53 0,93 1,97 KSG+ RSP+ GLRaV3 + VN 5,51 4,9 5,63 KSG+ RSP+ GLRaV1 + VM 4,35 4,77 9,33 GFLV + VN + VM 6,22 5,77 9,75 EEUU Riesling Sin efecto (cepas suaves?) Brix Wolpert & Vilas (1992) Zifandel EEUU Emperor Menor color bayas -4-26% Krake (1993) EEUU Burger aumento acidez, malato, tartrato y K en mosto Lider et. al. (1975) EFECTO DE LA INOCULACIÓN CON GLRaV 3 EN RENDIMIENTO Y AZUCAR (Walter & Legin 1986) CULTIVAR SIN INOCULAR INOCULADOS DIFERENCIA Chardonay 1 1,49 kg/pl. 0,85-43% 10,1 GAP 8,2-19% Chardonay 3 1,6 kg/pl. 0,8-50% 11 GAP 9,5-14% Pinot Noir 3 1,26 kg/pl. 0,49-61% 9,6 GAP 8,6-10% Pinot Noir 98 0,57 kg/pl. 0,36-37% 9,5 GAP 9,2-3% RENDIMIENTO PROMEDIO Y CONTENIDO DE AZUCAR CV. PINOT NOIR CON Y SIN SÍNTOMAS DE LEAF ROLL (HOFFMAN 1984) AÑO/CLON SIN SÍNTOMAS CON SÍNTOMAS PÉRDIDAS % KG/PL. OECHSLE % PLANTAS KG/PL. OECHSLE FRUTA OECHSLE Gm 4,3 95,7 53 2,6 95, ,1 13 Gm 3,5 96,6 27 2,6 97, ,8 18 Gm 3,9 94,8 7 2, ,3 19 Gm 3,1 98,1 17 2, ,9 20 Gm 3,8 94, , Gm 5,8 84,7 33 2,5 91, ,9 13 Gm 6 83,6 23 1, ,9 18 Gm 4,6 88,9 10 3,3 91, ,2 19 Gm 4,4 90,2 10 3,5 89, Gm 6 83,7 3 4, ,5 3

4 INCIDENCIAS DEL ENRULAMIENTO Y ENROJECIMIENTO FOLIAR SOBRE EL COMPORTAMIENTO DE VID cv. TANNAT (HARRIAGUE) Ing. Agr. Ismael Spínola (Investigaciones Agronómicas N ) EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y PESO DE RACIMOS (A. EE LAS BRUJAS ) AÑO RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N RACIMOS/PLANTA PESO DE LOS RACIMOS (g) NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA , , ,5 4,4 54,2 27, ,2 4,4 26,6 23, EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y PESO DE RACIMOS (B. VIÑEDOS CANELONES Y MONTEVIDEO) AÑO RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N RACIMOS/PLANTA PESO DE LOS RACIMOS (g) VIÑEDO NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA ,1 3,8 27,1 22, CANELONES ,7 3,5 26,1 24, CANELONES ,8 4, , MONTEVIDEO EFECTO SOBRE TENOR GLUCOMÉTRICO (EE LAS BRUJAS Y VIÑEDOS CANELONES Y MONTEVIDEO) AÑO GRADO ALCOHÓLICO KG. GRADO/PLANTA VIÑEDO NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA ,6 9,4 117,8 45,9 EELB ,7 7,9 99,4 34,7 EELB ,9 7,9 62,2 29,8 JUANICÓ ,9 6,7 36,8 23,5 JUANICÓ ,2 85,3 39 EELB ,2 10, ,8 MONTEVIDEO EFECTO SOBRE LA BROTACIÓN Y EMISIÓN DE RAÍCES EN ESTACAS DEL cv. TANNAT (EE LAS BRUJAS 1977) MEDIO % BROTACIÓN % ENRAIZAMIENTO % FORMACIÓN CALLO NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA ARENA , ,9 ASERRÍN 96 58, , TIERRA ,4 61 EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN DE SARMIENTOS (KG/PLANTA) EN TRES SISTEMAS (EE LAS BRUJAS 1977) SISTEMA DE CONDUCCIÓN NORMAL ENFERMA Y PODA Guyot doble 0.7 m 2 0,483 Guyot doble 1,1 m 1,4 0,516 Guyot cuádruple 1,083 0,475 4

5 AGENTES CAUSALES: 9 virus, Familia Closteroviridae. (Virus filamentosos grandes en floema). GLRaV 2 género Closterovirus GLRaV 1, 3, 4, 5, 6, 8 y 9 género Ampelovirus. GLRaV 7 sin género asignado. 12 nm x nm. CP: GLRaV-2 24 kda, resto kda. Causan síntoma de leaf roll : GLRaV 1, 3 y 7 GLRaV Distribución Síntomas Primer reporte Antisueros Comerciales Conocimiento del genoma 1 Mundial (Uruguay?) Siempre típicos Gugerli et al (1984) SI Parcial Relac. clostero trans. por pulgones 2 Mundial LR No típico. Ex - GCBaV SI Total. Idem Incompatibilidad Monette (1991) (8 ORF) 3 Mundial Típicos (a veces latente) Rosciglione & Gugerli (1986) SI Total Grupo propio (12 ORF) 4 Aus. Chipre, Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio Hung, S. Afr Taiwan, USA 5 Aus., Fra., S. Afr. USA Suaves (W. Emperor) Walter & Zimmerman (1990) NO Grupo propio 6 Italia, S. Afr., Suiza 7 Balcanes, Italia Sin información (Siempre en mezcla). Uvas de mesa, Cardinal. Típicos suaves (a veces latente) Boscia et al (1995). Ex 2a de Gugerli et al (1984) Choueiri et al (1996) 8 Canadá Sin información Morris et al 1997 SI NO NO Sin datos Parcial Similar a clostero transmitidos por mosca blanca Sin datos SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL Hasta el momento no se conocen variedades o portainjertos resistentes o inmunes a esta enfermedad. Latente en la mayoría de portainjertos americanos. Los síntomas en V. vinifera depende de: cultivar, suelo, clima, cepa de virus. GLRaV 2: Kober 5BB, 5C, 1103P, 3309 sensibles, decoloración follaje, decaimiento y muerte, incompatibilidad. MECANISMOS DE TRANSMISIÓN PROPAGACIÓN VEGETATIVA (LATENTE EN PORTAINJERTOS) SE COMPROBÓ TRANSMISION POR INSECTOS GLRaV-1 Pseudococcidos: Helicoccus bohemicus, Phenacoccus aceris Cochinillas blandas: Pulvinaria vitis, Parthenolecanium corni y Neopulvinaria innumerabilis. GLRaV-3 Planococcus ficus, P. citri, Pseudococcus longispinus, Ps. calceolar ae, Ps. maritimus, Ps. affinis = Ps. viburni, Ps. comstocki. Pulvinaria vitis, Neopulvinaria innumerabilis. GLRaV-5 y 9: Ps. longispinus Semipersistente y no hay especificidad por vector. No se transmite por semilla. Cochinillas blandas No reportadas en Uruguay 5

6 INSECTO GLRaV 1 GLRaV 2 GLRaV3 Planococcus citri España (97) Calif. (00) Pseudococcus N. Z. (1997) calceolariae Ps. maritimus Calif. (2000) Ps. viburni Calif. (2000) Ps. longispinus Si N. Z. (1997) Calif. (2000) Ps. affinis Calif. (1995) Heliococcus bohemicus Francia (2000) Franc. (2000) Phenacoccus aceris Francia (2000) Franc. (2000) Pulvinaria vitis Italia (1994) Neopulvinaria innumerabilis Italia (1997) Parthenolecanium corni Ital.(1997), Fra.(2000) GLRaV 3: Semipersistente, Australia: 23-52% en 11 años, España: 33-83% en 4 años. ESTUDIOS DE TRANSMISIÓN DE GLRaV 3 POR CHANCHITO BLANCO EN URUGUAY Planococcus ficus como plaga en vid. Maman y Peyrou (1997) transmisión en laboratorio. Maeso et. al (1999) y (2000) confirmación transmisión a campo y determinación de tiempos de adquisión y transmisión en laboratorio. 6

7 ENSAYO DE CAMPO Evolución de la detección de GLRaV 3: A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años. Grupo Plantas/ Porcentaje Plantas ELISA + de plantas grupo TOTAL ENSAYO DE CAMPO Presencia de chanchito blanco : A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años. Grupo Plantas/ Porcentaje Plantas con chanchito blanco de plantas grupo TOTAL ENSAYO DE CAMPO B. plantas en maceta cv C. Franc. AÑO POSITIVAS CON ENRULAMIENTO/ CON CHANCHITO/ PUESTA ELISA/TOTAL TOTAL TOTAL EN CAMPO 5/8/98 11/8/99 20/4/98 8/4/99 8/4/ /20 3/20 0/20 2/20 12/ /9 0/9 5/ TOTAL 2/20 4/29 0/20 2/29 17/29 7

8 ENSAYO DE LABORATORIO C. Número mínimo de insectos para prueba de transmisión maceta cv C. Franc. Nov. 97-Ene 98. N Insectos/ Repeticiones Síntomas ELISA ELISA planta /9 0/9 0/ /13 2/13 2/ /13 1/13 1/13 8

9 ENSAYO DE LABORATORIO C. Determinación del período de adquisición macetas cv C. Franc. dic. 98- mar 99. Tiempo de Repeticiones Prueba adquisición ELISA min 26 negativo 60 min 24 negativo 120 min 24 negativo 1 día 8 negativo 7 días 5 negativo 7 1/7 positivo ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000) D. Determinación del período de adquisición macetas cv C. Franc. feb.- mar 00. Tiempo de Repeticiones Prueba adquisición ELISA día 16 negativo 3 días 3 negativo 7 días 9 negativo 15 días 6 negativo ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000) E. Determinación del período de transmisión macetas cv C. Franc. ene.- mar 99. Tiempo de Repeticiones Prueba Prueba transmisión ELISA ELISA min 12 2/12 + 2/ min 12 negativo 4/ min 12 negativo 1/ día 12 negativo 1/ días 14 negativo negativo ENSAYO DE LABORATORIO F. Determinación del período de transmisión macetas cv C. Franc. ene.- mar 00 Tiempo de Repeticiones Prueba Prueba transmisión ELISA ELISA min 11 negativo 1/ min 21 negativo negativo 60 min 20 negativo negativo 15 días 19 negativo 1/19 + CONCLUSIONES TRABAJOS INIA Se confirmó la transmisión en Uruguay. En laboratorio: 10 insectos pueden transmitir. En laboratorio: difícil adquisición. Por lo menos 7 días y % bajo. En laboratorio: Una vez adquirido el virus se transmite rápido (15-30 minutos). 9

10 MÉTODOS DE DETECCIÓN Injerto de indicadoras leñosas: Cultivares tintos altamente sensibles (C. Franc, Pinot noir, Gamay, C. Sauvignon, Barbera, Mission.) El injerto en verde en invernáculo es más rápido en desarrollar síntomas. 10

11 MÉTODOS DE DETECCIÓN GLRaV 2 único con transmisión mecánica a Nicotiana spp. ELISA: VENTAJAS: Rapidez Facilidad Economía LIMITANTES: Importante momento y parte de la planta a analizar. GLRaV 1-9 se detectan con sueros diferentes. Órgano y momento óptimo para el análisis de GLRaV 3 por ELISA. Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994) FECHA DE POSICIÓN DE LA HOJA PECÍOLOS BASE DE SARMIENTO LA PRUEBA BROTE NUEVO 26/11/92 10/12/92 24/12/92 11/01/93 22/02/93 02/03/93 Se pudo detectar GLRaV III en TODAS las muestras Se pudo detectar GLRaV III en la mayoría de las muestras NO se detectó GLRaV III en las muestras GLRaV Distribución Síntomas Primer reporte Antisueros Comerciales Conocimiento del genoma 1 Mundial (Uruguay?) Siempre típicos Gugerli et al (1984) SI Parcial Relac. clostero trans. por pulgones 2 Mundial LR No típico. Ex - GCBaV SI Total. Idem Incompatibilidad Monette (1991) (8 ORF) 3 Mundial Típicos (a veces latente) Rosciglione & Gugerli (1986) SI Total Grupo propio (12 ORF) 4 Aus. Chipre, Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio Hung, S. Afr Taiwan, USA 5 Aus., Fra., S. Afr. USA Suaves (W. Emperor) Walter & Zimmerman (1990) NO Grupo propio 6 Italia, S. Afr., Suiza 7 Balcanes, Italia Sin información (Siempre en mezcla). Uvas de mesa, Cardinal. Típicos suaves (a veces latente) Boscia et al (1995). Ex 2a de Gugerli et al (1984) Choueiri et al (1996) 8 Canadá Sin información Morris et al 1997 SI NO NO Sin datos Parcial Similar a clostero transmitidos por mosca blanca Sin datos 11

12 MÉTODOS MOLECULARES ds ARN en gel de poliacrilamida. sondas de ADN. PCR (el más promisorio, muy sensible). GLRaV Distribución Síntomas Primer reporte Antisueros Comerciales Conocimiento del genoma 1 Mundial Siempre típicos Gugerli et al SI Parcial Relac. (Uruguay?) (1984) clostero Total trans. 10 ORF por pulgones 2 Mundial LR No típico. Ex - GCBaV SI Total. Idem Incompatibilidad Monette (1991) (8 Total ORF) 9 ORF 3 Mundial Típicos (a veces latente) Rosciglione & Gugerli (1986) SI Total 13 Grupo ORF diferente propio (12 al resto ORF) de Clostero 4 Aus. Chipre, Suaves Hu et al (1990) NO Grupo propio Hung, S. Afr Taiwan, USA 5 Aus., Fra., S. Afr. USA Suaves (W. Emperor) Walter & Zimmerman (1990) NO Grupo propio 6 Italia, S. Afr., Suiza 7 Balcanes, Italia Sin información (Siempre en mezcla). Uvas de mesa, Cardinal. Típicos suaves (a veces latente) Boscia et al (1995). Ex 2a de Gugerli et al (1984) Choueiri et al (1996) 8 Canadá Sin información Morris et al 1997 SI NO NO Sin datos Parcial Similar a clostero transmitidos por mosca blanca Sin datos 9 filogenéticamente relacionado a 5 CONTROL Uso de material propagativo sano. Métodos de saneamiento: Termoterapia. Cultivo in vitro. Termoterapia + cultivo in vitro. MANEJO DE CHANCHITO BLANCO COMO VECTOR DE VIRUS. NEPOVIRUS Degeneración progresiva (Nepovirus europeos). Decaimiento (Nepovirus americanos). NEPOVIRUS Virus poliédricos transmitidos por nematodos. Síntomas: Deformación, Reducción de lámina foliar, Coloraciones anormales, Acortamiento e irregularidad de entrenudos, nudos dobles, fasciaciones, Reducción número y tamaño de racimos, corrimiento ( millerandage ). Menor calidad y cantidad de rendimiento. Menor longevidad, prendimiento, y enraizado. De acuerdo a síntoma final: Degeneración progresiva (Nepovirus europeos). Decaimiento (Nepovirus americanos). LOS EFECTOS DE LOS NEPOVIRUS DEPENDEN DE: Cultivar Aislado del virus Portainjerto. Las especies de vides americanas y sus híbridos son muy sensibles a los nepovirus europeos (Ej. GFLV) y por esa vía se perjudica a la variedad que no lo es. Las vides europeas y sus híbridos por el contrario son más sensibles a los nepovirus americanos (ej. TRSV, ToRSV) 12

13 NEPOVIRUS CAUSANTES DE DEGENERACIÓN INFECCIOSA (EUROPEOS) VIRUS NEMATODO DISTRIBUCIÓN VECTOR GEOGRÁFICA Artichoke Italian latent AILV L. apulus Bulgaria L. fascians Arabis mosaic ArMV X. diversicaudatum Bulg. Suiza, Croacia, Alemania, Hungría Francia, Israel, Italia, Japón y Ucrania. Blueberry leaf mottle BBLMV desconocido EEUU Grapevine Bulgarian latent GBLV desconocido Bulgaria, Croacia, Portugal, Hungría Grapevine chrome mosaic GCMV desconocido Austria, Croacia, Hungría, Rep. Checa Grapevine fan leaf virus GFLV X. index Mundial Raspberry ringspot RRV L. macrosoma Suiza, Alemania L. elongatus P. maximus Strawberry latent ringspot SLRSV X. diversicaudatum Italia, Portugal, Rep. Chec. Turquía Tomato black ring virus TBRV L. attenuatus Canadá, Croacia, Alemania, Grecia, L. elongatus Israel, Francia y Hungría NEPOVIRUS CAUSANTES DE DECAIMIENTO (AMERICANOS) VIRUS NEMATODO DISTRIBUCIÓN VECTOR GEOGRÁFICA Peach rosette mosaic PRMV X. americanum Canadá, EEUU L. diadecturus L. elongatus Tomato ringspot ToRSV X. californicum Canadá, EEUU X. rivesi Tobacco ringspot TRSV X. americanum Canadá, EEUU FAN LEAF HISTORIA Sinónimos: Court-noue, panachure, degenerescence infectieuse, yellow mosaic, vein banding. Es uno de los virus de la vid más importantes: distribución y vector Cazalis-Allut. Ya se reporta la enfermedad (Frontignan, Sur de Francia) 1902 Baccarini. Propone origen viral 1918 Petri. Transmisión por agua de suelo de plantas enfermas Hewitt. Transmisión por Xiphinema index 1960 Cadman. Transmisión a huéspedes herbáceos 1963 Se aisla virus y se caracteriza su síntomatología y transmisión Berks: Detección serológica Boubals & Dalmasso. Desinfección de suelos para control de vector Walker: Germoplasma resistente a GFLV Nolasco & De Sequeira. IC-PCR. TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLV LUGAR VARIEDAD PÉRDIDA OBSERVACIONES Alemania Varias (1 há 430 g/planta vs. Schneiders (1934) Valle Moselle en estudio) 680 g/planta Francia Chardonay 4,4 t/há vs Fumigación 8,4-8,8 t/há Vuittenez (1958) Francia Muscatt a 77% de Idem petit grains rendimiento Boubals (1964) Francia Chardonay 75% Legin (1970) Alemania Traminer 44-94% Rudel (1984) Chile Thompson 12% Auger et al (1992) seedless Suiza Chasselas 78% Bovey (1970) Merlot 87% Pinot noir 98% Italia Moscato 23% reducción Raza suave de GFLV bianco rendimiento Gay et al (1981) Barbera 26% aumento Nebbiolo 19% aumento Australia Thompson 50% Woodham & Alexander seedless (1966) TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLV LUGAR VARIEDAD PÉRDIDA OBSERVACIONES Italia portainjertos -46% peso de Babini et al (1981) híbridos poda Alemania SO4 enraizamiento: Bruckbauer (1962) 75% vs. 25% prendimiento: 45% vs 6% Italia Nebbiolo < vigor Manini et al (1994) rend. 50% mayor acidez Chile Thompson < fotosíntesis Auger et al (1992) seedless < diámetro tronco y racimo < rendimiento Italia in vitro < crecimiento, Barba et al (1993) < raíces y desarrollo 13

14 Incidencia del mosaico amarillo de la vid (GFLV) sobre el cv. C. Franc Período D. Maeso & E. Disegna (1993) Parámetro Aumento de sana/enferma (%) N Total de racimos/planta 23 75* 69* 58* 76 27,5 97* Rendimiento total/planta * 81* 72* * Peso prom. racimo -5,5 37* 8,3 8,2-7,8 2,15 21 Peso de poda 14 11, ,4-0 0, Corrimiento (%) 24-65* -22-4,8-169* Grado Alcohol Probable -4-8,4* -12, ,4* -18* Síntomas Malformaciones: acortamiento e irregularidad de entre nudos, nudos dobles, sarmiento en zig-zag, fasciaciones, aplanamiento, def. foliar, asimetría, aserrado, hoja en abanico en rupestris Mosaico amarillo: leve en primavera, no progresa en verano y aclara, racimos pequeños, problemas de cuajado Bandeado de nervaduras: área amarilla en bandas en nervaduras principales. Alto efecto sobre cuajado. Común a todos: Menor rendimiento Menor longevidad Menor vigor Corrimiento 14

15 Síntomas Mosaico amarillo: leve en primavera, no progresa en verano y aclara, racimos pequeños, problemas de cuajado Síntomas Bandeado de nervaduras: área amarilla en bandas en nervaduras principales. Alto efecto sobre cuajado. 15

16 Síntomas Común a todos: Menor rendimiento Menor longevidad Menor vigor Corrimiento Agente Causal Nepovirus: Grapevine fan leaf virus (GFLV). Virus poliédrico 30 nm de diámetro. Selorógicamente uniforme. Varios serotipos y cepas de diferente agresividad. RNA 1 (7342 nt) y RNA 2 (3744 nt) encapsidados en diferentes partículas necesarios ambos para infectividad. Satélite asociado con algunos aislados RNA 1114 nt. TRANSMISIÓN Material propagativo enfermo. Nematodo: Xiphinema index En la capa anterior del tubo digestivo como capa única que se degrada en la muda. Retiene el virus por algunos meses. Se adquiere en 5 min. desde larva. Xiphinema index GFV no se trasmite a la progenie Xiphinema index. Poco movimiento 1,3-1,5 m/año GFV/nemátodo. Perduran en restos de raíces varios años. Especificidad de transmisión con aislamientos de igual región. Cubierta proteica. Vectores no confirmados: X. italiae, X. vuittenezi Ciclo del nemátodo: días (24 C) California 3-5 meses (28 C) Israel Xiphinema index: España: en 14% de los viñedos y en 50% de los viñedos con GFLV. Italia: en 15% de los viñedos. Presente en Uruguay focalizado (relevamiento INIA-INAVI 1993 Dr. F. Lamberti 2 muestras/52) Se tomaron medidas sanitarias para impedir su diseminación. No se confirmó transmisión de GFLV por semilla de vid, sí de herbáceas. 16

17 SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL Susceptibles todas las V. vinifera y muy susceptibles V. rupestris. V. labrusca se infecta pero muestra pocos síntomas. Resistencia varietal: Muscadinia rotundifolia y Vitis munsoniana para cruzamientos. Resistencia a transmisión y alimentación de nematodos. Unico gen dominante. Izadpanah et al Detección en Cynodon dactylon y Polygonum aviculare. DETECCIÓN Injerto en indicadoras leñosas (indexaje) Recomendable. Vitis rupestris cv. Saint George. Inoculación a indicadoras herbáceas. ELISA MÉTODOS MOLECULARES DETECCIÓN Injerto en indicadoras leñosas (indexaje). Inoculación a indicadoras herbáceas (C. quinoa, C. amaranticolor, G. globosa). ELISA MÉTODOS MOLECULARES 17

18 DETECCIÓN Injerto en indicadoras leñosas (indexaje) Inoculación a indicadoras herbáceas ELISA: Sueros poli y monoclonales que separan aislamientos. Método fácil, rápido y económico. Recomendable: detección en comienzo de brotación. Se puede determinar en madera en dormancia. MÉTODOS MOLECULARES Momento óptimo para el análisis de GFLV por ELISA. Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994) FECHA TAMAÑO DE HOJAS S M L 2L 3L 4L 5L 24/09/91 09/10/91 24/10/91 05/11/91 26/11/91 16/01/92 20/02/92 TAMAÑO ÁREA S <10 cm2 Detección en todas las muestras M L Detección en la mayoría de las muestras 2L L Sin detección 4L L >130 CONTROL Material de propagación de sanidad controlada. Análisis nematológico pre-plantación. En zonas con GFLV y X. index: Rotación >3 años, sino no hay ventaja con no rotar (óptimo 4-5 años). Huépedes del nemátodo: olivo, vid, tomate, naranjo, higos. Devitalización (Boubals 1994): Roundup 600 l/há solución 1,2% a las vides 3-6 meses antes de arrancar. Desinfección de suelos: DD (1200 lt/há) desinfecta 60 cms. Usado en Europa. Buen control y efecto por 4-6 años. Futuro?: Portainjertos resistentes Protección con cepas débiles? Ingeniería genética? COMPLEJO MADERA RUGOSA 18

19 HISTORIA Distribución mundial. Hewitt (1954): corteza corchosa ( corky bark ). 1959: Acanaladuras de rupestris ( legno riccio - rupestris stem pitting ) Savino (1988 ): Acanaladuras de Kober 5BB ( Kober stem grooving ) Garau (1989): Acanaladuras de LN33 ( LN 33 stem grooving ) Tanne: Transmisión por P. ficus SÍNTOMAS Depende de combinación var./pie, suelo, temporada, etc. No hay síntomas en follaje salvo CB en algunas variedades (similar a enrulamiento). Principalmente en vides injertadas. En var., pie o ambos. Menor vigor, menor rendimiento, brotación tardía, decaimiento, muerte. Abultamientos en región de injerto, diferencia en diámetro pie/injerto. Corteza gruesa, corchosa, esponjosa. Estrías, acanaladuras y necrosis de madera. CORKY BARK (CORTEZA CORCHOSA) CORKY BARK Agentes causales: Vitivirus Grapevine virus B nt. Similar a GVA. El más asociado a CB. Trascapsidación con GVA (mezcla fenotípica). Grapevine virus C poco conocido (Canadá) diferente serológicamente de GVA y GVB. GVD asociado con corky rugose wood corcho en vides a campo sobre la unión de injerto. 825 nm Secuenciado en parte 7600 nt. 19

20 Citopatología de GVA,B,C,D Las partículas forman agregados que a veces ocupan todo el lumen del floema. Engrosamientos de paredes celulares por depósito de sustancias similares a callosa. Proliferación y acumulación de membranas citoplasmáticas. Evaginaciones vesiculares del tonoplasto sobresaliendo hacia la vacuola y conteniendo material similar a dsrna. TRANSMISIÓN Mecánica a Nicotiana spp. Transmisibles por chanchitos blancos: GVA y GVB: Pseudococcus longispinus, P. affinis, Planococcus ficus. Y cochinillas blandas. Forma no persistente RUPESTRIS STEM PITTING ( Legno riccio ) RUPESTRIS STEM PITTING ( Legno riccio ) Agentes causales: Grapevine rupestris stem pitting associated virus (GRSaV) (Foveavirus). Muchas variantes entre aislamientos Difícil de ver al ME. 730 nm largo. Similar a Potexvirus nt, secuenciado. 5-6 ORF. Falta mucha investigación No es trasmisible a herbáceos, no se sabe aún transmisión por insectos. Sospecha de ser llevado por polen. Aún información conflictiva si se transmite por semilla de vid. 20

21 KOBER STEM GROOVING Grapevine virus A (Vitivirus) Transmitido por: Chanchitos blancos: Pseudococcus longispinus, Ps. afinis, Planococcus citri, Pl. ficus, Heliococcus bohemicus Cochinilla blanda: Neopulvinaria innumerabilis Forma semi-persistente sin latencia. LN 33 STEM GROOVING Aún no se conoce mucho de esta enfermedad. DIAGNÓSTICO POR INDICADORAS LEÑOSAS INDICADOR CB RSP * KSG LNSG LN33 Inchamiento en entrenudos xxxxx xxxxx Acanaladuras acanaladuras y hoyos y hoyos enrojecimiento y enrollado Vitis rupestris Acanaladuras Hoyos en sentido xxxxx xxxxx y hoyos basípeto, bajo yema injertada Kober 5 BB xxxxx xxxxx Acanaladuras xxxxx * Recientemente: asociación n presencia de GRSPaV con pitting en nervaduras de 110R. OTROS MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO En estudio. Aún no muy desarrollados. Vitivirus: indicadoras herbáceas (Nicotiana spp.) ELISA: virus poco inmunogénicos y difíciles de trabajar (sueros vía biología molecular). Usar raspaduras de corteza de sarmientos maduros en dormancia. RT-PCR 21

22 CONTROL Materiales de sanidad controlada. (no huéspedes alternativos en naturaleza y poco movimiento de vector no se disemina naturalmente lejos). Se pueden de eliminar por termoterapia. Cultivo in vitro + termoterapia. GVA se puede eliminar con criopreservación. Difícil control de vector (cubierta cerosa, invernan bajo corteza). No hay fuentes naturales de resistencia. Experiencias con plantas transgénicas. COMPLEJO FLECK Flecking Muy común. Latente en mayoría de variedades y portainjertos. Síntomas: V. rupestris: manchas cloróticas traslúcidas y moteado a lo largo de las nervaduras de tercer o cuarto orden en primavera. Puede deformar hoja si es intenso. Desaparecen en verano pero vuelven en otoño. Agente Grapevine flecking virus (GFkV). Isométrico (30 nm). Familia Tymoviridae. Género Maculavirus nt, 4 ORF. Limitado a floema. 22

23 TRANSMISIÓN No se transmite a herbáceos ni por semilla. Aún sin vectores (en Italia, Sudáfrica y Japón hay reportes de transmisión a campo). Detección: injerto en V. rupestris S. George. ELISA: Hoja (no hay diferencias), sarmiento, floema, raíces herbáceas. No se conocen serotipos. PÉRDIDAS Disminución de enraizamiento y prendimiento de injertos. Reducción de peso de poda. Asociado con necrosis de nervaduras (52%) y mosaico de nervaduras (37%). En Japón combinado con leaf roll produce enfermedad de ajinashika (falta de gusto). OTROS VIRUS MOSAICO DE NERVADURAS Latente en mayoría de variedades y portainjertos Susceptible: Riparia Gloire de Montpelier Mosaico verdoso alrededor de nervaduras principales y secundarias en primavera. NECROSIS DE NERVADURAS Latente en mayoría de variedades y portainjertos. Susceptible portainjerto 110R Necrosis parcial de nervaduras, primero en envés, manchas necróticas y necrosis de pecíolos. Puede matar indicador. Presente en Francia, Italia, Grecia, Ucrania, Bulgaria y Brasil Cuadro 1. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en ORIGEN Número de clones Positivas ELISA GLRaV III Positivas ELISA GFV Positivas ELISA GFkV (2003) Enrollamiento en test leñoso Fleck en test leñoso Deformación Corky foliar en bark en Saint George LN 33 en test en test leñoso leñoso 1 4 2/3 0/3 0/5 4/4 3/3 2/3 0/ /6 0/7 4/7 5/7 4/5 4/5 2/ /20 0/20 8/18 13/19 14/15 9/15 0/ /5 0/5 0/5 5/5 5/5 5/5 1/ /3 0/3 1/3 3/3 2/3 2/3 0/ / TOTAL 47 17/45 0/38 13/38 30/38 28/31 22/31 3/39 %

24 Cuadro 2. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en ORIGEN Número de clones Positivas ELISA GLRaV III Positivas ELISA GFV Positivas ELISA GFkV (2003) Enrollamiento en test leñoso Fleck en test leñoso Deformación Corky foliar en bark en Saint George LN 33 en test en test leñoso leñoso 4 6 0/6 0/5 2/6 1/5 1/5 1/5 0/ /5 0/4 1/2 1/3 0/3 0/3 0/ /13 0/8 1/6 5/7 4/6 0/6 1/ /15 0/11 3/6 5/8 5/6 0/6 1/ /9 0/8 2/7 4/8 2/7 2/7 0/7 TOTAL 50 12/46 0/36 9/27 16/31 12/27 3/27 2/26 %